Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Bioengineering

In Vivo Miyokardiyal Onarım için İnsan iPS Hücrelerinden Elde Edilen Örgü Şekilli Mühendislik Kardiyak Dokuların Hazırlanması

doi: 10.3791/61246 Published: June 9, 2020

Summary

Bu protokol, kalp hastalıkları için hücre implantasyon tedavisinin araştırılmasına olanak sağlamak için insan kaynaklı pluripotent kök hücrelerden elde edilen kardiyovasküler hücreleri içeren mesh şeklinde tasarlanmış kardiyak dokular üreder.

Abstract

Mevcut protokol, klinik kullanım amacına yönelik olarak geliştirilen, insan kaynaklı pluripotent kök hücrelerden (hiPSC) elde edilen kardiyovasküler hücrelerden oluşan ölçeklenebilir, örgü şeklinde tasarlanmış kalp dokuları (ECTs) oluşturma yöntemlerini açıklamaktadır. HiPSC kaynaklı kardiyomiyositler, endotel hücreleri ve vasküler duvar hücreleri jel matrisi ile karıştırılır ve daha sonra dikdörtgen internal sendelenmiş direkler ile bir polidimetilsiloksane (PDMS) doku kalıbına dökülür. Kültür gününe göre 14 ECT, 0,5 mm çapında miyofiber demetleri ile 1,5 cm x 1,5 cm örgü yapıya dönüşür. Kardiyomiyositler her paketin uzun eksenine hizalanır ve kendiliğinden senkronize olarak yener. Bu yaklaşım, yapı olgunlaşması ve fonksiyonu korunarak daha büyük (3,0 cm x 3,0 cm) örgü EKT'ye kadar ölçeklendirilebilir. Bu nedenle, hiPSC kaynaklı kardiyak hücrelerden üretilen örgü şekilli ECT'ler kardiyak rejenerasyon paradigmaları için uygun olabilir.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Çok sayıda preklinik çalışmalar ve klinik çalışmalar başarısız kalpler için hücre tabanlı kardiyak rejeneratif tedavilerin etkinliğini doğruladı1,2,3. Çeşitli hücre tipleri arasında, insan kaynaklı pluripotent kök hücreler (hiPSCs) onların proliferatif yeteneği sayesinde hücre kaynakları umut verici, çeşitli kardiyovasküler soy oluşturmak için potansiyel4,5, ve allojenite. Buna ek olarak, doku mühendisliği teknolojileri mümkün hasarlı bir kalp üzerine milyonlarca hücre aktarmak için yaptık5,6,7,8.

Daha önce, hiPSC kaynaklı kardiyovasküler soylardan 3Boyutlu biyoyapay dokular için ticari olarak mevcut kültür sistemi kullanarak üç boyutlu (3D) lineer mühendislik kardiyak dokuların (ECTs) üretimi rapor5,7. EKT içinde kardiyomiyositler ile vasküler endotel hücreleri ve duvar hücrelerinin birlikte bulunmasının yapısal ve elektrofizyolojik doku olgunlaşmasını kolaylaştırdığını bulduk. Ayrıca, kardiyak fonksiyonu geliştirmek için bağışıklık toleranslı sıçan miyokard infarktüs modelinde implante hiPSC-ECTs terapötik potansiyelini doğruladı, miyokardiyum yeniden, ve anjiyogenez geliştirmek5. Ancak, bu yöntemle yapılan lineer ECT'ler 1 mm x 10 mm silindir olup, bu nedenle daha büyük hayvanlar veya klinik kullanımlı klinik öncesi çalışmalarda implantasyon için uygun değildir.

