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Bioengineering

생체 내 심근 수리를 위한 인간 iPS 세포에서 파생된 메쉬 모양의 조작된 심장 조직의 준비

doi: 10.3791/61246 Published: June 9, 2020

Summary

본 프로토콜은 인간 유도만능 줄기 세포에서 유래한 심혈관 세포를 포함하는 메쉬 모양의 엔지니어링 된 심장 조직을 생성하여 심장 질환에 대한 세포 이식 요법의 조사를 허용합니다.

Abstract

현재 프로토콜은 임상 사용의 목표를 향해 개발되는 인간 유도 만능 줄기 세포 (hiPSCs)에서 파생 된 심혈관 세포로 구성된 확장 가능한 메쉬 모양의 엔지니어링 심장 조직 (ECT)을 생성하는 방법을 설명합니다. HiPSC 유래 심근세포, 내피 세포 및 혈관 벽화 세포는 젤 매트릭스와 혼합한 다음 직사각형 내부 비틀거림 기둥을 가진 폴리디메틸실록산(PDMS) 조직 금형에 부어 넣습니다. 문화의 날14 ECT는 직경 0.5mm의 myofiber 번들로 1.5cm x 1.5cm 메쉬 구조로 성숙합니다. 심근세포는 각 번들의 긴 축에 정렬되어 동기적으로 자발적으로 이길 수 있습니다. 이 방법은 구조 성숙과 기능을 유지하면서 더 큰 (3.0cm x 3.0cm) 메쉬 ECT까지 확장 할 수 있습니다. 따라서, hiPSC 유래 심장 세포로부터 생성된 메쉬 형 ECT는 심장 재생 패러다임에 대해 가능할 수 있다.

Introduction

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수많은 전임상 연구및 임상시험은심장1, 2,23에실패한 세포 기반 심장 재생 요법의효율을 확인했습니다. 다양한 세포 유형 중, 인간 유도 만능 줄기 세포 (hiPSCs)는 그들의 증식 능력, 다양한 심장 혈관계보4,5및 동종성을 생성 할 수있는 잠재력에 의해 유망한 세포 소스입니다. 또한, 조직 공학 기술은 손상된 심장,,5,6,7,8에수백만 개의 세포를 옮길 수 있게 하였다.7

이전에는 3D 생체 인공 조직에 대한 시판 가능한 배양 시스템을 사용하여 hiPSC 유래 심장 혈관 혈통으로부터 3차원(3D) 선형 엔지니어링 심장 조직(ECT)의생성을보고하였다5,7. 우리는 ECT 내심근세포와 벽화 세포의 공존이 구조적 및 전기생리조직 성숙을 촉진한다는 것을 발견했습니다. 더욱이, 우리는 심장 기능을 향상시키고, 심근을 재생하며, 혈관신생을 향상시키기 위하여 면역내성 쥐 심근 경색 모형에 이식된 hiPSC-ECTs의 치료 잠재력을 검증했습니다5. 그러나, 이 방법에 의해 생성된 선형 ECT는 1mm by 10mm 실린더였고, 따라서 더 큰 동물 또는 임상적 사용을 가진 전임상 연구에서 이식에 적합하지 않았다.

쥐 골격 근막세포와 심근세포9,인간 ESC 유래 심근세포10 및 마우스 iPSCs11을사용하여 다공성 엔지니어링 조직 형성을 생성하는 조직 금형의 성공적인 사용에 기초하여, 폴리디메틸실록산(PDMS)을 사용하여 확장 가능한 hiPSC 유래 더 큰 이식형 조직을 생성하는 프로토콜을 개발했습니다. 우리는 가장 효과적인 금형 특성을 결정하기 위해 금형 형상의 범위를 평가했다. 여러 번들 및 접합을 갖춘 메쉬 모양의 ECT는 모공이나 접합이 부족한 일반 시트 또는 선형 형식에 비해 세포 생존가능성, 조직 기능 및 확장성면에서 뛰어난 특성을 보였습니다. 우리는 쥐 심근 경색 모델에 메쉬 모양의 ECT를 이식하고 이식 된 원통형 ETs12와유사한 치료 효과를 확인하였다. 여기서는 hiPSC 유래 메시 모양ECT를 생성하는 프로토콜을 설명합니다.

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Protocol

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1. hiPSC 및 심혈관 차별화의 유지 보수

  1. 인간 기본 섬유아세포 성장인자(hbFGF)를 가진 마우스 배아 섬유아세포(MEF-CM)로부터 추출한 조건부 배지에서 얇은 코트 지하 막 매트릭스(성장인자 감소, 1:60희석)에대한 hiPSCs를 확장 및 유지한다.
    참고: hiPSC(4-계수(10월 4일, 삭스2, Klf4 및 c-Myc) 라인: 201B6)를 사용했습니다. 각 세포주에 대한 적절한 농도에서 hbFGF를 추가합니다. 라미닌-511 단편은 지하 막 매트릭스 대신 배양 접시의 코팅에도 사용될 수 있다. hiPSC의 피더 프리 문화를 위해 설계된 상용 배지는 MEF-CM의 대체품으로 사용할 수 있습니다.
  2. 세포 결합이 90\u2012100%에 도달하면 Versene(0.48 mM 에틸렌디아민트라아세트산(EDTA) 용액을 사용하여 세포를 분리하고 분리한다.
    참고: 세포 해리를 위해 시판되는 다른 제품도 사용할 수 있습니다.
  3. 2~3일 동안 HBFGF를 가진 MEF-CM에서 매트릭스 코팅 세포 배양 판에 10,000세포/mm2의 밀도로 플레이트 세포.
  4. 배양이 완전히 수렴되면 하루 동안 매트릭스 (MEF-CM로 1:60 희석)로 세포를 덮습니다.
  5. MEF-CM을 RPMI 1640 + B27 배지로 교체합니다. 액티빈 A의 100 ng/mL과 Wnt3A의 100 ng/mL을 하루 동안 매체에 추가합니다.
    참고: 이 날은 차별화의 0일입니다. 표준 Wnt 시그널링을 업규제하기 위해 GSK3β 억제제는 Wnt3A 대신에도 사용할 수 있습니다.
  6. 차별화 의 첫날에, 새로운 RPMI 1640 + B27에 매체를 변경 10 BMP4의 10 ng / mL 및 hbFGF의 10 ng / mL. 배지 변화 없이 2일(MC 프로토콜) 또는 4일(CM+EC 프로토콜) 일 동안 배양 셀5.
    참고: CM+EC 프로토콜은 심근세포(CM) 및 혈관 내피 세포(EC)를 동시에 유도하도록 최적화되어 있습니다. MC 프로토콜은 혈관 벽화 세포(MC)를 우선 유도하도록 최적화되어 있습니다.
  7. CM+EC 프로토콜은 CM 및 EC(도1A)의유도를 위한 것입니다.
    1. 5일째에 비화를 RPMI 1640 + B27로 교체하여 VEGF165의50 ng/mL로 보충한다.
    2. 분화의 13\u201215일까지 48시간마다 배양 배지를 변경합니다.
  8. 혈관 벽화 세포의 유도를 위한 MC 프로토콜(도 1B)
    1. 발화3일째에 RPMI1640 + 10% 태아소 혈청(FBS)으로 배지를 교체하십시오.
    2. 분화의 13\u201215일까지 48시간마다 배양 배지를 변경합니다.

2. 분화일에 대한 세포 수확 및 계보 분석 13\u201215

  1. Ca2+ 및 Mg2+ 무료 인산염 완충식식염(PBS)으로 셀을 세척합니다.
  2. 세포 배양 접시에 세포 해리 용액(프로테아제, 콜라게나아제 및 DNAses 포함)을 첨가하여 플레이트를 덮습니다. 플레이트를 37°C에서 5분 동안 배양합니다.
  3. 배양 후 파이펫을 사용하여 배양 배지로 세포를 수집하고 분리합니다.
  4. 유동 세포측정을 사용하여 계보 분석을 위해 1 x 106 셀을 할당합니다. 죽은 세포를 제거하기 위해, 고칠 수있는 생존 성 염료로 세포를 얼룩.
  5. 5% FBS를 가진 PBS에 있는 막 표면 마커를 가진 세포를 얼룩. 형광 활성 세포 선별 (FACS) 염색 완충제에서 항체의 다음 희석을 사용하십시오: 안티 PDGFRβ (1:100), 안티-VE 카데린 (1:100), 항 TRA-1-60 (1:20).
  6. 세포 내 단백질의 경우 PBS에서 4 % 파라 포름 알데히드 (PFA)로 세포를 다시 중단하고 수정하십시오.
  7. PBS에서 트로포닌 T(cTnT)의 항심장 이소형을 가진 세포를 5% FBS와 0.75% 사포닌으로 염색한 다음 cTnT 항체에 488마우스 IgG1(희석 1:50)으로 라벨을 붙입니다.
  8. 5% FBS로 PBS에 있는 스테인드 세포를 다시 중단하고 세포 여과기를 가진 FACS 관에 두십시오.
  9. 유동 세포측정을 사용하여 각 분화 프로토콜에서 스테인드 셀의 세포 조성을 분석하여 정의된 계보 분포를 사용하여 세포 현탁액의 생성을 용이하게 한다.
    참고: 이 절차를 수행하는 동안 ECT의 나머지 셀 서스펜션은 4°C 냉장고에 보존됩니다.

3. PDMS 조직 금형의 제조

  1. 0.5mm 두께와 30mm 이상의 폴리디메틸실록산(PDMS) 층을 10:1의 비율로 혼합한 다음 80°C에서 3시간 동안 치료한다.
  2. PDMS 시트를 자르고 실리콘 접착제로 결합하여 길이 7mm, 너비 0.5mm, 2.5mm 높이의 직사각형 기둥을 비틀거리는 자세로 21mm x 20.5mm 직사각형 트레이를 제작합니다. 두 줄 사이의 수평 포스트 간격은 2.5mm(그림 2B)입니다.
  3. 트레이를 120°C에서 20분 동안 자동 클로 브려냅니다.
  4. 1% 폴로사머 407로 트레이를 PBS에 1시간 동안 코팅합니다. 폴로사머(407)를 헹구고 사용하기 전에 PBS로 금형을 헹구십시오.

