Summary
Het protocol beschrijft een snelle, hoge doorvoer, betrouwbare, goedkope en onpartijdige test voor het efficiënt bepalen van cellulaire levensvatbaarheid. Deze test is vooral handig wanneer de mitochondriën van cellen zijn beschadigd, wat interfereert met andere tests. De test maakt gebruik van geautomatiseerd tellen van cellen bevlekt met twee nucleaire kleurstoffen - Hoechst 33342 en propidium jodide.
Abstract
De bijdrage van mitochondriën aan oncogene transformatie is een onderwerp van brede belangstelling en actieve studie. Naarmate het gebied van kankermetabolisme complexer wordt, wordt het doel van het richten van mitochondriën met behulp van verschillende verbindingen die mitochondriale schade toebrengen (zogenaamde mitocans) steeds heel populair. Helaas vereisen veel bestaande cytotoxiciteitstesten, zoals die op basis van tetrazoliumzouten of resazurine functionele mitochondriale enzymen vereisen voor hun prestaties. De schade toegebracht door verbindingen die gericht mitochondriën vaak compromissen de nauwkeurigheid van deze tests. Hier beschrijven we een gewijzigd protocol op basis van differentiële kleuring met twee fluorescerende kleurstoffen, waarvan er een cel-permeant is (Hoechst 33342) en de andere niet (propidium jodide). Het verschil in kleuring maakt het mogelijk levende en dode cellen te worden gediscrimineerd. De test is vatbaar voor geautomatiseerde microscopie en beeldanalyse, die de doorvoer verhoogt en bias vermindert. Dit maakt het ook mogelijk de test te worden gebruikt in high-throughput mode met behulp van 96-well platen, waardoor het een haalbare optie voor drugs ontdekking inspanningen, met name wanneer de drugs in kwestie hebben een bepaald niveau van mitotoxiciteit. Belangrijk is dat de resultaten verkregen door Hoechst / PI kleuring test tonen een verhoogde consistentie, zowel met trypan blauwe uitsluiting resultaten en tussen biologische replica's wanneer de test wordt vergeleken met andere methoden.
Introduction
De eerste stap naar het identificeren van effectieve behandelingen van kanker is de selectie van een robuuste, onpartijdige cytotoxiciteitstest die kan worden gebruikt om het effect van de behandeling te onderzoeken. Een gemeenschappelijke keuze voor low-throughput experimenten is de uitsluiting van trypan blauwe kleurstof uit levende cellen. Deze methode is favoriet omdat het een relatief onbevooroordeelde methode voor het kwantificeren van celoverleving mogelijk maakt. trypan blauw verspreidt zich passief in cellen waarvan de membranen zijn aangetast, maar het is effectief geblokkeerd van het invoeren van gezonde cellen1. Het quotiënt van de levende cellen en de totale cellen vertegenwoordigt het percentage levensvatbaarheid, wat de werkzaamheid van de behandeling aangeeft. Het belangrijkste nadeel van de trypan blauwe test is dat het slecht geschikt is voor high-throughput methodologieën. Het heeft een relatief lage signaal-ruisverhouding en langdurige vlekken kunnen resulteren in artefacten als gevolg van de kleuring van levensvatbare cellen. Bijgevolg, trypan blauwe uitsluiting is meestal, maar niet altijd2, gedegradeerd tot handmatig tellen. Dit maakt het te traag en introduceert de sterke mogelijkheid van bias als gevolg van subjectief oordeel van de onderzoeker (tenzij verblindende of onafhankelijke tellingen worden gebruikt, die verder verminderen laboratoriumdoorvoer). In het algemeen is de doorvoer van deze test onvoldoende voor moderne drugsontdekking.
De levensvatbaarheidstesten, die over het algemeen een veel hogere doorvoer hebben, stellen onderzoekers in staat om deze beperking te omzeilen, maar komen met aanzienlijke kanttekeningen (zie tabel 1). Deze methoden vallen over het algemeen in twee groepen. Een groep bestaat uit colorimetrische tests die gebaseerd zijn op de functie van cellulaire redox enzymen. Kleurloze of niet-fluorescerende substraten worden omgezet in levendige producten die kunnen worden gekwantificeerd met behulp van een spectrofotometer. Klassieke voorbeelden zijn tetrazoliumzouten (MTT, WST-1, XTT, enz.) en resazurin. Deze categorie omvat ook luminescente testen die luciferin gebruiken om ATP-niveau te evalueren. Tests van dit type hebben de onderliggende beperking dat ze cellulaire metabolisme meten, dat is niet cellulair levensvatbaarheid per se. Het is heel gebruikelijk dat cellen rustig worden onder ongunstige omstandigheden, maar toch de mogelijkheid behoudenom3,4,5te verdelen . Kankercellen zijn bijvoorbeeld vaak relatief metabolisch rustige6,7,8,9, en zijn waarschijnlijk moeilijk te testen met behulp van deze technieken. Effectiviteit van behandelingen die mitochondriale functie beschadigen, zoals de meeste mitocanen, is ook waarschijnlijk aanzienlijk worden overschat.
Een alternatieve methodologie maakt gebruik van de chemische eigenschappen van verschillende stoffen die hen in staat stellen om biologische membranen al dan niet kruisen. Een voorbeeld zijn nucleaire vlekken zoals SYTOX of propidium jodide (PI). Deze categorie omvat ook tests die qua concept vergelijkbaar zijn, maar verschillend van functie zijn, zoals de lactaatdehydrogenase (LDH), die het vrijkomen van LDH in de extracellulaire milieumaatregelen meet als een indicator van cellulaire necrose(figuur 1, tabel 1). Deze testen zijn beter in staat om onderscheid te maken tussen metabolisch inactieve en dode cellen.