Sıçan iskelet miyoblastları ve kardiyomiyositler9, insan ESC türetilmiş kardiyomiyositler10 ve fare iPSCs11kullanarak gözenekli mühendislik doku oluşumu oluşturmak için doku kalıplarının başarılı kullanımı dayanarak, biz polidimethylsiloxane kullanarak ölçeklenebilir hiPSC kaynaklı büyük implante doku oluşturmak için bir protokol geliştirdi (PDMS) kalıpları. En etkili kalıp özelliklerini belirlemek için çeşitli kalıp geometrilerini değerlendirdik. Birden fazla demet ve kavşakiçeren kafes şeklindeki ECT'ler, gözenek veya kavşaklardan yoksun düz veya doğrusal biçimlere kıyasla hücre canlılığı, doku fonksiyonu ve ölçeklenebilirlik açısından mükemmel özellikler sergiledi. Biz bir sıçan miyokard infarktüsü modelinde örgü şeklinde EKT implante ve implante silindirik ECTs benzer terapötik etkileri doğruladı12. Burada hiPSC türetilmiş örgü şeklinde bir AKT oluşturmak için protokolü açıklıyoruz.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. HiPSC'lerin bakımı ve kardiyovasküler farklılaşma

  1. Genişletmek ve ince kat bodrum membran matris hiPSCs korumak (büyüme faktörü azaltılmış, 1:60 seyreltme) insan temel fibroblast büyüme faktörü ile fare embriyonik fibroblastlar (MEF-CM) çıkarılan koşullu ortamda 4.
    NOT: HiPSCs (4 faktörlü (Oct3/4, Sox2, Klf4 ve c-Myc) hattı: 201B6) kullandık. Her hücre hattı için uygun konsantrasyonda hbFGF ekleyin. Laminin-511 parçası da bodrum membran matris yerine kültür çanak kaplama için kullanılabilir. HiPSC'lerin besleyicisiz kültürü için tasarlanmış ticari olarak kullanılabilen ortam, MEF-CM'nin yerine kullanılabilir.
  2. Hücre birleşmesi %90\u2012100%'e ulaştığında hücreleri ayırmak ve ayırmak için Versene (0,48 mM ethylenediaminetetraastic asit (EDTA) çözeltisi kullanın.
    NOT: Hücre ayrıştırması için ticari olarak kullanılabilen diğer ürünler de kullanılabilir.
  3. MEF-CM'de 10.000 hücre/mm2 yoğunluktaki plaka hücreleri hbFGF ve kültür ile iki ila üç gün süreyle.
  4. Kültür tamamen kaynaştığında, hücreleri bir gün boyunca matrisle (MEF-CM ile 1:60 seyreltme) kaplayın.
  5. MEF-CM'yi RPMI 1640 + B27 ortamı ile değiştirin. Bir gün için ortama 100 ng/mL Activin A ve 100 ng/mL Wnt3A ekleyin.
    NOT: Bu fark gün 0. Kanonik Wnt sinyalini düzenlemek için Wnt3A yerine GSK3β inhibitörleri de kullanılabilir.
  6. Farklılaşmanın birinci gününde, ortamı yeni RPMI 1640 + B27 olarak 10 ng/mL BMP4 ve hbFGF 10 ng/mL ile değiştirin. İki (MC protokolü) veya dört (CM+EC protokolü) için kültür hücreleri orta değişiklik olmadan5.
    NOT: CM+EC protokolü aynı anda kardiyomiyosit (CM) ve vasküler endotel hücreleri (ECs) indüklemek için optimize edilmiştir. MC protokolü tercihen vasküler duvar hücreleri (MCs) indüklemek için optimize edilmiştir.
  7. CM ve EC'lerin indüksiyonu için CM+EC protokolü (Şekil 1A).
    1. 5. gün farklılaşmanın ortasını RPMI 1640 + B27 ile değiştirin veVeGF165'in50 ng/mL'si ile tamamlayınız.
    2. 13\u201215 güne kadar her 48 saatte bir kültür ortamını değiştirin.
  8. Vasküler duvar hücrelerinin indüksiyonu için MC protokolü (Şekil 1B)
    1. Farklılaşmanın 3.
    2. 13\u201215 güne kadar her 48 saatte bir kültür ortamını değiştirin.

