Summary
في هذه الدراسة ، تم تطوير نظام تغذية للمراحل الحورية واليرقات من القراد الصلب باستخدام كبسولة تعلق على فأر المختبر. تتكون كبسولة التغذية من مواد مرنة وتظل مربوطة بقوة بالماوس لمدة أسبوع واحد على الأقل وتسمح بمراقبة مريحة لتغذية القراد.
Abstract
القراد هي طفيليات تغذية الدم الإلزامية في جميع مراحل التنمية (باستثناء البيض) ومعترف بها كمواقل لمختلف مسببات الأمراض. إن استخدام نماذج الماوس في أبحاث القراد أمر بالغ الأهمية لفهم بيولوجيتها وتفاعلاتها بين مضيف مسببات الأمراض. هنا نبرهن على تقنية غير شاقة لتغذية المراحل غير الناضجة من القراد الصلب على فئران المختبر. والفائدة من هذه الطريقة هي بساطتها، وقصر مدتها، والقدرة على رصد أو جمع القراد في نقاط زمنية مختلفة من التجربة. بالإضافة إلى ذلك ، تسمح التقنية بتعلق كبسولتين فرديتين على نفس الماوس ، وهو أمر مفيد لمجموعة متنوعة من التجارب حيث يلزم مجموعتين مختلفتين من القراد لإطعام نفس الحيوان. يتم إجراء كبسولة غير مزعجة ومرنة من مواد يمكن الوصول إليها بسهولة ويقلل من عدم الراحة من الحيوانات التجريبية. وعلاوة على ذلك ، القتل الرحيم ليست ضرورية ، والفئران استرداد تماما بعد التجربة ومتاحة لإعادة استخدامها.
Introduction
القراد هي ناقلات هامة من عدة مسببات الأمراض وتمثل خطرا كبيرا على صحة الحيوان والإنسان1. إن إنشاء نظام فعال للتغذية أمر بالغ الأهمية عند دراسة بيولوجيتها، أو التفاعلات بين مضيفي مسببات الأمراض، أو وضع تدابير فعالة للرقابة. حاليا، العديد من أنظمة التغذية الاصطناعية، والتي تجنب استخدام الحيوانات الحية متوفرة للقراد2،,3،,4 وينبغي أن تستخدم هذه كلما الظروف التجريبية تسمح. ومع ذلك، في بيئات تجريبية مختلفة تفشل هذه الأنظمة في محاكاة السمات الفسيولوجية المحددة بشكل مناسب، واستخدام الحيوانات الحية ضروري لتحقيق النتائج ذات الصلة.
فئران المختبرات تستخدم عادة لدراسة العديد من النظم البيولوجية وتستخدم بشكل روتيني كمضيفين للتغذية القراد5،6،7،8،9. تشمل الطريقتان الأكثر شيوعًا لإطعام القراد غير الناضج على الفئران الإصابة المجانية واستخدام غرف الحبس الملحقة بالماوس. وتستخدم الإصابة المجانية في المقام الأول في مراحل اليرقات ويمكن أن تسقط القراد المنجّح إلى منطقة يمكن استعادتها فيها. عادة ما تتكون غرف الحبس من قبعات الاكريليك أو البولي بروبلين التي يتم لصقها على ظهر الماوس. التقنية الأولى هي نظام طبيعي فعال لتغذية القراد ولكنها لا تسمح بالمراقبة عن كثب أثناء التجربة لأن القراد الفردية مشتتة في أجزاء مختلفة من الجسم المضيف. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن تصبح القراد المنافورة التي تسقط إلى منطقة الإنعاش ملوثة بالبراز والبول10,و11,,و12و13و14 والتي قد تؤثر بشدة على اللياقة البدنية للقراد أو يمكن أن تتضرر أو تؤكل من قبل الماوس إذا لم يكن هناك فصل بين الحيوان ومنطقة الإنعاش15., تسمح الأنظمة المستندة إلى الغرفة بوضع القراد في منطقة محددة ، ومع ذلك ، فإن عملية الإلتصاق شاقة وغالباً ما تكون القبعات مُلتصقة بشكل ضعيف بالغراء ، وبالتالي غالباً ما تنفصل خلال التجربة16،17،18،19. القبعات هي أيضا قاسية، غير مريحة، وتؤدي إلى ردود فعل الجلد، والتي تمنع إعادة استخدام الفئران ويحتم القتل الرحيم بهم بعد التجربة.