| Test/kleurstof | Type(s) van de ontdekte celdood | Noodzakelijke apparatuur | Belangrijkste kenmerken |
| MTT, CKK-8, Alamar Blue (resazurin) | Apoptose/Necrose | Spectrofotometer | Goedkoop, snel; eindpunttest; afhankelijk van de activiteit van enzymen (uitsluitend mitochondriaal in geval van MTT) en maakt geen onderscheid tussen de wijzen van celdood1,10 |
| LDH-release | Necrose | Spectrofotometer | Snel, onafhankelijk van de activiteit van mitochondriale enzymen; duur voor tests met een hoge doorvoer; detecteert necrotische cellen met gecompromiseerd plasmamembraan11,12 |
| Trypan Blauw (TB) | Apoptose/Necrose | Microscoop | Cel-ondoordringbaar; maakt geen onderscheid tussen vormen van celdood; moeizaam en niet geschikt voor screening met hoge doorvoer; moeilijker te gebruiken met aanhangende cellen; gevoelig voor subjectief oordeel van de gebruiker, maar wordt beschouwd als de standaard cel levensvatbaarheid meting methode13 |
| Acridine oranje (AO) | Apoptose/Necrose/ | Fluorescentiemicroscoop | Een nucleïnezuurkleurstof met unieke spectrale eigenschappen, kan onderscheid maken tussen apoptose en necrose/necroptose14 |
| Necroptosis | |||
| Hoechst 33342, DAPI | Apoptosis | Fluorescentie microscoop of flow cytometer | Cel-doorlaatbaar; ongepast op zijn eigen om celdood te controleren; nuttig voor co-kleuring; kan worden gebruikt om chromatinecondensatie en kernfragmentatie in vroege apoptose te beoordelen; kan worden gecombineerd met propidiumjodide om apoptose te onderscheiden van necrose15,16 |
| Propidium Iodide (PI) | Late apoptose/Necrose | Fluorescentie microscoop of flow cytometer | Cel-ondoordringbaar intercalator; detecteert zowel late apoptose als necrosemodi van celdood17. Giftig en doorlaatbaar na lange incubatietijden18 |
Tabel 1. Lijst van cytotoxiciteitstesten. Cytotoxiciteit testen, waarvan sommige werden gebruikt in deze studie, vermeld samen met de korte beschrijving van hun belangrijkste kenmerken.
Recente studies hebben aangetoond dat het mitochondriale metabolisme bij sommige vormen van kanker19, 20,21,22,23,24,25wordt gewijzigd . Bijvoorbeeld, acute myeloïde leukemie (AML) is aangetoond dat hun mitochondriale massa, mtDNA-gehalte en mitochondriale ademhaling te upreguleren om te voldoen aan hun energiebehoeften19,26,27. Aan de andere kant worden sommige vaste tumoren gekenmerkt door mitochondriale disfunctie, of liever "metabole herprogrammering", zoals downregulatie van mitochondriale eiwitten die betrokken zijn bij OXPHOS of verminderde mtDNA-inhoud, die is geassocieerd met tumor invasieve, gemetastaseerde potentieel en resistentie tegen apoptose-inducerende geneesmiddelen28,29. Bovendien, onlangs, is er een verhoogde interesse in het gebruik van mechanistisch diverse verbindingen die mitochondriale functie beïnvloeden (over het algemeen mitocans30genoemd), als potentiële therapieën voor bepaalde vormen van kanker. Deze geneesmiddelen richten zich op ATP-synthese, mitochondriaal DNA, OXPHOS en ROS-productie, evenals pro-apoptotische en anti-apoptotische eiwitten geassocieerd met mitochondriën30,31. Verschillende studies hebben aangetoond dat deze aanpak een belangrijke belofteheeft 19,32,33,34. Echter, deze metabole afwijkingen in kankercelbiologie of mitochondriën-targeting behandelingen kunnen aanzienlijke invloed hebben op conventionele levensvatbaarheid tests die zijn gebaseerd op mitochondriale functionaliteit.
Hier wordt een geoptimaliseerd protocol voor een differentiële nucleaire kleuringstest beschreven. Het protocol maakt een snelle en nauwkeurige bepaling van cytotoxiciteit van mitocans of hun combinaties met andere verbindingen. Hoechst 33342 is een cel-permeant nucleaire kleurstof die gemakkelijk celmembranen kruist om DNA te bevlekken, waardoor het totale aantal cellen kan worden verkregen. Door co-kleuring met PI, die alleen in de kernen van dode cellen, het aandeel van het leven (Hoechst alleen) en dode (gekleurd met beide) cellen nauwkeurig kan worden bepaald. Dit protocol verfijnt de gepubliceerde test35 door het toevoegen van een stap voor de optimalisatie van de kleurstof concentratie (door cross-referencing resultaten met orthogonale trypan blauwe methode) en centrifugatie van de plaat voorafgaand aan beeldvorming. Aangezien veel cellijnen semi-aanhangend of opgeschort zijn, verhoogt centrifugatie het aandeel cellen dat in beeld is en verbetert de nauwkeurigheid sterk. De test heeft verschillende voordelen, waaronder dat vlekken geen verwijdering van media of wassen vereisen. De kleurstof mengsel is ook goedkoop, gemakkelijk te bereiden, en compatibel met multichannel / robot pipetting systemen.
Nadat cellen zijn gekleurd, worden ze afgebeeld met een geautomatiseerde microscoop. Dit heeft het extra voordeel van het creëren van een permanente record van de beelden die later opnieuw kunnen worden geanalyseerd en de effecten van bepaalde verbindingen kunnen opnieuw worden geëvalueerd door visuele inspectie van vastgelegde beelden. Zodra afbeeldingen zijn verkregen, kunnen cellen handmatig worden geteld of met behulp van een van de verschillende softwarepakketten, waaronder zowel gratis (bijvoorbeeld ImageJ, CellProfiler, enz.) als commerciële software (bijvoorbeeld Metamorph, Gen5, enz.). Geautomatiseerde cel tellen is over het algemeen de voorkeur, omdat goed ontwikkeld geautomatiseerde cel tellen pijpleidingen zijn nauwkeuriger en minder bevooroordeeld dan handmatige telt. Ze negeren ook effectiever celpuin of onoplosbare complexen. De ontwikkeling van deze pijpleidingen is over het algemeen eenvoudig en wordt vereenvoudigd door de efficiëntie van de gebruikte vlekken. De uitvoer is kwantitatief omdat het werkelijke aantal dode cellen automatisch wordt berekend met betrekking tot het totale celaantal en verschillende drempelwaarden kunnen worden toegepast om de stringentie van detectie35te verhogen of te verlagen. Voor het gemak zijn geoptimaliseerde parameters voor het tellen van cellen met Gen5 v. 3.00-compatibele Cytation 5 Cell Imaging Multi-Mode Reader inbegrepen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Cytotoxiciteitstest: Setup
- Bereid oplossingen voor van verbindingen van belang bij gewenste concentraties in de juiste media (serumvrij of 1, 2,5 of 5% FBS RPMI-1640).
- Om cytotoxiciteit van een enkele verbinding te meten (bijvoorbeeld om effectieve doses te bepalen), bereid verbindingen voor bij 2x eindconcentratie.
- Om cytotoxiciteit van samengestelde combinaties te meten, bereid verbindingen voor bij 4x uiteindelijke concentratie.
- Bereid alleen-oplosmiddelbesturingselementen voor door dezelfde hoeveelheid oplosmiddel met het juiste medium te mengen. Als bijvoorbeeld testverbindingen opgelost zijn in DMSO en methanol, moet oplosmiddel-only controle voor elk oplosmiddel worden uitgevoerd.