2. Farklılaşma gününde hücre hasadı ve soy analizi 13\u201215

  1. Hücreleri Ca2+ ve Mg2+ serbest fosfat tamponlu salin (PBS) ile yıkayın.
  2. Hücre kültür çanak tabla kapsayacak şekilde hücre bölünmesi çözeltisi (proteazlar, kolajneler ve NASEs içeren) ekleyin. Plakayı 37 °C'de 5 dk kuluçkaya yatırın.
  3. Kuluçka dan sonra bir pipet kullanarak kültür ortamı ile hücreleri toplamak ve ayrıştırın.
  4. Akış sitometrisi ile soy analizi için 1 x 106 hücre ayırın. Ölü hücreleri ortadan kaldırmak için, sabitlenebilir canlılık boya ile hücreleri leke.
  5. PBS'de hücreleri %5 FBS ile membran yüzey belirteçleriyle lekeleyin. Floresan aktif hücre sıralama (FACS) boyama tamponu antikor aşağıdaki seyreltme kullanın: anti-PDGFRβ (1:100), anti-VE kadherin (1:100), anti-TRA-1-60 (1:20).
  6. Hücre içi proteinler için PBS'de %4 paraformaldehit (PFA) ile hücreleri yeniden askıya alın ve düzeltin.
  7. PBS'de Troponin T (cTnT) antikardiyak izoformlu hücreleri %5 FBS ve %0,75 Saponin ile lekeleyin, ardından cTnT antikorlarını 488 fare IgG1 (seyreltme 1:50) ile etiketleyin.
  8. PBS'deki lekeli hücreleri %5 FBS ile yeniden askıya alın ve hücre süzgeci ile FACS tüplerine koyun.
  9. Tanımlanmış soy dağılımları ile hücre süspansiyonları oluşumunu kolaylaştırmak için akış sitometrisi ile her bir farklılaşma protokolünden lekeli hücrelerin hücre bileşimini analiz edin.
    NOT: Bu işlemi gerçekleştirirken, ECT'ler için kalan hücre süspansiyonu 4 °C'lik bir buzdolabında muhafaza edilir.

3. PDMS doku kalıbının imalatı

  1. Prepolimer ve çapraz bağlama çözeltisini 10:1 oranında karıştırarak 0,5 mm kalınlığında ve 30 mm x 30 mm'nin üzerinde polidimethylsiloxane (PDMS) atın ve ardından 80 °C'de 3 saat boyunca tedavi edin.
  2. PDMS levhayı kesin ve 7 mm uzunluğunda, 0,5 mm genişliğinde ve 2,5 mm yüksekliğinde dikdörtgen direklere sahip 21 mm x 20,5 mm dikdörtgen tepsiyi şaşırtıcı bir konumda imal etmek için silikon yapıştırıcı ile bağlayın. İki çizgi direk arasındaki yatay direk aralığı 2,5 mm 'dir (Şekil 2B).
  3. Tepsiyi 120 °C'de 20 dk.'da otoklavlayın.
  4. 1 saat pbs% 1 poloxamer 407 ile tepsi katlayın. Poloxamer 407'yi durula ve kullanmadan önce kalıbı PBS ile yeterince durula.

