Summary
Wir stellen hier ein Protokoll eines Blastwellenmodells für Nagetiere vor, um neurobiologische und pathophysiologische Wirkungen von leichten bis mittelschweren traumatischen Hirnverletzungen zu untersuchen. Wir haben ein gasbetriebenes Tisch-Setup etabliert, das mit Drucksensoren ausgestattet ist, die eine zuverlässige und reproduzierbare Erzeugung von blastinduzierten leichten bis mittelschweren traumatischen Hirnverletzungen ermöglichen.
Abstract
Schädel-Hirn-Trauma (TBI) ist ein großes Problem der öffentlichen Gesundheit. Mildes TBI ist die häufigste Form von Neurotrauma und macht eine große Anzahl von Arztbesuchen in den Vereinigten Staaten aus. Es gibt derzeit keine von der FDA zugelassenen Behandlungen für TBI. Die erhöhte Inzidenz von militärischen, explosionsinduzierten TBI unterstreicht die dringende Notwendigkeit wirksamer TBI-Behandlungen zusätzlich. Daher werden neue präklinische TBI-Tiermodelle, die Aspekte des blastenbedingten SHT beim Menschen rekapitulieren, die Forschungsanstrengungen zu den neurobiologischen und pathophysiologischen Prozessen, die leichten bis mittelschweren SHT zugrunde liegen, sowie die Entwicklung neuartiger therapeutischer Strategien für TBI erheblich voranbringen.
Hier stellen wir ein zuverlässiges, reproduzierbares Modell zur Untersuchung der molekularen, zellulären und Verhaltenseffekte von leichten bis mittelschweren blasteninduzierten TBI vor. Wir beschreiben ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für explosionsinduzierte leichte TBI mit geschlossenem Kopf bei Nagetieren unter Verwendung eines Tischaufbaus, der aus einem gasbetriebenen Schockrohr besteht, das mit piezoelektrischen Drucksensoren ausgestattet ist, um konsistente Testbedingungen zu gewährleisten. Die Vorteile des Setups, das wir etabliert haben, sind die relativ niedrigen Kosten, die einfache Installation, die Benutzerfreundlichkeit und die hohe Durchsatzkapazität. Weitere Vorteile dieses nicht-invasiven TBI-Modells sind die Skalierbarkeit des Blast-Peak-Überdrucks und die Generierung kontrollierter reproduzierbarer Ergebnisse. Die Reproduzierbarkeit und Relevanz dieses TBI-Modells wurde in einer Reihe von nachgelagerten Anwendungen bewertet, einschließlich neurobiologischer, neuropathologischer, neurophysiologischer und Verhaltensanalysen, die die Verwendung dieses Modells zur Charakterisierung von Prozessen unterstützen, die der Ätiologie von leichten bis mittelschweren TBI zugrunde liegen.
Introduction
Schädel-Hirn-Trauma (TBI) macht allein in den Vereinigten Staaten jedes Jahr mehr als zwei Millionen Krankenhausbesuche aus. Leichte SHT-Werte, die häufig auf Autounfälle, Sportereignisse oder Stürze zurückzuführen sind, machen etwa 80 % aller TBI-Fälle aus1. Mildes SHT gilt als die "stille Krankheit", da Patienten in den Tagen und Monaten nach der ersten Beleidigung oft keine offensichtlichen Symptome haben, aber später im Leben ernsthafte TBI-bedingte Komplikationen entwickeln können2. Darüber hinaus ist blasteninduziertes mildes TBI unter Militärangehörigen weit verbreitet und wurde mit chronischer ZNS-Dysfunktion in Verbindung gebracht3,4,5,6. Aufgrund der steigenden Inzidenz von blastenbedingtem mildem TBI7,8 ist die präklinische Modellierung neurobiologischer und pathophysiologischer Prozesse im Zusammenhang mit leichtem SHT daher zu einem Schwerpunkt bei der Entwicklung neuartiger therapeutischer Interventionen für TBI geworden.
In der Vergangenheit hat sich die TBI-Forschung in erster Linie auf schwere Formen von Neurotraumata konzentriert, trotz der relativ geringeren Anzahl schwerer menschlicher TBI-Fälle. Es wurden präklinische Nagetiermodelle für schweres menschliches SHT entwickelt, einschließlich der Modelle Controlled Cortical Impact (CCI)9,10 und Fluid Percussion Injury (FPI)11, die beide gut etabliert sind, um zuverlässige pathophysiologische Wirkungen zu erzielen12,13. Diese Modelle haben den Grundstein für das gelegt, was heute über Neuroinflammation, Neurodegeneration und neuronale Reparatur bei TBI bekannt ist. Obwohl beträchtliche Kenntnisse über die Pathophysiologie von TBI entwickelt wurden, gibt es derzeit keine wirksamen, von der FDA zugelassenen Behandlungen für TBI.
In jüngerer Zeit wurde der Schwerpunkt der TBI-Forschung auf ein breiteres Spektrum von TBI-bezogenen Pathologien ausgeweitet, mit dem ultimativen Ziel, wirksame therapeutische Interventionen zu entwickeln. Dennoch wurden nur wenige präklinische Modelle für leichte TBI etabliert, die messbare Effekte gezeigt haben, und nur eine kleine Anzahl von Studien hat das milde TBI-Spektrum untersucht2,14,15. Da milde TBI die große Mehrheit aller TBI-Fälle ausmachen, werden zuverlässige Modelle für milde TBI dringend benötigt, um die Erforschung der Ätiologie und Neuropathophysiologie des menschlichen Zustands zu erleichtern, um neuartige therapeutische Strategien zu entwickeln.
In Zusammenarbeit mit biomedizinischen Ingenieuren und Luft- und Raumfahrtphysikern haben wir ein skalierbares, geschlossenes Blastwellenmodell für leichte bis mittelschwere TBI etabliert. Dieses präklinische Nagetiermodell wurde speziell entwickelt, um die Auswirkungen der Kraftdynamik zu untersuchen, einschließlich Explosionswellen und Beschleunigungs- / Verzögerungsbewegungen, die mit dem leichten SHT des Menschen verbunden sind, das bei militärischen Kämpfen, Sportveranstaltungen, Autounfällen und Stürzen erhalten wird. Da Explosionswellen mit der Kraftdynamik korrelieren, die beim Menschen leichte TBI verursacht, wurde dieses Modell entwickelt, um eine konsistente Friedlander-Wellenform mit einem Impuls zu erzeugen, der als Pfund pro Quadratzoll (psi) * Millisekunde (ms) gemessen wird. Das Impulsniveau wird skaliert, um unter definierte Lungenletalitätskurven für Mäuse und Ratten zu fallen, um präklinische Studien durchzuführen16,17,18. Darüber hinaus ermöglicht dieses Modell die Untersuchung von Putsch- und Contrecoup-Verletzungen aufgrund schneller Rotationskräfte des Tierkopfes. Diese Art von Verletzung ist verschiedenen Arten von klinischen TBI-Präsentationen inhärent, einschließlich derer, die sowohl bei der militärischen als auch bei der zivilen Bevölkerung beobachtet werden. Daher passt dieses vielseitige Modell zu einem Bedarf, der mehrere klinische Präsentationen von TBI umfasst.