في دراستنا السابقة، قمنا بتطوير نظام فعال بنجاح باستخدام غرف مصنوعة من خلات الإثيلين الفينيل (EVA) رغوة لتغذية القراد على الأرانب المختبرية20. هنا، نحن تكييف هذا النظام لنموذج الماوس واقتراح طريقة بسيطة ونظيفة لتغذية مراحل القراد الثابت غير ناضجة في كبسولات مغلقة مصنوعة من EVA-foam. على وجه التحديد، نظامنا يستخدم كبسولات رغوة إيفا مرنة لصقها على الفئران حليق الظهر مع التجفيف السريع (3 دقائق)، غير مزعجة الغراء اللاتكس. هذه التقنية تسمح للتصميم وطويل الأمد من كبسولات الماوس التجريبية، فضلا عن غزو القراد فعالة / جمع خلال دورة كاملة من التجربة. يتم إجراء كبسولة مسطحة من مواد مرنة ولا تعيق التلاعب من الماوس لجمع الدم أو لأغراض أخرى. النظام مناسب بشكل رئيسي لمراحل القراد الحورية ، ولكن مع تعديل طفيف يمكن استخدامه لتغذية اليرقات أيضًا. ويمكن إكمال هذه الطريقة من قبل شخص واحد من ذوي الخبرة وليس هناك حاجة إلى تدريب واسع النطاق.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
يرجى ملاحظة أن هذا البروتوكول لا يمكن تطبيقه إلا عندما يتم استيفاء جميع تدابير الرعاية والسلامة في المختبر. تلقى هذا البروتوكول إذنا لاستخدام الفئران لتغذية القراد من قبل لجنة الأخلاقيات للتجارب الحيوانيةكومو أنسيس /ENVA/UPEC، أرقام تصاريح E 94 046 08. بالنسبة لنقطة النهاية، تعرضت الحيوانات لCO2 لمدة 9 دقائق في مرحلتين من 4 و 5 دقائق لكل واحد.
1. إعداد الكبسولة
- عصا 2 مم سميكة إيفا رغوة لاصقة مزدوجة اللزجة معا(الشكل 1A).
- باستخدام 20 مم قطرها ثقب الجلود لكمة، وقطع دائرة من القطع الرغوة الملتصقة. ثم، وذلك باستخدام لكمة ثقب قطرها 12 ملم، وقطع الداخلية لإنشاء دائرة رغوة مزدوجة (الشكل 1B).
ملاحظة: يجب أن يكون حجم سمك الإطار في الكبسولة أكبر من 3 مم لضمان وجود سطح كافٍ لعملية الالتصاق ببشرة المضيف (انظر أدناه). - قشر شريط ورق واقية من لاصقة رغوة لاصقة مزدوجة لزجة(الشكل 1C)، وارفق البلاستيك دائري شفاف من 20 مم قطر(الشكل 1D).
ملاحظة: إذا تغذية اليرقات، لا تقم بإزالة شريط ورق الحماية من الرغوة اللاصقة والانتقال مباشرة إلى الخطوة 2 في البروتوكول. الغراء حلقة رغوة مزدوجة، بما في ذلك شريط ورق واقية إلى الماوس. - جعل ~ 1 سم شق في البلاستيك الشفاف(الشكل 1E).
- إنشاء ما لا يقل عن 10 ثقوب صغيرة مع دبوس الحشرات (الشكل 1F) للسماح التبخر المفرط للرطوبة أثناء التجربة.
ملاحظة: الكبسولة (الشكل 1G) لديها ارتفاع إجمالي 4 مم (2 مم EVA-foam مع رغوة لاصقة 2 مم) ويمكن استخدامها لتغذية الحوريات واليرقات من جميع أنواع القراد الصعبة. حجم كبسولة (الشكل 1H) من 20 ملم القطر الخارجي هو مناسبة لمعظم سلالات الماوس ولكن يمكن تعديلها إذا لزم الأمر.