- Verzamel cellen uit kweekschotel of kolf in een 15 mL conische buis.
- Breng 10 μL celsuspensie over in een microcentrifugebuis en vlek met 10 μL 0,4% trypanblauw. Gebruik een hemocytometer om levensvatbare en niet-levensvatbare cellen te tellen voor elke celbron.
- Pelletcellen op 200 g gedurende 5 minuten. Aanzuigen of decanteren supernatant.
- Resuspend cell pellet in test-geschikte media (serum-vrij of 1, 2,5, 5% FBS RPMI-1640) bij een celdichtheid van 3 * 105 cellen / mL.
OPMERKING 1: De celdichtheid van 3*105 cellen/mL biedt een zaaidichtheid van 15.000 cellen/put. Zaaidichtheid is een belangrijke parameter en idealiter moet vooraf worden gedefinieerd voorafgaand aan het experiment. Zaaidichtheid moet rekening houden met 1) celgrootte – meestal grotere cellen worden gezaaid op een lagere dichtheid; 2) behandeling duur – cellen zijn meestal gezaaid op een lagere dichtheid voor experimenten die langer zal duren; en 3) celdeling tarief – cellen met een hoger percentage van de verdeling worden gezaaid op een lagere dichtheid. Specifieke voorbeelden van geoptimaliseerde zaaien dichtheden: K562 cellen, groter, 24 uur duur – 10.000 cellen / goed; MOLM-13 cellen, matige grootte, 24 uur behandeling – 15.000/well; MOLM-13 cellen, 48 uur behandeling – 8.000/well; kleine gezonde perifere bloedmononucleaire cellen (PBMC's), 24 uur behandeling – 50.000/well; primaire AML cellen, 24 uur behandeling – 15.000-20.000/well.
OPMERKING 2: De aanwezigheid van FBS in de media kan de activiteit van de verbindingen beïnvloeden. Het verminderen van de concentratie van FBS kan testresultaten eenvoudiger te interpreteren maken, maar het vermindert ook de fysiologische nauwkeurigheid. - Zaad 50 μL celsuspensie van stap 1.5 in elke put van een 96-put plaat met behulp van een meerkanaals pipet.
- Voeg verbindingen als volgt toe:
- Voeg voor enkele samengestelde tests 50 μL 2x samengestelde oplossing toe in elke put. Voeg voor oplosmiddelbeheersingsputten 50 μL testmedia toe die het oplosmiddel bij de 2x-concentratie bevatten.
- Voor combinatietesten voegt u 25 μL van elk van de verbinding (4x-oplossingen) toe aan elke put. Voeg voor enkele samengestelde putten 25 μL 4L samengestelde oplossing en 25 μL testmedium toe. Voeg voor oplosmiddelbeheersingsputten 50 μL testmedium of testmedium toe dat het oplosmiddel bevat.
OPMERKING 1: De uiteindelijke concentratie van DMSO mag niet meer dan 0,5% bedragen.
OPMERKING 2: Het wordt aanbevolen om de media met de verbindingen toe te voegen met de pipet die de wand van elke put aanraakt vanwege een laag volume.
- Tik voorzichtig op de plaat om de inhoud van de putten te mengen.
- Incubeerplaten bij 37 °C in een bevochtigde 5% CO2-atmosfeer gedurende een passende tijd, bijvoorbeeld 24 uur.
2. Cytotoxiciteitstest: vlekken met Hoechst 33342 en propidium Iodide
- Bereid 10x kleuring oplossing. Deze oplossing moet worden bereid vers voor elk experiment, kan het niet worden opgeslagen. De uiteindelijke kleurstofconcentraties moeten voorafgaand aan het experiment worden bepaald.
- Voor leukemiecellijnen en primaire leukemiecellen bevat 1 mL 10x kleuringsbuffer 10 μL van 20 mM Hoechst 33342 en 50 μL van 1 mg/mL propidium jodide in steriele PBS (eindconcentraties: Hoechst 33342 20 μM, PI 5 μg/mL).
- Voor gezonde PBMCs bevat 1 mL 10x kleuringsbuffer 10 μL van 20 mM Hoechst 33342 en 10 μL van 1 mg/mL propidium iodide in steriele PBS (eindconcentraties: Hoechst 33342 20 μM, PI 1 μg/mL).
OPMERKING: De uiteindelijke concentratie propidiumjodide moet voorafgaand aan de experimenten worden bepaald. Cellen moeten worden getest met behulp van een reeks PI-concentraties (1, 2,5, 5 μg/mL) en vervolgens moet de levensvatbaarheid met Hoechst/PI worden vergeleken met de levensvatbaarheid die via trypanblauw wordt gemeten. De pi concentraties hierboven werden gekozen op basis van doelcel levensvatbaarheid in media-control putten (boven ~ 90% voor leukemie cellijnen, boven ~ 70% voor gezonde PBMCs).
LET OP: Hoechst 33342 en propidium jodide zijn potentiële kankerverwekkende stoffen. Draag de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen bij het hanteren ervan.
- Gebruik na incubatie een multichannel pipet om 10 μL 10x kleuringsbuffer aan elke put toe te voegen.
OPMERKING: Om kruisbesmetting te voorkomen, moet u ervoor zorgen dat de pipettetips de media niet raken. - Tik voorzichtig op de plaat om te mengen en te wissen bubbels. Vlek bij 37 °C gedurende 15 minuten.
- Centrifugeren de plaat op 200 g gedurende 4 min om alle cellen naar de bodem van de plaat te brengen. Veeg voorzichtig de onderkant van de plaat met een vochtige kimwipe om vezels en / of vuil dat zal interfereren met de beeldvorming te verwijderen.
OPMERKING 1: Centrifugatie van de plaat zorgt ervoor dat alle cellen in het beeld worden vastgelegd. Vaak dode cellen zal losmaken en zweven, het verstrekken van misleidende waarden van cytotoxiciteit. Centrifugatie vermindert dit effect.
OPMERKING 2: De plaat moet zo snel mogelijk na centrifugatie worden afgebeeld, idealiter binnen 15 min. Centrifugatie kan de selectiviteit van PI-kleuring verminderen en cellen in staat stellen om langzaam propidiumjodide op te bouwen. De verbetering van de nauwkeurigheid opgedaan door het visualiseren van de dode cellen opweegt tegen de lichte toename van PI kleuring. Het wordt aanbevolen om de beeldvorming binnen 1 uur van centrifugatie af te ronden.
3. Cytotoxiciteitstest: gegevensverwerving
- Stel de software voor de geautomatiseerde microscoop/plaatbeeldbeistel in om fluorescentie te detecteren voor zowel Hoechst 33342 (excitatie maximaal 350 nm, emissie maximaal 461 nm) als PI (excitatie maximum 493 nm, emissie maximaal 636 nm). Het verwerven van beelden voor elke put in beide kanalen.
