Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Induktion af diffus axonal hjerneskade hos rotter baseret på rotationsacceleration

doi: 10.3791/61198 Published: May 9, 2020
* These authors contributed equally

Summary

Denne protokol validerer en pålidelig, nem at udføre og reproducerbare gnavere model af hjernen diffus axonal skade (DAI), der inducerer udbredt hvide stof skader uden kraniebrud eller kvæstelser.

Abstract

Traumatisk hjerneskade (TBI) er en væsentlig årsag til død og invaliditet. Diffus aksonal skade (DAI) er den fremherskende mekanisme til skade i en stor procentdel af TBI patienter, der kræver hospitalsindlæggelse. DAI indebærer udbredt axonal skade fra rysten, rotation eller blast skade, fører til hurtig axonal stretch skade og sekundære axonal ændringer, der er forbundet med en langvarig indvirkning på funktionel genopretning. Historisk set har eksperimentelle modeller af DAI uden fokale skader været vanskelige at designe. Her validerer vi en enkel, reproducerbar og pålidelig gnavermodel af DAI, der forårsager udbredt skade på hvidt stof uden kraniebrud eller kontusioner.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Traumatisk hjerneskade (TBI) er en væsentlig årsag til død og invaliditet i USA. Tuberkulose bidrager til ca. 30 % af alle personskader1,2. De førende årsager til TBI varierer mellem aldersgrupper og omfatter fald, højhastighedskollisioner under sport, forsætlig selvskade, bilulykker og overfald1,2,3.

Hjernediffus axonal skade (DAI) er en specifik type TBI induceret af roterende acceleration, omrystning eller blast skade af hjernen som følge af ubegrænset hoved bevægelse i det øjeblik efter skade4,5,6,7,8. DAI indebærer omfattende aksonale skader, der fører til langvarig neurologisk svækkelse, der er forbundet med dårligt resultat, byrdefulde udgifter til sundhedspleje og en dødelighed på 33-64 %1,2,4,5,9,10,11. På trods af betydelig nyere forskning i DAI's patogenese har der ikke været enighed om de bedste behandlingsmuligheder11,12,13,14.

I løbet af de seneste årtier har talrige forsøgsmodeller forsøgt præcist at kopiere forskellige aspekter af DAI11,12,15,16. Men disse modeller har begrænsninger i betragtning af den unikke præsentation af DAI i forhold til andre fokale skader. Disse tidligere modeller ikke kun forårsage axonal skade i hvide stof regioner, men også resultere i fokale hjerneskader. Klinisk, DAI er ledsaget af mikro blødninger, som kan udgøre en væsentlig årsag til skader på hvidt stof.

Kun to dyremodeller har vist sig at kopiere de vigtigste kliniske træk ved DAI. Gennarelli og kolleger produceret den første laterale hoved rotation enhed i 1982, ved hjælp af nonimpact hoved rotationsacceleration at fremkalde koma med DAI i en ikke-menneskelig primat model15. Denne primatmodel anvendte kontrolleret enkelt rotation for acceleration og deceleration for at fortrænge hovedet gennem 60° inden for 10-20 ms. Denne teknik var i stand til at efterligne nedsat bevidsthed og udbredt aksonal skade, der lignede virkningerne af svær TBI observeret i menneskelige hjerner. Men primat modeller er meget dyre4,11,16. Baseret på en delvis på den tidligere model, en gris model af roterende acceleration hjerneskade blev designet i 1994 (Ross et al.) med lignende resultater14.

Disse to dyremodeller, selv om de producerede forskellige præsentationer af typisk patologi, har tilføjet meget til begreberne DAI patogenese. Hurtig hovedrotation er generelt accepteret som den bedste metode til at fremkalde DAI, og gnavere giver en billigere model for den hurtige hovedrotationsundersøgelser11,16. Her validerer vi en enkel, reproducerbar og pålidelig gnavermodel af DAI, der forårsager udbredt skade på hvidt stof uden kraniebrud eller kontusioner. Denne nuværende model vil give en bedre forståelse af patosiologi af DAI og udvikling af mere effektive behandlinger.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Forsøgene blev udført på grundlag af anbefalingerne i Helsingfors- og Tokyo-erklæringerne og retningslinjerne for anvendelse af forsøgsdyr i Det Europæiske Fællesskab. Forsøgene blev godkendt af Animal Care Committee af Ben-Gurion University of the Negev.