2. إعداد الفئران قبل الإصابة القراد
ملاحظة: في هذه الدراسة، 10 - 12 أسابيع الفئران التجريبية الإناث القديمة (سلالة C57BL/6 و BALB/cByJ) تم الاحتفاظ بها في أقفاص قياسية مع الغذاء والماء المقدمة الإعلانية libitum (رفوف الخط الأخضر التهوية في -20 باسكال) في الوكالة الفرنسية للأغذية والبيئة والصحة والسلامة المهنية (ANSES) المرافق الحيوانية المعتمدة في ميزون- Alfort، فرنسا. تم رصد الحيوانات مرتين يوميا من قبل الفنيين ذوي الخبرة لأي ردود فعل الجلد غير طبيعية، والمشاكل الصحية أو المضاعفات.
- تخدير الماوس مع isoflurane في غرفة التعريفي. مرة واحدة تخدير، ووضع الماوس إلى لوحة التلاعب وإرفاق إلى مخروط الأنف لisoflurane العرض المستمر (الشكل 2A). مراقبة معدل التنفس وخفض مستوى isoflurane للتأكد من أنه أقل من 80 نفسا في الدقيقة الواحدة.
ملاحظة: قبل المعالجة، تسمية الماوس الفردية عن طريق الوشم أو رقاقة تحديد الترددات الراديوية إذا لزم الأمر. من المستحسن الحفاظ على الفئران الفردية في أقفاص منفصلة لتجنب تلف كبسولة عن طريق العض. - حلق الجزء الأمامي من الفأر من خلف الكتف حتى المنطقة خلف الأذنين (الشكل 2A).
ملاحظة: يجب أن تكون المساحة الحليقة أكبر من سطح الكبسولة. - تطبيق غير مزعجة اللاتكس الغراء إلى موقع كامل إيفا رغوة من كبسولة أعدت والانتظار لمدة 1 دقيقة(الشكل 2B).
- الغراء الكبسولة إلى الماوس مرة أخرى من قبل طفيف 3 دقائق الضغط المستمر مع الإصبع (ق) (الشكل 2C)،وخاصة على الجانب الأيسر والأيمين من الكبسولة. ارفع الكبسولة قليلاً للتحقق من تعلقها بالبشرة بصرياً. إذا تم العثور على المناطق غير المرفقة، وتطبيق الغراء أكثر باستخدام ملعقة واضغط على 3 دقائق أخرى.
3. الإصابة القراد
- ل غزو الحورية، أدخل الحوريات الفردية في الكبسولة عن طريق قطع المحرز في الخطوة 1.4(الشكل 2D).
ملاحظة: بالنسبة لأنواع القراد Ixodes ينصح بحد أقصى 20 حورية لكل كبسولة واحدة. - ضغط قليلا على الكبسولة من جانبين للسماح للبلاستيك الشفاف بالانحناء من أجل إدخال أسهل من الحوريات الفردية باستخدام ملقط تشريح غرامة(الشكل 2D). دفع الحوريات الفردية عن طريق قطع داخل الكبسولة. مرة واحدة داخل, بدوره ملقط في 90 درجة وسحب ملقط لإيداع القراد داخل الكبسولة.
- بالنسبة لعدوى اليرقات إزالة زلة الورق من الكبسولة المرفقة (الشكل 2E). ضع الحقنة ، التي تحتوي على يرقات (الشكل 2F) ، داخل الكبسولة مباشرة وترسب القراد عن طريق دفع المكبس الحقنة. بدوره بلطف المكبس نحو الجلد لإزالة اليرقات المتبقية المرفقة.
ملاحظة: ضع اليرقات في حقنة 1 مل مع نهاية قطع موصولة بقطعة من القطن قبل التجربة. - بمجرد أن يتم إيداع اليرقات على الجلد ، أغلق الكبسولة عن طريق إرفاق البلاستيك الشفاف (الشكل 2G).
- تطبيق الشريط البلاستيكي الواقي حول الكبسولة (الشكل 2H).