4. EKT inşaatı

  1. Hücre soy analizinden sonra CM+EC ve MC protokollerinden hücreleri birleştirerek, toplam hücre sayısı nın toplam hücre sayısı olan 5'i oluşturan mC'lerin toplam konsantrasyonunun %10 ila %20'si kadardır.
  2. EKT kültür ortamında karışık altı milyon hücreyi askıya alın (alfa minimum esansiyel orta %10 FBS, 50 μM 2-merkaptoetanol ve 100 U/mL Penisilin-Streptomisin ile desteklenmiştir).
  3. Matris çözeltisinin hazırlanması
    1. 133 μL asit çözünen sıçan kuyruk kollajen tip I çözeltisi (2 mg/mL, pH 3) ile 17 μL 10x minimum esansiyel ortam (MEM) ile karıştırın. Daha sonra çözeltiyi 17 μL alkali tampon (0,2 M NaHCO3,0,2 M HEPES ve 0,1 M NaOH) ile karıştırın.
      NOT: Kollajen buzda (4 °C) tutulmalıdır. Arabellek rengini kontrol edin ve tüm çözümler karıştırıldığında ortam pembemsi olmazsa, ortama ek alkali tampon ekleyin. Karıştırma adımları karışımı kollajen I + 10x MEM olmalı ve sonra alkali tampon ekleyin. Bu sırayı DEĞIŞTIRMEYIN. Karışımda kabarcıklar üretmeyin.
    2. Nötralize kollajen çözeltisine 67 μL'lik bazal membran matrisi ekleyin.
      NOT: Karışık çözelti buzda (4 °C) tutulmalıdır.
  4. 5 dakika boyunca 1.100 rpm (240 x g)altı milyon hücre içeren hazırlanan hücre süspansiyonsantrifuge ve yüksek glikoz DMEM 167 μL ile hücreleri resuspend + 20% FBS + 1% penisilin-streptomisin (100x).
  5. Hücre süspansiyonu ve matris çözeltisini karıştırın. Bir yapı için hücre/matris karışımının toplam hacmi 400 μL'dir.
    NOT: Bu adımda hücre/matris karışımı viskoz olmayan ve pembemsi bir renk olmalıdır. Jel oda sıcaklığında katılaşmak gibi buz üzerinde tutun. Kollajen tip I'in son konsantrasyonu 0.67 mg/mL'dir.
  6. Altı kuyulu kültür plaka12yerleştirilir poloxamer 407 kaplı PDMS doku kalıbı üzerinde eşit olarak hücre / matris karışımı dökün.
    NOT: Dökülen jeldeki dolgu hatalarını önlemek için kabarcıkların oluşmasını önlemek için karışımı dikkatlice dökün.
  7. Hücre/matris karışımını 60 dakika boyunca standart bir CO2 kuluçka makinesinde (37C, %5 CO2)kuluçkaya yatırın.
  8. Doku oluşturulduktan sonra doku kalıbını 4 mL EKT kültür ortamı ile ıslatın.
    NOT: Hücre/matris 60 dakikada çapraz bağlantı olmasına rağmen yapı hala çok kırılgandır. Zarar vermemek için hafifçe orta ekleyin.
  9. Kültür 14 gün boyunca doku orta değişim ile her gün.
  10. EKT implantasyonundan önce, sterilize ince pratisyen ler kullanarak EKT'yi yükleme direklerinden hafifçe çıkarın.
    NOT: Kalıptan çıkarıldıktan sonraki son EKT boyutları orijinal kalıptan daha azdır. 2,1 cm x 2,05 cm'lik bir kalıp, yaklaşık 1,5 cm x 1,5 cm'lik bir akt üretir. Daha büyük bir 3.9 cm x 4.05 cm kalıp yaklaşık 3 cm x 3 cm ekt oluşturur. Boşaltılmış EKT sıcak kültür ortamda içsel spontan dayak gösterir. Başlangıçta bir kafes yapısına sahiptir, ancak boş bir EKT zaman içinde küçülür ve yoğunlaşır. Dokuyu ince prömiyerlerle yumuşak bir şekilde tutmak ve epikardiyuma EKT eklemek için 7-0 ipek sütür kullanmak mümkündür.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Şekil 1A,B CM+EC ve MC protokolüşemalarını gösterir. CM+EC protokolünden cm ve EC'ler ve MC protokolünden MC'ler indüklendikten sonra, hücreler toplam hücrelerin %10-20'sini temsil edecek şekilde son MC konsantrasyonlarını ayarlayarak karıştırılır. 2 cm genişliğindeki doku kalıbı, 0,5 mm kalınlığındaki PDMS levhadan(Şekil 2A,B)tasarım çizimine göre imal edilmiştir. Cm + EC + MC hücrelerinin altı milyon kollajen I ile birleştirilir ve matris ve poloxamer 407(Şekil 2C)ile precoated doku kalıbı üzerine dökülür. Ön deneyler sırasında, çeşitli post uzunlukları ve aralıkları ile karakterize çeşitli desenler ile doku kalıpları imal ve ECTs doğrulanmış son geometrileri(Şekil 3). Bu çalışma için 2,5 mm genişaralıklarla 7 mm uzunluğunda direk kalıbı seçtik.