1. Forberedelse af rotter til forsøgsproceduren

BEMÆRK: Vælg voksne hanner Sprague-Dawley-rotter, der vejer 300-350 g.

  1. Få godkendelse til at udføre disse forsøg fra Institutional Animal Care and Use Committee.
  2. Hold rotterved en rumtemperatur på 22 ± 1 °C, med 12 timers lys og 12 timers mørke cyklusser. Giv rotte chow og vand ad libitum.
  3. Udfør alle eksperimenter mellem kl.
  4. Brug et kontinuerligt system til administration af isofluran til at fremkalde anæstesi. Sørg for, at fordampersystemet er fyldt med isofluran.
    1. Bedøve rotterne med 2% isofluran.
    2. Bekræft, at rotten er fuldt bestøvet ved at observere en manglende bevægelse eller pedal refleks som reaktion på en ekstern stimuli.

2. Induktion af diffus aksonal skade

BEMÆRK: Anordningen består af følgende komponenter: 1) gennemsigtig plastcylinder, 2) jernvægt (1308 g), 3) rotationsmekanisme bestående af et cylindrisk rør, to lejer, hvorpå aksen roterer, og en hovedfiksering (for ørestifter); 4) vandret platform, som er fastgjort to lejer.

  1. Anbring enheden på et tungt, stabilt laboratoriebord.
  2. Fastgør vægten til en streng, der er forhøjet til en højde på 120 cm.
  3. Lad den frit faldende vægt ramme bolten og aktivere rotationsmekanismen. Ved hjælp af den laterale hovedrotationsanordning drejes gnaverens hoved hurtigt fra 0 til 90°.
  4. Efter induktion af diffus axonal hjerneskade, overføre rotten til et opvågningsrum.

3. Måling af roterende kinematik/biomekaniske parametre.

  1. Mål rotationskinematik/biomekaniske parametre på følgende måde:
    Equation 1
    Equation 2
    Equation 3
    hvor Fo - kraft påført dyr hoved (kg) M – kraftmoment; K – kinetisk energi; m – masse af den faldende vægt g - tyngdeacceleration h – højde (cm); D – afstanden mellem ørestifterne (cm).
    BEMÆRK: For at beregne den kraft, der påføres dyrets hoved (Fo),er det nødvendigt at kende massen af den faldende vægt, den højde, hvor vægten falder, og afstanden mellem ørestifterne. De øvrige parametre forbliver uændrede.

4. Evaluering af neurologisk sværhedsgradsscore efter 48 timer

BEMÆRK: Neurologiske underskud blev vurderet og gradueret ved hjælp af en neurologisk severityscore, som tidligere beskrevet17,18,19. Ændringer i motorisk funktion og adfærd vurderes ved hjælp af et punktsystem, således at en maksimal score på 24 repræsenterer alvorlig neurologisk dysfunktion. En score på 0 angiver intakt neurologisk status. Følgende adfærdsfunktioner vurderes.

