Summary
Denne metoden gir en gravimetrisk kvantifisering av fuktige stoffer (f.eks. fuktige og fulvicsyrer) på askefri basis, i tørre og flytende materialer fra myke kull (dvs. oksidert og ikke-oksidert lignitt og sub-bituminøst kull), fuktig malm og skifre, torv, kompost og kommersielle gjødsel og jordendringer.
Abstract
Formålet med denne metoden er å gi en nøyaktig og presis konsentrasjon av humic (HA) og / eller fulvic acids (FA) i myke kull, humic malm og skifre, torv, kompost og humic substansholdige kommersielle produkter. Metoden er basert på alkalisk ekstraksjon av testmaterialer, ved hjelp av 0,1 N NaOH som ekstraktmiddel, og separasjon av de alkaliske løselige humic stoffene (HS) fra ikke-løselige produkter ved sentrifugering. PH i det sentrifugede alkaliske ekstraktet justeres deretter til pH 1 med kons. HCl, noe som resulterer i nedbør av HA. Den utfelte HA er skilt fra fulvicfraksjonen (FF) (brøkdelen av HS som forblir i løsning,) ved sentrifugering. HA blir deretter ovn eller frysetørket og askeinnholdet i den tørkede HA bestemt. Vekten av den rene (dvs. askefrie) HA deles deretter på vekten av prøven og den resulterende brøkdelen multiplisert med 100 for å bestemme % HA i prøven. For å bestemme FA-innholdet lastes FF på en hydrofob DAX-8-harpiks, som adsorberer FA-fraksjonen også referert til som den hydrofobe fyldesyren (HFA). Den gjenværende ikke-fulvicsyrefraksjonen, også kalt den hydrofile fulvicfraksjonen (HyFF), fjernes deretter ved å vaske harpiksen med deionisert H2O til alt ikke-desorbert materiale er helt fjernet. FA blir deretter desorbert med 0,1 N NaOH. Den resulterende Na-fulvate blir deretter protonert ved å sende den over en sterk H + -utveksling harpiks. Den resulterende FA er ovn eller fryse tørket, askeinnholdet bestemt og konsentrasjonen i prøven beregnet som beskrevet ovenfor for HA.
Introduction
Humic stoffer (HS) er dynamiske rester som skyldes mikrobiell dekomponering og transformasjon av døde plantevev1,2,3 forsterket med mikrobielle biprodukter og biomasse3,4,5 gjennom en prosess som kalles humification6. HS er til stede i jord, naturlig vann, innsjøsedimenter, torv, myke kull og humiske skifre og representerer anslagsvis 25% av det totale organiske karbonet på jorden7. Disse stoffene er komplekse blandinger av tusenvis av unike molekyler som er fraksjonert i tre hovedfraksjoner basert på deres forskjellige løseligheter i sterkt grunnleggende og syre vandige løsninger. Disse fraksjonene er humsyrer (HAer), som utgjør den alkaliløselige, men syreløselige brøkdelen; fulvic syrer (FAs), brøkdelen oppløselig i både alkali og syre; og huminfraksjonen, som er uoppløselig i det hele tatt pH-verdier6,8. Fulvicfraksjonen (FF) er videre delt inn i de hydrofobe FA (HFA) og hydrofile (HyFA) fraksjonene. Disse fraksjonene er definert som den delen av FF som binder seg til en hydrofob DAX-8 harpiks (HFA) og den delen som ikke binder seg til harpiksen (HyFA).
HS blir i økende grad brukt i landbruket, hvor de er mye brukt som avlingsbiostimulerende midler, i husdyrhold, spesielt som et husdyrfôrtilsetning, i gruvedrift i boreslam og miljøutbedring som elektrontransporter. Forskningen på bruk av HS i humanmedisinske applikasjoner øker også.
Det finnes mange metoder for kvantgering av HA og FA. Imidlertid er de fleste av disse metodene verken nøyaktige eller presise. For eksempel er de to mest brukte metodene for bestemmelse av HA i USA den kolorimetriske metoden9 og California Department of Food and Agriculture (CDFA) -metoden, som begge ble vist å overvurdere mengden HA i en rekke malm- og ekstraktkilder fra det vestlige USA og Canada10. Den kolorimetriske eller spektrofotometriske metoden er unøyaktig fordi den er avhengig av absorbansen av alkaliske ekstrakter som inkluderer, i tillegg til HA, FA og andre kromoforer som alle absorberer ved bølgelengden som brukes, og standarden er ikke representativ for materialene som testes10. CDFA-metoden er ikke nøyaktig fordi den ikke gir HA-konsentrasjoner på askefri basis. Fordi forskjellige malmer har forskjellige mengder aske, hvorav noen bæres med utvinningen og ekstraksjonsprosessen selv legger til aske, gir denne metoden ikke en nøyaktig verdi for HA-konsentrasjoner10. Som svar på behovet for en nøyaktig og presis metode ble en standardisert gravimetrisk prosedyre basert på den som ble beskrevet av11 publisert i 2014 for å håndtere kvantisering av både HA og FA på askefri basis12. Denne metoden ble deretter tilpasset, med mindre modifikasjoner, av International Organization for Standardization (ISO) i 2018 under Gjødsel og jordkondisjoneringsmidler som "Bestemmelse av humic og hydrofobe fulvic acids konsentrasjoner i gjødselmaterialer"13.
