Summary
Этот протокол подтверждает надежную, легкую в исполнении и воспроизводимую модель грызунов, диффузную аксональную травму мозга (DAI), которая вызывает широкое повреждение белого вещества без переломов черепа или ушибов.
Abstract
Травматическая черепно-мозговая травма (ТБИ) является основной причиной смерти и инвалидности. Диффузная аксональная травма (DAI) является преобладающим механизмом травмы в большом проценте пациентов ТБИ, нуждающихся в госпитализации. DAI включает в себя широкое повреждение аксонального от встряхивания, вращения или взрыва травмы, что приводит к быстрой травмы аксонального растяжения и вторичные аксональные изменения, которые связаны с длительным воздействием на функциональное восстановление. Исторически экспериментальные модели DAI без координационных травм было трудно разработать. Здесь мы проверяем простую, воспроизводимую и надежную модель грызунов DAI, которая вызывает широкое повреждение белого вещества без переломов черепа или ушибов.
Introduction
Травматическая черепно-мозговая травма (TBI) является одной из основных причин смерти и инвалидности в Соединенных Штатах. TBIs способствовать около 30% всех травм, связанных смертей1,2. Основные причины TBI различаются между возрастными группами и включают падения, скоростные столкновения во время занятий спортом, умышленное причинение себе вреда, дорожно-транспортных происшествий и нападений1,2,3.
Мозг диффузной аксональной травмы (DAI) является специфическим типом TBI индуцированных вращательного ускорения, встряхивания или взрыва травмы головного мозга в результате неограниченного8движения головы в момент после травмы4,5,6,7. DAI включает в себя широкое повреждение аксонального приводит к длительным неврологическим нарушениям, что связано с плохим результатом, обременительные расходы на здравоохранение, и 33-64% смертности1,2,4,99,,10,11. Несмотря на значительные недавние исследования патогенеза DAI, не было консенсуса по лучшим вариантам лечения11,12,13,14.
За последние десятилетия, многочисленные экспериментальные модели пытались точно воспроизвести различные аспекты DAI11,12,15,16. Тем не менее, эти модели имеют ограничения, учитывая уникальную презентацию DAI по сравнению с другими фокусными травмами. Эти предыдущие модели не только вызывают аксональные повреждения в областях белого вещества, но и приводят к очаговым травмам головного мозга. Клинически, DAI сопровождается микро кровоизлияния, которые могут представлять собой основную причину повреждения белого вещества.
Только две модели животных были показаны, чтобы повторить ключевые клинические особенности DAI. Дженнарелли и его коллеги произвели первое боковое устройство вращения головы в 1982 году, используя неэффективное ускорение вращения головы, чтобы вызвать кому с DAI в нечеловеческой модели приматов15. Эта модель приматов использовала контролируемое однократное вращение для ускорения и замедления, чтобы вытеснить голову через 60 градусов в течение 10-20 мс. Эта техника была в состоянии подражать нарушенного сознания и широко ежексональных повреждений, которые напоминали последствия тяжелых TBI наблюдается в человеческом мозге. Тем не менее, примат модели очень дорогие4,11,16. Основываясь частично на предыдущей модели, свинья модель вращения ускорения черепно-мозговой травмы была разработана в 1994 году (Росс и др.) с аналогичными результатами14.
Эти две модели животных, хотя они произвели различные презентации типичной патологии, значительно добавили к понятиям ПАтогенеза DAI. Быстрая вращение головы, как правило, принято как лучший метод для индуцирования DAI, и грызуны обеспечивают менее дорогую модель для быстрого исследования вращения головы11,16. Здесь мы проверяем простую, воспроизводимую и надежную модель грызунов DAI, которая вызывает широкое повреждение белого вещества без переломов черепа или ушибов. Эта нынешняя модель позволит лучше понять патофизиологию ДАИ и развитие более эффективных методов лечения.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Эксперименты проводились в соответствии с рекомендациями Хельсинкских и Токиоских деклараций и Руководящими принципами по использованию экспериментальных животных Европейского сообщества. Эксперименты были одобрены Комитетом по уходу за животными Университета Бен-Гуриона в Негеве.
1. Подготовка крыс к экспериментальной процедуре
ПРИМЕЧАНИЕ: Выберите взрослых самцов крыс Sprague-Dawley весом 300-350 г.