- Met behulp van de software (zoals CellProfiler, een gratis beeldanalyse studio op basis van MatLab http://cellprofiler.org/, ImageJ, of propriëtaire software zoals Gen5) tellen de cellen in elk goed in elk kanaal.
OPMERKING: Aangezien elke cel moet worden gekleurd met Hoechst 33342, en dode cellen moeten worden gekleurd met PI, de verhouding van dood tot alle vertegenwoordigt de fractie van de cellen die dood zijn. Als het geautomatiseerde aantal in onbehandeld monster bijvoorbeeld 467 cellen toont met PI (dode cellen) en 2335 cellen met Hoechst 33342 (totale cellen), is de breuk 0,2 of 20%. Deze waarde wordt vervolgens vergeleken met een identiek behandeld monster waar de behandeling werd gebruikt. - Gedetailleerde beschrijving van Hoechst/PI-gegevensverwerving met Cytation5 Cell Imaging Multi-Mode Reader en Gen5 v. 3.00-software:
- Stel de Cytation5 multimode plaatlezer/imager in op beeldcellen in platte bodem, 96-well, generieke zwarte plastic platen.
- Stel een beeldvormingsprotocol in om de standaard DAPI- en Texas Red-filtersets te gebruiken. Maak foto's in het putcentrum met behulp van een 4x vergrotingsdoelstelling. Gebruik geen offset (X/Y of Z). Gebruik de volgende beeldinstellingen: DAPI – LED - 10, integratietijd - 99, gain - 0; Texas Red - LED - 8, integratietijd - 950, gain - 18. Autofocus uitvoeren met het DAPI-signaal; er mag geen compensatie worden gemaakt bij het scherpstellen tussen kanalen.
- Beeldanalyse uitvoeren met Gen5-software v 3.00. Definieer cellen in de software-instellingen als vormen tussen 5 en 25 μm in hun grootte. Sluit primaire randobjecten uit en splits aanraakobjecten door de speciale optie 'Objecten splitsen' in te schakelen. Verwerk vervolgens de afbeelding om de achtergrond te verwijderen (donkere achtergrondaftrekken), pas een kernmasker toe (drempelwaarde DAPI >= 6000 AU) en tel objecten. Voer een subpopulatieanalyse uit op basis van PI-kleuring (drempelwaarde Texas Red >= 5000 AU) en tel objecten. De levensvatbaarheid van de cel wordt gedefinieerd als (1 -
.
.Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Het bovengenoemde protocol is ontwikkeld met behulp van OCI-AML2 cellen, die werden genomen als een representatieve acute myeloïde leukemie cellijn. AML wordt gekenmerkt door abnormale proliferatie van ongedifferentieerde en niet-functionele hematopoietische cellen in het beenmerg26. Ondanks de recente ontwikkelingen in AML gerichte therapie, is de standaard van zorg onveranderd gebleven voor meerdere decennia, en bestaat uit inductietherapie (meestal bestaat uit drie dagen anthracycline, bijvoorbeeld daunorubicine, idarubicine, of anthracenedione mitoxanthrone, en 7 dagen van cytarabine), gevolgd door consolidatie (meestal bestaat uit rondes van cytarabine gevolgd door perioden van herstel)3.
Volgens het in figuur 1Abeschreven protocol werden OCI-AML2-cellen in 96-putplaten ingezaaid en behandeld met de mitochondriale niet-ontkoppelde carbonylcyanide m-chlorofenyl hydrazone (CCCP) of de glycolytische remmer 2-deoxy-D-glucose (2-DG) bij een reeks concentraties. Cellen werden behandeld voor 24 uur bij 37 °C in serum-vrije RPMI-1640 media, en vervolgens levensvatbaarheid werd beoordeeld met behulp van trypan blauwe (TB) uitsluiting of een van de vier levensvatbaarheid tests (Hoechst / PI differentiële nucleaire vlekken, LDH release assay, MTT, of alamarBlue). Representatieve afbeeldingen van cellen bevlekt met Hoechst/PI worden weergegeven in figuur 2A. Er kunnen onmiddellijk een aantal belangrijke opmerkingen worden gemaakt. Ten eerste is het totale aantal cellen (Hoechst-kleuring) redelijk hoog en aanzienlijk groter dan het aantal dode cellen (PI-kleuring). Dit suggereert dat de media voorwaarden niet leiden tot hoge tarieven van celdood. Ten tweede, omdat alleen cellen worden gelabeld met zowel Hoechst en PI worden geteld als dood (paarse cellen in de samengevoegde afbeelding), de kans op het tellen van puin is zeer laag. Deze afbeelding toont een goed voorbeeld van goed gekleurde cellen.
Figuur 1. Experimentele tijdlijn en vergelijking van bestaande cytotoxiciteitstesten. (A) Flowchart een samenvatting van de tijdlijn voor de experimentele procedure, bijvoorbeeld Hoechst/PI-kleuring. (B) Vergelijking van cytotoxiciteitstesten, waarvan sommige in deze studie werden gebruikt. Dye uitsluiting tests betrekken ondoordringende nucleaire kleurstoffen die dode cellen vlek met gecompromitteerde plasma membraan: TB – trypan blauw, PI – propidium jodide, EtBr – ethidium bromide, en SYTOX. Tweede groep tests zijn afhankelijk van cellulaire stofwisseling, bijvoorbeeld tetrazoliumzouten MTT, XTT en CKK-8 (WST-8), resazurin-gebaseerd reagens alamarBlue, enz.
Figuur 2. Vergelijking van een paneel van cytotoxiciteit testen met trypan blauwe uitsluiting. (A) Representatieve beelden van de totale (Hoechst 33342) en dode (propidium jodide, PI) OCI-AML2 cellen via Hoechst / PI vlekken. (B) Beoordeling van de levensvatbaarheid van OCI-AML2-cellen met behulp van verschillende methoden na behandeling met een gradiënt van CCCP (boven) of 2-DG(bodem)concentraties. OCI-AML2 werd behandeld met CCCP of 2-DG in serumvrije RPMI-1640 gedurende 24 uur voorafgaand aan de bepaling van de levensvatbaarheid van de cel. Weergegeven is betekenen, fout bars vertegenwoordigen SEM. C. Verschil in cel levensvatbaarheid tussen cytotoxiciteit testen in (B) vs trypan blauwe kleuring (zie Aanvullende tabellen S1-2 voor de exacte aantallen en mediane verschil). Sterren geven significant verschil aan vs. trypan blauwe vlekken. ** p < 0,01, *** p < 0,001, ns – niet significant. Groepsvergelijking werd gedaan via t-testmet correctie voor meerdere hypothesetests. Er werden drie onafhankelijke biologische replica's uitgevoerd. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Zoals we onlangs gemeld19, leukemie zijn zeer gevoelig voor mitotoxische behandelingen, wat aangeeft dat de cellen al onderliggende mitochondriale schade hebben. Op basis hiervan voorspelden we dat de MTT- en alamarBlue-tests, die gebaseerd zijn op mitochondriale enzymactiviteit, de cellulaire levensvatbaarheid onnauwkeurig zouden meten. Zoals verwacht vertoonden deze tests (met name alamarBlue) een aanzienlijk lagere levensvatbaarheid in vergelijking met trypanblauwe uitsluiting, zie figuur 2B,C, aanvullende tabellen S1-S2). Dit komt overeen met het feit dat doses van deze verbindingen die nodig zijn om apoptose of necrose te induceren hoger zijn dan die nodig zijn om de mitochondriale functie in gevaar te brengen.
