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Biology

Un test d’alimentation orale bactérienne avec des moustiques traités aux antibiotiques

Published: September 12, 2020 doi: 10.3791/61341

Summary

Cet article présente un protocole pour étudier l’effet des bactéries intestinales des moustiques individuelles, y compris l’isolement et l’identification des microbes cultivables midgut moustique, l’épuisement antibiotique des bactéries intestinales des moustiques, et réintroduire une espèce spécifique de bactéries.

Abstract

Le moustique midgut abrite un microbiome très dynamique qui affecte le métabolisme de l’hôte, la reproduction, la forme physique et la compétence vectorielle. Des études ont été menées pour étudier l’effet des microbes intestinaux dans leur ensemble; cependant, différents microbes pourraient exercer des effets distincts vers l’hôte. Cet article fournit la méthodologie pour étudier l’effet de chaque microbe spécifique d’intestin de moustique et le mécanisme potentiel.

Ce protocole contient deux parties. La première partie introduit la façon de disséquer le moustique midgut, d’isoler les colonies de bactéries cultivables et d’identifier les espèces de bactéries. La deuxième partie fournit la procédure pour générer des moustiques traités aux antibiotiques et réintroduire une espèce bactérienne spécifique.

Introduction

Les moustiques sont considérés comme les vecteurs les plus importants des maladies pathogènes humaines, transmettant plus d’une centaine d’agents pathogènes, y compris le virus Zika, le virus de la dengue et les parasites Plasmodium 1. Lorsque les moustiques prennent un repas sanguin pour acquérir des nutriments pour l’oviposition, ils peuvent accidentellement ingérer des agents pathogènes d’un hôte infecté via le tube digestif2. Fait important, le midgut de moustique, qui joue un rôle central dans la digestion de farine de sang et l’entrée de pathogène, abrite un microbiome très dynamique3.

Plusieurs études ont caractérisé le microbiote des moustiques élevés en laboratoire et sur le terrain à l’aide d’une méthode dépendante de la culture ou d’un test de séquençage des bactéries4,,5,6. Espèces, y compris Pantoea, Serratia, Klebsiella, Elizabethkingia, et Enterococcus sont généralement isolés des moustiques dans diverses études5,7,8,9. Fait intéressant, le microbiote intestinal des moustiques fluctue dynamiquement dans la diversité de la communauté et la quantité d’espèces bactériennes, affectées par le stade de développement, les espèces, l’origine géographique et le comportement alimentaire4. Des études montrent que l’alimentation sanguine augmente considérablement la charge bactérienne totale avec l’expansion rapide des espèces d’Enterobacteriaceae et une réduction de la diversité globale10,11. En outre, le microbiote intestinal des moustiques du stade larvaire est généralement éradiqué lorsque l’insecte subit une métamorphose pendant la pupation et l’éclosion; ainsi, les moustiques adultes nouvellement émergés ont besoin de repeupler leur microbiote4.

Le microbiote intestinal module la physiologie des insectes sous divers aspects, y compris l’absorption des nutriments, l’immunité, le développement, la reproduction et la compétence vectorielle12. Les larves de moustiques axeniques ne se développent pas au-delà de la première étoile tandis qu’un approvisionnement oral de bactéries sauve le développement, indiquant que le microbe d’intestin de moustique est essentiel pour le développement de larval13,14. En outre, l’épuisement des bactéries intestinales retarde la digestion des farines sanguines et l’absorption des nutriments, affecte la maturation des ovocytes, et diminue l’oviposition15. En outre, les moustiques atteints de microflore intestinale provoquent des réponses immunitaires plus élevées que les moustiques traités aux antibiotiques, avec une expression peptide antimicrobiene constamment élevée contre d’autres agents pathogènes pour infecter16. Les antibiotiques sont généralement administrés par voie orale pour éliminer les bactéries intestinales dans ces études, puis des expériences sont menées pour comparer la différence entre les moustiques axeniques et les moustiques avec les microbes commensaux. Cependant, le moustique midgut abrite une communauté diversifiée de microbes, et chaque espèce de bactéries pourrait exercer un effet distinct vers la physiologie de l’hôte.