  1. Vurder rottens manglende evne til at afslutte fra en cirkel (50 cm i diameter), når den efterlades i midten. Udfør dette for tre individuelle sessioner varer 30 min, 60 min, og mere end 60 min.
  2. Test rotten for et tab af righting refleks i tre sessioner varer 20 min, 40 min, og over 60 min.
  3. Udfør testen for hemiplegi, den manglende evne til rotten til at modstå tvungne ændringer i position.
  4. Hæv rotten med halen for at teste fleksionen af bagbenet.
  5. Placer rotten på gulvet for at teste dens evne til at gå lige.
  6. Test for tre separate reflekser: pinna refleks, hornhinden refleks, og startle refleks.
  7. Bedøm rotten med en klinisk kvalitet baseret på tab af søger adfærd og prostration.
  8. Test lemmer reflekser for placering. Udfør testen på venstre og højre forelimbs, og derefter venstre og højre bagben.
  9. Udfør en funktionel test via stråleafbalanceringsopgaven. Beam skal måle 1,5 cm bred. Kør testen for sessioner på 20 s, 40 s og mere end 60 s.
  10. Udfør bomvandringstest på rotten med bjælker af tre forskellige bredder: 8,5 cm bred, 5 cm bred og 2,5 cm bred.

5. Hjernesamling til histologisk undersøgelse efter 48 timer

  1. Ved 48 timer efter skaden afliverotterne ved at erstatte deres inspirerede gasblanding med 20% O2/80% CO2. Sørg for, at CO2 leveres med en forudbestemt hastighed i overensstemmelse med Retningslinjerne fra Institutional Animal Care and Use Committee.
    1. Sikre bekræftelse af dødsfald i overensstemmelse med retningslinjerne fra Udvalget for Dyrepleje og Brug.
  2. Transcardiacally perfuse rotten med 0,9% hepariniseret saltvand ved temperatur 4 °C, efterfulgt af 500 ml 4% paraformaldehyd i 0,1 M fosfat buffer saltvand (pH 7.4).
  3. Efter perfusion udføres halshugning med en guillotine.
  4. Udfør hjernesamling ved at fjerne calvarier med knogleskærende pincet for at undgå at beskadige hjernevæv.
  5. Fjern hjernen straks og fastsætte i en 4% buffered formaldehyd opløsning for 48 h ved 4 °C.
  6. Bloker hjerner i 5 mm koronale sektioner fra olfaktoriske pære ansigt til den visuelle cortex og bisect cerebellums og hjernestængler.
  7. Efter paraffinindlejring skæres koronale og sagittale sektioner (5 μm) væk fra thalamus ved mikrotomskæring.

6. Immunkemisk farvning og undersøgelse

  1. Placer forsigtigt skiverne på glasglidere med en blød børste, 1 skive pr. dias.
  2. Fremstil immunkemisk farvning af βAPP.
    1. Deparaffinize skiver med xylen (3 gange for 5 min hver) og rehydrere med gradvist reducerede koncentrationer af ethanol ved stuetemperatur: 3 min i 100% ethanol to gange, 3 min i 95% ethanol to gange, 3 min i 90% ethanol, 3 min i 70% ethanol, og 3 min i DDW.
    2. Behandl deparafokerede og rehydrerede hjernesektioner med 3% H2O2 i 15 minutter ved stuetemperatur for at blokere endogen peroxidaseaktivitet.
    3. Inkubersektioner med 0,01 M natriumcitrat (pH 6.0) ved 98 °C i 5 minutter til udtagning af antigen.
    4. Hold objektglassene i bufferen i 20 minutter ved stuetemperatur afkølet.
    5. Sektionerne vaskes med fosfatbufferet saltvandsopløsning (PBS) to gange i 5 min.
    6. Sektionerne blokeres med 2,5 % normalt hesteserum i 1 time ved stuetemperatur, og der inkuberes natten over ved 4 °C i primær kaninanti-APP (1:4000), der fortyndes i det blokerende serum.
    7. Efter inkubation i primært antistof vaskes sektioner i PBS ved stuetemperatur.
    8. Inkuber i passende fortyndede biotinylatere sekundære antistoffer i 15 minutter og vaskes med PBS i 3 min. to gange ved stuetemperatur.
    9. Inkuber i streptavidin-peroxidase i 15 minutter og vask igen i PBS i 3 min to gange ved stuetemperatur.
    10. Inkuber sektioner med buffersubstratopløsning (pH 7.5), der indeholder hydrogenperoxid og 3,3-diaminobenzidinchromogenopløsning og beskytter mod lys, indtil farven er udviklet.
    11. Kigglassene inkuberes med DDW ved stuetemperatur i 5 min for at stoppe reaktionen.
    12. Counterstain sektioner med Hematoxylin i 3 min ved stuetemperatur og vask i 5 min med strømmende vand fra hanen.
    13. Dehydrere dias med gradvist stigende koncentrationer af ethanol ved stuetemperatur: 2 min i DDW, 2 min i 70% ethanol, 2 min i 90% ethanol, 2 min i ethanol 95%, 2 min i 100% ethanol, og 3 min i xylen tre gange.
    14. Tør og monter med monteringsmedium.
  3. Undersøg skiverne under mikroskopforstørrelse på 200x med en 20 mm objektiv linse ved hjælp af et mikroskop.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Tabel 1 illustrerer protokollens tidslinje. Dødeligheden i denne model af DAI var 0%. En Mann-Whitney test viste, at neurologiske underskud var betydeligt større for de 15 DAI rotter i forhold til de 15 fingerede rotter på 48 timer efter intervention (Mdn = 1 vs 0), U = 22,5, p < 0,001, r = 0,78 (se tabel 2). Dataene måles i tal og præsenteres som median og 25-75 percentilinterval.