Onder de geteste tests, dubbele kleuring met Hoechst 33342 en PI had de beste combinatie van robuustheid, gevoeligheid, en consistentie met TB kleuring, met de kleinste mediane afwijking van TB uitsluiting methode na CCCP of 2-DG behandeling (Aanvullende tabellen S1-2). Interessant is dat bij hogere doses CCCP (50 en 100 μM) de levensvatbaarheid geschat met Hoechst/PI of TB werd verhoogd in vergelijking met lagere doses(figuur 2B, top). Dit is waarschijnlijk te wijten aan de neerslag van CCCP bij hogere doses als gevolg van de hydrofobeiteit, het verminderen van de effectieve concentratie en impact op cellen. Het verhogen van de dosis CCCP verder verminderd Hoechst/PI-geschatte gemiddelde levensvatbaarheid van OCI-AML2 cellen, echter: 74% bij 150 μM, 62% bij 200 μM, 6% bij 300 μM (gegevens niet getoond).
De Hoechst / PI test was ook effectief bij het bepalen van cellulaire levensvatbaarheid na behandeling met andere mitochondriën-targeting moleculen. Deze omvatten rotenone, een gif dat complex I van de mitochondriale elektronentransportketen37compromitteert, en 3-bromopyruvaat, een glycolytische remmer en alkylating agent die mitochondriale ademhaling en mitochondriale metabolisme38 (Figuur 3A-D, Aanvullende tabellen S3-4) schaadt.
Figuur 3. Validatie van Hoechst/PI cytotoxiciteitstest in leukemiecellen. (A,B) OCI-AML2 (AML2) cellen werden behandeld met verschillende concentraties rotenone (A) of 3-bromopyruvaat, 3-BP (B) in serumvrije RPMI-1640 media gedurende 24 uur, waarna de levensvatbaarheid werd bepaald. Getoond is gemeen met SEM. (C,D) Vergelijking van de levensvatbaarheid verschil tussen Hoechst / PI test vs trypan blauwe kleuring (voor de cellen in A-B, zie Aanvullende tabellen S3-4 voor quantitation). Sterren geven statistische significantie versus trypan blauwe kleuring. ** p < 0,01, *** p < 0,001, ns – niet significant. Groepsvergelijking werd gedaan via t-testmet correctie voor meerdere hypothesetests. E.MOLM-13 (AML), primaire AML-cellen geïsoleerd van een patiënt, MOLT-4 (ALL) en K562 (CML) cellen werden behandeld met de aangegeven concentraties rotenone in serumvrije RPMI-1640-media gedurende 24 uur, voorafgaand aan de levensvatbaarheidsbepaling met behulp van Hoechst/PI-kleuring. Getoond is gemeen met SEM. Er werden drie onafhankelijke biologische replica's uitgevoerd. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
De Hoechst/PI cytotoxiciteitstest werd verder gevalideerd met behulp van een paneel van leukemiecellijnen die meerdere soorten leukemie en primaire cellen vertegenwoordigen. Zij omvatten MOLM-13 (een AML-cellijn), primaire AML-cellen afgeleid van een representatief patiëntenmonster, MOLT-4 (een acute lymfolastische leukemiecellijn, ALL) en K562 (een chronische myelogene leukemiecellijn, CML (figuur 3E, aanvullende figuur S1). Resultaten van de Hoechst/PI-test toonden aan dat deze cellen diepgaande verschillen hadden in rotenonegevoeligheid, variërend van zeer gevoelige (MOLT-4) tot resistente (K562) cellen.
Om de robuustheid van de test aan te tonen, werden OCI-AML2-cellen behandeld met een concentratiegradiënt van 3-bromopyruvaat, zoals beschreven in het bovenstaande protocol. Celtellingen werden verzameld voor 6 putten bij elke concentratie en worden getoond(figuur 4A,B). Deze tellingen werden gebruikt om de levensvatbaarheid te berekenen, en toonde aan dat slechts 4 putten voldoende waren om nauwkeurig te vangen testresultaat(figuur 4C). De resulterende dosisresponscurve wordt weergegeven (figuur 4D).
Figuur 4. Reproduceerbaarheid van Hoechst/PI-kleuring. Levensvatbaarheid van OCI-AML2 cellen na 24 uur behandeling met verschillende concentraties van 3-bromopyruvaat (3-BP). (A) Totaal aantal cellen geteld via Hoechst 33342 kleuring, (B) Aantal dode cellen geteld via propidium jodide kleuring. (C) Levensvatbaarheid (%) berekend met behulp van (A-B). (D) Representatieve dosisresponsgrafiek. Getoond is gemeen met SEM. Er werden drie onafhankelijke biologische replica's uitgevoerd. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Hoewel de test relatief robuust is, moet er nog steeds voorzichtig worden. Onjuiste prestaties van de test kunnen de nauwkeurigheid ervan in gevaar brengen. Verschillende gecompromitteerde resultaten worden weergegeven voor probleemoplossingsdoeleinden(figuur 5). De eerste reeks beelden toont de gevolgen van over-kleuring met PI, die uit de volgende bronnen kan voortvloeien: het gebruiken van de kleurstof bij te hoge concentratie, het kleuren van te lang, of het gebruiken van te hoge INTENSITEIT van DE LED/integratietijd in het rode kanaal(Figuur 5A). Deze fouten zullen genereren kunstmatig opgeblazen aantallen dode cellen. Het tweede probleem komt voort uit het verwaarlozen van de centrifugatiestap. Vaak beginnen dode cellen hun gehechtheid te verliezen van het oppervlak van de schotel. Bijgevolg zullen ze ondervertegenwoordigd zijn tijdens beeldverwerving, die over het algemeen gebeurt in de buurt van de bodem van de put (figuur 5B). Ten slotte breidt overbelichting in het Hoechst-kanaal de grootte van de cellen kunstmatig uit, waardoor het totale aantal punten per put aanzienlijk wordt verminderd en het testvermogen wordt beperkt(figuur 5C).