Le microbiote des moustiques régule la compétence vectorielle avec des effets divergents. La colonisation par Proteus isolé des moustiques dérivés du champ des zones dengue-endémiques confère l’expression et la résistance des peptides antimicrobiens upregulés contre l’infection par le virus de la dengue16. Le champignon entomopathogène Beauveria bassiana active la voie immunitaire Toll et JAK-STAT contre l’infection par l’arbovirus17. En revanche, le champignon Talaromyces isolé d’Aedes aegypti midgut facilite l’infection par le virus de la dengue en modulant l’activité de trypsineintestinale 18. En outre, Serratia marcescens favorise la transmission d’arbovirus par une protéine sécrétoire appelée SmEnhancin, qui digère la couche de mucine sur l’épithélium intestinal des moustiques19.

Cette procédure fournit une méthode systématique et intuitive pour la dissection du midgut de moustique, l’isolement des colonies de bactéries cultivables, l’identification des espèces de bactéries, et la réintroduction par l’alimentation orale. Il fournit des résultats représentatifs de l’alimentation du sang avec une bactérie commensal, Chryseobacterium meningosepticum, sur le développement des ovaires de moustiques et l’oviposition.

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Protocol

1. Dissection de midgut et isolement des bactéries cultivables

  1. Préparer le moustique à la dissection.
    1. Recueillir les moustiques 7 à 9 jours après l’émergence avec un aspirateur. Anesthésiez les moustiques recueillis en les soumettant à une température de 4 °C pendant 3 à 5 min et gardez les moustiques anesthésiés dans une boîte de Pétri glacée jusqu’à la dissection.
  2. Stériliser les instruments de laboratoire et la surface du moustique.
    1. Stériliser le banc d’expérimentation, disséquer le microscope, les forceps et la lame de verre en pulvérisant 75% d’éthanol pour éviter la contamination par les bactéries de l’environnement.
    2. Préparer une boîte de Pétri stérile contenant 75 % d’éthanol et deux plats Petri contenant de la solution saline tamponnée stérile de 1x phosphate (1x PBS).
    3. Stériliser le moustique en trempant et en le secouant dans 75 % d’éthanol pendant 3 min, et rincez deux fois avec un tampon PBS de 1x au cas où l’éthanol affecterait la flore intestinale disséquée.
  3. Disséquer le moustique midgut.
    1. Transférer le moustique stérilisé de surface sur la glissière en verre à l’aide d’une goutte de tampon stérile 1x PBS. Disséquer sous le microscope de dissection.
    2. Sous le grossissement inférieur du microscope de dissection, retirez soigneusement les jambes, les ailes et la tête du moustique pour éviter l’évasion. Retirez le dernier somite du moustique en le coupant directement, plutôt que de le tirer, pour empêcher le tube digestif de se briser.
    3. Pincez le thorax du moustique et l’extrémité de l’abdomen avec des forceps. Retirez doucement le tube digestif du moustique. Le tube digestif acquis contient habituellement la culture, le foregut, le midgut, le hindgut et les trompes de Malpighian.
    4. Ajuster le microscope de dissection à un grossissement plus élevé. Retirez la culture, le foregut, le hindgut et les trompes de Malpighian du tube digestif disséqué pour obtenir le midgut du moustique.
    5. Prenez soin tout en enlevant la culture, comme la culture se gonfle et ressemble à la midgut après que le moustique prend un repas de sucre. Les trompes de Malpighian, un groupe de tubes excrétoires longs et minces, sont situés à la limite entre le midgut et le hindgut.
  4. Isoler les bactéries intestinales.
    1. Transférer le midgut disséqué dans un tube stérile de 1,5 mL avec 200 μL de tampon stérile 1x PBS.
    2. Broyer le midgut sur un banc stérile à fond avec un pilon stérile pour permettre la libération complète des bactéries intestinales dans le tampon.
    3. Diluer en série l’homogénéité en trois dilutions 10 fois. Ajouter 50 μL de chaque dilution dans la plaque d’agar LB (bouillon de Luria), puis étendre sur l’assiette. Si le midgut contient une forte concentration de flore intestinale, il est essentiel de faire plus de dilutions en série pour choisir des colonies uniques.
    4. Incuber la plaque à 37 °C pendant 1 à 2 jours jusqu’à ce que des colonies individuelles soient visibles.
  5. Identification des espèces
    1. Choisissez des colonies individuelles et inoculez-les respectivement dans une fiole conique de 150 ml contenant 50 ml de bouillon LB moyen.
    2. Agiter les bactéries à 37 °C pendant la nuit.
    3. Extraire l’ADN total par kit d’extraction d’ADN génomique bactérien. Amplifier l’ADN 16S par réaction en chaîne de polymérase (PCR).
      REMARQUE : Il existe plusieurs segments dans l’ADN 16S qui sont conservés. Sur la base de ces régions conservées, les amorces universelles pour les bactéries peuvent être conçues pour amplifier les fragments d’ADdrène 16S de toutes les bactéries. Ces amorces sont spécifiques aux bactéries, et la différence dans la région variable de 16S rDNA peut être utilisée pour distinguer différentes bactéries. Par conséquent, 16S rDNA est largement utilisé pour l’identification bactérienne.
    4. Récupérez et purifiez les fragments d’ADN des produits PCR par l’électrophorèse de gel d’agarose et un kit commercial de récupération de gel.
    5. Effectuer le séquençage de l’ADN sur les fragments d’ADN purifiés pour obtenir des séquences de gènes bactériens.
    6. Comparez la séquence du gène rRNA 16S avec la séquence bactérienne disponible dans GenBank. Sélectionnez la base de données Bactéries et Archaea.
      REMARQUE : L’identification au niveau de l’espèce a été définie comme étant la similitude de la séquence de l’ADNr de 16 s de ≥99 % à l’entrée genbank la plus proche. L’isolat a été attribué au genre correspondant lorsque sa similitude de séquence 16S rDNA était de <99% et ≥95%.

2. Traitement antibiotique et réintroduction de bactéries

  1. Préparez la solution antibiotique.
    1. Peser la quantité requise de saccharose, de pénicilline et de streptomycine pour préparer une solution de saccharose de 10 %, y compris 20 unités de pénicilline et 20 μg de streptomycine par mL.
  2. Nourrissez les moustiques avec la solution antibiotique.
    1. Anesthésier les moustiques en 4 °C pendant 3 à 5 min. Transférer les moustiques dans une tasse en papier. Couvrir le dessus de gaze et enserrir la gaze avec du ruban adhésif pour empêcher les moustiques de s’échapper.
    2. Tremper les boules de coton stériles dans la solution antibiotique et les placer soigneusement sur la tasse de moustique. Presser les boules de coton avant d’être utilisées pour empêcher les moustiques de se noyer dans les boules de coton qui coulent.
    3. Couvrir les boules de coton d’une boîte de Pétri de 10 cm pour éviter l’évaporation de l’humidité. Remplacer les boules de coton deux fois par jour pendant trois jours consécutifs.
  3. Confirmer l’efficacité du traitement antibiotique.
    1. Selon la méthode ci-dessus, disséquer le midgut des moustiques traités aux antibiotiques.
    2. Transférer les midguts disséqués dans un tube stérile de 1,5 mL avec 200 μL de tampon stérile 1x PBS.
    3. Broyer les midguts dans un banc stérile à fond avec un pilon stérile pour permettre la libération complète des bactéries intestinales dans le tampon.
    4. Extraire l’ADN microbien intestinal par kit d’extraction d’ADN génomique bactérien.
    5. Effectuer la quantitation bactérienne par PCR quantitatif en temps réel (qPCR) sur l’ADN génomique à l’aide d’amorces d’eubactéries universelles (16S rRNA F: TCCTACGGGAGGGAGCAGT et R: GGACTACCAGGGTATCTCTCTCTCTTT).
  4. Préparation de la suspension bactérienne
    1. Mesurer la solution bactérienne à l’aide d’un spectrophotomètre. Ajouter 1 suspension bactérienne OD (OD600) dans un tube de 1 mL. Centrifuge la suspension à 5 000 x g pendant 5 min à 4 °C.
    2. Jetez le supernatant et ajoutez 1 ml de tampon stérile 1x PBS à 1,5 mL pour les précipitations de suspension.
    3. Centrifugeuse à 5 000 x g pendant 5 min à 4 °C; jeter le supernatant.
    4. Répétez les étapes 2.4.2 et 2.4.3.
    5. Ajouter 200 μL de tampon stérile de 1x PBS aux précipitations bactériennes.
    6. Ajouter 600 μL de solution de saccharose à 10 %, 200 μL d’ATP de 10 mm (qui agit comme phagostimulant) et 200 μL de suspension bactérienne dans un tube stérile de 1,5 mL. Mélanger en vortexant. Sinon, suspendez les granulés bactériens dans le sang inactivé par la chaleur.
    7. Préparation du sang inactivé par la chaleur
      1. Recueillir le sang frais avec un tube anticoagulant.
      2. Prenez 2 à 3 mL de sang frais. Centrifugeuse à 1 000 x g pendant 10 min à 4 °C pour séparer le plasma et les cellules sanguines. Notez que le sang sera perdu pendant la centrifuge et le processus de lavage; il est nécessaire de calculer l’utilisation à l’avance.
      3. Recueillir le plasma dans un nouveau tube de 1,5 mL et inactiver la chaleur à 56 °C pendant 1 h.
      4. Ajouter 500 μL de tampon stérile 1x PBS à 1,5 mL pour la suspension des cellules sanguines. Centrifugeuse à 1 000 x g pendant 10 min à 4 °C, puis jeter le supernatant.
      5. Répétez deux fois l’étape 2.4.7.4.
      6. Resuspender les cellules sanguines avec du plasma inactivé thermiquement pour obtenir du sang inactivé thermiquement.
      7. Suivez les étapes 2.4.1 à 2.4.4 pour obtenir 1 OD bactérienne granulé.
      8. Resuspendez les bactéries granulées avec 1 mL de sang inactivé par la chaleur.
  5. Nourrissez le moustique avec la suspension de bactéries.
    1. Affamer les moustiques pendant 24 h, permettant aux antibiotiques de métaboliser avant de nourrir les bactéries.
    2. Assembler le système d’alimentation des membranes.
    3. Sceller l’unité d’alimentation stérilisée à l’aide d’un parafilm, alternativement une membrane de collagène.
    4. Mettez un anneau en plastique et fixez-le avec le parafilm pour éviter de se casser en raison de la friction pendant l’alimentation.
    5. Ajoutez lentement la solution bactérienne préparée à l’unité d’alimentation. Notez qu’un seul puits de l’unité d’alimentation à deux puits peut être rempli avec la solution et couvrir l’unité d’alimentation uniquement du côté de la chute du réactif.
    6. Connectez l’unité d’alimentation à un système d’alimentation préchauffé à 37 °C, qui simule la température humaine pour attirer les moustiques. Placez le dispositif d’alimentation sur une tasse de papier remplie de moustiques et nourrissez pendant 90 min.
    7. Après l’alimentation, anesthésiez les moustiques en les soumettant à une température de 4 °C pendant 3 à 5 min et gardez les moustiques anesthésiés dans une boîte de Pétri glacée.
    8. Choisissez les moustiques entièrement engorgés pour d’autres études.

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Representative Results

Les midguts des moustiques traités avec des antibiotiques et sans antibiotiques ont été sortis pour l’extraction d’ADN, et qPCR a été exécuté avec des amorces bactériennes universelles. La figure 1 montre l’expression de l’ARN 16S bactérien dans le groupe témoin et le groupe de traitement antibiotique. Les résultats montrent qu’environ 98% des bactéries intestinales ont été enlevées, et la stérilisation intestinale de la pénicilline et de la streptomycine a été réussie.

Avec les méthodes décrites, les souches de bactéries ont été isolées et identifiées. C. meningosepticum est un bacille aérobie gram-négatif non-xiadé-positif, appartenant au Chryseobacterium. La figure 2 montre l’œuf pondu moyen par moustique après l’alimentation sanguine de moustiques traités aux antibiotiques avec C. meningosepticum. La figure 3 montre l’expression des gènes liés au développement ovarien 24 h après repas sanguin contenant du C. meningosepticum. Un aperçu des gènes et des séquences d’amorce liés au développement ovarien est répertorié dans le tableau 1.

La souche isolée des bactéries intestinales à partir desquelles les bactéries intestinales ont été enlevées, puis les moustiques entièrement engorgés ont été divisés en trois groupes. Cinq femelles du premier groupe et le deuxième groupe ont été utilisées pour compter la quantité de frai, et 10 femelles du troisième groupe ont été utilisées pour détecter l’expression génique liée au développement ovarien après 24 h de chaque moustique femelle après l’alimentation, respectivement. Les résultats montrent qu’il n’y a pas de changement significatif dans la production d’œufs du groupe témoin et du groupe d’alimentation.