ملاحظة: الشريط البلاستيكي الواقي تحسن إلى حد كبير من متانة الكبسولة طوال مدة التجربة(الشكل 2I, J). فمن الممكن أن نعلق اثنين من كبسولات إلى فأرة واحدة الفردية (الشكل 2K). في هذه الحالة، مطلوب مساحة 3 ملم على الأقل بين الكبسولات وينبغي زيادة منطقة الحلاقة بشكل مناسب. - أعيدوا الفئران إلى القفص
4. جمع القراد
- تخدير الماوس كما في الخطوة 2.1 أعلاه.
- جعل قطع على شكل صليب (الشكل 3A) إلى البلاستيك مع مشرط.
ملاحظة: هذا القطع المتقاطع الشكل يتيح سهولة جمع القراد المُنهم أو الانفصال عن القراد الغذائي إذا لزم الأمر. - إذا لزم الأمر، reclose الكبسولة عن طريق التمسك رقعة من البلاستيك لاصقة إلى البلاستيك الشفاف (قطر 20 ملم، الشكل 3B).
ملاحظة: إذا كان من المطلوب جمع من القراد في نقاط زمنية متعددة، يمكن استخدام نفس التصحيح البلاستيك لزجة. إذا كان البروتوكول يتطلب، قد قتل واحد أيضا الماوس، وإزالة الكبسولة، وجمع / فصل القراد (الشكل 3C).
5. استعادة الفئران
- إبقاء الفئران في قفص لمدة أسبوع واحد إضافي.
- دع الكبسولة تنفصل بشكل طبيعي.
ملاحظة: في هذه الحالة، يستغرق حوالي 8-9 أيام للكبسولات لتسقط. عندما تتم إزالة الكبسولة ، من المهم التحقق من وجود ردود فعل غير طبيعية على جلد الفئران. في حالة تهيج تطبيق محلول المطرية، على الرغم من أنه عادة لا يلزم العلاج. إذا كان البروتوكول الأخلاقي يسمح، يمكن إعادة استخدام الفئران المستردة(الشكل 3D)لغزو القراد آخر أو تجربة مختلفة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
نقترح طريقة مفصلة خطوة بخطوة لتغذية مراحل القراد الثابت غير ناضجة في كبسولات إيفا رغوة تطبيقها على ظهر الماوس(الشكل 2). هذا البروتوكول غير الشاق هو مناسبة لأنواع مختلفة من التجارب عندما يتطلب رصد دقيق للقراد وجمع. المزايا الرئيسية لهذا الأسلوب هي بساطته ، ويمكن الوصول إليها بسهولة من حيث التكلفة ، والمواد ، وقصيرة المدة. وبالإضافة إلى ذلك، نجحنا في إرفاق كبسولتين لفرد واحد من الفأرة(الشكل 2K)مما يسمح لنا لتغذية مجموعتين مختلفتين من القراد على نفس الحيوان. استخدام الغراء غيرتكس فعالة للغاية وسريعة التجفيف، وغير مزعجة يضمن أن يتم تركيبها بحزم كبسولة في غضون 3 دقائق. أيضا، ظلت الكبسولة تعلق لمدة أسبوع واحد على الأقل (الشكل 2J) الذي كان وقتا كافيا لengorgement معظم الأنواع غير ناضجة القراد الثابت21،22،23،24. بسبب مرونة كبسولة، وكان مزيد من التلاعب من الماوس لجمع الدم أو أغراض أخرى مريحة للغاية. هذا الإجراء يسمح أيضا الانتعاش الكامل للفئران بعد التجارب (الشكل 3D) إعطاء الفرصة لإعادة استخدام الحيوانات وتجنب القتل الرحيم. وقد استخدم نظامنا بنجاح لتغذية حوريات ريبوسين ريزينوس Ixodes (الشكل 4). وتحقق معدل نجاح متوسط إلى عال في سلالات الماوس C57BL/6 و BALB/cByJ، على التوالي. وفي كلتا الحالتين، أنهت جميع الحوريات التغذية خلال 4 – 5 أيام، بينما كانت الأغلبية (~75%) انخفض في اليوم الرابع.