Figuur 5. Vergelijking van optimale en suboptimale testparameters. Vergelijking van de behaalde resultaten via geoptimaliseerde parameters (links) of suboptimale parameters (rechts). (A) Gezonde PBMCs werden 15 minuten voor beeldvorming gekleurd met propidiumjodide op 1 μg/mL (links) of 5 μg/mL (rechts). (B) Afbeeldingen van OCI-AML2 cellen genomen met (links) of zonder (rechts) plaatcentrifugatie. (C) Afbeeldingen van OCI-AML2 cellen verworven met een optimale (links) of buitensporige (rechts) integratietijd voor het Hoechst kanaal. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
| Verschil met trypan blauwe methode, % | ||||
| CCCP, μM | Hoechst/PI | LDH-test | Mtt | Alamar Blauw |
| 3.1 | -1.19 | 33.00 | -31.05 | -59.04 |
| 6.3 | 6.99 | 41.90 | -11.03 | -59.34 |
| 12.5 | 0.71 | 41.60 | 4.31 | -52.52 |
| 25 | 30.73 | 66.33 | -3.68 | -51.85 |
| 50 | 47.38 | 50.71 | -17.71 | -60.27 |
| 100 | 13.81 | 17.12 | -45.31 | -67.25 |
| Mediaan | 10.40 | 41.75 | -14.37 | -59.19 |
Aanvullende tabel S1. Levensvatbaarheidsverschillen voor een panel van tests in OCI-AML2-cellen na CCCP-behandeling. De beoordeling van de levensvatbaarheid werd uitgevoerd na 24 uur behandeling met verschillende concentraties CCCP. Mediane levensvatbaarheidsverschillen tussen geteste tests (Hoechst/PI, LDH, MTT of alamarBlue) en trypanblauwe kleuring met geautomatiseerd tellen werden berekend op basis van levensvatbaarheidsverschillen bij elke medicijnconcentratie.
| Verschil met trypan blauwe methode, % | ||||
| 2-DG, mM | Hoechst/PI | LDH-test | Mtt | Alamar Blauw |
| 3.1 | 16.16 | 20.77 | 5.82 | -20.27 |
| 6.3 | 22.93 | 31.96 | -11.13 | -31.11 |
| 12.5 | 30.85 | 45.07 | -34.27 | -36.29 |
| 25 | 13.81 | 42.39 | -55.79 | -52.29 |
| 50 | 16.96 | 81.12 | -29.38 | -47.68 |
| 100 | 7.79 | 149.16 | -19.37 | -28.67 |
| Mediaan | 16.56 | 43.73 | -24.38 | -33.70 |
Aanvullende tabel S2. Levensvatbaarheidsverschillen voor een panel van tests in OCI-AML2-cellen na 2-DG behandeling. De beoordeling van de levensvatbaarheid werd uitgevoerd na 24 uur behandeling met verschillende concentraties van 2-DG. Mediane levensvatbaarheidsverschillen tussen geteste tests (Hoechst/PI, LDH, MTT of alamarBlue) en trypanblauwe kleuring met geautomatiseerd tellen werden berekend op basis van levensvatbaarheidsverschillen bij elke medicijnconcentratie.
| Rotenone, μM | Levensvatbaarheidsverschil, % (Hoechst/PI-trypan blauw) |
| 10 | 4.45 |
| 25 | 7.61 |
| 50 | 17.70 |
| 100 | 7.74 |
| 150 | 56.38 |
| 200 | 16.57 |
| Mediaan | 12.15 |
Aanvullende tabel S3. Levensvatbaarheidsverschil tussen Hoechst/PI en TB-uitsluitingsmethode in OCI-AML2-cellen na rotenonebehandeling. Beoordeling van de levensvatbaarheid werd uitgevoerd na 24 uur van de behandeling met verschillende concentraties van rotenon. Mediane levensvatbaarheid verschil tussen Hoechst / PI en trypan blauwe kleuring met geautomatiseerde tellen werd berekend op basis van de levensvatbaarheid verschillen bij elke drug concentratie.
| 3-BP, μM | Levensvatbaarheidsverschil, % (Hoechst/PI-trypan blauw) |
| 5 | 5.73 |
| 10 | 9.00 |
| 25 | 7.72 |
| 50 | -1.90 |
| 100 | -28.23 |
| 200 | -20.77 |
| Median | 1.91 |
Aanvullende tabel S4. Levensvatbaarheidsverschil tussen Hoechst/PI en TB-uitsluitingsmethode in OCI-AML2-cellen na behandeling met 3 bromopyruvaat (3-BP). Beoordeling van de levensvatbaarheid werd uitgevoerd na 24 uur van de behandeling met verschillende concentraties van 3-BP. Mediane levensvatbaarheid verschil tussen Hoechst / PI en trypan blauwe kleuring met geautomatiseerde tellen werd berekend op basis van de levensvatbaarheid verschillen bij elke concentratie van geneesmiddelen.
Aanvullende figuur S1. Representatieve beelden van cellen bevlekt met Hoechst/PI, met of zonder rotenonebehandeling bij aangegeven concentraties in serumvrije RPMI-1640 media voor 24 uur: A-B. AML: MOLM-13-cellijn(A)en primaire AML-cellen(B)afgeleid van een representatief patiëntenmonster. C. MOLT-4 cellijn. D. CML: K562-cellijn. Klik hier om dit bestand te downloaden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Hoewel het protocol voor Hoechst/PI cytotoxiciteitstest robuust is en relatief weinig hands-on tijd vereist, zijn er verschillende experimentele details die erg belangrijk zijn om nauwkeurige resultaten te garanderen. Ten eerste is het essentieel om ervoor te zorgen dat de concentratie van DMSO onder 0,5% (v/v) blijft. Over het algemeen is men het erover eens dat blootstelling aan zelfs lage doses DMSO de morfologie en gehechtheid van cellen aanzienlijk kan veranderen en de progressie van de celcyclus aanzienlijk kan vertragen39,40.
Ten tweede moet de kleuring zo snel mogelijk na de behandeling worden uitgevoerd. Aangezien er geen wasstappen zijn, blijft de verbinding in de putten en kan de cellen schade blijven toebrengen. In vergelijking met het eerdere protocol35werden de cellen slechts 15 minuten gekleurd. Dit beperkt de mogelijkheid dat levensvatbare cellen per ongeluk kunnen worden gekleurd met propidium jodide. Om deze reden raden we duizelingwekkende behandelingen en vlekken als meer dan twee platen zullen worden behandeld. Dit zorgt voor beeldtijd tussen platen en verbetert de reproduceerbaarheid.