Dette dokumentet skisserer protokollen for utvinning og kvantgering av humic og hydrofobe fulvic syrer og gir detaljer om nøyaktigheten og presisjonen til dataene som produseres fra metoden.
Protocol
1. Solid prøvepreparering
- Knus omtrent 5 g av prøven som skal analyseres, ved hjelp av en mørtel og pestle, slik at 100% av den knuste prøven passerer gjennom en U. S. Standard Sieve mesh størrelse Nr. 200 (dvs. 74 μm) og sørger for at pulveret er godt blandet.
- Bestem fuktighetsinnholdet i pulveret gravimetrisk.
- Vei en aluminiumsveiebåt og registrer massen (Wwb).
- Overfør ca. 2 g prøvepulver til veiebåten og registrer massen (Wws+wb).
- Plasser veiebåten i en tørkeovn i 24 timer ved 102 °C (må ikke overstige 102 °C). Etter 24 timer, fjern veiebåten fra tørkeovnen og legg den i en tørkeovn for å avkjøle i minst 1 time.
- Vei og registrer massen av veiebåten og tørket prøvepulver (Wds +wb).
- Bestem fuktighetsinnholdet ved hjelp av formel 1.1.
Formel 1.1 Fuktighetsinnhold i fast prøvepulver
% fuktighet = ((Wws+wb- Wwb) – (Wds+wb - Wwb))/ (Wws+wb - Wwb)) * 100
2. Ekstraksjonsprosedyre
- Heldekkende prøver
- Vei ca. 2,5 g av det siktede prøvepulveret (Wsamp) inn i en veiebåt i plast eller aluminium og registrer vekten til fire desimaler.
- Legg prøven i en 1 L gradert sylinder og fyll sylinderen til 1 L med 0,1 M NaOH (4 g NaOH x L-1).
- Tilsett en magnetisk rørestang (f.eks. 5 - 7 cm lang) og rør raskt (dvs. 300 – 400 o/min) på en røreplate til prøven er grundig blandet.
- Overfør hele innholdet i den graderte sylinderen til en 1 L Erlenmeyer-kolbe, evakuer hoderommet på kolben med N2-gass og dekk kolbeåpningen med et lufttett deksel.
- Plasser Erlenmeyer-kolben på en røreplate og bland ved 300 - 400 rpm i 16 - 18 timer.
- Væskeprøver
- For flytende materialer blander du prøven grundig ved å riste for å sikre at testvæsken blandes homogent. Pass på at eventuelle rester som kan ha falt til bunnen av beholderen, er grundig blandet.
- Tilsett ca. 5 g av testvæsken, veid til 4 desimaler (WTL), til en 1 L gradert sylinder.
- Fyll den graderte sylinderen med 0,1 M NaOH til et endelig volum på 1 L.
- Tilsett en magnetisk rørestang (f.eks. 5 – 7 cm lang) og rør raskt (f.eks. 300 - 400 o/min) på en røreplate til testprøven er helt blandet.
- Overfør blandingen til en 1 L Erlenmeyer-kolbe, evakuer hoderommet med N2-gass og dekk kolbeåpningen med et lufttett deksel.
- Plasser Erlenmeyer-kolben på en røreplate og bland ved 300 - 400 o /min i 1 time.
MERK: Etter dette punktet er håndteringen av faste og flytende prøver den samme.
3. Fjerning av ikke-løselige materialer fra alkaliske ekstrakter
- Ved ferdigstillelse av omrøring, fjern kolben fra røreplaten, overfør blandingen til egnede sentrifugerør og sentrifuger hele volumet på 4921 x g i 30 minutter.
- Samle den alkaliske supernatanten som inneholder HA og FA i en ren 1 L Erlenmeyer-kolbe som inneholder en magnetisk rørestang. Kast det uoppløselige materialet. Filtrering gjennom glassull eller kvalitativt filterpapir på 2,5 μm porestørrelse anbefales hvis restpartikler ikke utfelles etter sentrifugering.
4. Nedbør og separasjon av HA fra FF
- Under omrøring av alkalisk ekstrakt ved 300 - 400 o /min på en røreplate, sett inn en pH-sonde i den midterste delen av oppløsningen (vertikalt) og tilsett kons. HCl dropwise til alkalisk ekstrakt til en stabil pH på pH 1,0 ± 0,1 nås.
- Når en pH på pH 1 er nådd og forblir stabil, fjern pH-sonden fra kolben, hent rørestangen, dekk kolben med et lufttett deksel og la kolben sitte til den utfelte HA har lagt seg til bunnen av kolben.
MERK: Tiden det tar ha å utfelle og droppe ut av løsningen vil variere avhengig av kilde og mengde HA i prøven. Det tar vanligvis 1 -6 timer for HA å fullstendig utfelle og droppe ut av løsningen. - Sentrifuger ekstraktet og utfelt HA ved 4921 x g i 1 time. Etter sentrifugering, hell av den supernatante FF i en ren 1 L Erlenmeyer og dekk med et lufttett deksel.
MERK: En lengre sentrifugeringstid kan være nødvendig for å pakke HA fast nok til å tillate dekantering av FF uten å inkludere noen av de utfelte HA. - Plasser sentrifugerørene i en tørkeovn som holdes ved 100 °C i 24 timer.
- Etter tørking, fjern rørene fra tørkeovnen og legg i en desiccator for å avkjøle til romtemperatur. Etter avkjøling overfører du kvantitativt restene fra røret ved å skrape det fra sidene og bunnen av røret med en spatel, overføre til en tjæreveiebåt og registrere massen (WEHA). Denne resten er "Ekstrahert HA".
MERK: Hvis sentrifugerør som er større enn 50 ml har blitt brukt i separasjonen av HA og FF, er det praktisk å overføre utfelt HA til temperaturbestandige 50 ml sentrifugerør for tørkeprosessen. Også, hvis en frysetørker er tilgjengelig, kan den utfelte HA fryse tørket. Innsamling av HA i frysetørket tilstand er lettere fordi HA ikke holder seg til siden av plastrørene og ikke trenger å skrapes.
5. Bestemmelse av askeinnhold
MERK: Prosedyren for bestemmelse av askeinnhold i tørkede HA- og FA-prøver er den samme. Prosedyren ved hjelp av notasjon for HA vises.
- Overfør ca. 30 mg av den tørkede HA (WHA) til en ren, forhåndsveid keramisk tallerken (WCD) som tidligere hadde blitt tørket i en tørkeovn ved 100 °C og deretter avkjølt i en tørkemiddel til romtemperatur. Etter å ha tatt opp den kombinerte massen av vektet HA og tallerken (WHA +CD), kombust HA i en muffelovn i 2 timer ved 600 °C.
MERK: For hver HA-prøve skal tre repliker behandles og gjennomsnittlig askeinnhold som brukes i beregningen av ren HA. - Etter 2 timer, fjern parabolen og innholdet fra muffelovnen og legg i en tørkemiddel for å avkjøle. Når du er avkjølt, vei parabolen med aske (WASH +CD) og beregn askeforholdet (Ashrat) ved hjelp av formel 1.2:
Formel 1.2 Ashrat = (WASH+CD - WCD) / (WHA+CD - WCD)
6. Bestemmelse av prosentandelen renset ekstrahert HA
- Bestem den endelige massen av den rene HA (WPHA) ved å korrigere for askeinnhold ved hjelp av Formel 1.3:
Formel 1.3 WPHA = WEHA * (1- Ashrat)
7. Bestemmelse av konsentrasjonen (%) av ren HA i den opprinnelige kildeprøven
- Bestem konsentrasjonen av ren HA ved hjelp av Formel 1.4 og 1.5:
Formel 1.4: % ren HA i heldekkende utvalg = (WPHA/Wsamp) * 100
Formel 1.5: % ren HA i flytende prøve = (WPHA/WTL) * 100
8. Kolonneforberedelse for HFA-rensing
- Forbered en lavtrykkskromatografikolonne fullpakket med polymetylmetakrylat DAX-8 harpiks. Hvis harpiksen ikke har blitt brukt tidligere, suge harpiksen i metanol i 2 timer og skyll deretter grundig med deionisert H2O til all metanol er fjernet.
- Fjern små harpikspartikler som flyter på vannet på dette tidspunktet. Hvis harpiksen har blitt brukt tidligere, regenerer den som beskrevet i avsnitt 10.
- Når den er grundig skyllet, hell harpiksen i en 5 x 25 cm glasskromatografikolonne utstyrt med et endestykke med en 10 μm frit for harpikssengstøtte. La det være 2,5 til 5 cm øverst i søylen for harpiksfri oppløsning for å muliggjøre blanding av FF før du går inn i harpikssengen. Monter det øverste stykket til søylen og pump deionisert H2O gjennom toppen av kolonnen for å pakke DAX-8 harpikssengen ved hjelp av en peristaltisk pumpe.
9. Isolering av HFA
- Når harpikssengen er pakket, laster du FF på kolonnen ved hjelp av en peristaltisk pumpe, under lavt trykk, via toppen av kolonnen. Bruk en strømningshastighet på 35 – 40 ml/min. Det er kritisk at toppen av harpiksen i kolonnen forblir dekket med løsning gjennom hele laste- og skylleprosedyren for å forhindre tørking av harpiks og kanalisering av ekstraktet gjennom harpikssengen.
- Når fulvicfraksjonen er fullstendig lastet på harpiksen, vask harpiksen med deionisert vann, for å fjerne den ikke-adsorberte "hydrofile fulvicfraksjonen" (HyFF) ved å pumpe den gjennom toppen av kolonnen ved hjelp av den peristaltiske pumpen under lavt trykk. Bruk en strømningshastighet på 35 – 40 ml/min. Kast det HyFF-inneholdende avløpet med mindre det skal brukes til analyse.
- Vask kolonnen med deionisert H2O til absorbansen ved 350 nm av kolonneavløpet er lik (f.eks. innen 0,015 absorbansenheter) til den avioniserte H2O som brukes til å vaske kolonnen. Bruk deionisert vann til null (dvs. blankt) spektrofotometeret.
- Desorb HFA ved bakutt ved å pumpe 0,1 M NaOH via bunnen av søylen ved hjelp av den peristaltiske pumpen. Bruk en strømningshastighet på 35 – 40 ml/min. Fang pumpeavløpet (Na-fulvate i en ren beholder i tilstrekkelig størrelse (f.eks. 2 L Erlenmeyer).
MERK: De fleste HFA adsorber til toppen av DAX-8 harpiks seng. Desorpsjon ved å introdusere 0,1 M NaOH fra bunnen av kolonnen minimerer mengden 0,1 M NaOH som trengs for å desorbere FA fullt ut. - All HFA har blitt desorbert når absorbansen av kolonneavløpet er lik absorbansen av 0,1 M NaOH-influensa ved 350 nm. Bruk 0,1 M NaOH som spektrofotometrisk blank. Tilsett avløpet som tas for å kontrollere absorberingen av den avsorberte FA-løsningen for å sikre at all FA fanges opp.
10. HFA de-aske ved protonasjon
- Send Na-fulvate-løsningen gjentatte ganger, ved tyngdekraftsfôr, gjennom sterk kation H +- utvekslingharpiks (Materialbord) som finnes i en 5 × 50 cm kolonne, med glassfrit for å beholde harpiksen, til avløpets elektriske ledningsevne er <120 μS / cm, målt med en elektrisk konduktivitetsmåler. Før hvert pass krever H+-utvekslingsharpiksen oppussing som beskrevet i avsnitt 11.
- For å sikre at all FA fjernes fra harpiksen etter siste passering, vask harpiksen med deionisert vann til absorbering av avløp ved 350 nm er det samme (f.eks. innen 0,015 absorbansenheter) som det avioniserte vannet som brukes til å vaske kolonnen. Bruk deionisert H2O som spektrofotometrisk tom. Tilsett vasken og eventuelle avløpsdeler som tas for å kontrollere absorbansen til den rensede FA-løsningen. For å hjelpe til med fjerning av alle FA, kan harpiksen agiteres (f.eks. ved hjelp av en lang glass- eller plaststang) flere ganger.
- Konsentrer FA til et volum på ca. 15 ± 2 ml ved hjelp av en roterende fordamper ved 55 °C.
- Overfør 15 ml FA-konsentratet fullstendig til et 50 ml plastsentrifugerør og tørk ved 60±3 °C til konstant tørrhet i en tørkeovn. Frysetørking er et alternativ til ovnstørking. Etter tørking overfør røret til en tørkeapparat for å avkjøle.
- Fjern FA fra røret ved å skrape rørsidene og bunnen med en slikkepott og veie den oppsamlede FA på pre-tared veiepapir. Dette materialet er "Extracted FA" (WEFA).
- Bestem askeforholdet (ASHRAT) for ekstrahert FA som beskrevet under trinn 6 for HA og beregn askeforholdet ved hjelp av Formel 1.2. Bestem vekten av den ekstraherte FA uten aske (WPFA) ved hjelp av Formel 1.3, og erstatt WEFA for vekt av WEHA. Til slutt bestemme % ren FA i utvalget ved hjelp av Formel 1.4 erstatte WPFA for WPHA.
11. DAX-8 harpiks regenerering
- Regenerer DAX-8-harpiksen ved å pumpe 0,1 M HCl (8,33 ml konsentrert HCl/1000 ml endelig volum deionisert H2O) med en strømningshastighet på 35 – 40 ml/min gjennom bunnen av kolonnen til pH på avløpet er lik pH i den innflytelsesrike. Bruk den peristaltiske pumpen til å pumpe alle reagenser gjennom DAX-8-kolonnen under regenerering.
- Skyll kolonnen med DI-vann ved å pumpe den inn i toppen av kolonnen til avløpets pH er lik pH på influensa (dvs. DI-vann).
12. H +-kation utveksling harpiks regenerering
- Regenerer H+ kationutvekslingsharpiksen i en batchprosess ved å helle harpiksen i et stort beger (f.eks. 4 L plastbeger), skyll flere ganger ved å dekke harpiksen med DI H2O, bland og hell deretter av vannet.
- Dekk harpiksen med 1 M HCl (83,3 ml konsentrert HCl/1000 ml sluttvolum DI-vann). La stå i minst 2 timer med sporadisk omrøring (f.eks. en gang hver 30. min).
- Fjern overflødig syre fra harpiksen ved å helle av syren og dekke harpiksen med DI-vann. Rør kraftig med en rørestang i 15 s, la deretter harpiksen falle til bunnen av kolben og hell deretter av vannet. Gjenta prosessen til skyllevannets elektriske ledningsevne er ≤ 0,7 μS/cm.
- Last den regenererte harpiksen tilbake i kolonnen. Dekk med deionisert H2O for å sikre at harpiksen forblir våt mellom bruk.
Representative Results
Ytelsesdata for metoden finnes i tabell 1 – 5. Metoden for utvinning av HA og FAH fra flytende kommersielle prøver med svært forskjellige konsentrasjoner av HA og FHA er gitt i tabell 1.
De relative standardavvikene (RSD) for HA var lavere enn for HFA, men gjennomsnittlig HFA RSD over de tre væskeprøvene var på 6,83 % noe som indikerer en høy grad av presisjon. Horwitz-forholdet (HorRat) er en normalisert ytelsesparameter som indikerer egnetheten til en analysemetode angående laboratoriepresisjon. Her ble den brukt til intralaboratorium presisjon. Verdi < 0,5 kan indikere ukjent gjennomsnitt eller høy erfaring med metoden. Verdier > 2.0 indikerer heterogenitet av testprøver, behov for metodeoptimalisering eller mer omfattende opplæring, som opererer under grensen for deteksjon eller en uaktelig metode. For analyse av væskeprøver var HorRat kun > 2 for en av HFA-analysene (tabell 1).
Presisjonsdata for utvinning av HA og HFA fra tre humiske malmprøver er gitt i tabell 2. Igjen, med unntak av HFA hentet fra Ore 2 og HA fra Ore 3, var alle HorRat's under 2. Dette viser en høy grad av presisjon av denne metoden for utvinning av HA og HFA for humic malmprøver.
Produsenter av plantebiostimulerende midler formulerer ofte produkter som inneholder HS i tillegg til andre ingredienser som tang, uorganisk gjødsel, kull eller melasse. Tabell 3 gir resultatene av en analyse av inkludering av disse typer tilsetningsstoffer på metodens presisjon. Ingen av tilsetningsstoffene påvirket utvinningen av HA eller HFA signifikant (tabell 3).
Tabell 4 og tabell 5 rapporterer om utvinnninger av henholdsvis HA og HFA fra væskeprøver som simulerte kommersielle produkter med svært lave konsentrasjoner. Restitusjonene var utmerkede og varierte mellom 88% og 97% for HA (tabell 4) og 92% og 104% for HFA (tabell 5). Gjennomsnittlig utvinning for HA og HFA var henholdsvis 93 % og 97 %, og % RSD for begge HS-ene var mindre enn 5 %. Selv om presisjon er utmerket, indikerer disse dataene behovet for å utføre laboratoriere replikeringer. Metodedeteksjonsgrensen (MDL) og metodemengdegrensen var 4,62 og 1,47 mg/l for HA og 4,8 og 1,53 mg/l for HFA.
| Humic stoffer, % | |||||||
| Materiale | L16 | L17 | L2 | ||||
| HFA | HA | HFA | HA | HFA | HA | ||
| Rep 1 | 1.44 | 17 | 6.59 | 7.76 | 0.36 | 4.46 | |
| Rep 2 | 1.39 | 16.03 | 6.25 | 7.79 | 0.42 | 4.93 | |
| Rep 3 | 1.34 | 16.44 | 6.02 | 7.55 | 0.4 | 4.46 | |
| Rep 4 | 1.54 | 16.75 | 6.2 | 7.69 | 0.33 | 4.53 | |
| Bety | 1.43 | 16.56 | 6.27 | 7.7 | 0.38 | 4.6 | |
| SD | 0.09 | 0.42 | 0 | 0.11 | 0.04 | 0.23 | |
| 24 | |||||||
| RSD, % | 6.29 | 2.53 | 3.8 | 1.39 | 10.4 | 4.91 | |
| Hor Rotte(r) | 1.58 | 0.72 | 1.25 | 0.47 | 2.31 | 1.55 | |
| en Ekstraksjonsforholdene var 1 g i 1 L 0,1 M NaOH. | |||||||
Tabell 1. Presisjon av metoden i utvinning og kvantksjon av HA og HFA fra flytende kommersielle prøver. Ekstraksjonsforholdene var 1 g i 1 L 0,1 M NaOH.
| Humic stoffer, % | ||||||
| Malm 1 | Malm 2 | Malm 3 | ||||
| Materiale | HFA | HA | HFA | HA | HFA | HA |
| Rep 1 | 1.75 | 67.4 | 1.31 | 27.01 | 1.55 | 8.95 |
| Rep 2 | 1.69 | 67.63 | 1.25 | 27.48 | 1.41 | 7.2 |
| Rep 3 | 1.63 | 67.1 | 1.27 | 27.34 | 1.47 | 8.35 |
| Rep 4 | 1.77 | 67.59 | 1.55 | 26.89 | 1.51 | 7.98 |
| Bety | 1.71 | 67.53 | 1.35 | 27.18 | 1.49 | 8.12 |
| SD | 0.06 | 0.94 | 0.14 | 0.28 | 0.06 | 0.73 |
| RSD, % | 3.7 | 1.39 | 10.33 | 1.02 | 4.02 | 9.02 |
| HorRat(r) | 0.99 | 0.66 | 2.71 | 0.42 | 1.07 | 3.09 |
Tabell 2. Presisjon av metoden i utvinning og kvantksjon av HA og HFA fra humic malm. Ekstraksjonsforholdene var 1 g prøve i 1 L 0,1 M NaOH. (Data hentet fra Lamar et al., 2014)
| Replikere | Utro | HA, % | Aktiva, % | Relativ utvinning HA, % | Relativ utvinning HFA, % |
| 1 | Ingen | 81.61 | 12.86 | ||
| 2 | Ingen | 80.16 | 12.78 | ||
| 1 | Tang | 80.21 | 12.85 | ||
| 2 | Tang | 80.72 | 12.79 | 99.5 | 99.6 |
| 1 | Gjødsel | 80.25 | 12.98 | ||
| 2 | Gjødsel | 79.57 | 123.77 | 98.8 | 101.6 |
| 1 | Kull | 78.79 | 12.92 | ||
| 2 | Kull | 81.27 | 12.84 | 98.9 | 101.8 |
| 1 | Melasse | 79.38 | 12.99 | ||
| 2 | Melasse | 81.02 | 12.72 | 99.2 | 100.9 |
| Bety | 80.3 | 12.85 | |||
| SD | 0.885 | 0.09 | |||
| en endelig konsentrasjon av FA + HA på 2,5 g/l tilsatt 0,1 M NaOH. (data hentet fra Lamar et al., 2015) | |||||
Tabell 3. Effekt av utroskap på kvantering av HA og HFA fra en Gascoyne leonardite. (Data hentet fra Lamar et al., 2015)
| HA | |||
| Eksempel-ID | Ekstrahert, mg | Gjenopprettet, mg | Gjenopprettet, % |
| 1 | 24.6 | 23.7 | 96.3 |
| 2 | 22.6 | 19.9 | 88.1 |
| 3 | 25.2 | 23.6 | 93.7 |
| 4 | 22.5 | 21.5 | 95.6 |
| 5 | 23.9 | 21.8 | 91.2 |
| 6 | 23.2 | 20.8 | 89.7 |
| 7 | 24 | 23.2 | 96.7 |
| Bety | 23.7 | 22.1 | 93 |
| SD | 1.01 | 1.52 | 3.43 |
| RSD, % | 4.35 | 6.88 | 3.67 |
| (data hentet fra Lamar et al., 2014) | |||
Tabell 4. Gjenvinning av HA fra piggete emner. (Data hentet fra Lamar et al., 2014)
| FA | |||
| Eksempel-ID | Ekstrahert, mg | Gjenopprettet, mg | Gjenopprettet, % |
| 1 | 19.9 | 19 | 95.48 |
| 2 | 23.1 | 22.9 | 99.13 |
| 3 | 20.7 | 19.4 | 93.72 |
| 4 | 20.5 | 19.8 | 96.39 |
| 5 | 20.8 | 21.6 | 103.85 |
| 6 | 21.9 | 20.1 | 91.78 |
| 7 | 22.7 | 22.3 | 98.24 |
| Bety | 21.37 | 20.73 | 96.94 |
| SD | 1.21 | 1.53 | 3.95 |
| RSD, % | 5.64 | 7.36 | 4.07 |
| (Data hentet fra Lamar et al., 2014) | |||
Tabell 5. Utvinning av HFA fra piggete emner. (Data hentet fra Lamar et al., 2014)
Discussion
De første trinnene for utvinning og isolering av HA i denne metoden er relativt enkle. Fordi isolasjonen av HFA innebærer kolonnekromatografi, kommer det å oppnå repeterbare resultater med streng overholdelse av detaljene i hvert trinn og praksis. Spesielt er riktig forberedelse av harpiksene av største betydning. Det er ekstremt viktig at polymetylmetakrylat DAX-8 harpiksen er forberedt og pakket riktig. Korrekt pakking av harpiksen påvirker både utbyttet og kvaliteten på HFA. Hvis det finnes kanalisering, vil verken forbehandling (dvs. forsuring) eller adsorpsjon av HFA være fullført, og separasjonen vil føre til unøyaktige resultater. Hvis kanaler eller mellomrom i harpiksen observeres før prøvelasting, bør kolonnen fjernes og ristes for å omfordele harpiksperlene, ved å la dem slå seg ned uten kanaler, og deretter pakkes på nytt ved å pumpe ren DI H2O gjennom harpiksen. I tillegg, som nevnt i protokollen, vil opprettholde et volum væske over harpiksen ved lasting av FF på harpiksen, tillate FF å blande før du går inn i harpiksen og resultere i mer effektiv adsorpsjon. For den sterke kationen H +-exchange harpiks (Materialliste), kan ikke fullstendig regenerering forhastes. Na +/H+ utvekslingen tar tid, og derfor gjøres dette best i en bulkbehandling slik at harpiksen kan blandes mens den re-surifiseres. Blanding av harpiksen under skylling med DI H2O bidrar til å fjerne overflødig HCl. Når du stiger den surgjorte harpiksen for å fjerne overflødig syre, bidrar blanding av harpiksen til å fjerne HCl. Det er ekstremt viktig å fjerne syren til det punktet hvor en elektrisk ledningsevne på ≤ 0,7 μS / cm nås. Hvis ikke, vil HCl bli overført med HFA.
Til slutt, når desorberer HFA fra DAX-8-harpiksen, når absorbansen av det innflytelsesrike tilsvarer avløpets absorbering, er det en god praksis å la kolonnen sitte i et par timer for å se om ytterligere HFA vil bli utgitt. I så fall vil det bli sett på som en av væsken over harpiksen. Hvis dette skjer, kan den ekstra HFA fjernes ved fortsatt desorpsjon til influensa/ avløpsabsorbatorer er like igjen.
En av ulempene med HFA-isolasjonen er at hele prosessen er tidkrevende. Fullstendig desorpsjon av HFA fra DAX-8-harpiksen og fullstendig fjerning fra H+-utvekslingsharpiksen resulterer begge i et betydelig volum av HFA som må reduseres ved roterende fordampning. Dette er definitivt en flaskehals i analysen. I et forsøk på å redusere denne tiden, desorbing HFA fra DAX-8 harpiks ved hjelp av aceton i stedet for 0,1 M NaOH har blitt foreslått14. Forfatterne hevdet at ved å bruke 50% aceton som desorbent i stedet for NaOH, ble et lignende HFA-resultat oppnådd og DAX-8 ble tilstrekkelig regenerert og dermed kunne H + -utvekslingstrinnet elimineres. Denne modifikasjonen resulterte i en sterkt redusert analysetid som følge av redusert volum produsert og raskere roterende fordampning av aceton sammenlignet med vann. Denne modifikasjonen deservers videre studie.
Denne metoden er begrenset til analyse av organisk materiale som har gjennomgått prosessen med ydmykhet, og for torv og myke kull, henholdsvis de videre prosessene for torvifisering og både torvifisering og kullifisering. Humifisering er prosessen der dødt, først og fremst plantemateriale, brytes ned av en sekvens av mikrober som forbruker og modifiserer stadig mer tilbakevendende substrater. Abiotiske prosesser deltar også i nedbrytning og resyntesereaksjoner. Humifisering resulterer til slutt i produksjon av relativt tilbakevendende materialer som består av heterogene blandinger av tusenvis av molekyler som danner en rekke molekylvekter og karbon-, oksygen- og hydrogeninnhold som danner HS. HS er ytterligere modifisert ved torvifisering og kullifisering. Derfor er denne metoden ikke egnet for plantematerialer som er modifisert av kjemiske prosesser. For eksempel er lignosulfonat mye brukt som HFA-utroskap. Lignosulfonat er et biprodukt av sulfittmasseringsprosessen. Derfor har dette materialet ikke blitt produsert av ydmykhetsprosessen. I tillegg er det mange stoffer som binder seg til DAX-8-harpiksen. For eksempel har DAX-8 harpiks blitt brukt til å adsorbere plantevernmidler fra løsning15. Åpenbart er plantevernmidler ikke HS. Dermed begrunner binding av et materiale til DAX-8 harpiks ikke et krav om at det er en HFA. Forutsetningene er både produksjon ved humifisering og binding til DAX-8 harpiks.
Etter hvert som mer læres om bidraget fra de ulike komponentene i HS i ulike applikasjoner, kan det bli fordelaktig å fraksjonere HS ytterligere og dermed endre metoden tilsvarende. Slik den eksisterer, kvantifiserer ikke metoden HYFA. Denne fraksjonen kan imidlertid også ha aktivitet som for eksempel i plante-biostimulering, der hele FF generelt brukes i landbruksbehandlinger i stedet for renset HFA.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter å erklære.