الشكل 1: إيفا رغوة كبسولات التحضير. (A) مرفق EVA -foam (أسود) ورغوة لاصقة لاصقة مزدوجة لزجة (أبيض). (B) قطع 20 مم قطرها الخارجي و 12 مم الدائرة الداخلية باستخدام اللكمات ثقب الجلد. (C) إزالة الشريط حماية الورق من لاصقة رغوة لاصقة مزدوجة. (D) إرفاق البلاستيك الشفاف بالكبسولة. (E) قطع الشق في البلاستيك الشفاف مع مشرط. (F) خلق الثقوب باستخدام دبوس الحشرات في البلاستيك. (G-H) رسم تخطيطي للأجزاء المختلفة من الكبسولة والأبعاد. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: صم الكبسولة للفئران وإصابة القراد. (أ) حلق الجزء الأمامي الخلفي للماوس. (ب) تطبيق الغراء اللاتكس على جانب EVA-foam من الكبسولة. (C) مرفق من كبسولة إلى الماوس. (D) وضع الحورية في الكبسولة عن طريق قطع البلاستيك الشفاف. (E) تقشير شريط حماية الورق من الرغوة اللاصقة المزدوجة اللاصقة قبل الإصابة باليرقات. (F) حقن اليرقات داخل الكبسولة باستخدام حقنة قطع. (G) إغلاق الكبسولة مع البلاستيك الشفاف. (H) وضع شريط بلاستيكي واقي حول الكبسولة. (I) الماوس مع الكبسولة المرفقة - 1st اليوم. (J) الماوس مع الكبسولة المرفقة - 7اليوم. (K) الماوس مع اثنين من كبسولات المرفقة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: جمع القراد واستعادة الماوس. (A) قطع فتح الشكل المتقاطع لجمع القراد. (B) إعادة التجمّع الكبسولة مع رقعة بلاستيكية لاصقة. (C) إزالة كبسولة من فأر القتل الرحيم. تظهر الأسهم القراد المرفق. (D) الماوس المسترد بعد انخفض قبالة كبسولة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: نجاح Engorgement ومدة التغذية من حوريات ريزينوس Ixodes تتغذى على الفئران. (أ)النسبة المئوية الإجمالية للحوريات المتقنة في فئران C57BL/6 و BALB/cByJ. (ب) مدة الحورية engorgement في C57BL/6 و BALB / cByJ الفئران. الأرقام (ن) للحوريات الموبوءة هي 130 و 25 ل15 فئران C57BL/6 الفردية و 5 فئران BALB/cByJ الفردية، على التوالي. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
الخطوة الأكثر أهمية في البروتوكول هو التصاق ثابت من الكبسولة إلى جلد الماوس. لذلك ، يجب تطبيق الغراء اللاتكس بشكل متجانس على سطح رغوة إيفا بأكمله من الكبسولة والضغط المستمر لمدة 3 دقائق ، خاصة إلى الجانب الأيسر والأيمن من الكبسولة. نوصي أيضا وضع الكبسولة إلى الأمام بقدر الإمكان على ظهره لتجنب إزالتها من قبل الماوس باستخدام الكفوف الخلفية. في تجاربنا، تم التحقق من صحة التصاق رغوة إيفا واللخامة لبشرة الماوس فقط، ولا يمكننا ضمان تحقيق نفس النتائج باستخدام مواد مختلفة.
خلال تجاربنا، لم يتم ملاحظة انفصال الكبسولة عن الجلد خلال الأيام السبعة الأولى. نوصي بشدة حماية السطح الخارجي للكبسولة باستخدام الشريط البلاستيكي (الشكل 2H). إذا تلف الشريط الواقي على مدار تغذية القراد ، يمكن استبداله بأخرى جديدة. يمكن تعديل قطر الكبسولة لأحجام مختلفة من سلالة الماوس. نقترح مراقبة القراد التغذية مرتين على الأقل يوميا وجمع القراد engorged مباشرة بعد مفرزة لتجنب جفافها.
عدد القراد الموبوء محدود بقطر الكبسولة ، وكذلك حجم المضيف. استخدمنا في تجاربنا 20 حورية كحد أقصى أو 100 يرقة من الريسينوس I. ماوس واحد. لحجم أكبر القراد مثل Amblyomma أو hyalomma sp.، الخ ينبغي تخفيض عدد القراد الموبوءة لتجنب الضرر للمضيف من فقدان الدم19،26،27. لذلك ، هذه التقنية ليست مناسبة للحفاظ على مستعمرات تربية القراد ، حيث هناك أعداد كبيرة من القراد مطلوبة لإطعامها. لهذا الغرض، أكبر المضيفين مثل الأرانب أو الأغنام ويوصى20،27 للحد من متطلبات الحيوان الكلي.
أسلوبنا هو مناسبة لأنواع مختلفة من التجارب حيث هو مطلوب نموذج الماوس، وأنه من الضروري للحفاظ على القراد في منطقة مغلقة لجمع و / أو رصد سهلة من المعلمات البيولوجية الخاصة بهم. بالمقارنة مع غيرها من التقنيات10،11،12،13،14،15،16،17،18، هذا البروتوكول البسيط يقلل إلى حد كبير من وقت التخدير الشامل (حوالي 5 دقائق) لكل فأر والتجفيف السريع ، وعدم تهيج اللاتكس الغراء لا يسبب ضررا للحيوان. كبسولة EVA-foam اللاصقة للغاية تحمي منطقة تغذية القراد وتقلل من خطر فقدان القراد أو تلفه أو أكله كما ورد في أنظمة الإصابة المجانية10،11،12،13،15. الميزة الكبيرة للتقنية المقترحة هي الكبسولة ذات الشكل المسطح وتعلقها الثابت طويل الأمد بالجلد مما يسمح بالتلاعب السهل مع الماوس إذا لزم الأمر. وقد تم إيلاء اهتمام خاص على استخدام المواد المرنة وغير مزعجة للحد من عدم الراحة للحيوانات التجريبية مما يسمح الانتعاش الكامل للمضيف الماوس بعد التجربة(الشكل 3D).
ومن المتوقع أن تستخدم هذه الطريقة لمجموعة متنوعة من التجارب عند دراسة التفاعلات بين مضيفي الأمراض القراد، والتلاعب القراد من أجهزة المناعة المضيفة، وتقييم تدابير مختلفة لمراقبة القراد أو علم الأحياء القراد.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.
Acknowledgments
نحن نقدر المساعدة الفنية من معهد آلان بيرنييه الوطني الفرنسي للبحوث الزراعية (INRAE) ، و Océane Le Bidel (ANSES). وقد دعمت الدراسة من قبل خافت واحد الصحة -- Région إيل دو فرانس (اختصار للمشروع : NeuroPaTick). تم شراء الفئران من قبل ANSES. الدكتور جيفري ل. بلير هو من المسلم به لمراجعة النسخة السابقة من المخطوطة.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| EVA-foam 2 mm thick, (low density) | Cosplay Shop | EVA-45kg (950/450/2 mm) | It can be ordered also via Amazon (ref. no. B07BLMJDXD) |
| Heat Shrink Tubing Electric Wire Wrap Sleeve 31mm/1.22 inches | Amazon | B0848S3S6T | Different diameters of Heat Shrink Tubing are available via Amazon. |
| Mice BALB/cByJ | Charles River | Strain code 627 | |
| Mice C57BL/6 | Charles River | Strain code 664 | |
| No-toxic Latex Glue | Tear mender | Fabric & Leather Adhesive | Also available also via Amazon (ref. no. B001RQCTUU) |
| Punch Tool Hand Art Tool | Amazon | B07QPWNGBF | Saled by amazon as Leather Working Tools 1-25mm Round Steel Leather Craft Cutter Working for Belt Strap |
| PVC Binding Covers Transparent | Amazon | B078BNLSNP | Any transparent PVC sheet of ticknes between 0.150 mm to 0.180 mm is suitable |
| Self Adhesive Pad Sponge Double Coated Foam Tape | Amazon | B07RHDZ35J | Saled by amazon as 2 Rolls Double Sided Foam Tape, Super Strong White Mounting Tape Foam |
| Transparent seal stickers (20 mm diameter circles) | Amazon | B01DAA6X66 |
References
- Sonenshine, D. E., Roe, M. Biology of Ticks. , Oxford University Press. (2014).
- Kröber, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).
- Bonnet, S., et al. Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique. Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).
- Bonnet, S., Liu, X. Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission. Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).
- Kohls, G. M. Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain wood tick, Dermacentor andersoni. Culture methods for invertebrate animals. Galtsoff, P. S., Lutz, F. E., Welch, P. S., Needham, J. G. , Comstock Publishing Co. Ithaca, N.Y. 246-256 (1937).
- Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum. Neumann (Acari: Ixodidae). Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).
- Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic.) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbit. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).
- Sonenshine, D. E. Maintenance of ticks in the laboratory. Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors. Maramorsch, K., Mahmood, F. , Science Publishers Inc. Enfield NH. 57-82 (1999).
- Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory. Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).
- Almazán, C., et al. Identification of protective antigens for the control of Ixodes scapularis infestations using cDNA expression library immunization. Vaccine. 21 (13-14), 1492-1501 (2003).
- Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. Laboratory life cycle of Ixodes woodi. (Acari:Ixodidae). Journal of Medical Entomology. 35, 177-179 (1998).
- Almazán, C., et al. Characterization of three Ixodes scapularis cDNAs protective against tick infestations. Vaccine. 23 (35), 4403-4416 (2005).
- Levin, M. L., Ross, D. E. Acquisition of different isolates of Anaplasma phagocytophilum by Ixodes scapularis from a model animal. Vector Borne Zoonotic Diseases. 4 (1), 53-59 (2004).
- Heinze, D. M., Wikel, S. K., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J. Transcriptional profiling of the murine cutaneous response during initial and subsequent infestations with Ixodes scapularis nymphs. Parasites & Vectors. 6 (5), 26 (2012).
- Nuss, A. B., Mathew, M. G., Gulia-Nuss, M. Rearing, Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice. Journal of Visualized Experiments. (123), e55286 (2017).
- Wada, T., et al. Selective ablation of basophils in mice reveals their nonredundant role in acquired immunity against ticks. Journal of Clinical Investigation. 120 (8), 2867-2875 (2010).
- Saito, T. B., Walker, D. H. A Tick Vector Transmission Model of Monocytotropic Ehrlichiosis. The Journal of Infectious Diseases. 212 (6), 968-977 (2015).
- Boppana, V. D., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J., Adler, A. J., Wikel, S. K. Blood feeding by the Rocky Mountain spotted fever vector, Dermacentor andersoni, induces interleukin-4 expression by cognate antigen responding CD4+ T cells. Parasites & Vectors. 2 (1), 47 (2009).
- Gargili, A., Thangamani, S., Bente, D. Influence of laboratory animal hosts on the life cycle of Hyalomma marginatum and implications for an in vivo transmission model for Crimean-Congo hemorrhagic fever virus. Frontiers in Cell and Infection Microbiology. 20 (3), 39 (2013).
- Almazán, C., et al. A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits. Journal of Visualized Experiments. (140), e57994 (2018).
- Zhijun, Y., et al. The life cycle and biological characteristics of Dermacentor silvarum Olenev (Acari: Ixodidae) under field conditions. Veterinary Parasitology. 168 (3-4), 323-328 (2010).
- Ahmed, B. M., Taha, K. M., El Hussein, A. M. Life cycle of Hyalomma anatolicum Koch, 1844 (Acari: Ixodidae) fed on rabbits, sheep and goats. Veterinary Parasitology. 177 (3-4), 353-358 (2011).
- Široký, P., Erhart, J., Petrželková, K. J., Kamler, M. Life cycle of tortoise tick Hyalomma aegyptium under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 54, 277-284 (2011).
- Chen, X., et al. Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA. Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).
- Jin, S. W., et al. Life Cycle of Dermacentor everestianus Hirst, 1926 (Acari: Ixodidae) under Laboratory Conditions. Korean Journal of Parasitology. 55 (2), 193-196 (2017).
- Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szabó, M. J. Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).
- Breuner, N. E., et al. Failure of the Asian longhorned tick, Haemaphysalis longicornis, to serve as an experimental vector of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi sensu stricto. Ticks Tick Borne Diseases. 11 (1), 101311 (2020).