Ten derde is de juiste kleurstofconcentratie afhankelijk van het celtype. Het is belangrijk om empirisch de geoptimaliseerde propidium jodideconcentratie te bepalen, te beginnen met onbehandelde cellen, met behulp van trypan blauwe kleuring als orthogonale referentie.
Ten slotte is de centrifugatiestap vlak voor visualisatie ook van cruciaal belang. Op basis van dit protocol wordt een bereik van 500-4.000 cellen geregistreerd (afhankelijk van de zaaidichtheid). Dit is een opmerkelijke verbetering ten opzichte van de 100-400 cellen per goed gebruikt eerder35. Gezien de variatie in de populatie van kankercellen (vooral primaire cellen), is het belangrijk om meer cellen te hebben voor analyse en kan het een robuustere data-analyse mogelijk maken.
Door de relatieve eenvoud van de methode kan een breed scala aan wijzigingen eenvoudig worden uitgevoerd. Bijvoorbeeld, veel andere cel-impermeant kleurstoffen zijn verkrijgbaar bij een aantal leveranciers en kan worden vervangen door propidium jodide. Hoewel deze substitutie op zichzelf relatief weinig waarde heeft, betekent het toegenomen kleurenpalet dat complexere experimenten kunnen worden uitgevoerd. Bijvoorbeeld, de toevoeging van een derde kleur zal toestaan differentiële overleving worden beoordeeld tussen subpopulaties van cellen, zoals vaak wordt uitgevoerd met stroom cytometrie.
Een meer substantiële wijziging van het protocol is afzien van celvisualisatie en in plaats daarvan met behulp van een spectrofotometer. Deze aanpak heeft het voordeel van het gebruik van een bijna alomtegenwoordig apparaat (een standaard spectrofotometer met een microplatelezer) en is de snelste methode om gegevens te verkrijgen. Deze methode is echter veel minder nauwkeurig. Fluorescentie intensiteit is representatief voor de cel vlekken, maar stochastische variaties in kleuring intensiteit, in combinatie met de relatief kleinere steekproef gebied, introduceren aanzienlijke variabiliteit. Terwijl verdere optimalisatie (zoals de opname van een fixatief, extra wasstappen, of een groter aantal monsters) kan deze problemen aan te pakken, fluorescentie microscopie is over het algemeen een superieure aanpak.
Tot slot, de gewijzigde Hoechst / PI protocol is een snelle, nauwkeurige, goedkope, high-throughput cytotoxiciteit test die onafhankelijk is van mitochondriale functie. Deze test heeft aanzienlijke nut voor een efficiënte screening verbindingen of samengestelde combinaties die gericht zijn op mitochondriën.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
NVK, een CPRIT geleerde in Cancer Research, dankt het Cancer Prevention and Research Institute of Texas (CPRIT) voor hun genereuze steun, CPRIT subsidie RR150044. Dit werk werd ook ondersteund door de Welch Foundation Research Grant C-1930, en door de National Institutes of Health R35 GM129294 toegekend aan NVK. De financiers hadden geen rol in het ontwerp van de studie, het verzamelen en analyseren van gegevens, het besluit om het manuscript te publiceren of de voorbereiding van het manuscript.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-Deoxy-D-glucose/2-DG | Chem-Impex | 50-519-067 | |
| 3-bromo-pyruvate | Alfa Aesar | 1113-59-3 | |
| 96-Well plates | Greiner Bio-One | 655090 | Black or clear flat-bottomed 96-well plates |
| Alamar blue HS cell viability reagent (100mL) | Thermo Fisher | A50101 | |
| Countess II automated cell counter | Thermo Fisher | ||
| Cytation 5 Cell Imaging Multi-Mode Reader | BioTek | ||
| Hoechst 33342 | Thermo Fisher | 62249 | 20 mM solution; final concentration 1:1,000 |
| HyClone fetal bovine serum | GE Healthcare | #25-514 | |
| m-chlorophenylhydrazone/CCCP | Sigma Aldrich | C2759 | |
| PBS tablets | Thermo Fisher | BP2944100 | 1 tablet + 200 mL of sterile water = 1x PBS solution |
| Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100X) | Gibco | 10378016 | |
| Pierce LDH assay kit | Thermo Fisher | 50-103-5952 | |
| Propidium Iodide | Thermo Fisher | 50-596-072 | Dry powder; stock 1 mg/mL in PBS; final concentration 5 µg/mL (leukemia cells), 1 µg/mL (normal PBMCs) |
| Rotenone | Ark Pharm | AK115691 | |
| RPMI-1640 Medium With L-glutamine and sodium bicarbonate, liquid, sterile-filtered, suitable for cell culture |
Sigma Aldrich | R8758-500ML | |
| Thiazolyl blue tetrazolium bromide | ACROS Organics | AC158990010 | |
| Trypan blue stain (0.4%) | Gibco | 15250-061 | |
| Cell lines | |||
| K562 | ATCC | CCL-243 | CML cell line |
| MOLM-13 | ATCC | AML cell line |
|
| MOLT-4 | ATCC | CRL-1582 | ALL cell line |
| OCI-AML2 | ATCC | AML cell line |
References
- Ramirez, C. N., Antczak, C., Djaballah, H. Cell viability assessment: toward content-rich platforms. Expert Opinion on Drug Discovery. 5 (3), 223-233 (2010).
- Melzer, S., et al. Trypan blue as an affordable marker for automated live-dead cell analysis in image cytometry. Scanning. 38 (6), 857-863 (2016).
- Sikora, E., Mosieniak, G., Sliwinska, M. A. Morphological and Functional Characteristic of Senescent Cancer Cells. Current Cancer Drug Targets. 17 (4), 377-387 (2016).
- Coppé, J. P., Desprez, P. Y., Krtolica, A., Campisi, J. The senescence-associated secretory phenotype: the dark side of tumor suppression. Annual Review of Pathology. 5, 99-118 (2010).
- Castro-Vega, L. J., et al. The senescent microenvironment promotes the emergence of heterogeneous cancer stem-like cells. Carcinogenesis. 36 (10), 1180-1192 (2015).
- Weihua, Z., Lin, Q., Ramoth, A. J., Fan, D., Fidler, I. J. Formation of solid tumors by a single multinucleated cancer cell. Cancer. 117 (17), 4092-4099 (2011).
- Osisami, M., Keller, E. T. Mechanisms of Metastatic Tumor Dormancy. Clinical Medicine. 2 (3), 136-150 (2013).
- Zhang, S., et al. Generation of cancer stem-like cells through the formation of polyploid giant cancer cells. Oncogene. 33 (1), 116-128 (2014).
- Mittal, K., et al. Multinucleated polyploidy drives resistance to Docetaxel chemotherapy in prostate cancer. British Journal of Cancer. 116 (9), 1186-1194 (2017).
- McKeague, A. L., Wilson, D. J., Nelson, J. Staurosporine-induced apoptosis and hydrogen peroxide-induced necrosis in two human breast cell lines. British Journal of Cancer. 88 (1), 125-131 (2003).
- Kaja, S., et al. An optimized lactate dehydrogenase release assay for screening of drug candidates in neuroscience. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 73, 1-6 (2015).
- Chan, F. K., Moriwaki, K., De Rosa, M. J. Detection of necrosis by release of lactate dehydrogenase activity. Methods in Molecular Biology. 979, 65-70 (2013).
- Piccinini, F., Tesei, A., Arienti, C., Bevilacqua, A. Cell Counting and Viability Assessment of 2D and 3D Cell Cultures: Expected Reliability of the Trypan Blue Assay. Biological Procedures Online. 19, 8 (2017).
- Plemel, J. R., et al. Unique spectral signatures of the nucleic acid dye acridine orange can distinguish cell death by apoptosis and necroptosis. Journal of Cell Biology. 216 (4), 1163-1181 (2017).
- Galluzzi, L., et al. Guidelines for the use and interpretation of assays for monitoring cell death in higher eukaryotes. Cell Death & Differentiation. 16 (8), 1093-1107 (2009).
- Cummings, B. S., Schnellmann, R. G. Measurement of cell death in mammalian cells. Current Protocols in Pharmacology. , Chapter 12, Unit 12.18 (2004).
- Brauchle, E., Thude, S., Brucker, S. Y., Schenke-Layland, K. Cell death stages in single apoptotic and necrotic cells monitored by Raman microspectroscopy. Scientific Reports. 4, 4698 (2014).
- Chiaraviglio, L., Kirby, J. E. Evaluation of impermeant, DNA-binding dye fluorescence as a real-time readout of eukaryotic cell toxicity in a high throughput screening format. Assay and Drug Development Technologies. 12 (4), 219-228 (2014).
- Panina, S. B., Baran, N., Brasil da Costa, F. H., Konopleva, M., Kirienko, N. V. A mechanism for increased sensitivity of acute myeloid leukemia to mitotoxic drugs. Cell Death & Disease. 10 (8), 617 (2019).
- Caro, P., et al. Metabolic signatures uncover distinct targets in molecular subsets of diffuse large B cell lymphoma. Cancer Cell. 22 (4), 547-560 (2012).
- Lagadinou, E. D., et al. BCL-2 inhibition targets oxidative phosphorylation and selectively eradicates quiescent human leukemia stem cells. Cell Stem Cell. 12 (3), 329-341 (2013).
- Senft, D., Ronai, Z. A. Regulators of mitochondrial dynamics in cancer. Current Opinion in Cell Biology. 39, 43-52 (2016).
- Vazquez, F., et al. PGC1α expression defines a subset of human melanoma tumors with increased mitochondrial capacity and resistance to oxidative stress. Cancer Cell. 23 (3), 287-301 (2013).
- Caino, M. C., Altieri, D. C. Cancer cells exploit adaptive mitochondrial dynamics to increase tumor cell invasion. Cell Cycle. 14 (20), 3242-3247 (2015).
- Ralph, S. J., Rodríguez-Enríquez, S., Neuzil, J., Saavedra, E., Moreno-Sánchez, R. The causes of cancer revisited: "mitochondrial malignancy" and ROS-induced oncogenic transformation - why mitochondria are targets for cancer therapy. Molecular Aspects of Medicine. 31 (2), 145-170 (2010).
- Kreitz, J., et al. Metabolic Plasticity of Acute Myeloid Leukemia. Cells. 8 (8), (2019).
- Sriskanthadevan, S., et al. AML cells have low spare reserve capacity in their respiratory chain that renders them susceptible to oxidative metabolic stress. Blood. 125 (13), 2120-2130 (2015).
- Guerra, F., et al. Mitochondrial Dysfunction: A Novel Potential Driver of Epithelial-to-Mesenchymal Transition in Cancer. Frontiers in Oncology. 7, 295 (2017).
- Guerra, F., Arbini, A. A., Moro, L. Mitochondria and cancer chemoresistance. Biochimica et Biophysica Acta. 1858 (8), 686-699 (2017).
- Neuzil, J., Dong, L. F., Rohlena, J., Truksa, J., Ralph, S. J. Classification of mitocans, anti-cancer drugs acting on mitochondria. Mitochondrion. 13 (3), 199-208 (2013).
- Ubah, O. C., Wallace, H. M. Cancer therapy: Targeting mitochondria and other sub-cellular organelles. Current Pharmaceutical Design. 20 (2), 201-222 (2014).
- Yamaguchi, R., et al. Efficient elimination of cancer cells by deoxyglucose-ABT-263/737 combination therapy. PLoS One. 6 (9), 24102 (2011).
- Hahn, T., et al. Use of anti-cancer drugs, mitocans, to enhance the immune responses against tumors. Current Pharmaceutical Biotechnology. 14 (3), 357-376 (2013).
- Panina, S. B., Pei, J., Baran, N., Konopleva, M., Kirienko, N. V. Utilizing Synergistic Potential of Mitochondria-Targeting Drugs for Leukemia Therapy. Frontiers in Oncology. 10, 435 (2020).
- Lema, C., Varela-Ramirez, A., Aguilera, R. J. Differential nuclear staining assay for high-throughput screening to identify cytotoxic compounds. Current Cellular Biochemistry. 1 (1), 1-14 (2011).
- Döhner, H., et al. Diagnosis and management of acute myeloid leukemia in adults: recommendations from an international expert panel, on behalf of the European LeukemiaNet. Blood. 115 (3), 453-474 (2010).
- Heinz, S., et al. Mechanistic Investigations of the Mitochondrial Complex I Inhibitor Rotenone in the Context of Pharmacological and Safety Evaluation. Scientific Reports. 7, 45465 (2017).
- Fan, T., et al. Tumor Energy Metabolism and Potential of 3-Bromopyruvate as an Inhibitor of Aerobic Glycolysis: Implications in Tumor Treatment. Cancers (Basel). 11 (3), (2019).
- Pal, R., Mamidi, M. K., Das, A. K., Bhonde, R. Diverse effects of dimethyl sulfoxide (DMSO) on the differentiation potential of human embryonic stem cells. Archives of Toxicology. 86 (4), 651-661 (2012).
- Tunçer, S., et al. Low dose dimethyl sulfoxide driven gross molecular changes have the potential to interfere with various cellular processes. Scientific Reports. 8 (1), 14828 (2018).