Repræsentative fotomikrografer af thalamic dele af hjernevæv er vist i figur 1. Fotomikrografer afslørede axonale og neuronale βAPP immunreaktiviteter efter isoleret DAI hos rotter 48 timer efter skade sammenlignet med kontrolgruppen (67,46 ± 30 vs. 0 ± 0), U = 0, p < 1.1E-06, r = 0,92. Dataene måles som tal og præsenteres som middel ± SD.

Grupper Tid Procedurer
DAI (15 rotter) 0 timer Induktion diffus axonal skade
Sham (15 rotter) 48 timer Vurdering af neurologisk sværhedsgrad
DAI (15 rotter) Immunkemisk farvning af BAPP.

Tabel 1: Demonstration af protokoltidslinjen. De forskellige grupper af rotter på forskellige tidspunkter er vist: DAI = Diffus axonal hjerneskade i begyndelsen af forsøget; Efter 48 timer blev der fastlagt en neurologisk sværhedsgradsscore, og der blev udført immunkemisk farvning af βAPP i begge grupper.

NSS-værdier for de forskellige grupper efter 48 timer
Dyregruppe N NSS 48 timer efter DAI
Sham 15 0 (0-0)
Dai 15 1 (1-1)*

Tabel 2: Neurologisk sværhedsgradsscore. Neurologisk underskud 48 timer efter DAI for 2 studiegrupper. En Mann-Whitney test viste, at neurologiske underskud var betydeligt større for de 15 DAI rotter i forhold til de 15 fingerede rotter på 48 timer efter intervention (Mdn = 1 vs 0), U = 22,5, p < 0,001, r = 0,78. Dataene måles i tal og præsenteres som median og 25-75 percentilinterval.