Poloxamer 407, hücrenin kalıba yapışmasını önler ve 14 gün içinde hızlı jel sıkıştırması sonrasında karakteristik örgü yapısının oluşmasını sağlar(Şekil 4). Bu yapı, EKT kalıbından çıktıktan sonra bile korunur. Tüm doku yaklaşık 1,5 cm genişliğinde ve 0,5 mm kalınlığındadır ve kafesteki her bir demet genişliği ortalama 0,5 mm'dir.

Aynı şaşırtıcı post tasarımı ile dört kat daha büyük bir kalıptan yirmi dört milyon hücre içeren 3 cm'lik son genişlikte bir örgü EKT oluşturmak mümkündür(Şekil 5A,B). Bu büyük kafes ECT kolayca kalıp kaldırılabilir ve küçük örgü EKT eşdeğer yerel aktif kuvvet üretir(Şekil 5C).

Figure 1
Şekil 1: Kardiyovasküler hücreleri insan kaynaklı pluripotent kök hücrelerden ayıran protokoller. Kardiyomiyositler ve vasküler endotel hücreleri (A, CM+EC protokolü) indüklemek ve vasküler duvar hücrelerini indüklemek için kullanılan protokollerin şematik diyagramları (B, MC protokolü). CM = kardiyomiyosit; EC = endotel hücresi; MC = vasküler duvar hücresi; iPSC = indüklenen pluripotent kök hücre; MG = bazal membran matrisi; ActA = Activin A; Wnt3a, BMP4, Kemik morfogenetik protein 4; bFGF = temel fibroblast büyüme faktörü; VEGF = vasküler endotel hücre büyüme faktörü; FBS = fetal sığır serumu. Bu rakam masumoto ve ark.5referansından uyarlanmıştır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 2
Şekil 2: PDMS doku kalıbı ve EKT yapımıimalatı. (A) 0,5 mm kalınlığındaKI PDMS levhalardan imal edilmiş bir EKT kalıbının temsili görüntüsü. (B) PDMS doku kalıbının 7 mm uzunluğunda iç direk lerle tasarımı; ön görünüm (üst panel) ve yan görünüm (alt panel). (C) HiPSC kaynaklı kardiyovasküler hücrelerden ve matris jelden EKT konstrüksiyonunun şematik protokolü. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 3
Şekil 3: Doku kalıp tasarımlarının son EKT geometrileri üzerindeki etkisi. (A) Post length (PL) ve yatay posta aralığı (HPS) tanımları. (B) Dikdörtgen direk (PL0) olmayan ve bir levha EKT oluşan bir doku kalıbı. (C\u2012E) Farklı PL/HPS ve örgü ECT'lere sahip doku kalıpları. (F) Uzun paralel direkli ve birden fazla doğrusal EKT oluşan bir doku kalıbı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 4
Şekil 4: Jel sıkıştırma sonrasında mesh EKT oluşumu. 0'dan 14 güne kadar bir kafes ECT olgunlaşmasının temsili görüntüleri gösterilir. Hücre/matris PDMS doku kalıbına (Gün 0_0 h) dökülür, bir saat sonra kültür ortamı eklenir (Gün 0_1 h). 1. günde yükleme direklerinin çevresinde eliptik gözenekler görülür. Yapı hızlı jel sıkıştırma gösterdi ve bundan sonra bir örgü doku haline olgunlaştı. 14. günde doku kalıptan salınır. Boşaltılmış EKT kafes geometrisini korur. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 5
Şekil 5: Büyük hayvan preklinik deneyleri ve klinik çalışmalar için tasarlanmış daha büyük bir mesh EKT temsili görüntüler. (A) 7 mm uzunluğundadir ve (B) kalıbın görüntüsü ile 4 cm x 4 cm PDMS doku kalıbının tasarımı. (C) 3 cm x 3 cm daha büyük bir kafes ECT temsili görüntü. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Ek Şekil 1: Mesh ET'lerinin patolojik ve elektrofizyolojik değerlendirilmesi. (A) Canlı hücreler için Hoechst 33342 (mavi) ve ölü hücreler için Ethidium Homodimer III (kırmızı) ile boyanmış bir kafes eCT'deki bir demet için temsili görüntü. Ölçek çubuğu: 250 μm. (B) Kardiyak troponin T (yeşil) ile boyanmış bir kafes EKT bir demet üç boyutlu konfokal görüntü temsili görüntü. Paket içindeki lokal kardiyomiyosit oryantasyonları küçük çizgiler olarak görselleştirilir, burada çizgi rengi çevresel (yeşil), radyal (kırmızı) ve eksenel (mavi) yönlerdeki büyüklüğü gösterir. (C) Küresel histogramlokal kardiyomiyosit oryantasyonlarını gösterir. Her ışının hacmi her yön için göreli sayısını temsil eder ve kalın kırmızı çizgi ortalama CM yönünü gösterir. (B) ve (C)13. (D) Kontraktil kuvvet ölçümünün temsili görüntüsü. Bir segment 1.5 cm x 1.5 cm örgü EKT kırmızı noktalı çizgi kesildi ve 10-0 naylon dikiş kullanılarak kas test sistemine bağlı. Beyaz ok ucu kuvvet dönüştürücüve sarı ok ucu yüksek hızlı uzunluk denetleyicisi gösterir gösterir. (E) 1,5 Hz'den 4 Hz'e kadar farklı tempo frekanslarında aktif stresin temsili dalga formları bu rakamı indirmek için lütfen tıklayınız.