4. ECT 건설

  1. 세포 계보 분석 후, CM+EC 및 MC 프로토콜으로부터 세포를 결합하여 MC의 최종 농도가 구성당 600만 개의 세포 수에서 10~20%가 되도록5.
  2. ECT 배양 배지에 혼합 된 6 백만 개의 세포 (10 % FBS, 50 μM 2-mercaptoethanol 및 100 U / mL 페니실린 - 스트렙토 마이신으로 보충 알파 최소 필수 매체)에 혼합 6 백만 세포를 중단합니다.
  3. 매트릭스 솔루션 의 준비
    1. 133 μL의 산 수용성 쥐 꼬리 콜라겐 타입 I 용액(2 mg/mL, pH 3)을 10배 최소 필수 배지(MEM)의 17μL과 혼합한다. 그런 다음 용액을 알칼리 버퍼17 μL(0.2M NaHCO3,0.2M HEPES 및 0.1 M NaOH)과 혼합합니다.
      참고: 콜라겐은 얼음(4°C)에 보관해야 합니다. 버퍼 색상을 확인하고 모든 솔루션이 혼합될 때 매체가 분홍빛이 도하지 않는 경우 매체에 알칼리 버퍼를 추가합니다. 혼합 단계는 콜라겐 I + 10x MEM을 혼합한 다음 알칼리 버퍼를 추가해야 합니다. 이 순서를 변경하지 마십시오. 혼합에 거품을 생성하지 마십시오.
    2. 중화 콜라겐 용액에 지하 멤브레인 매트릭스 67 μL을 추가합니다.
      참고: 혼합 용액은 얼음(4°C)에 보관해야 합니다.
  4. 원심분리기는 1,100rpm(240 x g)에서600만 개의 세포를 함유한 준비된 세포 현탁액을 5분 동안 및 고혈당 DMEM + 20% FBS + 1% 페니실린-스트렙토마이신(100x)의 167μL로 세포를 재연한다.
  5. 셀 서스펜션과 매트릭스 용액을 혼합합니다. 하나의 구조에 대한 셀/매트릭스 혼합물의 총 부피는 400 μL입니다.
    참고: 셀/매트릭스 혼합물은 점성이 없으며 이 단계에서 분홍빛이 도는 색상이어야 합니다. 젤이 실온에서 고화되기 때문에 얼음 위에 보관하십시오. 콜라겐 타입I의 최종 농도는 0.67 mg/mL입니다.
  6. 6웰배양판(12)에배치되는 폴로사머 407 코팅 PDMS 조직 몰드 위에 셀/매트릭스 혼합물을 고르게 붓는다.
    참고: 부어진 젤의 충진 결함을 방지하기 위해 거품이 발생하지 않도록 혼합물을 조심스럽게 붓습니다.
  7. 표준 CO2 인큐베이터(37C, 5%CO2)에서세포/매트릭스 혼합물을 60분 동안 배양한다.
  8. 조직이 형성된 후, ECT 배양 배지의 4mL로 조직 몰드를 담급니다.
    참고: 셀/매트릭스가 60분 만에 교차 연결되지만 구조는 여전히 매우 취약합니다. 중간을 부드럽게 추가하여 손상되지 않도록 합니다.
  9. 매일 중간 변화와 14 일 동안 조직을 배양.
  10. ECT 이식 전에 살균된 미세 포셉을 사용하여 로딩 포스트에서 ECT를 부드럽게 제거합니다.
    참고: 금형에서 제거한 후 최종 ECT 치수는 원래 금형보다 작습니다. 2.1cm x 2.05 cm 금형은 약 1.5cm x 1.5cm의 방출된 ECT를 생성합니다. 3.9cm x 4.05cm 의 더 큰 금형은 약 3cm x 3cm의 ECT를 생성합니다. 언로드 된 ECT는 따뜻한 문화 매체에서 본질적인 자발적인 구타를 보여줍니다. 처음에는 메시 구조를 유지하지만 로드되지 않은 ECT는 시간이 지남에 따라 수축되고 응축됩니다. 미세한 집게로 조직을 부드럽게 고정한 다음 7-0 실크 봉합사를 사용하여 ECT를 에피카르듐에 부착할 수 있습니다.

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Representative Results

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그림 1A, B는 CM+EC 및 MC 프로토콜의 회로도를 나타낸다. MC 프로토콜에서 CM+EC 프로토콜 및 MC로부터 C와 IC를 유도한 후, 세포는 최종 MC 농도를 혼합하여 전체 셀의 10~20%를 나타냅니다. 2cm 폭의 티슈 몰드는 0.5mm 두께의 PDMS시트(도 2A,B)에서도면을 그리는 설계에 따라 제작된다. 600만 개의 CM+EC+MC 세포가 콜라겐 I와 결합되고, 매트릭스는 폴로사머(407)로 미리 코팅된 조직 몰드에 부어줍니다(그림2C). 예비 실험 동안, 우리는 다양한 포스트 길이와 간격을 특징으로 다양한 패턴으로 조직 금형을 조작하고 ECT의 최종 기하학을 확인(그림 3). 우리는이 연구를위해 2.5mm 너비의 간격으로 7mm 길이의 기둥으로 금형을 선택했습니다.

폴렉사머(407)는 금형에 세포 접착력을 방지하고 14일(도4)에서급속겔 다짐에 이어 특유의 메쉬 구조의 형성을 가능하게 하였다. 이 구조는 ECT가 금형에서 방출된 후에도 유지됩니다. 전체 조직은 폭이 약 1.5cm, 두께는 0.5mm이며, 메쉬내의 각 번들의 폭은 평균 약 0.5mm이다.

동일한 비틀거림 포스트설계(그림 5A, B)를가진 4배 더 큰 금형으로부터 2천4백만 개의 세포를 함유한 3cm 최종 폭 메쉬 ECT를 생성할 수 있다. 이 더 큰 메쉬 ECT는 금형에서 쉽게 제거할 수 있으며 더 작은 메쉬 ECT(도5C)에상응하는 로컬 활성 력을 생성합니다.

Figure 1
그림 1: 인간 유도만능 줄기 세포로부터 심혈관 세포를 분화하는 프로토콜. 심근세포 및 혈관 내피 세포(A, CM+EC 프로토콜)를 유도하고 혈관 벽화 세포(B, MC 프로토콜)를 유도하는 데 사용되는 프로토콜의 회로도 다이어그램. CM = 심근세포; EC = 내피 세포; MC = 혈관 벽화 세포; iPSC = 유도 다능성 줄기 세포; MG = 지하 막 매트릭스; ActA = 액티빈 A; Wnt3a, BMP4, 뼈 형태 유전학 단백질 4; bFGF = 기본 섬유아세포 성장 인자; VEGF = 혈관 내피 세포 성장 인자; FBS = 태아 소 혈청. 이 그림은 참조 마스모토 등에서적응된다. 5. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 2
그림 2: PDMS 조직 금형 및 ECT 구조의 제조. (A)0.5mm 두께의 PDMS 시트에서 제작된 ECT 금형의 대표적인 이미지. (B)7mm 길이의 내부 기둥을 가진 PDMS 조직 몰드의 설계가 엇갈린 자세로 배열; 전면 뷰(상단 패널) 및 측면 보기(아래쪽 패널). (C)hiPSC 유래 심혈관 세포 및 매트릭스 젤로부터 ECT 생성의 회로도 프로토콜. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 3
그림 3: 최종 ECT 형상에 대한 조직 금형 설계의 영향. (A)포스트 길이(PL) 및 수평 포스트 간격(HPS)의 정의. (B)직사각형 기둥(PL0)이 없는 조직 금형을 형성하고 시트 ECT를 형성하였다. (C\u2012E) 다른 PL / HPS 및 메쉬 ECTs조직 금형. (F)긴 병렬 기둥을 가진 조직 금형및 다중 선형 ECT를 형성하였다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 4
그림 4: 젤 다짐 다음 메쉬 ECT의 형성. 0일부터 14일까지 메쉬 ECT 성숙의 대표적인 이미지가 표시됩니다. 세포/매트릭스는 PDMS 조직 금형(Day 0_0h)에 부어진 다음 배양 배지가 1시간 후에 추가됩니다(일 0_1h). 첫날은, 타원형 기공이 기둥을 적재하는 주위에 관찰됩니다. 이 구조는 빠른 겔 다짐을 보여주었고 그 후 메쉬 조직으로 성숙했다. 14일째에, 조직은 곰팡이에서 풀어 놓입니다. 언로드된 ECT는 메시 형상을 유지합니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 5
그림 5: 대규모 동물 전임상 시험 및 임상 시험을 위한 더 큰 메쉬 ECT의 대표적인 이미지. (A)7mm 길이의 기둥과(B)금형의 이미지로 4cm x 4cm PDMS 티슈 몰드의 설계. (C)3cm x 3cm 큰 메쉬 ECT의 대표 이미지. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

보충 도 1: 메쉬 ECTs의 병리학 및 전기 생리학적 평가. (A)죽은 세포를 위한 살아있는 세포 및 에티듐 호모디머 III(빨간색)를 위해 Hoechst 33342(blue)로 염색된 메쉬 ECT에 번들에 대한 대표적인 이미지. 스케일 바: 250 μm. (B)심장 트로포닌 T(녹색)로 염색된 메쉬 ECT에서 번들의 3차원 공초점 이미지의 대표적인 이미지. 번들 내의 로컬 심근세포 방향은 작은 선으로 시각화되며, 선 색상은 둘레(녹색), 방사형(빨간색) 및 축(파란색) 방향의 크기를 나타냅니다. (C)구형 히스토그램은 국소 심근세포 방향을 표시한다. 각 광선의 부피는 각 방향에 대한 상대 수를 나타내고 두꺼운 빨간색 선은 평균 CM 방향을 나타냅니다. (B) 및 (C)는 개정과 함께 참조13에서 조정됩니다. (D)수축력 측정의 대표적인 이미지. 세그먼트는 1.5cm x 1.5cm 메쉬 ECT의 빨간색 점선에서 절단되고 10-0 나일론 봉합사를 사용하여 근육 테스트 시스템에 부착되었습니다. 흰색 화살표헤드는 힘 변환기를 나타내고 노란색 화살표헤드는 고속 길이 컨트롤러를 나타냅니다. (E)1.5Hz에서 4Hz까지 다양한 속도 주파수에서 활성 응력의 대표적인 파형.

보충 비디오 1: 14일째에 메쉬 ECT에서 접합을 본질적인 구타. 이 비디오를 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

보충 비디오 2: 14일째에 메쉬 ECT에서 번들을 본질적인 구타. 이 비디오를 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

보충 비디오 3: 조직 금형에서 출시 된 후 14 일째에 메쉬 ECT의 본질적인 구타. 이 비디오를 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

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Discussion

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선형 형식의 조사를 마친 후 hiPSC 파생 ECT5는ET 내 혈관 세포의 체외 확장을 용이하게 하고 ECT와 수령인 심근 사이 생체 혈관 커플링을 용이하게 하기 위해 hiPSC 유래 C, EC 및 MC를 혼합하는 프로토콜을 조정했습니다.

더 크고 이식형 메쉬 ECT 형상의 생성을 용이하게 하기 위해 얇은 PDMS 시트를 사용하여 엇갈린 위치에 배치된 로딩 포스트로 3D 금형을 설계했습니다. 예비 실험 중, 우리는 ECT가 젤 다짐 동안 PDMS 기둥에 부착되어 있으므로 현재 프로토콜9의중요한 단계인 세포 접착을 방지하기 위해 계면 활성폴렉사머로 각 금형을 코팅하는 방법을 수정했습니다. ECT는 체외 성숙 시 내부 로딩 포스트와 금형 바닥에서 분리되어 있어 겔 다짐과 금형에서 ECT 제거가 용이합니다. 프로토콜의 또 다른 중요한 단계는 매트릭스가 고화되기 전에 PDMS 금형에 셀 젤 매트릭스 혼합물을 고르게 붓는 것입니다. 짧은 시간 내에 절차를 수행하는 것이 중요합니다. 세포 겔 매트릭스 혼합물의 기포는 또한 ECTs의 구조적 진공 및 기능적 중단을 일으킬 수 있기 때문에 피해야 한다.

생존 능력 성 소사에 따르면, 세포의 약 97%는 하루 내에 살아 있었다 14 구조(보충 도 1A). 보조도 도 1B는 cTnT로 염색된 전체 마운트 공초점 이미지를 로컬 번들롱축(보충도 도 1C)13에평행하게 나타낸다. 모든 구조는 72 시간 이내에 체외에서 본질적인 자발적 인 구타를 시작하고 문화의 기간 동안 계속 구타(보충 동영상 1\u20123). 맞춤형 절연 근육 테스트 시스템(보충 도 1D)을 사용하여 1.5cm x 1.5cm ECT의 전기 기계적 특성을분석했습니다. ECT는 4Hz의 최대 속도 캡처 속도를 표시하고 2Hz에서 0.55 mN/mm2의 평균 활성 응력을 생성했으며, 5V 페이징 프로토콜(n = 11, 표준 오차 = 0.063; 보충 도 1E).