Figure 1
Figur 1: Immunokemisk undersøgelse. Repræsentative fotomikrografer af thalamic dele af hjernevæv afslørede axonale og neuronale immunreaktiviteter efter isolerede DAI hos rotter (B) 48 timer efter skade sammenlignet med kontrolgruppen (A). βAPP immunreaktivitet blev påvist i det område, der er af interesse for alle 15 DAI rotter, og slet ikke i nogen af de sham-opererede rotter. Mann-Whitney-testen viste, at antallet af βAPP-positive axoner var betydeligt større for 15 DAI-rotter end for sham-skadede dyr ved 48h efter DAI (67,46 ± 30 vs. 0 ± 0), U = 0, p < 1,1E-06, r = 0,92. Billeder er ved den oprindelige forstørrelse * 200. Dataene måles som tal og præsenteres som middel ± SD. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Denne protokol beskriver en gnavermodel af DAI. I DAI forårsager rotationsacceleration på hjernen en forskydningseffekt, der udløser axonale og biokemiske ændringer, der fører til tab af aksonal funktion i en progressiv proces. Sekundære aksonale ændringer skyldes en hurtig aksonale strækskade og varierer i omfang og alvor4,5,10. Inden for få timer til dage efter den primære skade vil biokemiske ændringer føre til tab af aksonal funktion4,5,10. Efter skaden, permeabilitet af axon membranændringer, så en massiv calcium tilstrømning. Indtagelsen af calcium får mitokondrierne til at svulme op og knække, frigive caspases og udløse caspase medieret progressiv celledød4,5,10,11,20. Sekundær aksonal skade kan være til stede i form af axonale pærer i den bristede ende eller i form af varicosities langs længden af axon4,21,22. Tabet af nerveimpulsovergang kommer til udtryk ved aggregering af β-amyloid precursorproteinet (βAPP), et enkelt transmembranprotein i de fleste celler og væv4,23,24,25,26. Immunohistokemisk analyse af βAPP akkumulering er i øjeblikket den kliniske og eksperimentelle guldstandardteknik til vurdering af DAI4,9,10,20,27. Undersøgelser har rapporteret βAPP immunreaktivitet starter ca 2 timer efter skade, men der er tegn på, at igangværende ændringer fortsætter i et eller flere år efter skade23,28,29. De mest sårbare områder er hjernestammen, parasagittal hvidt stof i hjernebarken, og corpus callosum11.

Almindelige i vivo dyremodeller af DAI er den laterale væskeslagtøjmodel30,31, kollisionsaccelerationsskaden32,33 og den kontrollerede kortikale påvirkningsmodel34,35,36. Disse modeller giver nogle nyttige resultater, men med betydelige begrænsninger.

Væskeslagtøjsmodeller i dyremodeller fremkalder hjerneskade ved at indsprøjte varierende mængder saltvand i det lukkede kraniehulrum ved midterlinjen, især i katte- og kaninmodeller, eller sideværts i gnavemodeller30,31. Sværhedsgraden af skader kan varieres fra mild til svær ved at justere væsketrykket. Selv om denne model er pålidelig og reproducerbar, er det ikke en ideel model af menneskelige DAI, fordi slagtøj skade producerer kontusion og / eller subaraknoid blødning og typen af primære virkning er forskellig fra det virkelige liv skader37,38. Desuden gør virkningerne af hjernens geometri og intrakraniel struktur på retning, forskydning og hastighed det meget vanskeligt at udføre en præcis biomekanisk analyse af skaden39.

Virkningen acceleration skade model32,33 bruger segmenteret messing vægte frit faldende fra en bestemt højde gennem en Plexiglas guide rør på en metallisk hjelm fastgjort ved dental akryl til kraniet vertex af rotten. Denne model er billig, nem at udføre, og kan producere gradueret DAI, men der er også en mulighed for kontusioner og kraniebrud, kompromittere reproducerbarheden af modellen. Desuden indebærer den inducerede skade en uforholdsmæssigt lille mængde af hjernen end hos mennesker39.

Modellen af kontrolleret kortikal påvirkning anvender en pneumatisk eller elektromagnetisk påvirkningsanordning til at drive en stiv slaglegeme på den eksponerede, hele dura gennem en ensidig kraniotomi, hvilket fører til deformation af den underliggende cortex16,17. Lufttrykket er ansvarligfor anslagshastigheden, og dybden af kortikal deformation reguleres ved lodret justering af overliggeren, hvor cylinderen er fastgjort. Ligesom væskeslagtøjmodel forårsager det hovedsageligt fokalskade.

Med hensyn til disse ulemper, en ny modificeret gnaver model er blevet udviklet med åbning af dura mater over den kontralaterale halvkugle til at producere mere udbredt axonal skade40. Men, de fleste tidligere modeller kræver kraniotomi, og resultaterne af axonal patogenese kan blive påvirket af kontusion og blødning, der normalt vises i tidligere modeller. Desuden er mekanismen af skade i disse modeller er forskellig fra den menneskelige DAI forårsaget af acceleration-deceleration bevægelser af hjernen.

Der er flere trin i protokollen, der er kritiske og fortjener nøje overvejelse. Man bør overveje, at lederen af rotten skal være tæt fastgjort til ørestifterne, eller rotten kan falde fra enheden. Når de falder ned, kan andre kræfter spille en rolle, der vil påvirke nøjagtigheden af eventuelle beregninger. Jernvægten skal også være den specifikke vægt og faldt i den specifikke højde, der er anført i denne protokol. Disse målinger er blevet bestemt empirisk og er obligatoriske betingelser for reproduktion af modellen. Installationen af plastcylinderen skal være i en vinkel på 90° i forhold til rotationsmekanismen, nemlig bolten. Dette skyldes, at det er hit til bolten, der driver rotationsmekanismen. Ellers indføres jernvægtens friktion i forhold til plastcylinderen, hvilket vil føre til et fald i den kraft, der påføres rottens hoved.

Der er nogle begrænsninger for denne model. Udviklingen af DAI hos mennesker er hovedsageligt sekundær tii i et andet objekt. I dette tilfælde bevæger personen sig enten mod objektet, objektet bevæger sig mod personen, eller de bevæger sig begge mod hinanden. Ved en sådan kollision udvikler en patient en kombineret hovedskade, hvor diffus aksonal skade kun er en del af TBI. Her er den anvendte rotationsacceleration den vigtigste mekanisme, der fører til udvikling af DAI uden andre elementer af hovedskade.

Den model, der foreslås her synes at lindre komplikationer af kraniebrud og kvæstelser, der forårsagede udbredt hvide stof skader uden begrænset yderligere skade. I lighed med andre nyere gnavere modeller, denne model er effektiv og giver en lav (0%) Dødeligheden. Det er en reproducerbar og økonomisk overkommelig teknik, der kunne tjene som en værdifuld ressource for bedre at forstå patofysiologi af DAI at udvikle mere effektive behandlinger.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre.

Acknowledgments

Forfatterne taknemmeligt anerkende Dr. Nathan Kleeorin (Institut for Maskinteknik, Ben-Gurion University of the Negev) for hans hjælp med biomekaniske målinger. Vi takker også professor Olena Severynovska, Maryna Kuscheriava, Maksym Kryvonosov, Daryna Yakumenko og Evgenia Goncharyk fra Institut for Fysiologi, Fakultetet for Biologi, Økologi og Medicin, Oles Honchar Dnipro University, Dnipro, Ukraine for hendes støtte og nyttige bidrag til vores drøftelser.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.01 M sodium citrate SIGMA - ALDRICH
2.5% normal horse serum SIGMA - ALDRICH H0146 Liquid
4 % buffered formaldehyde solution
Anti-Amyloid Precursor Protein, C - terminal antibodyproduced in rabbit SIGMA - ALDRICH Lot 056M4867V
biotinylated secondary antibody Vector BA-1000-1.5 10 mM sodium phosphate, pH 7.8, 0.15 M NaCl, 0.08% sodium azide, 3 mg/ml bovine serum albumin
bone-cutting forceps
DAB Peroxidase (HRP) Substrate Kit (with Nickel), 3,3’-diaminobenzidine vector laboratory
embedding cassettes
ethanol 99.9 % ROMICAL Flammable Liquid
guillotine
Hematoxylin SIGMA - ALDRICH H3136-25G
Hydrogen peroxide solution Millipore 88597-100ML-F
Isofluran, USP 100% Piramamal Critical Care, Inc
Olympus BX 40 microscope Olympus
paraffine paraplast plus leica biosystem Tissue embedding medium
phosphate-buffered saline (PBS) SIGMA - ALDRICH P5368-10PAK Contents of one pouch, when dissolved in one liter of distilled or deionized water, will yield 0.01 M phosphate buffered saline (NaCl 0.138 M; KCl - 0.0027 M); pH 7.4, at 25 °C.
Streptavidin HRP ABCAM ab64269 Streptavidin-HRP for use with biotinylated secondary antibodies during IHC / immunohistochemistry.
xylene

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Faul, M., Wald, M. M., Xu, L., Coronado, V. G. Traumatic brain injury in the United States; emergency department visits, hospitalizations, and deaths, 2002-2006. US Government. (2010).
  2. Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. MMWR Surveillance Summaries. 66, 1-16 (2017).
  3. Peterson, A. B., Xu, L., Daugherty, J., Breiding, M. J. Surveillance report of traumatic brain injury-related emergency department visits, hospitalizations, and deaths, United States, 2014. US Government. (2014).
  4. Su, E., Bell, M. Diffuse axonal injury. Translational Research in Traumatic Brain Injury. 57, 41 (2016).
  5. Hammoud, D. A., Wasserman, B. A. Diffuse axonal injuries: pathophysiology and imaging. Neuroimaging Clinics. 12, 205-216 (2002).
  6. Adams, J. H., Graham, D. I., Gennarelli, T. A., Maxwell, W. L. Diffuse axonal injury in non-missile head injury. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 54, 481-483 (1991).
  7. Slazinski, T., Johnson, M. C. Severe diffuse axonal injury in adults and children. Journal of Neuroscience Nursing. 26, 151-154 (1994).
  8. Gentleman, S. M., et al. Axonal injury: a universal consequence of fatal closed head injury. Acta Neuropathologica. 89, 537-543 (1995).
  9. Marehbian, J., Muehlschlegel, S., Edlow, B. L., Hinson, H. E., Hwang, D. Y. Medical Management of the Severe Traumatic Brain Injury Patient. Neurocritical Care. 27, 430-446 (2017).
  10. Adams, J. H., et al. Diffuse axonal injury in head injury: definition, diagnosis and grading. Histopathology. 15, 49-59 (1989).
  11. Xiao-Sheng, H., Sheng-Yu, Y., Xiang, Z., Zhou, F., Jian-ning, Z. Diffuse axonal injury due to lateral head rotation in a rat model. Journal of Neurosurgery. 93, 626-633 (2000).
  12. Ross, D. T., Meaney, D. F., Sabol, M. K., Smith, D. H., Gennarelli, T. A. Distribution of forebrain diffuse axonal injury following inertial closed head injury in miniature swine. Experimental Neurology. 126, 291-299 (1994).
  13. Bullock, R. Opportunities for neuroprotective drugs in clinical management of head injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 23-30 (1993).
  14. Gennarelli, T. A. Mechanisms of brain injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 5-11 (1993).
  15. Gennarelli, T. A., et al. Diffuse axonal injury and traumatic coma in the primate. Annals of Neurology. 12, 564-574 (1982).
  16. Xiaoshengi, H., Guitao, Y., Xiang, Z., Zhou, F. A morphological study of diffuse axonal injury in a rat model by lateral head rotation trauma. Acta Neurologica Belgica. 110, 49-56 (2010).
  17. Zlotnik, A., et al. beta2 adrenergic-mediated reduction of blood glutamate levels and improved neurological outcome after traumatic brain injury in rats. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 24, 30-38 (2012).
  18. Boyko, M., et al. An Alternative Model of Laser-Induced Stroke in the Motor Cortex of Rats. Biological Procedures Online. 21, 9 (2019).
  19. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  20. Ma, J., Zhang, K., Wang, Z., Chen, G. Progress of Research on Diffuse Axonal Injury after Traumatic Brain Injury. Neural Plasticity. 2016, 9746313 (2016).
  21. Medana, I. M., Esiri, M. M. Axonal damage: a key predictor of outcome in human CNS diseases. Brain. 126, 515-530 (2003).
  22. Tang-Schomer, M. D., Johnson, V. E., Baas, P. W., Stewart, W., Smith, D. H. Partial interruption of axonal transport due to microtubule breakage accounts for the formation of periodic varicosities after traumatic axonal injury. Experimental Neurology. 233, 364-372 (2012).