Ek Video 1: 14. günde bir kafes eCT'de bir kavşağın içsel olarak dövülmesi. Bu videoyu indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Ek Video 2: 14. Bu videoyu indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Ek Video 3: Doku kalıbından çıktıktan sonra 14. Bu videoyu indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Doğrusal bir format, hiPSC türetilmiş EKT5araştırmamızın tamamlanmasından sonra, eBT'ler içinde vasküler hücrelerin in vitro genişlemesini kolaylaştırmak ve ait etkenler ile alıcı miyokardyum arasında in vivo vasküler kaplini kolaylaştırmak için hiPSC kaynaklı CM'ler, EK'lar ve MC'leri karıştırmak için protokolü uyarladık.

Daha büyük, implante edilebilir örgü ECT geometrilerinin oluşumunu kolaylaştırmak için, 3B kalıpları şaşırtıcı konumlarda dizilmiş yükleme direkleriyle tasarlamak için ince PDMS levhalar kullandık. Ön deneyler sırasında, ECT'lerin jel sıkıştırma sırasında PDMS gönderilerine bağlı olduğunu ve bu nedenle mevcutprotokolünkritik bir adımı olan hücre yapışmasını önlemek için her kalıbı sürfaktan poloksamer ile kaplamak için metodumuzu modifiye ettiğimizi kaydettik 9 . ECT'ler, jel sıkıştırmave EKT'nin kalıptan çıkarılmasını kolaylaştıran in vitro olgunlaşma sırasında dahili yükleme direklerinden ve kalıp alt kısmından ayrı kalır. Protokolün bir diğer kritik adımı da, matris katılaşmadan önce hücre jeli matris karışımını PDMS kalıbına eşit olarak dökmektir. Bu işlemi kısa bir süre içinde gerçekleştirmek için önemlidir. Hücre-jel matris karışımındaki kabarcıklar da kaçınılmalıdır, çünkü ects yapısal vacuolation ve fonksiyonel bozulmaya neden olabilir.

Canlılık tahlillerine göre, hücrelerin yaklaşık % 97'si gün içinde canlı ydı 14 yapı(Ek Şekil 1A). Ek Şekil 1B, yerel demet uzun eksenine paralel miyofiber hizalamayı temsil eden cTnT ile boyanmış tüm montaj konfokal görüntüsünü gösterir (Ek Şekil 1C)13. Tüm yapılar 72 saat içinde in vitro in in inin intrinsik spontan dayak başlar ve kültür süresi boyunca dayak devam(Ek Videolar 1\u20123). Özel bir izole kas test sistemi(Ek Şekil 1D)kullanılarak 1,5 cm x 1,5 cm ECT'lerin elektromekanik özelliklerini analiz ettik. ECT'ler 4 Hz maksimum pacing yakalama oranları gösterdi ve 2 Hz'de ortalama 0,55 mN/mm2 aktif stres, 5 V pacing protokolü (n = 11, standart ortalama hatası = 0,063; Ek Şekil 1E).