5mm 간격으로 7mm 길이의 내부 로딩 포스트를 선택했지만, 로딩 포스트의 길이와 인접 한 게시물 사이의 간격을 배열하여 최종 ECT 지오메트리를 변경할 수 있습니다(그림 3). 또한, 1.5cm x 1.5cm ECT의 스케일을 3cm x 3cm 대형 메쉬 ECT와 같은 더 큰 형식으로 확장할 수 있다. 힘 측정에 따르면, 3cm x 3cm ECTs는 1.5cm x 1.5cm ECTs12와유사한 전기 기계적 특성을 보였다. 조직 형상의 유연성과 보존된 조직 기능을 갖는 확장성은 기존 방법에 대하여 현재 프로토콜의 중요성이다.

현재 프로토콜의 한 가지 제한사항은 PDMS 금형이 PDMS 시트에서 손으로 조립된다는 것입니다. 밀리미터 단위 금형의 시공은 손 조립에 의해 가능하지만, 광석 촬영 또는 마스터 금형에서 주조의 금형은 확장되고 안정적인 ECT 생성에 더 적합할 것입니다.

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Disclosures

저자는 공개 할 재정적 또는 과학적 충돌이 없습니다.

Acknowledgments

이 작품은 루이스빌 대학의 코세어 자선 소아 심장 연구 프로그램과 RIKEN 생물 시스템 역학 연구 센터의 오르가노이드 프로젝트에 의해 재정적으로 지원되었습니다. 당사의 출판된 프로토콜에 사용된 HiPSCs는 일본 교토교대학교 iPS 세포 연구 및 응용 센터에서 제공되었습니다.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Materials
Cell Culture Dishes 100x20 mm style Falcon/ Thomas scientific 9380C51
Multiwell Plates For Cell Culture 6well 50/CS Falcon / Thomas scientific 6902A01
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Dow Corning 761036
Reagents
Accumax Innovative Cell Technologies AM-105
BMP4, recombinant (10µg) R&D RSD-314-BP-010
Collagen, Type I solution from rat tail Sigma C3867
Growth factor-reduced Matrigel Corning 356231
Human VEGF (165) IS, premium grade Miltenyi 130-109-385
Pluronic F-127, 0.2 µm filtered (10% Solution in Water) Molecular Probes P-6866
Recombinant human bFGF WAKO 060-04543
Recombinant Human/Mouse/Rat ActivinA (50µg) R&D 338-AC-050
rh Wnt-3a (10µg) R&D 5036-WN
Versene solution Gibco 15040066
Culture medium and supplements
10x MEM Invitrogen 11430
2 Mercaptro Ethanol SIGMA M6250
B27 supplement minus insulin Gibco A1895601
DMEM, high glucose Gibco 11965084
Fetal Bovine Serum (500ml) Any
Fetal Bovine Serum (500ml) Any
L-Glutamine Gibco 25030081
NaHCO3 Any
PBS 1x Gibco 10010-031
Penicillin-Streptomycin (5000 U/mL) Gibco 15070-063
RPMI1640 medium Gibco 21870092
αMEM Invitrogen 11900024
Flowcytometry
anti-TRA-1-60, FITC, Clone: TRA-1-60, BD Biosciences BD / Fisher 560380
anti-Troponin T, Cardiac Isoform Ab-1, Clone: 13-11, Thermo Scientific Lab Vision Fisher MS-295-P0
BD FACS Clean Solution BD 340345
BD FACSFlow Sheath Fluid BD 342003
BD FACSRinse Solution BD 340346
EDTA Any
Falcon Tube with Cell Strainer Cap (Case of 500) Corning 352235
Fetal Bovine Serum (500ml) Any
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation Molecular Probes L34957
PDGFRb; anti-CD140b, R-PE, Clone: 28D4, BD Biosciences BD / Fisher 558821
Saponin Sigma-Aldrich 47306-50G-F
VEcad-FITC; anti-CD144, FITC, Clone: 55-7H1, BD Biosciences BD / Fisher 560411
Zenon Alexa Fluor 488 Mouse IgG1 Labeling Kit Molecular Probes Z25002

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sanganalmath, S. K., Bolli, R. Cell therapy for heart failure: A comprehensive overview of experimental and clinical studies, current challenges, and future directions. Circulation Research. 113, 810-834 (2013).
  2. Fisher, S. A., Doree, C., Mathur, A., Martin-Rendon, E. Meta-Analysis of Cell Therapy Trials for Patients With Heart Failure. Circulation Research. 116, 1361-1377 (2015).
  3. Menasché, P., et al. Human embryonic stem cell-derived cardiac progenitors for severe heart failure treatment: first clinical case report: Figure 1. European Heart Journal. 36, 2011-2017 (2015).
  4. Masumoto, H., et al. Human iPS cell-engineered cardiac tissue sheets with cardiomyocytes and vascular cells for cardiac regeneration. Scientific Reports. 4, 6716 (2014).
  5. Masumoto, H., et al. The myocardial regenerative potential of three-dimensional engineered cardiac tissues composed of multiple human iPS cell-derived cardiovascular cell lineages. Scientific Reports. 6, 29933 (2016).
  6. Zimmermann, W. H., et al. Engineered heart tissue grafts improve systolic and diastolic function in infarcted rat hearts. Nature Medicine. 12, 452-458 (2006).
  7. Fujimoto, K. L., et al. Engineered fetal cardiac graft preserves its cardiomyocyte proliferation within postinfarcted myocardium and sustains cardiac function. Tissue engineering. Part A. 17, 585-596 (2011).
  8. Lancaster, J. J., et al. Surgical treatment for heart failure: cell-based therapy with engineered tissue. Vessel Plus. 2019, (2019).
  9. Bian, W., Liau, B., Badie, N., Bursac, N. Mesoscopic hydrogel molding to control the 3D geometry of bioartificial muscle tissues. Nature protocols. 4, 1522-1534 (2009).
  10. Zhang, D., et al. Tissue-engineered cardiac patch for advanced functional maturation of human ESC-derived cardiomyocytes. Biomaterials. 34, 5813-5820 (2013).
  11. Christoforou, N., et al. Induced pluripotent stem cell-derived cardiac progenitors differentiate to cardiomyocytes and form biosynthetic tissues. PloS one. 8, 65963 (2013).
  12. Nakane, T., et al. Impact of Cell Composition and Geometry on Human Induced Pluripotent Stem Cells-Derived Engineered Cardiac Tissue. Scientific Reports. 7, 45641 (2017).
  13. Kowalski, W. J., et al. Quantification of Cardiomyocyte Alignment from Three-Dimensional (3D) Confocal Microscopy of Engineered Tissue. Microscopy and Microanalysis. 1, (2017).
생체 내 심근 수리를 위한 인간 iPS 세포에서 파생된 메쉬 모양의 조작된 심장 조직의 준비
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Nakane, T., Abulaiti, M., Sasaki, Y., Kowalski, W. J., Keller, B. B., Masumoto, H. Preparation of Mesh-Shaped Engineered Cardiac Tissues Derived from Human iPS Cells for In Vivo Myocardial Repair. J. Vis. Exp. (160), e61246, doi:10.3791/61246 (2020).More

Nakane, T., Abulaiti, M., Sasaki, Y., Kowalski, W. J., Keller, B. B., Masumoto, H. Preparation of Mesh-Shaped Engineered Cardiac Tissues Derived from Human iPS Cells for In Vivo Myocardial Repair. J. Vis. Exp. (160), e61246, doi:10.3791/61246 (2020).

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