  23. Johnson, V. E., Stewart, W., Smith, D. H. Traumatic brain injury and amyloid-beta pathology: a link to Alzheimer's disease. Nature Reviews Neuroscience. 11, 361-370 (2010).
  24. Sherriff, F. E., Bridges, L. R., Sivaloganathan, S. Early detection of axonal injury after human head trauma using immunocytochemistry for beta-amyloid precursor protein. Acta Neuropathologica. 87, 55-62 (1994).
  25. Reichard, R. R., White, C. L., Hladik, C. L., Dolinak, D. Beta-amyloid precursor protein staining of nonaccidental central nervous system injury in pediatric autopsies. Journal of Neurotrauma. 20, 347-355 (2003).
  26. Gentleman, S. M., Nash, M. J., Sweeting, C. J., Graham, D. I., Roberts, G. W. Beta-amyloid precursor protein (beta APP) as a marker for axonal injury after head injury. Neuroscience Letters. 160, 139-144 (1993).
  27. Smith, D. H., Hicks, R., Povlishock, J. T. Therapy development for diffuse axonal injury. Journal of Neurotrauma. 30, 307-323 (2013).
  28. McKenzie, K. J., et al. Is beta-APP a marker of axonal damage in short-surviving head injury. Acta Neuropathologica. 92, 608-613 (1996).
  29. Wilkinson, A., Bridges, L., Sivaloganathan, S. Correlation of survival time with size of axonal swellings in diffuse axonal injury. Acta Neuropathologicaogica. 98, 197-202 (1999).
  30. Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).
  31. Alder, J., Fujioka, W., Lifshitz, J., Crockett, D. P., Thakker-Varia, S. Lateral fluid percussion: model of traumatic brain injury in mice. Journal of Visualized Experiments. e3063 (2011).
  32. Povlishock, J., Marmarou, A., McIntosh, T., Trojanowski, J., Moroi, J. Impact acceleration injury in the rat: evidence for focal axolemmal change and related neurofilament sidearm alteration. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 56, 347-359 (1997).
  33. Heath, D. L., Vink, R. Impact acceleration-induced severe diffuse axonal injury in rats: characterization of phosphate metabolism and neurologic outcome. Journal of Neurotrauma. 12, 1027-1034 (1995).
  34. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5, 1-15 (1988).
  35. Palmer, A. M., et al. Traumatic brain injury-induced excitotoxicity assessed in a controlled cortical impact model. Journal of Neurochemistry. 61, 2015-2024 (1993).
  36. Hamm, R. J., et al. Cognitive deficits following traumatic brain injury produced by controlled cortical impact. Journal of Neurotrauma. 9, 11-20 (1992).
  37. Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14, 494-505 (2017).
  38. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).
  39. Lighthall, J. W., Dixon, C. E., Anderson, T. E. Experimental models of brain injury. Journal of Neurotrauma. 6, 83-97 (1989).
  40. Meaney, D. F., et al. Modification of the cortical impact model to produce axonal injury in the rat cerebral cortex. Journal of Neurotrauma. 11, 599-612 (1994).
Induktion af diffus axonal hjerneskade hos rotter baseret på rotationsacceleration
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Frank, D., Melamed, I., Gruenbaum, B. F., Grinshpun, J., Kuts, R., Shvartsur, R., Azab, A. N., Assadi, M. H., Vinokur, M., Boyko, M. Induction of Diffuse Axonal Brain Injury in Rats Based on Rotational Acceleration. J. Vis. Exp. (159), e61198, doi:10.3791/61198 (2020).More

Frank, D., Melamed, I., Gruenbaum, B. F., Grinshpun, J., Kuts, R., Shvartsur, R., Azab, A. N., Assadi, M. H., Vinokur, M., Boyko, M. Induction of Diffuse Axonal Brain Injury in Rats Based on Rotational Acceleration. J. Vis. Exp. (159), e61198, doi:10.3791/61198 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter