Summary
Este artículo presenta un protocolo para investigar el efecto de las bacterias intestinales de mosquitos individuales, incluyendo el aislamiento y la identificación de microbios cultivables de mosquitos en la mitad del intestino, agotamiento de antibióticos de bacterias intestinales de mosquitos, y reintroducir una especie específica de bacterias.
Abstract
El mosquito midgut alberga un microbioma altamente dinámico que afecta el metabolismo del huésped, la reproducción, la aptitud física y la competencia vectorial. Se han realizado estudios para investigar el efecto de los microbios intestinales en su conjunto; sin embargo, diferentes microbios podrían ejercer efectos distintos hacia el huésped. Este artículo proporciona la metodología para estudiar el efecto de cada microbio intestinal específico del mosquito y el mecanismo potencial.
Este protocolo contiene dos partes. La primera parte introduce cómo diseccionar el mosquito en la parte media del intestino, aislar colonias de bacterias cultivables e identificar especies de bacterias. La segunda parte proporciona el procedimiento para generar mosquitos tratados con antibióticos y reintroducir una especie específica de bacterias.
Introduction
Los mosquitos se consideran los vectores más importantes de las enfermedades patógenas humanas, transmitiendo más de un centenar de patógenos, incluyendo el virus del Zika, el virus del Dengue y los parásitos Plasmodium 1. Cuando los mosquitos toman una comida de sangre para adquirir nutrientes para la oviposición, pueden ingerir accidentalmente patógenos de un huésped infectado a través del tracto digestivo2. Es importante destacar que el medio mosquito, que desempeña un papel fundamental tanto en la digestión de las comidas en sangre como en la entrada de patógenos, alberga un microbioma altamente dinámico3.
Varios estudios han caracterizado la microbiota de mosquitos criada en laboratorio y recogida en el campo utilizando un método dependiente del cultivo o un ensayo de secuenciación de bacterias4,,5,,6. Especies como Pantoea, Serratia, Klebsiella, Elizabethkingiay Enterococcus se suelen aislar de los mosquitos en diversos estudios5,7,8,9. Curiosamente, la microbiota intestinal de los mosquitos fluctúa dinámicamente tanto en la diversidad comunitaria como en la cantidad de especies bacterianas, afectadas por la etapa de desarrollo, las especies, el origen geográfico y el comportamiento de alimentación4. Los estudios muestran que la alimentación sanguínea aumenta dramáticamente la carga bacteriana total con una rápida expansión de las especies de Enterobacteriaceae y una reducción de la diversidad general10,11. Además, la microbiota intestinal del mosquito de la etapa larval generalmente se erradica cuando el insecto sufre metamorfosis durante la pupación y eclosión; por lo tanto, los mosquitos adultos recién surgidos necesitan repoblar su microbiota4.
La microbiota intestinal modula la fisiología de los insectos en diversos aspectos, como la absorción de nutrientes, la inmunidad, el desarrollo, la reproducción y la competencia vectorial12. Las larvas de mosquitos estribicos no se desarrollan más allá de la primera estrella, mientras que un suministro oral de bacterias rescata el desarrollo, lo que indica que el microbio intestinal del mosquito es esencial para el desarrollo larvario13,14. Además, el agotamiento de las bacterias intestinales retrasa la digestión de las comidas en la sangre y la absorción de nutrientes, afecta la maduración de los ovocitos y disminuye la oviposición15. Además, los mosquitos con microflora intestinal provocan respuestas inmunitarias más altas en comparación con los mosquitos tratados con antibióticos, con una expresión de péptido antimicrobiano constantemente elevada contra otros patógenos para infectar a16. Por lo general, los antibióticos se administran por vía oral para eliminar las bacterias del intestino de la sartén en estos estudios, y luego se llevan a cabo experimentos para comparar la diferencia entre los mosquitos oxenicos y los mosquitos con microbios commensales. Sin embargo, el mosquito midgut alberga una comunidad diversa de microbios, y cada especie de bacteria podría ejercer un efecto distintivo hacia la fisiología anfitriona.
La microbiota de mosquitos regula la competencia vectorial con efectos divergentes. La colonización por Proteus aislada de mosquitos derivados del campo de las zonas endémicas de dengue confiere la expresión de péptidos antimicrobianos reguladas y la resistencia contra la infección por el virus del dengue16. El hongo entomopatógeno Beauveria bassiana activa la vía inmune Toll y JAK-STAT contra la infección por arbovirus17. Por el contrario, el hongo Talaromyces aislado de Aedes aegypti midgut facilita la infección por el virus del dengue mediante la modulación de la actividad de tripsina intestinal18. Además, Serratia marcescens promueve la transmisión del arbovirus a través de una proteína secretora llamada SmEnhancin, que digiere la capa de mucina en el epitelio intestinal de los mosquitos19.
Este procedimiento proporciona un método sistemático e intuitivo para la disección del pasto del mosquito, el aislamiento de colonias de bacterias cultivables, la identificación de las especies de bacterias y la reintroducción a través de la alimentación oral. Proporciona resultados representativos de la alimentación de la sangre con una bacteria commensal, Chryseobacterium meningosepticum,sobre el desarrollo del ovario de mosquitos y la oviposición.
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Protocol
1. Disección de la parte media y aislamiento de bacterias cultivables
- Preparen el mosquito para la disección.
- Recoger los mosquitos 7-9 días después de la aparición con un aspirador. Anestesia a los mosquitos recogidos sometiéndolos a una temperatura de 4oC durante 3-5 min y mantén a los mosquitos anestesiados en un plato de Petri helado hasta la disección.
- Esterilice los instrumentos de laboratorio y la superficie del mosquito.
- Esterilice el banco del experimento, el microscopio de disección, los fórceps y el deslizamiento de vidrio rociando un 75% de etanol para evitar la contaminación por bacterias del medio ambiente.
- Preparar un plato estéril de Petri que contenga 75% de etanol y dos platos de Petri que contengan solución salina estéril tamponada 1x fosfato (1x PBS).
- Esterilizar la superficie del mosquito sumergiéndolo y agitando en 75% de etanol durante 3 minutos, y enjuagar dos veces con 1x tampón PBS en caso de que el etanol afecte la flora intestinal diseccionada.
- Disecciona el mosquito en la parte media.
- Transfiera el mosquito esterilizado por la superficie en el portaobjetos de vidrio con una gota de tampón estéril 1x PBS. Disecciona bajo el microscopio diseccionando.
- Bajo el aumento inferior del microscopio diseccionado, retire cuidadosamente las patas, las alas y la cabeza del mosquito para evitar el escape. Retire la última somita del mosquito cortando directamente, en lugar de tirar de ella, para evitar que el tracto digestivo se rompa.
- Sujete el tórax del mosquito y el extremo del abdomen con fórceps. Tire suavemente del tracto digestivo del mosquito. El tracto digestivo adquirido generalmente contiene el cultivo, el foregut, el midgut, el hindgut y los tubos malpighianos.
- Ajuste el microscopio de disección a un aumento más alto. Retire el cultivo, el foregut, el hindgut y los tubos malpighianos del tracto digestivo diseccionado para obtener el intestino medio del mosquito.
- Tenga cuidado mientras retira el cultivo, ya que el cultivo se infla y se asemeja a la parte media después de que el mosquito toma una comida de azúcar. Los tubos malpighianos, un grupo de tubos excretores largos y delgados, se encuentran en el límite entre la parte media y la parte posterior.
- Aislar las bacterias intestinales.
- Transfiera el midgut diseccionado a un tubo estéril de 1,5 ml con 200 ml de tampón estéril de 1x PBS.
- Moler el punto medio en un banco estéril a fondo con un pestillo estéril para permitir la liberación completa de bacterias intestinales al tampón.
- Serial diluir el homogeneizar a tres diluciones de 10 veces. Agregue 50 l de cada dilución a la placa de agar LB (caldo de Luria), y luego extiéndala en la placa. Si el midgut contiene una alta concentración de flora intestinal, es esencial hacer más diluciones en serie para elegir colonias individuales.
- Incubar la placa a 37oC durante 1-2 días hasta que las colonias sean visibles.
- Identificación de especies
- Escoja colonias individuales e inocularlas respectivamente en un matraz cónico de 150 ml que contenga 50 ml de medio de caldo LB.
- Agitar las bacterias a 37 oC durante la noche.
- Extraer ADN total por kit de extracción de ADN genómico bacteriano. Amplificar 16S rDNA por reacción en cadena de la polimerasa (PCR).
NOTA: Hay varios segmentos en 16S rDNA que se conservan. Sobre la base de estas regiones conservadas, las imprimaciones universales para bacterias se pueden diseñar para amplificar fragmentos de ADNr 16S de todas las bacterias. Estas imprimaciones son específicas de las bacterias, y la diferencia en la región variable de 16S rDNA se puede utilizar para distinguir diferentes bacterias. Por lo tanto, 16S rDNA es ampliamente utilizado para la identificación bacteriana. - Recuperar y purificar fragmentos de ADN de productos de PCR mediante electroforesis de gel de agarosa y un kit de recuperación de gel comercial.
- Realizar la secuenciación del ADN en los fragmentos de ADN purificado para obtener secuencias genéticas bacterianas.
- Compare la secuencia del gen 16S rRNA con la secuencia bacteriana disponible en GenBank. Seleccione la base de datos Bacterias y Arqueas.
NOTA: La identificación al nivel de la especie se definió como la similitud de la secuencia de ADNr del 99% 16S con la entrada más cercana de GenBank. El aislado fue asignado al género correspondiente cuando su similitud de secuencia de ADNr 16S fue de <99% y 95%.
2. Tratamiento antibiótico y reintroducción de bacterias
- Prepare la solución antibiótica.
- Pesar la cantidad necesaria de sacarosa, penicilina y estreptomicina para preparar una solución de sacarosa del 10%que incluya 20 unidades de penicilina y 20 g de estreptomicina por ml.
- Alimente a los mosquitos con la solución antibiótica.
- Anestfetizar a los mosquitos en 4 oC durante 3-5 min. Transfiera los mosquitos a una taza de papel. Cubra la parte superior con gasa y enviva la gasa con cinta adhesiva para evitar que los mosquitos escapen.
- Sumerja las bolas de algodón estériles en la solución antibiótica y colóquelas cuidadosamente en la taza del mosquito. Apriete las bolas de algodón antes de usarlas para evitar que los mosquitos se ahoguen en las bolas de algodón goteando.
- Cubra las bolas de algodón con un plato Petri de 10 cm para evitar la evaporación de la humedad. Sustituya las bolas de algodón dos veces al día durante tres días consecutivos.
- Confirmar la eficacia del tratamiento con antibióticos.
- Según el método anterior, disecciona el medio de los mosquitos tratados con antibióticos.
- Transfiera las placas medias diseccionadas a un tubo estéril de 1,5 ml con 200 ml de tampón estéril de 1x PBS.
- Moler las vías medias en un banco estéril a fondo con un pestillo estéril para permitir la liberación completa de bacterias intestinales al tampón.
- Extraer el ADN microbiano intestinal mediante un kit de extracción de ADN genómico bacteriano.
- Realizar la cuantificación bacteriana por PCR cuantitativo en tiempo real (qPCR) en ADN genómico utilizando imprimaciones de eubacterias universales (16S rRNA F: TCCTACGGGAGAGCAGT y R: GGACTACCAGGGTATCTAATCCTGTT).
- Preparación de la suspensión bacteriana
- Mida la solución bacteriana con un espectrofotómetro. Añadir 1 OD (OD600) suspensión bacteriana en un tubo de 1 ml. Centrifugar la suspensión a 5.000 x g durante 5 min a 4oC.
- Deseche el sobrenadante y agregue 1 ml de tampón estéril 1x PBS al tubo de 1,5 ml para la precipitación de la suspensión.
- Centrífuga a 5.000 x g durante 5 min a 4oC; descartar el sobrenadante.
- Repita los pasos 2.4.2 y 2.4.3.
- Añadir 200 l de tampón estéril de 1x PBS a la precipitación bacteriana.
- Añadir 600 l de solución de sacarosa al 10%, 200 ml de ATP de 10 mm (que actúa como un fagostimulante) y 200 l de suspensión bacteriana en un tubo estéril de 1,5 ml. Mezclar por vórtices. Alternativamente, suspenda el pelet bacteriano en sangre inactivada por calor.
- Preparación de sangre inactivada por calor
- Recoger sangre fresca con un tubo anticoagulante.
- Tomar de 2 a 3 ml de sangre fresca. Centrifugar a 1.000 x g durante 10 min a 4 oC para separar el plasma y las células sanguíneas. Tenga en cuenta que la sangre se perderá durante el proceso de centrifugación y lavado; hay una necesidad de calcular el uso por adelantado.
- Recoger el plasma en un nuevo tubo de 1,5 ml y inactivar el calor a 56 oC durante 1 h.
- Añadir 500 l de tampón estéril de 1x PBS al tubo de 1,5 ml para la suspensión de las células sanguíneas. Centrifugar a 1.000 g durante 10 min a 4oC y luego deseche el sobrenadante.
- Repita el paso 2.4.7.4 dos veces.
- Resuspender las células sanguíneas con plasma termoactivado para obtener sangre inactivada por calor.
- Siga los pasos 2.4.1 a 2.4.4 para obtener 1 OD gestido bacteriano.
- Resuspender las bacterias peletadas con 1 ml de sangre inactivada por calor.
- Alimente al mosquito con suspensión bacteriana.
- Muestrese a los mosquitos durante 24 horas, permitiendo que los antibióticos se metabolicen antes de alimentar a las bacterias.
- Montar el sistema de alimentación por membrana.
- Selle la unidad alimentadora esterilizada con un parafilm, alternativamente una membrana de colágeno.
- Ponte un anillo de plástico y fíjelo con parafilm para evitar roturas debido a la fricción durante la alimentación.
- Agregue lentamente la solución bacteriana preparada a la unidad alimentadoras. Tenga en cuenta que solo se puede llenar un pozo de la unidad de alimentación de dos pozos con la solución y cubrir la unidad alimentador solo desde el lado de caída del reactivo.
- Conecte la unidad alimentador a un sistema de alimentación precalentado a 37 oC, que simula la temperatura humana para atraer a los mosquitos. Coloque el dispositivo de alimentación sobre una taza de papel llena de mosquitos y alimente durante 90 minutos.
- Después de la alimentación, anestesia a los mosquitos sometiéndolos a una temperatura de 4oC durante 3-5 min y mantener a los mosquitos anestesiados en un plato de Petri helado.
- Escoge los mosquitos completamente engordados para más estudios.
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Representative Results
Las vías medias de los mosquitos tratados con antibióticos y sin antibióticos fueron sacados para la extracción de ADN, y qPCR se realizó con imprimaciones bacterianas universales. La Figura 1 muestra la expresión de RRNA bacteriana 16S en el grupo de control y en el grupo de tratamiento antibiótico. Los resultados muestran que alrededor del 98% de las bacterias intestinales se han eliminado, y la esterilización intestinal de penicilina y estreptomicina fue exitosa.
Con los métodos descritos, las cepas bacterianas fueron aisladas e identificadas. C. meningosepticum es un bacilo aeróbico gram-negativo sin fermentación, oxidasa-positiva, perteneciente a Chryseobacterium. La Figura 2 muestra el promedio de huevo puesto por mosquito después de la alimentación sanguínea de mosquitos tratados con antibióticos con C. meningosepticum. La Figura 3 muestra la expresión de genes relacionados con el desarrollo ovárico 24 h después de la comida de sangre que contiene C. meningosepticum. En la Tabla 1se ofrece una visión general de los genes y secuencias de imprimación relacionados con el desarrollo ovárico.
La cepa aislada de las bacterias intestinales de las que se eliminaron las bacterias intestinales y luego los mosquitos completamente engordados se dividieron en tres grupos. Se utilizaron cinco hembras en el primer grupo y el segundo grupo para contar la cantidad de desove, y se utilizaron 10 hembras en el tercer grupo para detectar la expresión génica relacionada con el desarrollo ovárico después de las 24 horas de cada mosquito hembra después de alimentarse, respectivamente. Los resultados muestran que no hay ningún cambio significativo en la producción de óvulos del grupo de control y del grupo de alimentación.
Figura 1: Expresión de RRNA 16S después del tratamiento con antibióticos. Los mosquitos con antibióticos no tratados sirvieron como grupo de control. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Efecto del microbio intestinal en la oviposición de mosquitos. Las cepas bacterianas indicadas se mezclaron con sangre y se alimentaron con mosquitos tratados con antibióticos. Los mosquitos con microbios commensales intestinales no tratados sirvieron como grupo de control. Los datos se presentan como medias de SEM. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Expresión de genes relacionados con la reproducción después de la alimentación sanguínea. Expresión de La catepsin B (A), inhibidor del ATPasa mitocondrial (B), brix de proteína biogénesis ribosoma(C) y serine/threoína-proteína quinasa rio2 (D) después de la alimentación sanguínea de mosquitos tratados con antibióticos durante 24 h con las cepas bacterianas indicadas. Los mosquitos con microbios commensales intestinales no tratados sirvieron como grupo de control. Cada punto representa un mosquito y cada línea representa el valor medio del grupo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Nombre | número genético | secuencia de imprimación |
| Cathepsin B | AAEL009642 | Entrada directa-GAGGGAAAGTTCGATGTGGA |
| Imprimación inversa-AATCCCACATCCACCCAGTA | ||
| Inhibidor de la ATPasa mitocondrial | AAEL004284 | Imprimación directa-CAACTGCACAAGCTGAAGGA |
| Imprimación inversa-ACGTGCGATAGCCTTCGTGT | ||
| Brix de proteína biogénesis ribosoma | AAEL001917 | Preso-GAACAGCACAAGCGAATGAA |
| Imprimación inversa-TTGGCCTTGAGAGAGTCGTCTT | ||
| Serine/Threonine-protein quinasa rio2 | AAEL011114 | Imprimación directa-GAGGAGAAAGCAGCACAACC |
| Imprimación inversa-TCGAATGGCTTTTCCATTTC |
Tabla 1: Genes relacionados con el desarrollo ovárico y secuencias de imprimación.
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Discussion
Las investigaciones sobre las interacciones huésped-microbio han encontrado que diferentes microbios intestinales afectan su fisiología huésped a través de mecanismos divergentes. Este artículo presenta el método para investigar el papel respectivo del microbio intestinal del mosquito, incluyendo la disección de la mitad del mosquito en la bles, el cultivo de bacterias intestinales cultivables, el tratamiento antibiótico y la reintroducción de las bacterias de interés.
Para un tratamiento antibiótico exitoso, se deben tener en cuenta los siguientes detalles al llevar a cabo el experimento. En este protocolo, los mosquitos fueron tratados con bolas de algodón humedecidas con una solución de sacarosa del 10%, incluyendo 20 unidades de penicilina y 20 g de estreptomicina por ml durante 3 días11,,16. La penicilina sirvió como un antibiótico de amplio espectro contra las bacterias grampositivas, y la estreptomicina sirvió como un antibiótico de amplio espectro contra las bacterias gramnegativas20. La correcta conservación de los antibióticos es vital para un tratamiento antibiótico eficiente21. Cuando se almacena a -18 oC, la estabilidad de la penicilina G es de al menos 3 m. La estreptomicina es estable durante al menos 12 m cuando se almacena a 4 oC22. Si bien las diferencias en la marca de los antibióticos o el tiempo de almacenamiento pueden causar ligeras diferencias en el aclaramiento microbiano, es necesario verificar la eficiencia después de cada tratamiento antibiótico. Además del qPCR, la difusión de la placa o el uso de PCR se utilizan comúnmente para evaluar la eficiencia del tratamiento antibiótico23,24. Además, para evitar que los mosquitos se contaban con otras bacterias después del tratamiento con antibióticos, el ensayo de alimentación debe realizarse con equipos esterilizados montados bajo un banco súper limpio.
Antes de la alimentación oral bacteriana, los mosquitos deben morir de hambre durante 24 horas para permitir que los antibióticos se metabolicen25. Esto no sólo ayuda a los mosquitos a ingerir líquido bacterias, sino que también evita que los antibióticos maten a las bacterias.
Es cierto que este protocolo es principalmente para investigar el efecto de las bacterias cultivables. Para estudiar la microbiota intestinal del huésped vertebrado e invertebrado, la reintroducción de bacterias cultivables en huésped tratado con antibióticos se utiliza comúnmente en investigaciones recientes8,,26,,27. Además, la identificación inicial de las bacterias intestinales cultivadas se basa generalmente en las características del tamaño de la colonia, la forma, el color, el borde, la opacidad, la altura y la consistencia28. En el caso de las bacterias no culturales, es probable que los enfoques metagenómicos basados en la secuenciación de alto rendimiento proporcionen información completa sobre la composición total de la microbiota de la gama media29,,30,,31. Sin embargo, la interacción entre las bacterias no culturales y el huésped sigue siendo en gran medida inexplorada.
Este artículo ofrece dos opciones alternativas para estudiar el efecto del microbio intestinal en la oviposición de mosquitos, mezclar las bacterias con sangre inactivada por calor o la implantación de las bacterias a través de la alimentación con azúcar seguido de la alimentación de la sangre. Los resultados representativos de este manuscrito adoptaron la primera opción, mientras que este último método generó resultados similares. Se podrían realizar varios estudios después de la alimentación oral con una cepa específica de bacterias. El ensayo posterior podría utilizarse para investigar cómo el factor microbiano modula el comportamiento locomotor de los mosquitos. Se podría seguir el ensayo de cuantificación de proteínas para estudiar los efectos de diferentes bacterias en la digestión. Con modificaciones menores, este método podría utilizarse para estudiar los efectos respectivos de varios microbios hacia la fisiología de los mosquitos, incluyendo la absorción de nutrientes, inmunidad, desarrollo, reproducción y competencia vectorial.
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Disclosures
Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (Grant No. 81902094, 81600497), y el Proyecto del Plan de Ciencia y Tecnología de la Provincia de Hunan (2019RS1036).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adenosine 5′-triphosphate disodium salt hydrate | Sigma | A2383 | Adenosine 5′-triphosphate disodium salt hydrate has been used to prepare adenosine triphosphate (ATP) standard solutions |
| Aedes aegypti | Female mosquitoes | ||
| Anticoagulant tube | BD Vacutainer | 363095 | Collect fresh blood |
| Centrifuge tube | Sangon Biotech | F601620-0010 | 1.5 ml, Natural, Graduated, Sterile |
| Cotton balls | |||
| Disposable Tissue Grinding Pestle | Sangon Biotech | F619072-0001 | 70 mm Long, Conical, Blue, Sterile |
| Ethanol absolute | Paini | Dilute it to 75% ethanol | |
| Forceps | RWD | F11029 | Dissection |
| Hemotek Membrane Feeding System | Hemotek | Components of the feeding system, including Hemotek temperature controller, feeder-housing assembly, metal feeder assembled. | |
| Incubator shaker | ZQZY-78AN | ||
| Inoculation Loops | Sangon Biotech | F619312-0001 | 10 μl, Yellow |
| LB Agar Powder | Sangon Biotech | A507003 | Tryptone 10.0 g, Yeast Extract 5.0 g, NaCl 10.0 g, Agar 15.0 g. |
| LB Broth Powder | Sangon Biotech | A507002 | Tryptone 10.0 g, Yeast Extract 5.0 g, NaCl 10.0 g. |
| Microscope | Zeiss | Stemi508 | |
| Paper cup | Place mosquito | ||
| Parafilm | Sangon Biotech | F104002 | 4 inx 125 ft |
| Petri dish | Sangon Biotech | F611203 | |
| Penicillin G procaine salt hydrate | Sangon Biotech | A606248 | White powder. Soluble in water, soluble in methanol, slightly soluble in water, ethanol |
| Single Channal Pipettor | Gilson | ||
| Streptomycin sulfate | Sangon Biotech | A610494 | Streptomycin sulfate is a glucosamine antibiotic that interferes with the synthesis of prokaryotic proteins. |
| Sucrose | Sangon Biotech | A502792 | Soluble in water, ethanol and methanol, slightly soluble in glycerol and pyridine. |
| TIANamp Bacteria DNA Kit | TIANGEN | DP302 | Extract DNA |
| Utility Fabric-Mosquito Netting White | |||
| Vortex mixer | Scintic Industries | S1-0246 | |
| 1.5ml EP tube | Sangon Biotech | F600620 | |
| 10X PBS buffer | Sangon Biotech | E607016 | This product is a 10X solution. Please dilute it 10 times before use. The pH value is 7.4. |
References
- Tolle, M. A. Mosquito-borne diseases. Current Problems in Pediatric and Adolescent Health Care. 39 (4), 97-140 (2009).
- Wu, P., Yu, X., Wang, P., Cheng, G. Arbovirus lifecycle in mosquito: acquisition, propagation and transmission. Expert Reviews in Molecular Medicine. 21, 1 (2019).
- Jayakrishnan, L., Sudhikumar, A. V., Aneesh, E. M. Role of gut inhabitants on vectorial capacity of mosquitoes. Journal of Vector Borne Diseases. 55 (2), 69 (2018).
- Jupatanakul, N., Sim, S., Dimopoulos, G. The insect microbiome modulates vector competence for arboviruses. Viruses. 6 (11), 4294-4313 (2014).
- Moro, C. V., Tran, F. H., Raharimalala, F. N., Ravelonandro, P., Mavingui, P. Diversity of culturable bacteria including Pantoea in wild mosquito Aedes albopictus. BMC Microbiology. 13 (1), 70 (2013).
- Chouaia, B., et al. Molecular evidence for multiple infections as revealed by typing of Asaia bacterial symbionts of four mosquito species. Applied and Environmental Microbiology. 76 (22), 7444-7450 (2010).
- Terenius, O., et al. Midgut bacterial dynamics in Aedes aegypti. FEMS Microbiology Ecology. 80 (3), 556-565 (2012).
- Bando, H., et al. Intra-specific diversity of Serratia marcescens in Anopheles mosquito midgut defines Plasmodium transmission capacity. Scientific Reports. 3, 1641 (2013).
- Telang, A., Skinner, J., Nemitz, R. Z., McClure, A. M. Metagenome and culture-based methods reveal candidate bacterial mutualists in the Southern house mosquito (Diptera: Culicidae). Journal of Medical Entomology. 55 (5), 1170-1181 (2018).
- Wang, Y., Gilbreath, T. M., Kukutla, P., Yan, G., Xu, J. Dynamic gut microbiome across life history of the malaria mosquito Anopheles gambiae in Kenya. PloS One. 6 (9), (2011).
- Xiao, X., et al. A Mesh-Duox pathway regulates homeostasis in the insect gut. Nature Microbiology. 2 (5), 17020 (2017).
- Guégan, M., et al. Short-term impacts of anthropogenic stressors on Aedes albopictus mosquito vector microbiota. FEMS Microbiology Ecology. 94 (12), 188 (2018).
- Valzania, L., Coon, K. L., Vogel, K. J., Brown, M. R., Strand, M. R. Hypoxia-induced transcription factor signaling is essential for larval growth of the mosquito Aedes aegypti. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (3), 457-465 (2018).
- Coon, K. L., Vogel, K. J., Brown, M. R., Strand, M. R. Mosquitoes rely on their gut microbiota for development. Molecular Ecology. 23 (11), 2727-2739 (2014).
- de O Gaio, A., et al. Contribution of midgut bacteria to blood digestion and egg production in Aedes aegypti (diptera: culicidae)(L). Parasites & Vectors. 4 (1), 105 (2011).
- Ramirez, J. L., et al. Reciprocal tripartite interactions between the Aedes aegypti midgut microbiota, innate immune system and dengue virus influences vector competence. PLoS Neglected Tropical Diseases. 6 (3), 1561 (2012).
- Dong, Y., Morton, J. C., Ramirez, J. L., Souza-Neto, J. A., Dimopoulos, G. The entomopathogenic fungus Beauveria bassiana activate toll and JAK-STAT pathway-controlled effector genes and anti-dengue activity in Aedes aegypti. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 42 (2), 126-132 (2012).
- Anglero-Rodriguez, Y. I., et al. An Aedes aegypti-associated fungus increases susceptibility to dengue virus by modulating gut trypsin activity. Elife. 6, 28844 (2017).
- Wu, P., et al. A gut commensal bacterium promotes mosquito permissiveness to arboviruses. Cell Host & Microbe. 25 (1), 101-112 (2019).
- Möhlmann, T. W., et al. Impact of gut bacteria on the infection and transmission of pathogenic arboviruses by biting midges and mosquitoes. Microbial Ecology. , (2020).
- Llorca, M., Gros, M., Rodríguez-Mozaz, S., Barceló, D. Sample preservation for the analysis of antibiotics in water. Journal of Chromatography. A. 1369, 43-51 (2014).
- Berendsen, B., Elbers, I., Stolker, A. Determination of the stability of antibiotics in matrix and reference solutions using a straightforward procedure applying mass spectrometric detection. Food Additives & Contaminants: Part A, Chemistry, Analysis, Control, Exposure & Risk Assessment. 28 (12), 1657-1666 (2011).
- Hill, C. L., Sharma, A., Shouche, Y., Severson, D. W. Dynamics of midgut microflora and dengue virus impact on life history traits in Aedes aegypti. Acta Tropica. 140, 151-157 (2014).
- Eng, M. W., et al. Multifaceted functional implications of an endogenously expressed tRNA fragment in the vector mosquito Aedes aegypti. PLoS Neglected Tropical Diseases. 12 (1), 0006186 (2018).
- Kajla, M. K., Barrett-Wilt, G. A., Paskewitz, S. M. Bacteria: A novel source for potent mosquito feeding-deterrents. Science Advances. 5 (1), 6141 (2019).
- Gonçalves, G. G. A., et al. Use of MALDI-TOF MS to identify the culturable midgut microbiota of laboratory and wild mosquitoes. Acta Tropica. 200, 105174 (2019).
- Kuss, S. K., et al. Intestinal microbiota promote enteric virus replication and systemic pathogenesis. Science. 334 (6053), New York, N.Y. 249-252 (2011).
- Rani, A., Sharma, A., Rajagopal, R., Adak, T., Bhatnagar, R. K. Bacterial diversity analysis of larvae and adult midgut microflora using culture-dependent and culture-independent methods in lab-reared and field-collected Anopheles stephensi-an Asian malarial vector. BMC Microbiology. 9 (1), (2009).
- Apte-Deshpande, A., Paingankar, M., Gokhale, M. D., Deobagkar, D. N. Serratia odorifera a midgut inhabitant of Aedes aegypti mosquito enhances its susceptibility to dengue-2 virus. PLoS One. 7 (7), 40401 (2012).
- Behura, S. K. Mosquito microbiota and metagenomics, and its relevance to disease transmission. Nature. 436, 257-260 (2013).
- Dickson, L. B., et al. Diverse laboratory colonies of Aedes aegypti harbor the same adult midgut bacterial microbiome. Parasites & Vectors. 11 (1), 1-8 (2018).