Figure 1
Figure 1 : Expression de l’ARN 16S après traitement antibiotique. Les moustiques avec des antibiotiques non traités ont servi de groupe témoin. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2
Figure 2: Effet du microbe intestinal sur l’oviposition des moustiques. Les souches bactériennes indiquées ont été mélangées avec du sang et nourries à des moustiques traités aux antibiotiques. Les moustiques avec des microbes de commensal intestin non traités ont servi de groupe témoin. Les données sont présentées comme moyennes ± SEM. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 3
Figure 3: Expression des gènes liés à la reproduction après l’alimentation sanguine. Expression de la cathépsine B (A),inhibiteur mitochondrial atpase (B), ribosome biogenèse protéine brix (C), et Serine / Threonine-protéine kinase rio2 (D) après l’alimentation sanguine des moustiques traités aux antibiotiques pendant 24 h avec les souches de bactéries indiquées. Les moustiques avec le microbe de commensal d’intestin non traité ont servi de groupe témoin. Chaque point représente un moustique et chaque ligne représente la valeur médiane du groupe. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Nom numéro de gène séquence d’amorce
Cathepsine B AAEL009642 Amorce avant-GAGGGAGAAAGTTCGATGTGGGA
Amorce inversée-AATCCCACCACCACCACCCAGTA
Inhibiteur mitochondrial d’ATPase AAEL004284 Amorce avant-CAACTGCACAAGCTGAAGGA
Amorce inversée-ACGTGCGATAGCTTCCTTCTGT
Brix de protéine de biogenèse de ribosome AAEL001917 Amorce avant-GAACAGCACAAGCGAATGAA
Amorce inversée-TTGGCCTTGAGAGTGCTCCTTT
Serine/Thréonine-protéine kinase rio2 AAEL011114 Amorce avant-GAGGAGAAAGCAGCACAACC
Amorce inversée-TPGAATGGCTTTCTCTCTCTTC

Tableau 1 : Gènes liés au développement ovarien et séquences d’amorces.

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Discussion

La recherche sur les interactions hôte-microbe ont constaté que différents microbes intestinaux affectent leur physiologie hôte par des mécanismes divergents. Cet article présente la méthode pour étudier le rôle respectif du microbe intestinal de moustique, y compris la dissection de midgut de moustique, la culture des bactéries intestinales cultivables, le traitement antibiotique, et la réintroduction des bactéries d’intérêt.

Pour réussir un traitement antibiotique, les détails suivants doivent être pris en considération dans la réalisation de l’expérience. Dans ce protocole, les moustiques ont été traités à l’aide de boules de coton humidifiées avec une solution de saccharose de 10 %, y compris 20 unités de pénicilline et 20 μg de streptomycine par mL pendant 3 jours11,16. La pénicilline a servi d’antibiotique à large spectre contre les bactéries gram-positives, et la streptomycine a servi d’antibiotique à large spectre contre les bactéries gramnégatives20. Une bonne conservation des antibiotiques est essentielle pour un traitement antibiotique efficace21. Lorsqu’elle est stockée à -18 °C, la stabilité de la pénicilline G est d’au moins 3 m. La streptomycine est stable sur au moins 12 m lorsqu’elle est stockée à 4 °C22. Bien que les différences dans la marque antibiotique ou le temps de stockage peuvent causer de légères différences dans le dégagement microbien, il est nécessaire de vérifier l’efficacité après chaque traitement antibiotique. En plus de la qPCR, la propagation de la plaque ou l’utilisation de PCR sont couramment utilisés pour évaluer l’efficacité du traitement antibiotique23,24. En outre, pour empêcher les moustiques d’être contaminés par d’autres bactéries après un traitement antibiotique, le test d’alimentation doit être effectué avec de l’équipement stérilisé assemblé sous un banc super propre.

Avant l’alimentation orale bactérienne, les moustiques doivent être affamés pendant 24 h pour permettre aux antibiotiques d’être métabolisés25. Cela aide non seulement les moustiques à ingérer des bactéries liquides, mais empêche également les antibiotiques de tuer les bactéries.

Certes, ce protocole est principalement pour étudier l’effet des bactéries cultivables. Pour étudier le microbiote intestinal de l’hôte vertébré et invertébré, la réintroduction de bactéries cultivables à l’hôte traité aux antibiotiques est couramment utilisée dans les recherches récentes8,26,27. En outre, l’identification initiale des bactéries intestinales cultivées est généralement basée sur les caractéristiques de la taille de la colonie, la forme, la couleur, le bord, l’opacité, la hauteur et la consistance28. Pour les bactéries non cultivables, les approches métagénomiques à base de séquençage à haut débit sont susceptibles de fournir des informations complètes sur la composition totale du microbiote midgut29,30,31. Cependant, l’interaction entre les bactéries non cultivables et l’hôte reste largement inexplorée.