Das hier vorgestellte präklinische Modell erzeugt zuverlässige und reproduzierbare pathophysiologische Veränderungen im Zusammenhang mit klinisch mildem SHT, wie eine Reihe früherer Studien gezeigt hat17,19,20,21,22,23. Studien mit diesem Modell zeigten, dass Ratten, die einer Blastenwelle niedriger Intensität ausgesetzt waren, Neuroinflammation, axonale Verletzungen, mikrovaskuläre Schäden, biochemische Veränderungen im Zusammenhang mit neuronalen Verletzungen und Defizite in der kurzfristigen Plastizität und synaptischen Erregbarkeit aufwiesen19. Dieses milde TBI-Modell induzierte jedoch keine makroskopischen neuropathologischen Veränderungen, einschließlich Gewebeschäden, Blutungen, Hämatomen und Prellungen19, die in Studien mit mittelschweren bis schweren invasiven TBI-Modellen häufig beobachtet wurden10,24. Frühere Forschungen19,21,22,23 haben gezeigt, dass dieses präklinische Modell verwendet werden kann, um neurobiologische und pathophysiologische Prozesse zu charakterisieren, die der Ätiologie von leichtem und mittelschwerem TBI17,19,20,21,22,23 zugrunde liegen. Dieses Modell ermöglicht auch die Erprobung neuer therapeutischer Verbindungen und Strategien sowie die Identifizierung neuartiger, geeigneter Ziele für die Entwicklung wirksamer TBI-Interventionen19,21,22,23.
Dieses Modell wurde entwickelt, um die durch Explosionswellen induzierten Effekte sowie schnelle Rotationskräfte auf molekulare, zelluläre und Verhaltensergebnisse bei Nagetieren zu untersuchen. Analog zum hier vorgestellten Blastwellenmodell wurde eine Reihe präklinischer Modelle entwickelt, die versuchen, leichte bis mittelschwere TBI mit gasgetriebenen Überdruckwellen 2,14,17,25,26,27,28 zu rekapitulieren. Einige der Einschränkungen anderer Modelle sind: Das Tier wird an einer Drahtgittergurney befestigt und der Kopf wird beim Aufprall immobilisiert; die peripheren Organe sind zusätzlich zum Gehirn der Welle ausgesetzt, wodurch die verwirrenden Variablen des Polytraumas erzeugt werden; und die Modelle sind groß und stationär, was das Ändern und Anpassen kritischer Parameter an bessere Modellbedingungen einschränkt, die an menschliches SHT erinnern.
Die Vorteile dieses Bench-Top-Gasstoßdämpferrohr-Setups sind die relativ niedrigen Kosten für Anschaffungs- und Betriebskosten sowie die einfache Installation und Verwendung. Darüber hinaus ermöglicht das Setup den Hochdurchsatzbetrieb und die Erzeugung von kontrollierten reproduzierbaren Blastwellen und In-vivo-Ergebnissen sowohl bei Mäusen als auch bei Ratten. Zur Kontrolle gleichbleibender Prüfbedingungen (d.h. konstante Strahlwelle und Überdruck) ist der Aufbau mit Drucksensoren ausgestattet. Zu den Vorteilen dieses Modells für TBI gehören die Skalierbarkeit der Schwere der Verletzung und die Induktion eines leichten TBI durch ein nicht-invasives, geschlossenes Kopfverfahren. Spitzenüberdruck und anschließende Hirnverletzungen nehmen mit dickeren Polyestermembranen in konsistent skalierbarer Weise zu17. Die Fähigkeit, den Schweregrad der TBI durch die Membrandicke zu skalieren, ist ein nützliches Werkzeug, um das Niveau zu bestimmen, bei dem spezifische Ergebnismaße (z. B. Neuroinflammation) offensichtlich werden. Die Bereitstellung einer Schutzabschirmung für die peripheren Organe ermöglicht auch eine gezielte Untersuchung leichter TBI-Mechanismen, indem Störvariablen von systemischen Verletzungen, wie Lungen- oder Thoraxverletzungen, vermieden oder reduziert werden. Darüber hinaus ermöglicht dieser Aufbau die Auswahl der Richtung, in der die Explosionswelle den Kopf trifft / durchdringt (dh frontal, seitlich, oben oder unten) und daher können verschiedene Arten von TBI-induzierenden Beleidigungen untersucht werden. Das hier beschriebene Standardverfahren zur Induktion von leichtem bis mittelschwerem SHT verwendet eine seitliche Exposition, um die Auswirkungen einer Explosionswellenverletzung in Kombination mit einer Coup- und Contrecoup-Verletzung aufgrund schneller Rotationskräfte zu bewerten. Um ausschließlich blasteninduzierte Verletzungen zu untersuchen, kann in diesem Modell eine Top-Down-Blastwellenexposition eingesetzt werden.
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Protocol
Das Protokoll folgt den Tierpflegerichtlinien der University of Cincinnati und der West Virginia University. Alle Verfahren mit Tieren wurden von den Institutional Animal Care and Use Committees (IACUC) genehmigt und nach den Grundsätzen des Leitfadens für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt.
1. Installation des blast TBI-Setups
- Erwerben Sie alle Arbeitsteile, die für das Setup erforderlich sind, einschließlich: Stoßrohr bestehend aus Stahlantriebs- und Treiberprofil, Polyestermembran, Sicherungsschrauben, Drucksensoren, Polyvinylchlorid (PVC) Rohrabschirmung zum Schutz peripherer Organe, 9,53 mm Hochdruckhydraulikleitung und Schnellanschluss-Stecker- und Buchsenaufsätze, Gasregler mit hohem Durchfluss und eine Gasflasche mit Wandhalterung (siehe Abbildung 1A, B und Materialtabelle).
HINWEIS: Die Spezifikationen des hier verwendeten Antriebs- und Treiberabschnitts (siehe Abbildung 2 und Materialverzeichnis) wurden festgelegt, um eine konsistente kurzzeitige skalierte Blastwelle (siehe Abbildung 3C,D) zu erzeugen, um bei Mäusen leichte bis mittelschwere TBI zu induzieren. Zu diesem Zweck wurde ein konisch gestalteter (6° Taper) kurzer Treiberabschnitt gewählt. Die Länge und der Durchmesser der angetriebenen und Treiberabschnitte können modifiziert werden, um speziell die Strahlwelle 29,30,31,32, die Kompressionswelle18 oder die Stoßwellendynamik33 zu erforschen. Für Versuche mit Ratten müssen die Abmessungen des Stoßrohrs angepasst werden, um vergleichbare Kräfte entsprechend den relevanten Körperskalierungsparametern zu erhalten17 (siehe Materialtabelle). - Installieren Sie die einzelnen Arbeitsteile des Aufbaus auf Maschinenschiebetischen, die auf einer stabilen, leicht zu reinigenden Oberfläche (vorzugsweise Edelstahl für den Einsatz bei Nagetieren) im für Tierversuche zugelassenen Laborraum befestigt sind.
HINWEIS: Die Explosionswellenexperimente erzeugen einen beträchtlichen Geräuschpegel; Wählen Sie daher einen Ort innerhalb des schallabsorbierenden Laborraums, an dem Lärm andere Experimente / Laborgruppen nicht beeinträchtigt.- Befestigen Sie die PVC-Rohrabschirmung senkrecht zum Stoßrohr, so dass der Körper des Nagetiers vollständig bedeckt ist und nur der Kopf hervorsteht.
HINWEIS: Für das hier beschriebene Standardverfahren zur Induktion eines leichten bis mittelschweren SHT befindet sich die Mitte des Kopfes 5 cm vom Ende des getriebenen Abschnitts für Mäuse entfernt. - Wandmontage Gasflasche in unmittelbarer Nähe zum Aufbau in Übereinstimmung mit OSHA und allen anderen relevanten Sicherheitsvorschriften.
HINWEIS: Druckluft, Helium oder Stickstoffgas werden häufig verwendet, um die Explosionswellen in Nagetier-Stoßrohrmodellen zu erzeugen. Alle hier vorgestellten Daten wurden mit Helium erzeugt, da dieses Gas über eine kürzere Dauer einen höheren Überdruck erzeugt34, was eine angemessene Skalierung für murine Probanden ermöglicht.
- Befestigen Sie die PVC-Rohrabschirmung senkrecht zum Stoßrohr, so dass der Körper des Nagetiers vollständig bedeckt ist und nur der Kopf hervorsteht.
2. Bewertung des Aufbaus und der Strahlwelleneigenschaften mithilfe von Drucksensoraufzeichnungen.
- Bereiten Sie das Dämpferrohr vor.
- Schneiden Sie die Polyestermembran vorsichtig ab, ohne sich zu verbiegen und Risse zu erzeugen, um einen gleichmäßigen Bruch zu gewährleisten.
- Setzen Sie die Membran zwischen dem angetriebenen und dem Treiberabschnitt ein. Sichern Sie die Abschnitte, indem Sie die Verbindungsschrauben festziehen.
- Stellen Sie sicher, dass das System luftdicht ist und die Membran zwischen Treiber- und Antriebsabschnitten fest befestigt ist.
- Verbinden Sie den Gastank über einen 9,53 mm Hochdruck-Hydraulikschlauch und Schnellanbindungen an das Stoßdämpferrohr
HINWEIS: Treiber- und angetriebene Abschnitte werden mit präzisen Toleranzen bearbeitet, um eine vollständige Abdichtung der Membran zwischen den Abschnitten zu gewährleisten. Dies ermöglicht keine Gasleckage und schließt die Verwendung jeglicher Form von Dichtungs- / O-Ring-Material aus und ermöglicht eine größere Konsistenz in der erzeugten Wellenform.
- Installieren Sie die Drucksensoren zur Überwachung der Explosionswellen (siehe Abbildung 1C).
- Positionieren Sie einen Drucksensor im Bereich der Kopfplatzierung und drei Sensoren am Ausgang des Dämpferrohrs (siehe Abbildung 1C und 2).
- Starten Sie die Aufzeichnung von Drucksensoren, kurz bevor die Explosionswellenausführung ausgeführt wird. Zeichnen Sie die Druckwellendaten mit 500.000 Bildern pro Sekunde mit einem Sensorsignalkonditionierer und einer Datenerfassungsplatine auf (siehe Materialtabelle).
HINWEIS: Tragen Sie OHSA-zugelassene Ohrenschützer, um einen angemessenen Gehörschutz zu gewährleisten. - Öffnen Sie das Hauptventil des Druckgastanks vollständig, damit der Gasfluss eine plötzliche, schnelle Druckspitze erzeugen kann.
HINWEIS: Der Gasüberdruck reißt die Polyestermembran, um eine Stoßwelle freizusetzen, die innerhalb des angetriebenen Abschnitts in eine Kompressionswelle übergeht und das Rohr in Richtung des Kopfplatzierungsbereichs verlässt. - Schalten Sie den Gasfluss unmittelbar nach dem Eingriff aus.
HINWEIS: Das Setup kann mit einem Federrückschlagventil ausgestattet werden, um den Gasfluss automatisch und schnell zu stoppen. - Analysieren Sie die Druckwellenaufzeichnungen mit einem benutzerdefinierten Computerprogramm, um Spitzenüberdruck und Diagrammdaten zu bestimmen. Die Daten können mit jedem Sensor einzeln grafisch dargestellt oder übereinander gelegt werden, um die Planarität der erzeugten Welle zu demonstrieren (siehe Abbildung 3C,D).
HINWEIS: Die Analyse kann technisch mit leichter verfügbarer Software durchgeführt werden, aber aufgrund der großen Datensätze haben diese Programme lange Verzögerungen bei der Generierung von Diagrammen.
- Festlegung experimenteller Bedingungen, die für das Ziel der vorgesehenen TBI-Studie angemessen sind, und Bestätigung, dass das Modell eine konsistente Blastwelle mit einer Spitzenüberdruck-, Dauer- und Impulsmessung erzeugt, die mit einer Friedlander-Welle vergleichbar ist (siehe Abbildung 3). Überprüfen Sie diese Parameter mit der oben genannten Computersoftware.
- Kalibrieren Sie das Setup, indem Sie die Schritte 2.1.1 wiederholen. bis 2.2.5. und verwenden Sie die Druckwellenaufzeichnungen, um festzustellen, ob der Aufbau angepasst werden muss (repräsentative Daten siehe Abbildung 3).
- Ändern Sie das Setup (falls erforderlich).
HINWEIS: Die Blastwelleneigenschaften können durch geringfügige Änderungen des Setups angepasst werden. Zum Beispiel beeinflusst der Abstand des Kopfes zum Ende des angetriebenen Abschnitts die Strahlwellenkraft auf Höhe des Kopfes. Die Dicke der Polyestermembran bestimmt die Höhe des Spitzenüberdrucks, wobei dickere Membranen die Spitzenwerte erhöhen (siehe Abbildung 3A,B). Darüber hinaus ermöglicht der Aufbau die Auswahl der Richtung, in der die Explosionswelle den Kopf trifft / durchdringt (dh frontal, seitlich, oben oder unten), und daher können verschiedene Aspekte untersucht werden, wie z.B. Explosionswellenverletzung allein oder in Kombination mit Coup- und Contrecoup-Verletzungen aufgrund schneller Rotationskräfte. - Wiederholen Sie die Schritte 2.1.1 bis 2.2.4, um die gewünschten Strahlwelleneigenschaften (falls erforderlich) festzulegen und die Reproduzierbarkeit zu steuern.
- Wiederholen Sie die Schritte 2.1.1 bis 2.2.4 mit Polyestermembranen unterschiedlicher Dicke, um die Skalierbarkeit des Aufbaus zu bewerten (repräsentative Daten siehe Abbildung 3A,B).
3. Vorbereitung des Versuchsaufbaus und der Induktion von leichtem SHT bei Nagetieren
HINWEIS: Bringen Sie Nagetiere 30 Minuten bis 1 Stunde vor Beginn der TBI-Experimente in den Haltungsbereich, um sich zu akklimatisieren. Wählen Sie den Haltebereich aus, der durch das Rauschen des Verfahrens minimal beeinträchtigt wird.
- Bereiten Sie alle für das Experiment erforderlichen Materialien vor und überprüfen Sie den Aufbau auf ordnungsgemäße Installation (z. B. Anpassung der Parameter entsprechend dem Studienziel) (~ 5 – 10 Minuten).
HINWEIS: Die Schwere der Verletzung kann durch Auswahl der Dicke der Polyestermembran eingestellt werden. Basierend auf unseren Studien wird eine Membrandicke von 25,4 bis 102 μm für leichte bis mittelschwere TBI in Mäusen verwendet35. Wir haben zuvor Membranen mit einer Dicke von 76,2 bis 127 μm verwendet, um leichte bis mittelschwere TBI bei Ratten zu erzeugen19.- Schneiden Sie die Polyestermembran vorsichtig ab, setzen Sie sie zwischen den Antriebs- und Treiberabschnitten ein und sichern Sie sie durch Anziehen der Verbindungsschrauben.
- Verbinden Sie den Gastank mit dem Stoßdämpferrohr durch den Einsatz von Schnellverschlussarmaturen. Stellen Sie sicher, dass die Membran zwischen Treiber und angetriebenen Abschnitten fest fixiert ist.
- Platzieren Sie drei Drucksensoren am Ausgang des Stoßrohrs im Abstand von 120°, um die Explosionswelleneigenschaften während der TBI-Induktion zu überwachen, wie in Schritt 2.2.2 und 2.2.5 beschrieben.
- Stellen Sie sicher, dass der Abstand vom Ende der Stoßrohrvorrichtung für das jeweilige Motiv mit dem installierten Mikrometer korrekt ist. Halten Sie die Positionierung des Kopfes des Nagetiers (d. H. Position, Abstand) innerhalb der Studien konstant, um eine konsistente Bewertung der Verletzung zu ermöglichen.
HINWEIS: Wie in 1.2.1. angegeben, können verschiedene Arten von Verletzungen durch Auswahl der Richtung, in der die Explosionswelle auf den Kopf trifft, induziert werden. Für das hier beschriebene Verfahren zur Induktion eines leichten bis mittelschweren SHT wird der Körper senkrecht zum Stoßrohr platziert, in dem die Explosionswelle auf die Seite des Kopfes trifft. In dieser Umgebung ist der Kopf frei beweglich und daher der Explosionswelle und schnellen Rotationskräften ausgesetzt, die die Erzeugung von Coup- und Contrecoup-Effekten ermöglichen. - Starten Sie die Aufzeichnung von den Drucksensoren über die grafische Benutzeroberfläche (GUI) der Software.
- Anästhesie und Positionierung von Nagetieren im Setup
- Übertragen Sie Nagetiere aus dem Halteraum und induzieren Sie eine Anästhesie mit 4% Isofluran in Sauerstoff und halten Sie mit 2% Isofluran in Sauerstoff aufrecht, um Stress und Schmerzen zu reduzieren.
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Tier nicht auf Zehen- oder Schwanzkneifen reagiert, bevor Sie fortfahren. Stellen Sie sicher, dass die Induktion der Anästhesie für alle Versuchstiere, einschließlich Scheinkontrollen, konsistent ist. Dieses Verfahren erfordert eine geringe und kurze Anästhesiedauer. - Legen Sie das vollständig betäubte Nagetier in die PVC-Rohrabschirmung mit Dämpfung, um periphere Organe vor der Explosionswelle zu schützen.
HINWEIS: Kontrollpersonen werden betäubt und in der Nähe des Setups platziert, sind aber nicht direkt der Explosionswelle ausgesetzt. Stellen Sie sicher, dass die Bedienelemente dem Geräusch ausgesetzt sind, das vom Dämpferrohr erzeugt wird. - Legen Sie den Kopf des Nagetiers in den Kopfplatzierungsbereich und stützen Sie ihn von unten, entweder durch eine direkt in die Abschirmvorrichtung eingebaute Stütze oder ein Mullpad. Bestimmen Sie die Kopfausrichtung entsprechend der Anatomie jedes einzelnen Nagetiers, wobei der Hinterhauptskondylus mit dem Rand der Schutzabschirmung ausgerichtet ist.
HINWEIS: Vermeiden Sie es, die Druckwelle direkt auf den Hirnstamm zu richten, um die Mortalität zu verringern. Es ist bekannt, dass Verletzungen des Atemzentrums des Hirnstamms und des zervikalen Rückenmarks in Nagetiermodellen von TBI36,37,38 zu Atemanomalien und sogar zum Tod beitragen.
- Übertragen Sie Nagetiere aus dem Halteraum und induzieren Sie eine Anästhesie mit 4% Isofluran in Sauerstoff und halten Sie mit 2% Isofluran in Sauerstoff aufrecht, um Stress und Schmerzen zu reduzieren.
- Exposition von Nagetieren gegenüber Blasenwellen.
- Öffnen Sie schnell das Hauptventil des Druckgastanks, um eine Druckspitze zu erzeugen, die die Membran bricht und eine laute Explosion erzeugt, die die Erzeugung einer Druckwelle bestätigt. Die Membran wird visuell gerissen, wenn sie nach dem Experiment entfernt wird.
HINWEIS: Eine Hochgeschwindigkeitskamera kann verwendet werden, um die Coup- und Contrecoup-Effekte der Rotationsbeschleunigung des Nagetiers für weitere Analysen zu erfassen. - Schalten Sie den Gasstrom unmittelbar nach dem Hören der Explosion aus.
- Öffnen Sie schnell das Hauptventil des Druckgastanks, um eine Druckspitze zu erzeugen, die die Membran bricht und eine laute Explosion erzeugt, die die Erzeugung einer Druckwelle bestätigt. Die Membran wird visuell gerissen, wenn sie nach dem Experiment entfernt wird.
- Erholung von der Exposition gegenüber Explosionswellen
- Entfernen Sie das Nagetier nach der Explosionswellenexposition aus dem Gerät und legen Sie es auf eine ebene Oberfläche, die direkt neben dem Stoßrohr auf der Seite liegt.
- Überwachen Sie die Probanden, um die Zeit des Aufrichtenden Reflexes (RRT) zu bestimmen. Verwenden Sie eine Stoppuhr, um die Zeit von der Exposition gegenüber der Explosionswelle aufzuzeichnen, bis sie den inhärenten Aufrichtungsreflex wiedererlangen. (siehe Abbildung 4A).
- Sobald die Probanden ihren Aufrichtreflex wiedererlangt haben, legen Sie sie in ihren jeweiligen Hauskäfig, wo sie für die nächsten 24 Stunden auf Nebenwirkungen (z. B. Krampfanfälle, Atembeschwerden, Blutungen aus einer Körperöffnung) überwacht werden.
- Nach der anfänglichen Überwachungsphase können die Probanden mit verschiedenen biochemischen, neuropathologischen, neurophysiologischen und verhaltensbezogenen Assays nach Wahl des Forschers analysiert werden (siehe unten).
- Bereiten Sie Setup und Platz für das nächste Experiment vor.
- Reinigen Sie das Setup mit Reinigungsmittel, um Geruch zu entfernen.
4. Nachgelagerte Anwendungen für Nagetiere, die Strahlwellen-/Rotationskräften und -steuerungen ausgesetzt sind
HINWEIS: In früheren Studien wurden die Wirkungen eines leichten bis mittelschweren SHT zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Exposition gegenüber einer Explosionswelle und Rotationskräften bei Nagetieren unter Verwendung nachgeschalteter Anwendungen, einschließlich biochemischer, neuropathologischer, neurophysiologischer und Verhaltensanalysen19, untersucht.
- Biochemische Analytik
- Zu definierten experimentellen Zeitpunkten (Stunden bis Tage nach dem milden SHT) wird Gewebe (z. B. Gehirn, Blut) für die biochemische Analyse unter Verwendung von Standardprotokollen wie beschrieben geerntet19.
- Verwenden Sie Gewebe für die biochemische Analyse (z. B. Immunoblotting, ELISA usw.), um die Wirkung von leichtem SHT auf neurobiologische und pathophysiologische Prozesse zu beurteilen.
- Neuropathologische Analyse
- Zu definierten experimentellen Zeitpunkten (Stunden bis Tage nach dem milden SHT) durchbluten Sie Nagetiere transkardial mit Kochsalzlösung, gefolgt von einer 4%igen Paraformaldehydlösung, um das Gewebe wie beschrieben zu fixieren19.
HINWEIS: Einige Anwendungen sind nicht mit der Paraformaldehydfixierung kompatibel (z. B. Silberfärbung, einige Antikörper für die Immunhistochemie). - Verwenden Sie durchblutetes, fixiertes Gewebe für anatomische, histologische und molekulare Analysen, um neuropathologische Veränderungen im Zusammenhang mit leichtem SHT zu beurteilen, einschließlich Neuroinflammation, Neurodegeneration und neurochemischen Veränderungen wie beschrieben19.
- Zu definierten experimentellen Zeitpunkten (Stunden bis Tage nach dem milden SHT) durchbluten Sie Nagetiere transkardial mit Kochsalzlösung, gefolgt von einer 4%igen Paraformaldehydlösung, um das Gewebe wie beschrieben zu fixieren19.
- Neurophysiologische Analyse in Hirnschnitten
- Opfert man zu definierten experimentellen Zeitpunkten (Stunden bis Tage nach dem milden SHT) Nagetiere durch Enthauptung, entfernt das Gehirn und bereitet Gehirnscheiben wie beschrieben vor19.
- Durchführung elektrophysiologischer Aufzeichnungen wie beschrieben19, um die Wirkung von mildem SHT auf die basalen synaptischen Eigenschaften und die synaptische Plastizität zu beurteilen.
- Verhaltensanalyse
- Bewerten Sie zu definierten experimentellen Zeitpunkten (Stunden bis Tage nach dem milden SHT) die Verhaltensleistung, einschließlich der motorischen Funktion (z. B. Freifeld, Rotarod, lokomotorische Aktivität; siehe Abbildung 4D) und des Lernens und Gedächtnisses (z. B. Angstkonditionierung, Barnes-Labyrinth, Morris-Wasserlabyrinth).
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Representative Results
Die Skalierbarkeit des Blastwellenaufbaus wurde mit drei verschiedenen Membrandicken (25,4, 50,8 und 76,2 μm) getestet. Die Spitzendruckpegel wurden am Kopfplatzierungsbereich und am Ausgang des Stoßrohrapparates mit piezoelektrischen Drucksensoren bewertet (siehe Abbildung 1 & Abbildung 2). Spitzendrücke nehmen in Übereinstimmung mit der Membrandicke an beiden Sensorpositionen zu (Abbildung 3A,B), was zeigt, dass der Spitzendruck in der Natur skalierbar ist. Diese Eigenschaft des Setups kann ausgenutzt werden, um das System zu kalibrieren und seine Skalierbarkeit zu bewerten, wie in Schritt 2.3 beschrieben.
Um die Auswirkungen von blasteninduziertem TBI in vivo zu bewerten, wurden erwachsene, 3 Monate alte, männliche Wildtyp-C57Bl/6J-Mäuse unter Verwendung des hier beschriebenen Protokolls Blastwellen ausgesetzt, die von diesem Setup erzeugt wurden (Abbildung 1 & Abbildung 2). Zunächst wurden die Auswirkungen von Blastwellen, die mit zwei verschiedenen Membrandicken (50,8 und 76,2 μm) oder Scheinbehandlung erzeugt werden, auf die Aufrichtreflexzeit (RRT) untersucht (Abbildung 4A). Die Latenz der Mäuse, sich nach der Anästhesie vollständig aufzurichten (4 Pfoten auf dem Boden), wird hier als RRT bestimmt. Die Mäuse wurden mit Isofluran (konsistente, kurze und milde Anästhesie) betäubt und dann einer TBI-Induktion oder Scheinbehandlung unterzogen. Unmittelbar nach der Verletzung durften sich die Mäuse erholen und es wurde Zeit aufgezeichnet, um den Aufrichtenden Reflex wiederzuerlangen. Mäuse, die einer Blastwelle ausgesetzt waren, die mit der 76,2 μm-Membran erzeugt wurde, zeigten einen signifikanten Anstieg der RRT im Vergleich zu Scheinkontrollen, die dem gleichen Anästhesieverfahren unterzogen wurden (Abbildung 4A), was darauf hindeutet, dass diese Blastwelle Bewusstlosigkeit induziert. Im Gegensatz dazu zeigen Mäuse, die einer Explosionswelle von der 50,8-μm-Membran ausgesetzt waren, keinen signifikanten Anstieg der RRT (Abbildung 4A), was auf eine milde Form von TBI hinweist. Der Bruch einer Standard-Polyestermembran von 76,2 μm führt zur schnellen Erzeugung einer kurzzeitigen Explosionswelle von etwa 160 psi Überdruck (Abbildung 3C), der die linke Seite des Schädels des Probanden während des experimentellen Verfahrens ausgesetzt ist.
Die kurzfristigen physiologischen Effekte, die nach der Exposition gegenüber Explosionswellen und Rotationskräften bei Nagetieren auftreten, sind derzeit nicht gut charakterisiert. Um die akuten Auswirkungen der Explosionswellenexposition und der Rotationskräfte aus diesem Modell abzugrenzen, haben wir die Regulierung der Körperkerntemperatur und das Körpergewicht bewertet. Die Temperatur und das Körpergewicht von erwachsenen, 3 Monate alten, männlichen Wildtyp-C57Bl/6J-Mäusen wurden nach der TBI-Induktion aufgezeichnet. Die Ausgangskernkörpertemperatur und das Körpergewicht wurden bei den Mäusen vor dem TBI-Verfahren oder der Scheinbehandlung aufgezeichnet. Die Exposition gegenüber einer Blastwelle, die mit der 76,2-μm-Membran erzeugt wurde, senkte die Körpertemperatur während der ersten Stunde bei TBI-induzierten Mäusen im Vergleich zu ihren Scheinkontrollen signifikant (Abbildung 4B), was auf einen signifikanten physiologischen Effekt hinweist, der durch die TBI-Induktion hervorgerufen wird. Mäuse, die TBI unter Verwendung von 76,2 μm-Membranen ausgesetzt waren, zeigten eine akute, zeitabhängige, aber signifikante Verringerung des Gesamtkörpergewichts einen Tag nach TBI im Vergleich zu Scheinstoffen (Abbildung 4C).
Um den Einfluss von TBI auf Verhaltensergebnisse zu untersuchen, wurde die Wirkung von blasteninduzierten TBI auf die akute lokomotorische Aktivität analysiert (Abbildung 4D). Erwachsene, 3 Monate alte, männliche C57Bl/6J-Mäuse wurden einer TBI-Induktion mit einer 76,2-μm-Membran- oder Scheinbehandlung unterzogen, und die lokomotorische Aktivität wurde drei Stunden nach TBI 30 Minuten lang überwacht. Die Exposition gegenüber einer Blastwelle, die mit der 76,2-μm-Membran erzeugt wurde, führte zu einer akuten, signifikanten Abnahme der lokomotorischen Aktivität (Abbildung 4D).
Abbildung 1: Aufbau des murinen Blastwellenmodells. (A-C) Repräsentative Bilder des Aufbaus des Blastwellenmodells für Mäuse. Seitenansicht des Setups (A). Draufsicht auf das Setup (B). 1, Gasflasche mit einem Gasregler mit hohem Durchfluss; 2, 9,53 mm Hochdruck-Hydraulikleitung und Schnellverbinder männliche und weibliche Anbaugeräte; 3, Treiberteil des Dämpferrohrs; 4, angetriebener Teil des Dämpferrohrs; 5, PVC-Rohrabschirmung; 6, Kopfplatzierungsbereich; 7, Polyestermembran. Die einzelnen Teile des Setups sind auf Maschinenschiebetischen installiert, die eine präzise Positionierung des Fahrers (3) und der angetriebenen Abschnitte (4) in Bezug auf das Subjekt ermöglichen, das einer Verletzungseinleitung unterzogen wird. (C) Draufsicht des Aufbaus mit Drucksensorplatzierungen. Drei Sensoren befinden sich in einer Ebene am Ausgang des Stoßrohrs, 120 Grad voneinander entfernt (S1 - S3), um die Explosionswelleneigenschaften während der TBI-Induktion zu überwachen. Ein Sensor ist im Kopfplatzierungsbereich (S4) installiert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Schematische Darstellung des murinen Überdruckstoßrohrs. Das präzisionsgefertigte Stoßdämpferrohr besteht aus hochfestem Stahl. Der Innenraum des Treiberabschnitts ist um 6 Grad abgewinkelt. Der Innendurchmesser des Treibers und des angetriebenen Abschnitts beträgt 37 mm. Gegenflächen von fahrergetriebenen Profilen werden präzise bearbeitet, um eine vollständige Abdichtung zu gewährleisten. Das gesamte Stoßdämpferrohr wird industriell an einen Maschinenschiebetisch geklemmt, um eine solide Montage und Konsistenz der Strahlwellenerzeugung zu gewährleisten. Am Ausgang des angetriebenen Querschnitts werden Löcher (in einer Ebene, 120° voneinander entfernt) gebohrt, um die drei Drucksensoren (gekennzeichnet durch *) zu installieren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Druckaufzeichnungen vom Aufbau der murinen Blastwelle. (A,B) Der Spitzendruck ist skalierbar und abhängig von der Dicke der Polyestermembran. Drucksensoren wurden verwendet, um Spitzendrücke zu erfassen, die vom Schockrohr mit Heliumgas und Polyestermembranen mit einer Dicke von 25,4, 50,8 oder 76,2 μm erzeugt werden. (A) Im Bereich der Kopfplatzierung betrug der mittlere Spitzendruck, der mit 25,4 μm-Membranen erzeugt wurde, 428 ± 15,9 kPa, mit 50,8 μm-Membranen 637 ± 21,4 kPa und mit 76,2 μm-Membranen 1257 ± 40,7 kPa (SEM, n = 7-12, Einweg-ANOVA, gefolgt von Post-hoc-Dunnett-Vergleichstest, *** P ≤ 0,001). (B) Am Ausgang des Stoßrohrs betrug der mittlere Spitzendruck, der mit 25,4 μm-Membranen aufgezeichnet wurde, 164 ± 11,7 kPa, mit 50,8 μm-Membranen 232 ± 11,7 kPa und mit 76,2 μm-Membranen 412 ± 11,0 kPa (REM, n = 7-12, Einweg-ANOVA, gefolgt von Post-hoc-Dunnett-Vergleichstest, ** P ≤ 0,01, *** P ≤ 0,001). (C) Repräsentative Grafik der Druckaufzeichnung vom Sensor im Kopfplatzierungsbereich (Einfallssensor) unter Verwendung einer 76,2 μm-Membran. Die Wellenform ähnelt der einer Friedlander-Welle, skaliert in Zeit / Dauer für murine Probanden. (D) Repräsentative Grafik der Druckaufzeichnung von 3 verschiedenen Sensoren, die sich am Ende des angetriebenen Abschnitts befinden, um die Linearität/Phase der Wellenform innerhalb des angetriebenen Abschnitts zu bestimmen. Alle drei Sensoren (120 Grad voneinander entfernt) zeigen eine ähnliche Anstiegs- / Abfalldauer, was darauf hinweist, dass die Wellenform, die den angetriebenen Abschnitt verlässt, im Querschnitt innerhalb des angetriebenen Querschnitts ähnlich ist. Die Strahlwelle wurde mit einer 76,2 μm Membran erzeugt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Akute In-vivo-Effekte des blasteninduzierten SHT. (A) Mäßiges TBI, aber kein leichtes TBI erhöht die Aufrichtreflexzeit (RRT). Erwachsene, 3 Monate alte, männliche Wildtyp-C57Bl/6J-Mäuse wurden TBI-Verfahren mit dem Schockröhrchen mit Heliumgas und Polyestermembranen von 50,8 oder 76,2 μm Dicke oder Scheinbehandlung unterzogen. Unmittelbar nach einer Verletzung oder Scheinbehandlung durften sich die Mäuse erholen und RRT wurde aufgezeichnet. Die TBI-Induktion mit 50,8 μm Membran oder Scheinbehandlung zeigte vergleichbare RRT-Werte. Im Gegensatz dazu erhöht die TBI-Induktion unter Verwendung einer 76,2-μm-Membran die RRT, was auf einen durch die Blastwelle mit der 76,2-μm-Membran induzierten Bewusstseinsverlust hinweist (REM, n = 4-10, Sham RRT = 35,6 ± 2,0 s, 50,8 μm-Membran RRT = 43,0 ± 4,3 s und 76,2 μm-Membran RRT = 254,0 ± 40,2 s, Einweg-ANOVA gefolgt von Post-hoc-Dunnett-Vergleichstest, P ≤ 0,001). (B) Moderate TBI signifikant und vorübergehend senkt die Körperkerntemperatur. Erwachsene, 3 Monate alte, männliche Wildtyp-C57Bl/6J-Mäuse wurden einer TBI-Induktion mit 76,2 μm-Membranen oder einer Scheinbehandlung unterzogen. Ihre Körperkerntemperatur wurde zwei Stunden lang aufgezeichnet. Die Ausgangskernkörpertemperatur wurde vor der TBI-Induktion aufgezeichnet. Blast-induziertes TBI mit 76,2 μm Membranen ist mit einem signifikanten Abfall der Körperkerntemperatur innerhalb der ersten Stunde nach TBI verbunden. (REM, n = 10, Zwei-Wege-Wiederholungsmessungen ANOVA, gefolgt von Post-hoc-Bonferronis multiplen Vergleichstests, ** P ≤ 0,01, *** P ≤ 0,001). (C) Moderate TBI führt zu einer vorübergehenden Verringerung des Körpergewichts. Erwachsene, 3 Monate alte, männliche C57Bl/6J-Mäuse wurden TBI-Verfahren mit 76,2 μm-Membranen oder Scheinbehandlung unterzogen. Anschließend wurden für 5 Tage Körpergewichte erfasst. Das Gesamtkörpergewicht wurde an einem Tag nach TBI signifikant reduziert (REM, n = 7, Zwei-Wege-Wiederholungsmessungen ANOVA gefolgt von Post-hoc-Bonferronis multiplen Vergleichstests, * P ≤ 0,05). (D) Moderate TBI führt zu einer akuten Verringerung der lokomotorischen Aktivität. Erwachsene, 3 Monate alte, männliche C57Bl/6J-Mäuse wurden TBI-Verfahren mit 76,2 μm-Membranen oder Scheinbehandlung unterzogen. Drei Stunden nach TBI wurde die lokomotorische Aktivität 30 Minuten lang verfolgt und mit Video-Tracking-Software quantifiziert (SEM, n = 9-11, ungepaarter zweiseitiger t-Test, ** P = 0,01). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
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Discussion
Wir präsentieren hier ein präklinisches mildes TBI-Modell, das kostengünstig und einfach einzurichten und auszuführen ist und einen hohen Durchsatz, zuverlässige und reproduzierbare experimentelle Ergebnisse ermöglicht. Dieses Modell bietet eine Schutzabschirmung für periphere Organe, um eine gezielte Untersuchung leichter TBI-Mechanismen zu ermöglichen und gleichzeitig die Störvariablen der systemischen Verletzung zu begrenzen. Im Gegensatz dazu sind andere Blastenmodelle dafür bekannt, periphere Organe zu schädigen2,39,40. Ein weiterer Vorteil dieses Modells ist seine Fähigkeit, die Strahlwelle aus jedem gewünschten Winkel im Vergleich zur festen Position in anderen Strahlmodellen zu liefern40. Dies ermöglicht fokussierte anatomische Studien, um die Anfälligkeit des Gehirns besser zu verstehen.
Um das TBI im Zusammenhang mit der menschlichen Explosion zu untersuchen, sollte ein relevantes TBI-Modell biomechanische Kräfte erzeugen, die mit denen vergleichbar sind, die Probanden während der TBI-Induktion erfahren. Ein klinisch relevantes Modell sollte auch neurobiologische, pathophysiologische und verhaltensbedingte Ergebnisse induzieren, die bei Patienten mit leichtem SHT beobachtet werden. In früheren Studien wurde das hier vorgestellte Blastwellenmodell gründlich untersucht17,19,21, und zahlreiche biophysikalische und neurobiologische Aspekte, die an menschliches SHT erinnern, einschließlich Blastenwellendynamik und -kräfte, Neuroinflammation, axonale Verletzung und mikrovaskuläre Schäden, wurden bewertet. Diese Studien haben gezeigt, dass dieses präklinische Blastenwellenmodell für TBI zuverlässige und reproduzierbare neurobiologische und pathophysiologische Veränderungen im Zusammenhang mit klinischem TBI hervorruft.
Darüber hinaus bietet dieses vielseitige Nagetiermodell für leichte menschliche TBI angesichts der erhöhten Inzidenz von leichtem Blasten-TBI in der Militärbevölkerung7,8 den Forschern ein wertvolles Werkzeug, um Prozesse zu untersuchen, die dem blastenbedingten TBI zugrunde liegen, und neue therapeutische Strategien zu erforschen. Zum Beispiel zeigt unser Modell neurovaskuläre Komplikationen auf und unterstreicht die Bedeutung der vaskulären Intervention als vielversprechenden therapeutischen Ansatz22,23,35. Konsistenterweise haben andere präklinische Modelle von Blast-TBI auch neurovaskuläre Effekte im Zusammenhang mit Neurodegeneration und Verhaltensdefiziten hervorgebracht2,25,40,41,42,43.
Basierend auf früheren Forschungen19,21,22,23 haben wir festgestellt, dass das hier vorgestellte Blastwellenmodell für die Untersuchung der Pathophysiologie und Ätiologie der menschlichen Gehirnerschütterung gut geeignet sein könnte. Die meisten präklinischen TBI-Modelle erlauben keine Kopfbewegung44, obwohl die biomechanischen Eigenschaften, die mit einer schnellen Kopfbeschleunigung/-verzögerung verbunden sind, ein prädiktiver Faktor für die Entwicklung einer Gehirnerschütterung beim Menschen sind45,46. In Übereinstimmung mit dem hier beschriebenen Modell zeigten Goldstein und Kollegen14, dass schnelle Kopfbewegungen, die durch Strahlkräfte induziert werden, eine Voraussetzung für die Induktion von Verhaltensdefiziten sind, möglicherweise aufgrund von Rotationskräften und Scherung. Ein besseres Verständnis der pathophysiologischen Veränderungen, die bei leichten SHT und als Reaktion auf Gehirnerschütterungen auftreten, würde auch dazu beitragen, klinische Biomarker zu bestimmen und neue Ziele für die Entwicklung von Behandlungen für TBI zu identifizieren.
Über die pathophysiologischen Veränderungen und das Fortschreiten der Erkrankung nach wiederholten leichten SHT (z. B. wiederholte Gehirnerschütterung beim Sport) ist wenig bekannt. Dieses präklinische Modell ermöglicht die Untersuchung von sich wiederholenden leichten SHT mit geringer bis gar keiner Mortalität. Im Gegensatz dazu verursachen einige TBI-Modelle schwere Verletzungen, und daher ist es oft schwierig oder unmenschlich, weitere Verletzungen herbeizuführen. Darüber hinaus sind schwere Verletzungen oft irreparabel und die Erkennung subtiler physiologischer Veränderungen kann ausgeschlossen werden. Dieses Modell ermöglicht auch die skalierbare Untersuchung verschiedener Interverletzungsintervalle; ein kritischer Parameter für sich wiederholende leichte TBI, der einer weiteren Charakterisierung bedarf. Nach TBI wird eine ZNS-Verletzungsreaktion ausgelöst, die dazu beiträgt, die Integrität des Gehirns zu schützen und den weit verbreiteten neuronalen Zelltod zu verhindern. Die Reaktion auf die Verletzung kann in der Tat erheblich durch die Induktion einer weiteren Verletzung innerhalb eines kurzen Zeitpunkts nach der ursprünglichen Verletzung beeinflusst werden. Dieses Modell ermöglicht die Untersuchung des Inter-Verletzungsintervalls, das ein wichtiger Aspekt des klinischen Studiendesigns für sich wiederholende leichte TBI ist. Darüber hinaus ermöglicht dieses skalierbare Modell einen schnellen Hochdurchsatz-Workflow, der die gleichzeitige Untersuchung mehrerer Parameter sowie die Bewertung der therapeutischen Aktivität neuartiger Interventionen erleichtert.
Eine Einschränkung dieses Modells ist die Unfähigkeit, die Eigenschaften der Explosionswelle zwischen dem Rohrausgang und dem Kopf des Tieres zu kontrollieren. Obwohl die Explosionswelle beim Austritt aus dem Stoßrohr turbulent ist, sind die Ergebnismessungen immer noch zuverlässig und reproduzierbar mit einer konsistenten Positionierung des Nagetierkopfes18. Daher ist es wichtig, die experimentellen Einstellungen (d. H. Kopfposition und Abstand zum Stoßrohrausgang) zwischen allen Studien konstant zu halten. Um das Modelldesign und -protokoll zu optimieren, wurde die Wellenformdynamik zwischen dem Rohrausgang und dem Kopfplatzierungsbereich gemessen (Abbildung 3) und mit numerischen Simulationen modelliert18. Zukünftige Projekte werden die Finite-Elemente-Modellierung integrieren, um zu bestimmen, wie sich die Kraftdynamik vom Schädel auf die Hirnhäute, auf die Zerebrospinalflüssigkeit und schließlich auf das Hirngewebe überträgt. Das komplexe Zusammenspiel von Kraftdynamik und Biophysik und daraus resultierende physiologische Reaktionen sind wichtige Bereiche in der TBI-Forschung, die bisher wenig erforscht wurden.
Zusammenfassend stellen wir hier ein protokollarisches und visualisiertes Experiment eines Explosionswellenverletzungsmodells vor, das entwickelt wurde, um die Auswirkungen von leichtem SHT zu untersuchen. Die kollektive Erfahrung von Ingenieuren, Ärzten und biomedizinischen Wissenschaftlern trug zur Optimierung ihrer biophysikalischen/physiologischen Validität und neurobiologischen Relevanz bei. Dieses Modell wurde gründlich validiert und hat bereits aussagekräftige Ergebnisse geliefert, insbesondere beim Verständnis der frühen Dynamik von mildem TBI17,19,20,21,22,23. Die Nutzung dieses präklinischen Modells zur weiteren Untersuchung des milden SHT wird unser Verständnis der Pathophysiologie und Ätiologie von TBI erheblich verbessern und zur Entwicklung neuartiger Interventionen zum Nutzen von Patienten mit SHT beitragen.
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Disclosures
Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden Interessen haben.
Acknowledgments
Wir danken R. Gettens, N. St. Johns, P. Bennet und J. Robson für ihre Beiträge zur Entwicklung des TBI-Modells. NARSAD Young Investigator Grants der Brain & Behavior Research Foundation (F.P. und M.J.R.), ein Forschungsstipendium des Darrell K. Royal Research Fund for Alzheimer's Disease (F.P.) und ein PhRMA Foundation Award (M.J.R.) unterstützten diese Forschung. Diese Arbeit wurde durch Pre-Doctoral Fellowships der American Foundation for Pharmaceutical Education (A.F.L und B.P.L.) unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3/8 SAE High Pressure Hydraulic Hose | Eaton Aeroquip | R2-6-6-36M | Available from Grainger |
| 3/8'' Quick Connect Female Plugs | Karcher | KAR 86410440 | |
| 3/8'' Quick Connect Male Plugs | Karcher | KAR 86410440 | |
| ANY-maze video tracking software | Stoelting Co. | ANY-maze software | |
| Clear Mylar membrane | ePlastics.com | POLYCLR0.003 | http://www.eplastics.com/Plastic/Clear_Polyester_Film/POLYCLR0-003; Clear Mylar membrane is sold in various thicknesses. All are sold by vendor listed above. |
| Compound Slide Table (X2) | Grizzly Industrial | G5757 | |
| Deadman Gas Control Ball Valve | Coneraco Inc. | 71-502-01 | "Apollo", Available from Grainger |
| Driver and driven section (murine) | own design/production | n/a | For further information please contact the authors |
| Driver and driven section (rat) | own design/production | n/a | For further information please contact the authors |
| Ear Muffs | 3M | 37274 | Available from Grainger |
| Gas Regulator - Hi Flow 3500-600-580 | Harris | 3003539 | |
| Helium Gas | AirGas | HE 300 | Tanks are available in various sizes |
| Inhalation Anesthesia System | VetEquip | 901806 | |
| Input Module | National Instruments | NI 9223 | |
| Isoflurane | Baxter | NDC 10019-360-40 | Ordered by veterinarian |
| Laboratory Timer/Stopwatch | Fisher Scientific | 50-550-352 | |
| Labview version 12.0 | National Instruments | Data Acquistion Software | |
| Magnetic Dial Indicator/Micrometer | Grizzly Industrial | G9849 | |
| MATLAB | MathWorks | Software for pressure recording analysis | |
| Oxygen Regulator | Medline | HCS8725M | |
| PC for Data Processing | Dell | ||
| Polyvinylchloride Tubing - 25.4 mm | FORMUFIT | P001FGP-WH-40x3 | |
| Pressure sensors | PCB Piezotronics | 102A05 | |
| Receiver USB Chassis | National Instruments | DAQ-9171 | |
| Sensor Signal Conditioner | PCB Piezotronics | 482C series | |
| Stainless NSF-Rated Mounting Table | Gridmann | GR06-WT2448 | |
| T Handle Allen Wrench - 3/16'' | S&K | 73310 |
References
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