Acknowledgments
Forfatterne ønsker å anerkjenne Humic Products Trade Association (HPTA) for deres støtte til finansiering av arbeidet som resulterte i standardisering av metodene beskrevet i denne artikkelen, og også Lawrence Mayhew og Drs. Dan Olk og Paul Bloom for teknisk støtte under standardiseringsarbeidet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Amberlite IR 120 H+-exchange resin | Sigma-Aldrich | 10322 | H+ form |
| Analytical Balance | Ohaus | PA214 | w/ glass draft shield |
| Centrifuge | Beckman Coulter | Allegra X-14 | minimum 4300 rpm |
| Centrifuge tubes | Beckman Coulter | To fit rotor selected | |
| Ceramic Combustion Crucibles | Sigma | Z247103 | |
| Chromatography column for DAX-8 | Diba | Omnifit 006EZ-50-25-FF | |
| Chromatography column for IR 120 | Chemglass | CG-1187-21 2 in. by 24 in. | |
| Dessicator | Capitol Scientic | Kimax 21200-250 | Vacuum type |
| Drying Oven | Fisher Scientific | Isotemp | Precision±3?C |
| Electrical conductivity meter | HM Digital | EC-3 | |
| Erlenmeyer Flasks | Amazon | 1L, 2L | |
| HCl concentrated | Sigma-Aldrich | 320331 | |
| Magnetic Stir Plate | Barnstead-Thermolyne | Dataplate 721 | |
| Magnetic Stir bars | These can be obtained at many outlets | ||
| Muffle Furnace | Fisher scientific | Thermolyne Type 47900 | |
| NaOH | Sigma-Aldrich | 795429 | |
| Nitrogen gas | Praxair | UNI1066 | 99.99% purity |
| Peristaltic pump | Cole Parmer | Masterflex 7518-00 | |
| Perstaltic tubing | Cole Parmer | Masterflex Pharmed 06508-17 | |
| pH meter | Oakton Instruments | WD-35618--03 | |
| Rotary Evaporator | Buchi | R-210/R-215 | |
| Spectrophotometer | Healthcare SCiences | Ultrospec II | Dual beam 200 to 900 nm with wavelength accuracy of ±1 nm and reproducibility of ±0.5 nm. |
References
- DiDonato, N., Chen, H., Waggoner, D., Hatcher, P. G. Potential origin and formation for molecular components of humic acids in soils. Geochimica et Cosmochimica Acta. 178, 210-222 (2016).
- Waggoner, D. C., Chen, H., Willoughby, A. S., Hatcher, P. G. Formation of black carbon-like and alicyclic aliphatic compounds by hydroxyl radical initiated degradation of lignin. Organic Geochemistry. 82, 69-76 (2015).
- Baldock, J. A., Skjemstad, J. O. Role of the soil matrix and minerals in protecting natural organic materials against biological attack. Organic Geochemistry. 31 (7-8), 697-710 (2015).
- Kallenbach, C. M., Frey, S. D., Grandy, A. S. Direct evidence for microbial-derived soil organic matter formation and its ecophysiological controls. Nature Communications. 7, 13630 (2016).
- Schaeffer, A., Nannipieri, P., Kastner, M., Schmidt, B., Botterweck, J. From humic substances to soil organic matter-microbial contributions. In honour of Konrad Haider and James P. Martin for their outstanding research contributionns to soil science. Journal of Soils Sediments. 15 (9), 1865-1881 (2015).
- Stevenson, F. J. Humus Chemistry: Genesis, Composition, Reactions. 2e. , Wiley. (1994).
- Weber, J., Chen, Y., Jamroz, E., Miano, T. Preface: humic substances in the environment. Journal of Soils and Sediments. 18, 2665-2667 (2018).
- Schnitzer, M. Organic matter characterization. Methods of soil analysis, part 2: Chemical and microbiological properties. Page, A. L., Miller, R. H., Keeny, D. R. , American Society of Agronomy. Madison, Wisc. 581-594 (1982).
- Mehlich, A. Photometric determination of humic matter in soils: A proposed method. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 15 (12), 1417-1422 (1984).
- Lamar, R. T., Talbot, K. H. Critical comparison of humid acid test methods. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 50 (15-16), 2309-2322 (2009).
- Swift, R. S. Organic matter characterization. Methods of soil analysis, part 3: Chemical methods. Sparks, D. L. , Soil Science Society of America. Madison, WI. 1011-1069 (1996).
- Lamar, R. T., Olk, D. C., Mayhew, L., Bloom, P. R. A new standardized method for quantitation of humic and fulvic acids in humic ores and commercial products. Journal of the AOAC International. 97 (3), 722-731 (2014).
- International Organization of Standards. Fertilizers and soil conditioners-Determination of humic and hydrophobic fulvic acids concentrations in fertilizer materials. International Organization of Standards. , ISO/DIS 19822 (1982).
- Liam, L. E., Serben, T., Cano, M. Gravimetric quantification of hydrophobic filmic acids in lignite material using acetone. Journal of the AOAC International. 102 (6), 1901-1907 (2019).
- House, W. A., Zhmud, B. V., Orr, D. R., Lloyd, G. K., Irons, G. P. Transportation of pesticides by colloids. Final Report. Institute of Freshwater Ecology. National Environment Research Council. , IFE Report No. RL/T11059N1/6 (1998).