- Получить разрешение на проведение этих экспериментов от Институционального комитета по уходу за животными и использованию.
- Поддерживайте крыс при комнатной температуре 22 и 1 градусов по Цельсию, с 12-часовым светом и 12 часами темных циклов. Предоставьте крысиный чау и воду объявление libitum.
- Выполняйте все эксперименты с 6:00 до 12:00.
- Используйте непрерывную систему администрирования изофруран для индуцирования анестезии. Убедитесь, что система испарителей заполнена изофрураном.
- Анестезия крыс с 2% изолюран.
- Подтвердите, что крыса полностью обезглавила, наблюдая отсутствие движения или педали рефлекс в ответ на внешние раздражители.
2. Индукция диффузной аксональной травмы
ПРИМЕЧАНИЕ: Устройство состоит из следующих компонентов: 1) прозрачный пластиковый цилиндр, 2) железный вес (1308 г), 3) механизм вращения, состоящий из цилиндрической трубки, двух подшипников, на которых вращается ось и фиксация головы (для ушных булавок); 4) горизонтальная платформа, на которой закреплены два подшипника.
- Поместите устройство на тяжелый, стабильный лабораторный стол.
- Прикрепите вес к веревке, которая поднимается на высоту 120 см.
- Разрешить свободно падающий вес ударить болт, активации механизма вращения. Используя боковое устройство вращения головы, голова грызуна быстро поворачивается от 0 до 90 градусов.
- После индукции диффузной аксональной черепно-мозговой травмы, передача крысы в комнату восстановления.
3. Измерение вращательных параметров кинематики/биомеханических.
- Измерьте вращательную кинематику/биомеханические параметры следующим образом:
где Fo - сила применяется к головке животного (кг); M - момент силы; K - кинетическая энергия; м - масса падающего веса; g - гравитационное ускорение; h - рост (см); D - расстояние между ушными булавками (см).
ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы рассчитать силу, применяемую к голове животного (Fo),необходимо знать массу падающего веса, высоту, с которой падает вес, и расстояние между ушными булавами. Остальные параметры остаются неизменными.
4. Оценка неврологической тяжести Оценка после 48 часов
ПРИМЕЧАНИЕ: Неврологические дефициты были оценены и градуированы с помощью неврологической тяжести Оценка, как ранее описано17,18,19. Изменения в двигательной функции и поведении оцениваются точечной системой таким образом, что максимальный балл 24 представляет собой тяжелую неврологическую дисфункцию. Оценка 0 указывает на нетронутый неврологический статус. Оцениваются следующие поведенческие функции.
- Оцените неспособность крысы выйти из круга (50 см в диаметре), когда она остается в центре. Выполните это в течение трех индивидуальных сессий продолжительностью 30 минут, 60 мин и более 60 мин.
- Проверьте крысу на потерю выправлия рефлекс ажиотажа в трех сессиях продолжительностью 20 минут, 40 мин и более 60 мин.
- Выполните тест на гемиплегию, неспособность крысы противостоять вынужденным изменениям в положении.
- Поднимите крысу за хвост, чтобы проверить сгибание задней конечности.
- Поместите крысу на пол, чтобы проверить ее способность идти прямо.
- Тест для трех отдельных рефлексов: рефлекс Пинна, роговицы рефлекс, и испуганый рефлекс.
- Оцените крысу с клиническим сортом, основанным на потере поведения и прострации.
- Тест рефлексы конечностей для размещения. Выполните тест на левом и правом передних конечностях, а затем влево и вправо задние конечности.
- Выполните функциональный тест с помощью задачи балансировки пучка. Луч должен измерять 1,5 см в ширину. Выполнить тест для сессий 20 с, 40 с, и более 60 с.
- Выполните испытание пучка ходьбы на крысе с балками трех различных ширин: 8,5 см в ширину, 5 см в ширину и 2,5 см в ширину.
5. Сбор мозга для гистологического обследования после 48 часов
- В 48 часов после травмы, эвтаназии крыс, заменив их вдохновили газовой смеси с 20% O2/80% CO2. Убедитесь, что CO2 поставляется по заранее определенной ставке в соответствии с руководящими принципами Комитета по институциональному уходу и использованию животных.
- Обеспечить подтверждение смерти в соответствии с руководящими принципами Институционального комитета по уходу за животными и использованию.
- Транскардионно пронзить крысу с 0,9% гепаринизированного солима при температуре 4 градусов по Цельсию, а затем 500 мл 4% параформальдегида в 0,1 М фосфатного буфера солей (pH 7.4).
- После перфузии, выполнять обезглавливание с гильотиной.
- Выполните сбор мозга, удалив кальварии с костной резки щипцы, чтобы избежать повреждения ткани мозга.
- Немедленно удалите мозг и зафиксировать в 4% буферизированном растворе формальдегида в течение 48 ч при 4 градусах Цельсия.
- Блок головного мозга в 5 мм корональных секций от обонятельной лампы лицом к зрительной коре и двухсекционных мозжечков и стеблей мозга.
- После встраивания парафина, вырезать корональные и сагитальные разделы (5 мкм) от таламуса по микротому секции.
6. Иммунохимическое окрашивание и обследование
- Аккуратно поместите ломтики на стеклянные горки с мягкой кистью, 1 ломтик на слайд.
- Производить иммунохимическое окрашивание ЗАПП.
- Депарафинизировать ломтики ксилена (3 раза по 5 мин каждый) и регидратировать с постепенно снижаемыми концентрациями этанола при комнатной температуре: 3 мин в 100% этанола дважды, 3 мин в 95% этанола дважды, 3 мин в 90% этанола, 3 мин в 70% этанола, и 3 мин в DDW.
- Лечить депарафинизированные и регидратированные участки мозга с 3% H2O2 в течение 15 минут при комнатной температуре, чтобы блокировать эндогенной активности перекислина.
- Инкубировать секции с 0,01 М цитрат натрия (pH 6.0) на 98 градусов по Цельсию в течение 5 минут для поиска антигена.
- Держите слайды в буфере в течение 20 минут при комнатной температуре, чтобы остыть.
- Вымойте секции с фосфат-буферным сольным раствором (PBS) дважды в течение 5 мин.
- Блок разделы с 2,5% нормальной сыворотки лошади на 1 ч при комнатной температуре и инкубировать на ночь при температуре 4 градусов по Цельсию в первичной кролика анти-APP (1:4000) разбавленной в блокирующей сыворотке.
- После инкубации в первичных антителах, мыть разделы в PBS при комнатной температуре.
- Инкубировать секции в соответствующим образом разбавленных биотинилатированных вторичных антител в течение 15 мин и мыть с PBS в течение 3 минут дважды при комнатной температуре.
- Инкубировать в стрептавидино-пероксидазе в течение 15 минут и снова мыть в PBS в течение 3 минут дважды при комнатной температуре.
- Инкубировать секции с буферным субстратным раствором (pH 7.5), содержащим перекись водорода и 3,3-диаминобензидинхромный хромогенный раствор и защищать от света до тех пор, пока цвет не развился.
- Инкубировать слайды с DDW при комнатной температуре в течение 5 минут, чтобы остановить реакцию.
- Противокоительные секции с гематоксилин в течение 3 мин при комнатной температуре и мыть в течение 5 мин с проточной водопроводной водой.
- Обезвоживать горки с постепенно увеличивающимися концентрациями этанола при комнатной температуре: 2 мин в DDW, 2 мин в 70% этанола, 2 мин в 90% этанола, 2 мин в этаноле 95%, 2 мин в 100% этанола, и 3 мин в ксилане в три раза.
- Сухой и крепления с монтажной средой.
- Изучите ломтики под микроскопом увеличения 200x с 20 мм объектив с помощью микроскопа.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Таблица 1 иллюстрирует временную шкалу протокола. Коэффициент смертности в этой модели ДАИ составил 0%. Тест Манн-Уитни показал, что неврологический дефицит был значительно больше для 15 ДАИ крыс по сравнению с 15 фиктивных крыс в 48 часов после вмешательства (Mdn No 1 против 0), U 22,5, р юlt; 0,001, r 0,78 (см. Таблица 2). Данные измеряются в подсчетах и представлены как средний и 25-75 процентильный диапазон.