Cet article offre deux options alternatives pour étudier l’effet du microbe intestinal sur l’oviposition des moustiques, mélanger les bactéries avec le sang inactivé par la chaleur ou l’implantation de la bactérie par l’alimentation par sucre suivie par l’alimentation sanguine. Les résultats représentatifs de ce manuscrit ont adopté la première option, tandis que cette dernière méthode a généré des résultats similaires. Diverses études pourraient être menées après l’alimentation orale avec une souche de bactéries spécifiques. Des tests ultérieurs pourraient être utilisés pour étudier comment le facteur microbien module le comportement locomoteur des moustiques. Des tests de quantification des protéines pourraient être suivis pour étudier les effets de différentes bactéries sur la digestion. Avec des modifications mineures, cette méthode pourrait être utilisée pour étudier les effets respectifs de divers microbes vers la physiologie des moustiques, y compris l’absorption des nutriments, l’immunité, le développement, la reproduction et la compétence vectorielle.

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Disclosures

Les auteurs n’ont pas de conflits d’intérêts à divulguer.

Acknowledgments

Ces travaux ont été soutenus par la National Natural Science Foundation of China (Grant No. 81902094, 81600497) et le Projet de plan scientifique et technologique de la province du Hunan (2019RS1036).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Adenosine 5′-triphosphate disodium salt hydrate Sigma A2383 Adenosine 5′-triphosphate disodium salt hydrate has been used to prepare adenosine triphosphate (ATP) standard solutions
Aedes aegypti Female mosquitoes
Anticoagulant tube BD Vacutainer 363095 Collect fresh blood
Centrifuge tube Sangon Biotech F601620-0010 1.5 ml, Natural, Graduated, Sterile
Cotton balls
Disposable Tissue Grinding Pestle Sangon Biotech F619072-0001 70 mm Long, Conical, Blue, Sterile
Ethanol absolute Paini Dilute it to 75% ethanol
Forceps RWD F11029 Dissection
Hemotek Membrane Feeding System Hemotek Components of the feeding system, including  Hemotek temperature controller, feeder-housing assembly, metal feeder assembled.
Incubator shaker ZQZY-78AN
Inoculation Loops Sangon Biotech F619312-0001 10 μl, Yellow
LB Agar Powder Sangon Biotech A507003 Tryptone 10.0 g, Yeast Extract 5.0 g, NaCl 10.0 g, Agar 15.0 g.
LB Broth Powder Sangon Biotech A507002 Tryptone 10.0 g, Yeast Extract 5.0 g, NaCl 10.0 g.
Microscope Zeiss Stemi508
Paper cup Place mosquito
Parafilm Sangon Biotech F104002 4 inx 125 ft
Petri dish Sangon Biotech F611203
Penicillin G procaine salt hydrate Sangon Biotech A606248 White powder. Soluble in water, soluble in methanol, slightly soluble in water, ethanol
Single Channal Pipettor Gilson
Streptomycin sulfate Sangon Biotech A610494 Streptomycin sulfate is a glucosamine antibiotic that interferes with the synthesis of prokaryotic proteins.
Sucrose Sangon Biotech A502792 Soluble in water, ethanol and methanol, slightly soluble in glycerol and pyridine.
TIANamp Bacteria DNA Kit TIANGEN DP302 Extract DNA 
Utility Fabric-Mosquito Netting White
Vortex mixer Scintic Industries S1-0246
1.5ml EP tube Sangon Biotech F600620
10X PBS buffer Sangon Biotech E607016 This product is a 10X solution. Please dilute it 10 times before use. The pH value is 7.4.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Biologie Numéro 163 moustique midgut microbiote bactéries intestinales antibiotiques alimentation par sucre alimentation sanguine Aedes aegypti
Un test d’alimentation orale bactérienne avec des moustiques traités aux antibiotiques
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Liu, X., Wu, S., Li, W., Zhang, M.,More

Liu, X., Wu, S., Li, W., Zhang, M., Wu, Y., Zhou, N., Wu, P. A Bacterial Oral Feeding Assay with Antibiotic-Treated Mosquitoes. J. Vis. Exp. (163), e61341, doi:10.3791/61341 (2020).

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