5 mm aralıklarla 7 mm uzunluğunda dahili yükleme direğinde seçmiş olmamıza rağmen, yükleme direklerinin uzunluğunu ve bitişik direkler arasındaki aralığı düzenleyerek son EKT geometrisini değiştirmek mümkündür(Şekil 3). Ayrıca 1,5 cm x 1,5 cm ECT'lik ölçekle 3 cm x 3 cm büyük kafes ECT gibi daha büyük formatlara genişletmek mümkündür. Kuvvet ölçümüne göre, 3 cm x 3 cm ECT'ler 1,5 cm x 1,5 cm ECT'ye benzer elektromekanik özelliklergösterdi. Doku şekillerinin esnekliği ve korunmuş doku fonksiyonu ile ölçeklenebilirlik mevcut protokolmevcut yöntemler açısından önemidir.

Bu protokolün bir sınırlaması, PDMS kalıplarının PDMS sayfalarından elle monte edilmesidir. Milimetre birimkalıpların yapımı el montajı ile mümkün olsa da, fotolitografiveya ana kalıplardan döküm kalıpları genişletilmiş ve istikrarlı EKT üretimi için daha uygun olacaktır.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Yazarların açıklayacak herhangi bir mali ya da bilimsel çatışmaları yoktur.

Acknowledgments

Bu çalışma, Louisville Üniversitesi'ndeki Kosair Charities Pediatrik Kalp Araştırma Programı ve RIKEN Biyosistem Dinamiği Araştırma Merkezi'ndeki Organoid Projesi tarafından finansal olarak desteklenmiştir. Yayınlanan protokollerimizde kullanılan HiPSC'ler Kyoto Üniversitesi, Kyoto, Japonya iPS Hücre Araştırma ve Uygulama Merkezi tarafından sağlanmıştır.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Materials
Cell Culture Dishes 100x20 mm style Falcon/ Thomas scientific 9380C51
Multiwell Plates For Cell Culture 6well 50/CS Falcon / Thomas scientific 6902A01
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Dow Corning 761036
Reagents
Accumax Innovative Cell Technologies AM-105
BMP4, recombinant (10µg) R&D RSD-314-BP-010
Collagen, Type I solution from rat tail Sigma C3867
Growth factor-reduced Matrigel Corning 356231
Human VEGF (165) IS, premium grade Miltenyi 130-109-385
Pluronic F-127, 0.2 µm filtered (10% Solution in Water) Molecular Probes P-6866
Recombinant human bFGF WAKO 060-04543
Recombinant Human/Mouse/Rat ActivinA (50µg) R&D 338-AC-050
rh Wnt-3a (10µg) R&D 5036-WN
Versene solution Gibco 15040066
Culture medium and supplements
10x MEM Invitrogen 11430
2 Mercaptro Ethanol SIGMA M6250
B27 supplement minus insulin Gibco A1895601
DMEM, high glucose Gibco 11965084
Fetal Bovine Serum (500ml) Any
Fetal Bovine Serum (500ml) Any
L-Glutamine Gibco 25030081
NaHCO3 Any
PBS 1x Gibco 10010-031
Penicillin-Streptomycin (5000 U/mL) Gibco 15070-063
RPMI1640 medium Gibco 21870092
αMEM Invitrogen 11900024
Flowcytometry
anti-TRA-1-60, FITC, Clone: TRA-1-60, BD Biosciences BD / Fisher 560380
anti-Troponin T, Cardiac Isoform Ab-1, Clone: 13-11, Thermo Scientific Lab Vision Fisher MS-295-P0
BD FACS Clean Solution BD 340345
BD FACSFlow Sheath Fluid BD 342003
BD FACSRinse Solution BD 340346
EDTA Any
Falcon Tube with Cell Strainer Cap (Case of 500) Corning 352235
Fetal Bovine Serum (500ml) Any
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation Molecular Probes L34957
PDGFRb; anti-CD140b, R-PE, Clone: 28D4, BD Biosciences BD / Fisher 558821
Saponin Sigma-Aldrich 47306-50G-F
VEcad-FITC; anti-CD144, FITC, Clone: 55-7H1, BD Biosciences BD / Fisher 560411
Zenon Alexa Fluor 488 Mouse IgG1 Labeling Kit Molecular Probes Z25002