Репрезентативные фотомикробые фотомикробы таламичных участков ткани головного мозга показаны на рисунке 1. Фотомикрографы выявили аксональные и нейрональные иммунореактивностии за ппаут после изолированных DAI у крыс 48 часов после травмы по сравнению с контрольной группой (67,46 х 30 против 0 0), U No 0, р-л; 1.1E-06, р 0,92. Данные измеряются как подсчеты и представлены как средние SD.
| Группы | Время | Процедуры |
| DAI (15 крыс) | 0 ч | Индукция диффузная аксонал травма |
| Шам (15 крыс) | 48 ч | Оценка неврологической тяжести, |
| DAI (15 крыс) | Иммунохимическое окрашивание BAPP. |
Таблица 1: Демонстрация временной шкалы протокола. Показаны различные группы крыс в разное время: DAI и диффузная аксональная черепно-мозговая травма в начале эксперимента; В 48 часов был определен неврологический показатель тяжести и в обеих группах было проведено иммунохимическое окрашивание ЗаПП.
| Значения NsS различных групп в 48 часов | ||
| Группа животных | N | NsS 48 часов после DAI |
| Шам | 15 | 0 (0-0) |
| Dai | 15 | 1 (1-1)* |
Таблица 2: Неврологическая оценка тяжести. Неврологический дефицит 48 часов после DAI для 2 групп исследования. Тест Манн-Уитни показал, что неврологический дефицит был значительно больше для 15 ДАИ крыс по сравнению с 15 фиктивных крыс в 48 часов после вмешательства (Mdn No 1 против 0), U 22,5, р ю lt; 0,001, р 0,78. Данные измеряются в подсчетах и представлены как средний и 25-75 процентильный диапазон.
Рисунок 1: Иммунохимическое обследование. Представитель ныельные фотомикробные фотомикробные центры таламичных участков мозговой ткани выявили аксональную и нейрональную иммунореактивность после изолированных ДАИ у крыс (B) 48 часов после травмы по сравнению с контрольной группой (A). Иммунореактивность ЗаПП была обнаружена в регионе, интересуемом всеми 15 крысами DAI, а не вообще ни у одного из фиктивных крыс. Испытание Mann-Whitney показало что число аксонов zAPP-положительных было значительно большле для 15 крыс DAI чем для sham-поврежденных животных на 48h следуя за DAI (67.46 й 30 против 0 q 0), U q 0, p qlt; 1.1E-06, r й 0.92. Изображения находятся на первоначальном увеличении 200. Данные измеряются как подсчеты и представлены как средние SD. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Этот протокол описывает модель грызунов DAI. В DAI, вращательное ускорение на мозге вызывает эффект сдвига, который вызывает аксональные и биохимические изменения, которые приводят к потере аксональной функции в прогрессивном процессе. Вторичные аксональные изменения производятся быстрой аксональной травмы растяжения и являются переменными по степени и тяжести4,,5,,10. В течение нескольких часов до нескольких дней после первичной травмы, биохимические изменения приведут к потере аксональной функции4,,5,,10. После травмы, проницаемость аксон мембраны изменения, что позволяет массовый приток кальция. Потребление кальция вызывает митохондрии набухают и перерыв, освобождение каспазы и запуска caspase опосредованной прогрессивной клеточной смерти4,5,10,11,20. Вторичная аксональная травма может представляться в виде аксональных ламп на разорванном конце или в виде варикозного расширения по длине аксона44,21,,22. Потеря нервного импульса перехода выражается в агрегации белка-амилоида прекурсора (ЗАПП), одного трансмембранного белка, присутствуют в большинстве клеток и тканей4,23,24,25,26. Иммуногистохимический анализ накопления ЗаПП в настоящее время является золотым стандартом клинической и экспериментальной техники для оценки DAI4,,9,,10,,20,27. Исследования сообщили, что иммунореактивность АПП начинается примерно через 2 часа после травмы, но есть свидетельства того, что текущие изменения продолжаются в течение одного или более лет после травмы23,28,29. Наиболее уязвимыми областями являются ствол мозга, паразитальное белое вещество коры головного мозга и корпус мозоли11.
Общие in vivo животных моделей DAI являются боковой жидкости ударной модели30,31, травмы ускорения удара32,33 и контролируемых корковых ударной модели34,35,36. Эти модели дают некоторые полезные результаты, но со значительными ограничениями.
Модели жидкости ударные в животных моделях вызывают черепно-мозговую травму путем введения различных объемов солевых веществ в закрытой полости черепа в средней линии, особенно в кошки и кролика модели, или боково в моделях грызунов30,31. Тяжесть травмы может варьироваться от легкой до тяжелой путем регулировки давления жидкости. Хотя эта модель является надежной и воспроизводимой, это не идеальная модель человека DAI, потому что ударные травмы производит ушиб и / или субарахноидальное кровоизлияние и тип первичного воздействия отличается от реальных травм жизни37,38. Кроме того, влияние геометрии мозга и внутричерепной структуры на направление, смещение и скорость делает его очень трудно выполнить точный биомеханический анализ травмы39.
Удар ускорения травмы модель32,33 использует сегментированные латунные веса свободного падения с указанной высоты через гляруко-направляющей трубки на металлический шлем фиксированной зубного акрила к черепу вершины крысы. Эта модель недорога, проста в исполнении, и может производить градуированных DAI, но есть также возможность ушибов и переломов черепа, ставя под угрозу воспроизводимость модели. Кроме того, индуцированной травмы включает в себя непропорционально меньший объем мозга, чем у людей39.
Модель контролируемого коркового удара использует пневматическое или электромагнитное ударное устройство для привода жесткого ударожателя на открытый, целый дюра через одностороннюю краниотомию, что приводит к деформации основной коры16,17. Давление воздуха отвечает за скорость удара, а глубина корковой деформации регулируется вертикальной регулировкой перекладины, где цилиндр крепится. Как и модель жидкости ударных, это вызывает в основном очаговые травмы.
Что касается этих недостатков, новая модифицированная модель грызунов была разработана с открытием dura mater над контралатеральным полушарием для получения более широкой аксональной травмы40. Однако большинство предыдущих моделей требуют краниотомии, и результаты аксонального патогенеза могут быть затронуты ушибом и кровоизлиянием, которые обычно появляются в предыдущих моделях. Кроме того, механизм повреждения в этих моделях отличается от человека DAI, вызванных ускорением-замедлениедвижения движений мозга.
В протоколе есть несколько шагов, которые имеют решающее значение и заслуживают тщательного рассмотрения. Следует учитывать, что голова крысы должна быть плотно прикреплена к ушным штырям, иначе крыса может упасть с устройства. При падении другие силы могут играть роль, которая будет влиять на точность любых вычислений. Кроме того, вес железа должен быть специфическим весом и упал на определенной высоте, отмеченной в этом протоколе. Эти измерения были определены эмпирически и являются обязательными условиями для воспроизведения модели. Установка пластикового цилиндра должна быть под углом 90 "относительно механизма вращения, а именно болт. Это потому, что это удар по болт, который управляет механизмом вращения. В противном случае вводится трение железного веса по отношению к пластиковому цилиндру, что приведет к снижению силы, применяемой к голове крысы.
Эта модель имеет некоторые ограничения. Развитие ДАИ у людей в основном вторично по отношению к воздействию другого объекта. В этом случае либо человек движется к объекту, объект движется к человеку, либо они оба движутся в сторону друг друга. При таком столкновении у пациента развивается комбинированная травма головы, при которой диффузное аксонального повреждения является лишь частью ТБИ. Здесь прикладное ускорение вращения является основным механизмом, который приводит к развитию DAI без других элементов травмы головы.
Модель, предложенная здесь, как представляется, облегчить осложнения переломов черепа и ушибов, которые вызвали широкое повреждение белого вещества без ограниченных дополнительных повреждений. Как и другие недавние модели грызунов, эта модель эффективна и обеспечивает низкий (0%) Смертности. Это воспроизводимый и доступный метод, который может служить ценным ресурсом для лучшего понимания патофизиологии DAI для разработки более эффективных методов лечения.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Авторы с благодарностью признают д-ра Натана Клейорина (департамент машиностроения, Университет Бен-Гуриона в Негеве) за его помощь в биомеханических измерениях. Также благодарим профессора Елену Севериновскую, Марину Кущеву, Максима Кривоносова, Дарину Якуменко и Евгению Гончарик на кафедре физиологии, факультета биологии, экологии и медицины, Днепровского университета Олеся Гончара, Днепр, Украину за поддержку и полезный вклад в наши обсуждения.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.01 M sodium citrate | SIGMA - ALDRICH | ||
| 2.5% normal horse serum | SIGMA - ALDRICH | H0146 | Liquid |
| 4 % buffered formaldehyde solution | |||
| Anti-Amyloid Precursor Protein, C - terminal antibodyproduced in rabbit | SIGMA - ALDRICH | Lot 056M4867V | |
| biotinylated secondary antibody | Vector | BA-1000-1.5 | 10 mM sodium phosphate, pH 7.8, 0.15 M NaCl, 0.08% sodium azide, 3 mg/ml bovine serum albumin |
| bone-cutting forceps | |||
| DAB Peroxidase (HRP) Substrate Kit (with Nickel), 3,3’-diaminobenzidine | vector laboratory | ||
| embedding cassettes | |||
| ethanol 99.9 % | ROMICAL | Flammable Liquid | |
| guillotine | |||
| Hematoxylin | SIGMA - ALDRICH | H3136-25G | |
| Hydrogen peroxide solution | Millipore | 88597-100ML-F | |
| Isofluran, USP 100% | Piramamal Critical Care, Inc | ||
| Olympus BX 40 microscope | Olympus | ||
| paraffine | paraplast plus leica biosystem | Tissue embedding medium | |
| phosphate-buffered saline (PBS) | SIGMA - ALDRICH | P5368-10PAK | Contents of one pouch, when dissolved in one liter of distilled or deionized water, will yield 0.01 M phosphate buffered saline (NaCl 0.138 M; KCl - 0.0027 M); pH 7.4, at 25 °C. |
| Streptavidin HRP | ABCAM | ab64269 | Streptavidin-HRP for use with biotinylated secondary antibodies during IHC / immunohistochemistry. |
| xylene |
References
- Faul, M., Wald, M. M., Xu, L., Coronado, V. G. Traumatic brain injury in the United States; emergency department visits, hospitalizations, and deaths, 2002-2006. US Government. , (2010).
- Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. MMWR Surveillance Summaries. 66, 1-16 (2017).
- Peterson, A. B., Xu, L., Daugherty, J., Breiding, M. J. Surveillance report of traumatic brain injury-related emergency department visits, hospitalizations, and deaths, United States, 2014. US Government. , (2014).
- Su, E., Bell, M. Diffuse axonal injury. Translational Research in Traumatic Brain Injury. 57, 41 (2016).
- Hammoud, D. A., Wasserman, B. A. Diffuse axonal injuries: pathophysiology and imaging. Neuroimaging Clinics. 12, 205-216 (2002).
- Adams, J. H., Graham, D. I., Gennarelli, T. A., Maxwell, W. L. Diffuse axonal injury in non-missile head injury. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 54, 481-483 (1991).
- Slazinski, T., Johnson, M. C. Severe diffuse axonal injury in adults and children. Journal of Neuroscience Nursing. 26, 151-154 (1994).
- Gentleman, S. M., et al. Axonal injury: a universal consequence of fatal closed head injury. Acta Neuropathologica. 89, 537-543 (1995).
- Marehbian, J., Muehlschlegel, S., Edlow, B. L., Hinson, H. E., Hwang, D. Y. Medical Management of the Severe Traumatic Brain Injury Patient. Neurocritical Care. 27, 430-446 (2017).
- Adams, J. H., et al. Diffuse axonal injury in head injury: definition, diagnosis and grading. Histopathology. 15, 49-59 (1989).
- Xiao-Sheng, H., Sheng-Yu, Y., Xiang, Z., Zhou, F., Jian-ning, Z. Diffuse axonal injury due to lateral head rotation in a rat model. Journal of Neurosurgery. 93, 626-633 (2000).
- Ross, D. T., Meaney, D. F., Sabol, M. K., Smith, D. H., Gennarelli, T. A. Distribution of forebrain diffuse axonal injury following inertial closed head injury in miniature swine. Experimental Neurology. 126, 291-299 (1994).
- Bullock, R. Opportunities for neuroprotective drugs in clinical management of head injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 23-30 (1993).
- Gennarelli, T. A. Mechanisms of brain injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 5-11 (1993).
- Gennarelli, T. A., et al. Diffuse axonal injury and traumatic coma in the primate. Annals of Neurology. 12, 564-574 (1982).
- Xiaoshengi, H., Guitao, Y., Xiang, Z., Zhou, F. A morphological study of diffuse axonal injury in a rat model by lateral head rotation trauma. Acta Neurologica Belgica. 110, 49-56 (2010).
- Zlotnik, A., et al. beta2 adrenergic-mediated reduction of blood glutamate levels and improved neurological outcome after traumatic brain injury in rats. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 24, 30-38 (2012).
- Boyko, M., et al. An Alternative Model of Laser-Induced Stroke in the Motor Cortex of Rats. Biological Procedures Online. 21, 9 (2019).
- Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
- Ma, J., Zhang, K., Wang, Z., Chen, G. Progress of Research on Diffuse Axonal Injury after Traumatic Brain Injury. Neural Plasticity. 2016, 9746313 (2016).
- Medana, I. M., Esiri, M. M. Axonal damage: a key predictor of outcome in human CNS diseases. Brain. 126, 515-530 (2003).
- Tang-Schomer, M. D., Johnson, V. E., Baas, P. W., Stewart, W., Smith, D. H. Partial interruption of axonal transport due to microtubule breakage accounts for the formation of periodic varicosities after traumatic axonal injury. Experimental Neurology. 233, 364-372 (2012).
- Johnson, V. E., Stewart, W., Smith, D. H. Traumatic brain injury and amyloid-beta pathology: a link to Alzheimer's disease. Nature Reviews Neuroscience. 11, 361-370 (2010).
- Sherriff, F. E., Bridges, L. R., Sivaloganathan, S. Early detection of axonal injury after human head trauma using immunocytochemistry for beta-amyloid precursor protein. Acta Neuropathologica. 87, 55-62 (1994).
- Reichard, R. R., White, C. L., Hladik, C. L., Dolinak, D. Beta-amyloid precursor protein staining of nonaccidental central nervous system injury in pediatric autopsies. Journal of Neurotrauma. 20, 347-355 (2003).
- Gentleman, S. M., Nash, M. J., Sweeting, C. J., Graham, D. I., Roberts, G. W. Beta-amyloid precursor protein (beta APP) as a marker for axonal injury after head injury. Neuroscience Letters. 160, 139-144 (1993).
- Smith, D. H., Hicks, R., Povlishock, J. T. Therapy development for diffuse axonal injury. Journal of Neurotrauma. 30, 307-323 (2013).
- McKenzie, K. J., et al. Is beta-APP a marker of axonal damage in short-surviving head injury. Acta Neuropathologica. 92, 608-613 (1996).
- Wilkinson, A., Bridges, L., Sivaloganathan, S. Correlation of survival time with size of axonal swellings in diffuse axonal injury. Acta Neuropathologicaogica. 98, 197-202 (1999).
- Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).
- Alder, J., Fujioka, W., Lifshitz, J., Crockett, D. P., Thakker-Varia, S. Lateral fluid percussion: model of traumatic brain injury in mice. Journal of Visualized Experiments. , e3063 (2011).
- Povlishock, J., Marmarou, A., McIntosh, T., Trojanowski, J., Moroi, J. Impact acceleration injury in the rat: evidence for focal axolemmal change and related neurofilament sidearm alteration. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 56, 347-359 (1997).
- Heath, D. L., Vink, R. Impact acceleration-induced severe diffuse axonal injury in rats: characterization of phosphate metabolism and neurologic outcome. Journal of Neurotrauma. 12, 1027-1034 (1995).
- Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5, 1-15 (1988).
- Palmer, A. M., et al. Traumatic brain injury-induced excitotoxicity assessed in a controlled cortical impact model. Journal of Neurochemistry. 61, 2015-2024 (1993).
- Hamm, R. J., et al. Cognitive deficits following traumatic brain injury produced by controlled cortical impact. Journal of Neurotrauma. 9, 11-20 (1992).
- Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14, 494-505 (2017).
- Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).
- Lighthall, J. W., Dixon, C. E., Anderson, T. E. Experimental models of brain injury. Journal of Neurotrauma. 6, 83-97 (1989).
- Meaney, D. F., et al. Modification of the cortical impact model to produce axonal injury in the rat cerebral cortex. Journal of Neurotrauma. 11, 599-612 (1994).