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sanganalmath, S. K., Bolli, R. Cell therapy for heart failure: A comprehensive overview of experimental and clinical studies, current challenges, and future directions. Circulation Research. 113, 810-834 (2013).
  2. Fisher, S. A., Doree, C., Mathur, A., Martin-Rendon, E. Meta-Analysis of Cell Therapy Trials for Patients With Heart Failure. Circulation Research. 116, 1361-1377 (2015).
  3. Menasché, P., et al. Human embryonic stem cell-derived cardiac progenitors for severe heart failure treatment: first clinical case report: Figure 1. European Heart Journal. 36, 2011-2017 (2015).
  4. Masumoto, H., et al. Human iPS cell-engineered cardiac tissue sheets with cardiomyocytes and vascular cells for cardiac regeneration. Scientific Reports. 4, 6716 (2014).
  5. Masumoto, H., et al. The myocardial regenerative potential of three-dimensional engineered cardiac tissues composed of multiple human iPS cell-derived cardiovascular cell lineages. Scientific Reports. 6, 29933 (2016).
  6. Zimmermann, W. H., et al. Engineered heart tissue grafts improve systolic and diastolic function in infarcted rat hearts. Nature Medicine. 12, 452-458 (2006).
  7. Fujimoto, K. L., et al. Engineered fetal cardiac graft preserves its cardiomyocyte proliferation within postinfarcted myocardium and sustains cardiac function. Tissue engineering. Part A. 17, 585-596 (2011).
  8. Lancaster, J. J., et al. Surgical treatment for heart failure: cell-based therapy with engineered tissue. Vessel Plus. 2019, (2019).
  9. Bian, W., Liau, B., Badie, N., Bursac, N. Mesoscopic hydrogel molding to control the 3D geometry of bioartificial muscle tissues. Nature protocols. 4, 1522-1534 (2009).
  10. Zhang, D., et al. Tissue-engineered cardiac patch for advanced functional maturation of human ESC-derived cardiomyocytes. Biomaterials. 34, 5813-5820 (2013).
  11. Christoforou, N., et al. Induced pluripotent stem cell-derived cardiac progenitors differentiate to cardiomyocytes and form biosynthetic tissues. PloS one. 8, 65963 (2013).
  12. Nakane, T., et al. Impact of Cell Composition and Geometry on Human Induced Pluripotent Stem Cells-Derived Engineered Cardiac Tissue. Scientific Reports. 7, 45641 (2017).
  13. Kowalski, W. J., et al. Quantification of Cardiomyocyte Alignment from Three-Dimensional (3D) Confocal Microscopy of Engineered Tissue. Microscopy and Microanalysis. 1, (2017).
In Vivo Miyokardiyal Onarım için İnsan iPS Hücrelerinden Elde Edilen Örgü Şekilli Mühendislik Kardiyak Dokuların Hazırlanması
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Nakane, T., Abulaiti, M., Sasaki, Y., Kowalski, W. J., Keller, B. B., Masumoto, H. Preparation of Mesh-Shaped Engineered Cardiac Tissues Derived from Human iPS Cells for In Vivo Myocardial Repair. J. Vis. Exp. (160), e61246, doi:10.3791/61246 (2020).More

Nakane, T., Abulaiti, M., Sasaki, Y., Kowalski, W. J., Keller, B. B., Masumoto, H. Preparation of Mesh-Shaped Engineered Cardiac Tissues Derived from Human iPS Cells for In Vivo Myocardial Repair. J. Vis. Exp. (160), e61246, doi:10.3791/61246 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter