Summary
Biomimetica is eerder gebruikt als een instrument om blad-micro-organismen interacties te bestuderen. Een dergelijk instrument bestaat echter niet voor wortels. Hier ontwikkelen we een protocol om synthetische oppervlakken te vormen die worteloppervlakmicrostructuur nabootsen voor de studie van root-omgevingsinteracties.
Abstract
Biomimetica is het gebruik van chemie en materiaalwetenschappen om biologische systemen, met name biologische structuren, na te bootsen om de mensheid te verbeteren. Onlangs werden biomimetische oppervlakken die de microstructuur van het bladoppervlak nabootsen, gebruikt om de effecten van bladmicrostructuur op bladomgevingsinteracties te bestuderen. Een dergelijk instrument bestaat echter niet voor wortels. We ontwikkelden een tool waarmee de synthetische mimiek van het worteloppervlak microstructuur in een kunstmatig oppervlak. We vertrouwden op de zachte lithografie methode, bekend voor bladoppervlak microstructuur replicatie, met behulp van een proces in twee stappen. De eerste stap is de meer uitdagende als het gaat om het biologische weefsel. Hier gebruikten we een andere polymeer- en uithardingsstrategie, vertrouwend op het sterke, stijve, polyurethaan, genezen door UV voor het vormen van wortels. Dit stelde ons in staat om een betrouwbaar negatief beeld van het worteloppervlak microstructuur met inbegrip van de delicate, uitdagende functies zoals wortelharen te bereiken. Vervolgens gebruikten we dit negatieve beeld als een sjabloon om de worteloppervlaktemicrostructuurreplicatie te bereiken met behulp van zowel de gevestigde polydimethyl siloxaan (PDMS) als een cellulosederivaat, ethylcellulose, die een nauwere nabootsing van de wortel vertegenwoordigt en die ook kan worden afgebroken door cellulase enzymen die door micro-organismen worden afgescheiden. Dit nieuw gevormde platform kan worden gebruikt om de microstructurele effecten van het oppervlak in root-micro-organismen interacties te bestuderen op een vergelijkbare manier als wat eerder is aangetoond in bladeren. Bovendien stelt het systeem ons in staat om de locaties van het micro-organisme te volgen, ten opzichte van oppervlaktekenmerken en in de toekomst zijn activiteit, in de vorm van cellulaseafscheiding.
Introduction
Replicatie van bladoppervlaktemicrostructuur is een bekende methode in het onderzoeksveld biomimetica1,2,3,4. De vroegste replicaties van de microstructuur van het bladoppervlak werden uitgevoerd met behulp van nagellak en rubbermaterialen die op het bladoppervlak werden aangebracht voor een betere visualisatie van microstructuur, met name stomata5,6,7,8,9,10. De methode werd vervolgens verbeterd en geavanceerde polymeren werden gebruikt om de microstructuur van het bladoppervlak na te bootsen met zachte lithografie, vooral in de context van biomimetica van superhydrofobe oppervlakken2,3,4,11,12. In de afgelopen jaren werd deze methode bewezen als een nuttig instrument in de studie van de interactie tussen het bladoppervlak en micro-organismen die zich op het oppervlakbevinden,of ze nu pathogene13,14 of heilzaam zijn, als onderdeel van de natuurlijke bladphyllosfeer15. Vereenvoudiging van het natuurlijke systeem bleek zeer nuttig in de studie van oppervlakte-micro-organismen interacties, zelfs wanneer zuiver synthetische systemen werden gebruikt als oppervlakken15,16,17,18.
Hoewel is aangetoond dat replicatie van de bladoppervlaktemicrostructuur een nuttig hulpmiddel is voor het bestuderen van de interactie op het oppervlak van het blad met verschillende micro-organismen, bestaat een dergelijk gereedschap niet voor plantenwortels. Plantenwortels zijn moeilijker te bestuderen omdat ze zich onder de grond bevinden en alle interacties in de bodem plaatsvinden. Net als bij bladeren speelt de microstructuur van het worteloppervlak waarschijnlijk een rol in de interacties tussen wortelmicro-organismen. Momenteel bestaat er echter geen methode om de specifieke rol van worteloppervlakmicrostructuur te isoleren in de complexe interacties tussen wortel-micro-organismen. De meest bestudeerde worteloppervlak microstructurele functie is de wortelharen19,20,21. Wortelharen hebben een belangrijke rol in het vergroten van het oppervlak en daarmee het toestaan van een efficiëntere inname van voedingsstoffen en water22, maar hun betrokkenheid als een structureel kenmerk in root-micro-organismen interacties is nooit getest.
Het meest gebruikte polymeer voor zachte lithografie in bladeren is polydimethyl siloxaan (PDMS). PDMS-eigenschappen lijken op die van de bladsnipicel15,23. In plantenwortels is het meest voorkomende materiaal cellulose24,25 dat andere eigenschappen heeft dan die van PDMS26,27,28. Het gebruik van PDMS om een synthetisch platform te bouwen voor het bestuderen van de oppervlaktemicrostructuureffecten in root-omgevingsinteracties is daarom minder dan ideaal.
Het hier gepresenteerde protocol maakt de vorming van synthetische worteloppervlakte microstructuur replica van verschillende materialen mogelijk. Net als de methode voor bladoppervlak microstructuur replicatie is dit een proces in twee stappen. De eerste stap maakt gebruik van het biologische weefsel (wortel) als een bron voor het vormen in een polyurethaan schimmel (een negatieve replica). De polyurethaanmal, die het negatieve beeld van de worteloppervlakmicrostructuur vertegenwoordigt, kan vervolgens worden gebruikt als basis om de positieve replicatie van de worteloppervlakmicrostructuur te genereren uit een verscheidenheid aan materialen, waaronder PDMS en cellulosederivaten. Deze replicatie van het worteloppervlak kan later worden gebruikt als platform om de rol van de oppervlaktestructuur in root-micro-organismeninteracties te begrijpen.
Protocol
1. Het kweken van de planten en wortelpreparaat
- Optie 1: Bereid onvoorziene wortels van stam.
- Neem een bewortelingslade voor het kweken van planten.
- Vul de lade met grond.
- Voeg een zaadje van M82 tomatencultiv maar toe aan elke cel in de lade.
- Bedek de zaden met een beetje grond.
- Geef de lade van de bodem met een druppelaar als het water vult de bodem van de lade en de bodem absorbeert water.
- Voeg één keer per week 2 mL meststof per 1 L water toe aan de bodem van de lade.
- Groeien in een kweekkamer bij 25 °C.
- Gebruik lichtomstandigheden van 9 uur licht (7:00-16:00) afgewisseld met 15 uur duisternis.
- Na 3 weken haal je de plant uit de grond.
- Snijd het wortelstelsel van de plant op het punt van interactie met de stengel.
- Doe de wortelloze plant in een beker gevuld met water.
- Na een paar dagen, snijd de onvoorziene wortels die uit de stengel komen en gebruik ze voor replicatie.
- Optie 2: Bereid zaad ontkiemen wortels.
- Nat een petrischaal formaat filter papier met water.
- Leg verschillende M82 zaden (niet meer dan 10) op het papier, in een petrischaaltje.
- Broed de plaat uit op 25 °C.
- Hydrateer de krant elke dag.
- Nadat ontkiemde wortels lang genoeg zijn (ongeveer 5 dagen), verwijder de zaden en gebruik de wortels voor replicatie.
2. Voorbereiding van de wortelnegatief replica van polyurethaan
- Om negatieve replica-oplossing te genereren, voeg 9,49 g diurethaan dimethacrylaat toe aan een flacon van 20 mL.
- Voeg 1,45 mL ethylmethacrylaat toe aan de flacon.
- Roer bij kamertemperatuur (RT) totdat de oplossing er helder uitziet en homogeen wordt.
LET OP: Ongeveer 2 uur is voldoende om tot een homogene oplossing te komen. - Voeg 3 mL van de weekmaker, diethylftalaat, en roer voor 1 uur op RT.
OPMERKING: Diethylftalaat is verkeerd in acrylaatmonomeer. - Voeg 300 μL van de foto initiator, 2-hydroxy-2-methylpropiophenon, en roer 's nachts op RT. Blijven roeren totdat alle bubbels zijn verwijderd.
LET OP: Het protocol kan hier worden onderbroken. De oplossing kan bij RT worden bewaard.
- Om de negatieve replica van de wortel te genereren, neem een schone glazen schuif en giet 1 mL van de negatieve replica oplossing op.
- Plaats 2\u20123 wortels over de oplossing. Laat de wortels niet volledig door de oplossing worden afgedekt.
- Houd de schuif onder een ultraviolette (UV) lamp van 8 W voor 8\u201210 min. Houd de oplossing niet te lang onder UV-licht.
OPMERKING: Het is belangrijk om de oplossing niet te lang onder het UV-licht te houden, omdat het polyurethaan te hard maakt, waardoor het onmogelijk is om de wortel te verwijderen. - Schakel de UV-lamp uit, verwijder de replica van de glazen schuif en doe deze in een petrischaal gevuld met ethanol, om ongereacteerde monomeer te verwijderen.
- Om de negatieve replica te verkrijgen, verwijdert u de wortel zeer langzaam uit de replica met behulp van tangen.
3. Bereid de root-positieve replica van PDMS voor.
- Om het mengsel voor de positieve replica te genereren, plaatst u 10 g dimethylsiloxaan in een papieren beker.
- Voeg 1 g uithardingsmiddel toe en meng goed door elkaar.
- Houd het mengsel in een desiccator onder vacuüm voor 2 uur om luchtbellen te verwijderen.
- Om de positieve replica te genereren, plaats de polyurethaan negatieve replica in een petrischaaltje.
- Giet het PDMS-mengsel over de negatieve replica.
- Breng vacuüm voor 2 uur om de dekking van de microstructuur te verzekeren.
- Houd de Petri schotel 's nachts op RT.
- Scheid de genezen positieve replica van de negatieve replica met de hand.
4. Bereid de wortel positieve replica van ethylcellulose.
- Om de ethylcelluloseoplossing te genereren, moet u 1,32 ml diethylptalaat als weekmaker in een kopje van 100 ml plaatsen.
- Voeg 20 mL ethanol toe en roer 2 uur door rt.
- Voeg 3,3 g ethylcellulose toe en roer 's nachts.
- Om de positieve replica te genereren, plaats de polyurethaan negatieve replica in een petrischaaltje.
- Giet de ethylcelluloseoplossing bovenop de negatieve replica.
- Houd de Petri schotel 's nachts bij RT onder de motorkap.
- Verwijder de positieve replica uit de negatieve replica zeer langzaam door tangen.
Representative Results
Om het worteloppervlak microstructuur replicatie te vormen, moet een wortel worden gekozen voor het vormen. We kweken tomatenplanten in de bodem, waardoor het gebruik van de natuurlijke wortel uit het wortelstelsel zeer uitdagend is. Verwijdering van de bodem uit het wortelstelsel kan moeilijk zijn en bovendien, het wortelstelsel wortels zijn kwetsbaar en kan breken bij het vormen van pogingen. We stellen daarom voor om eerst meer stijve wortels te gebruiken, om het protocol in het lab vast te stellen. De vorming van dergelijke wortels wordt beschreven in figuur 1A. Het wortelstelsel van de plant wordt verwijderd nadat de plant gedurende 3 weken is gekweekt en de wortelloze plant ongeveer een week in water wordt geplaatst totdat er onvoorziene wortels uit de stengel komen. Deze wortels kunnen worden gebruikt voor replicatie tijdens het protocol instelling. Zodra het protocol goed is vastgesteld, is een meer realistische worteloppervlakstructuur gewenst. Hier raden we aan wortels te vermijden die in de bodem worden gekweekt als de volledige verwijdering van de bodem in zeer uitdagend. In plaats daarvan stellen we het gebruik van ontkiemende wortels voor, het verstrekken van waardevolle informatie over de worteloppervlakmicrostructuur van een genetisch specifieke plant. De groei van dergelijke wortels wordt beschreven in figuur 1B. De zaden worden op een nat filterpapier geplaatst en bij 25 °C geïncubeerd. Na ongeveer 5 dagen, waarbij het filterpapier vochtig wordt gehouden, zijn de ontkiemde wortels lang genoeg voor replicatie. Die wortels zijn kwetsbaarder dan de eerder voorgestelde wortels en vereisen meer delicate zorg.
De productie van de worteloppervlakte microstructuur replica is een proces in twee stappen. In de eerste stap wordt de natuurlijke wortel gegoten in een polyurethaan gebaseerde mal (de negatieve replica). Het voordeel van deze stap is dat alle materialen voor de polyurethaanmal worden voorbereid en de wortel aan het einde bovenop de voorbereide oplossing wordt geplaatst voor een blootstelling van 10 minuten aan UV. Als gevolg hiervan wordt het biologische weefsel niet te lang blootgesteld aan barre omstandigheden en kan het aan het einde van het proces voorzichtig worden behandeld. Als alle protocolstappen worden gevolgd, wordt een goede negatieve replica gegenereerd. Deze replica toont de celstructuur van het worteloppervlak en gaten die de locatie van de wortelharen vertegenwoordigen(figuur 2A). Als sommige kritieke stappen in het protocol niet worden gevolgd, mislukt de procedure. Een dergelijke stap is de plaatsing van de wortel op de polyurethaanoplossing voorafgaand aan het genezen. De wortel moet zeer voorzichtig worden geplaatst om de onderdompeling ervan in de polyurethaanoplossing te voorkomen. Een dergelijke onderdompeling, van een deel van de wortel, zal leiden tot de beknelling van de wortel in het harde polymeer met geen vermogen om het te verwijderen. Als een dergelijke gebeurtenis optreedt, blijft de wortel binnen de negatieve replica nadat deze is genezen(figuur 2B). Een andere cruciale stap is met betrekking tot de uithardingstijd door UV-licht. De aanbevolen uithardingstijd is 8\u201210 min. Voorbij 10 min zal resulteren in een extreem harde polyurethaanmal, waardoor het onmogelijk is om de wortel te verwijderen zonder deze te breken in de polyurethaanmal. De breuk van de wortel kan soms zichtbaar zijn met het blote oog, bijvoorbeeld wanneer een groot stuk is gebroken(figuur 2C, boven, gemarkeerd met paarse pijlen). Soms blijven er echter kleine wortelstukken achter in het materiaal dat met het blote oog moeilijk te herkennen is en moet er een microscoop worden gebruikt(figuur 2C, bodem, gemarkeerd met paarse pijlen). We raden aan om de polyurethaan negatieve replica zorgvuldig te onderzoeken met een microscoop voorafgaand aan de voortzetting van het protocol om ervoor te zorgen dat er geen restwortel aanwezig is.
Zodra de polyurethaan negatieve replica is voorbereid; veel materialen kunnen worden gebruikt voor de bereiding van de positieve replica. De voorbereiding van de positieve replica, met behulp van de polyurethaan negatieve replica als een mal, is rechttoe rechtaan en hangt volledig af van de kwaliteit van de polyurethaan negatieve replica. Voor het genereren van de positieve replica hebben we zowel PDMS gebruikt, zoals het bekend is op het gebied van zachte lithografie(Figuur 3A)—enethylcellulose als een materiaal dat beter de eigenschappen van het worteloppervlak nabootst dat meestal uit cellulose bestaat(figuur 3B). De SEM afbeelding van de PDMS replica toont de wortelharen heel duidelijk. De haren bevinden zich in de rekzone, waar ze beginnen te ontstaan. Vandaar dat de lengte van wortelharen varieert langs het worteloppervlak als ze langer worden, net als in de natuurlijke wortel(Figuur 3A). Ethylcellulose genereert hardere en minder flexibele folie dan PDMS. Vandaar, de verwijdering van het uit de negatieve mal vereist meer zorg. Sommige haren en de oppervlaktemicrostructuur zijn echter zichtbaar onder de lichtmicroscoop(figuur 3B). We gebruikten deze twee materialen om de positieve replica te genereren, maar elk materiaal dat een film kan vormen zal een goede kandidaat zijn voor de positieve replica, met behulp van de polyurethaan negatieve replica.
Figuur 1: Tomatenplanten wortels voor replicatie. AA) Een tomatenplant (M82) wordt geteeld bij 25 °C met 9 uur licht en 15 uur duisternis. Na 3 weken wordt de plant uit de grond verwijderd en wordt het wortelstelsel afgesneden. De wortelloze plant wordt in water gezet tot er na ongeveer een week onvoorziene wortels uit de stam komen. Deze wortels tonen niet de exacte structuur als de wortels van het wortelstelsel, maar ze vertegenwoordigen een goed model. Die wortels zijn minder kwetsbaar dan de wortels van het wortelstelsel en hebben daarom de voorkeur om mee te werken bij het vaststellen van de techniek in het lab. (B) Tomatenzaad (M82) worden op een nat filterpapier in een petrischaaltje gelegd en bij 25 °C geïncubeerd. Het papier wordt elke dag gehydrateerd en de zaden ontkiemen. De wortels groeien en na ongeveer 5 dagen zijn lang genoeg om te worden gebruikt voor replicatie. Deze wortels zijn zachter en moeten worden gebruikt zodra de methode goed is vastgesteld. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 2: Microscopie beelden van polyurethaan negatieve replica. (A) SEM beeld van polyurethaan negatieve replica gemaakt volgens een protocol volgens alle stappen. Celstructuur is duidelijk zichtbaar. Gele pijlen wijzen op gaten gevormd door de haren in de wortel. (B) Lichte microscopie beelden van polyurethaan negatieve replica met een wortel binnenkant van het als het was volledig bedekt met de oplossing en het verwijderen van het onmogelijk was. Het polyurethaan negatief werd genezen met de wortel binnen. De wortel is zichtbaar door het oog en het gebruik van lichte microscopie. Het is onmogelijk om deze wortel te verwijderen uit de genezen replica. (C) Lichte microscopie beelden van polyurethaan negatieve replica die werd gehouden onder UV-licht te lang. Als gevolg hiervan kon de wortel niet volledig worden verwijderd uit het polymeer met ofwel grote deeltjes zichtbaar door het oog (bovenste afbeelding, gemarkeerd met paarse pijlen) of kleine fracties alleen zichtbaar door microscoop (onderste afbeelding, gemarkeerd met paarse pijlen). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 3: Microscoopbeelden van positieve replica. (A) SEM-micrograaf van een positieve replica van PDMS. Uitbreiding toont wortelharen. (B) Lichte microscopie beelden van een positieve replica gemaakt van ethylcellulose. Haren worden getoond in de beelden aan de rechterkant, terwijl het oppervlak textuur zichtbaar is in de afbeelding aan de linkerkant. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Discussion
We presenteren een nieuwe methode voor de replicatie van worteloppervlak microstructuur. Deze methode is gebaseerd op bestaande methoden van bladoppervlaktemicrostructuurreplicatie4. Om deze methode te ontwikkelen, moesten we de bestaande methode voor bladeren aanpassen. We realiseerden ons dat de problematische stap in het kopiëren van de bladreplicatiemethode in wortels de eerste stap van het wortellijsten omvat. Dit is het meest gevoelige deel van de methode als het gaat om het biologische weefsel. Als gevolg daarvan wilden we kiezen voor een polymeer dat relatief zachte omstandigheden voor het genezen zou eisen en dus minimale schade aan het biologische weefsel zou veroorzaken. We kozen voor polyurethaan omdat het snel (binnen 10 min) onder UV-licht29kan worden gepolymeriseerd. Bovendien is het erg moeilijk eenmaal gepolymeriseerd30 en we hoopten dat deze eigenschap zou zorgen voor de relatief gemakkelijke verwijdering van de wortel uit de polyurethaan schimmel.
De gepresenteerde methode is een benadering in twee stappen waarbij het negatieve beeld (negatieve replica) in de eerste stap wordt gevormd en de replicatie wordt gevormd in de tweede stap, op basis van de negatieve replica. Dit breidt het materiaalaanbod waarmee we kunnen werken uit. Bladoppervlaktemicrostructuurreplicatie werd voornamelijk uitgevoerd op PDMS of epoxymaterialen11,31. Er werd gewerkt met andere materialen, met name materialen ter ondersteuning van micro-organismengroei13,32. Dit komt omdat deze methode in de afgelopen jaren is gebruikt om micro-organismen-oppervlakte interacties te bestuderen in de context van bladoppervlakstructuur. Echter, geen cellulose-achtige materialen zijn gebruikt in deze methode in de context van bladeren. Wij stellen het gebruik van een polyurethaan negatieve replica als een mal en een verscheidenheid aan materialen voor de positieve replica. Met andere woorden, het maken van de positieve replica, van een verscheidenheid van materialen, is relatief eenvoudig zodra een goede negatieve replica is gemaakt. We gebruiken momenteel cellulosederivaten, maar onderzoeken de mogelijkheden om relevantere materialen te gebruiken om het oppervlak te wortelen, zoals pectine en lignine33,34 in combinatie met cellulosederivaten.
De methode breidt ook uit op de bestaande methode van blad oppervlak microstructuur replicatie, omdat het blad is een 2D-oppervlak, terwijl het worteloppervlak is gebogen en dus is een 3D-oppervlak. Onze methode maakt de replicatie van het hele oppervlak niet mogelijk, omdat het inbedden van de hele wortel in de polyurethaanoplossing de release ervan niet mogelijk maakt. Daarom moet één kant van de wortel worden gekozen bij het repliceren van de microstructuur van het worteloppervlak. Het gegenereerde synthetische oppervlak is gebogen en vertegenwoordigt ongeveer de helft van het oppervlak, maar niet alles. Onze veronderstelling is dat de structurele kenmerken van het worteloppervlak meestal symmetrisch zijn over de as langs de wortellengte. Echter, in studies waar een dergelijke symmetrie niet wordt aangenomen, moet men voorzichtig zijn om de juiste zijwortel te repliceren kiezen.
We presenteren twee opties voor wortels te worden gebruikt als mallen. De eerste is de optie van onvoorziene wortels gegroeid uit de stengel en de tweede is de optie van ontkiemde wortels op papier. De eerste optie is meestal bedoeld om onderzoekers te helpen bij het beoefenen van de methode als deze wortels zijn robuuster en gemakkelijker om mee te werken. De tweede optie vertegenwoordigt de genetische verschillen die kunnen worden gevonden tussen de wortels van verschillende cultivars, ongeacht de omgevingsomstandigheden. Deze oppervlakken kunnen worden gebruikt als belangrijke onderzoeksinstrumenten, maar men moet zich ervan bewust zijn dat het milieu een sterke invloed kan hebben op de structuur van het worteloppervlak, met name de bodem waarin de wortels worden geteeld35,36. Als gevolg van de mechanische stress toegebracht door de bodem, sommige morfologische veranderingen zijn gebonden aan gebeuren, in aanvulling op wonden die op het oppervlak als de wortel doordringt de bodem37. Het verwijderen van wortels uit de bodem, evenals het reinigen van hen, zonder beschadiging van hun structuur is een zeer moeilijke taak. Daarom zijn we niet optimistisch over de mogelijkheid om deze methode te gebruiken om betrouwbaar na te bootsen het worteloppervlak microstructuur van wortels geteeld in de bodem. Echter, voor onderzoek dat zich richt op genetische verschillen of milieuverschillen waar de verandering in microstructuur merkbaar duidelijk is, kan deze methode worden gebruikt als een instrument om de invloed van worteloppervlakmicrostructuur te bestuderen.
Onze methode produceert een inert oppervlak nabootsen van alleen de microstructurele eigenschappen van het worteloppervlak. Hoewel deze methode is ontworpen om de structurele effecten in root-omgeving interacties te scheiden van alle andere effecten, kunnen we niet negeren de chemische verbindingen in deze interacties. Sommige micro-organismen kunnen niet overleven of functioneren op het oppervlak zonder de toevoeging van verbindingen, met name voedingsstoffen. De volgende stap in de ontwikkeling van dit platform is de gecontroleerde toevoeging van chemische verbindingen om hun effecten op de verschillende interacties te bestuderen in combinatie met structuur.
Deze methode werd ontwikkeld als een eerste stap in de ontwikkeling van een synthetisch platform om root-micro-organismen interacties te bestuderen. Hier bootsen we de microstructuur van het worteloppervlak na en dit eerste platform kan worden gebruikt om de invloed van oppervlaktemicrostructuur op micro-organismegedrag te bestuderen. Echter, dit platform is beperkt omdat het veel andere elementen uit het natuurlijke systeem mist. Dit platform moet verder worden ontwikkeld met het gebruik van de juiste materialen om het oppervlak te genereren en met de toevoeging van andere, kritische, chemische stoffen in het systeem. In een meer geavanceerd platform kunnen we ons ook de ruimtelijke verdeling van de chemicaliën voorstellen. Aangezien er momenteel echter geen andere methode bestaat om structurele effecten te isoleren in root-micro-organismen interacties, hopen we dat onderzoekers dit eerste platform kunnen gebruiken om structuurspecifieke vragen te stellen in die interacties.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Het onderzoek werd ondersteund door zaadfondsen van The Agricultural Research Organization tot MK.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-hydroxy-2-methylpropiophenone | Sigma | 405655 | |
| Diethyl phthalate | Across | 114520010 | |
| Diurethane dimetharylate | Sigma | 436909 | |
| Ethyl cellulose | Across | 232705000 | |
| Ethyl methacrylate | Sigma | 234893 | |
| Shaphir Solution | GAT fertilizer | 6-2-4 | |
| Sylgard 184 kit | Polymer-G | 510018400500 |
References
- Bhushan, B., Jung, Y. C., Niemietz, A., Koch, K. Lotus-Like Biomimetic Hierarchical Structures Developed by the Self-Assembly of Tubular Plant Waxes. Langmuir. 25, 1659-1666 (2009).
- Koch, K., Barthlott, W. Superhydrophobic and superhydrophilic plant surfaces: an inspiration for biomimetic materials. Philosophical transactions. Series A, Mathematical, physical, and engineering sciences. 367, 1487-1509 (2009).
- Schulte, A. J., Koch, K., Spaeth, M., Barthlott, W. Biomimetic replicas: Transfer of complex architectures with different optical properties from plant surfaces onto technical materials. Acta Biomaterialia. 5, 1848-1854 (2009).
- Koch, K., Schulte, A., Fischer, A., Gorb, S., Barthlott, W. A fast, precise and low-cost replication technique for nano- and high-aspect-ratio structures of biological and artificial surfacese. Bioinspiration & Biomimetics. 3, 046002 (2008).
- Weyers, J. D. B., Johansen, L. G. Accurate Estimation of Stomatal Aperture From Silicone Rubber Impressions. New Phytology. 101, 109-115 (1985).
- Hilu, K. W., Randall, J. L. Convenient Method for Studying Grass Leaf Epidermis. Taxon. 33, 413-415 (1984).
- Sampson, J. A. Method of replicating Dry or Moist Surfaces for Examination by Light. Nature. 191, 932-933 (1961).
- Weyers, J. B. D., Travis, A. J. Selection and Preparation of Leaf Epidermis for Experiments on Stomatal Physiology. Journal of experimental botany. 32, 837-850 (1981).
- Groot, J. The Use of Silicone Rubber Plastic for Replicating Leaf Surfaces. Acta Botanica. Neerlandica. 18, 703-708 (1969).
- Wu, S., Zhao, B. Using Clear Nail Polish to Make Arabidopsis Epidermal Impressions for Measuring the Change of Stomatal Aperture Size in Immune Response. Plant Pattern Recognition Receptors. , 243-248 (2017).
- Wu, W., Guijt, R., Silina, Y., Koch, M., Manz, A. Plant leaves as templates for soft lithography. RSC Advances. 6, 22469-22475 (2016).
- Barthlott, W., Mail, M., Bhushan, B., Koch, K. Plant Surfaces: Structures and Functions for Biomimetic Innovations. Nano-Micro Letters. 9, 23 (2017).
- Zhang, B., et al. Fabrication of biomimetically patterned surfaces and their application to probing plant-bacteria interactions. ACS Applied Materials and Interfaces. 6, 12467-12478 (2014).
- Szyndler, M. W., Haynes, K. F., Potter, M. F., Corn, R. M., Loudon, C. Entrapment of bed bugs by leaf trichomes inspires microfabrication of biomimetic surfaces. Journal of the Royal Society Interface. 10, 20130174 (2013).
- Doan, H. K., Leveau, J. H. J. Artificial Surfaces in Phyllosphere Microbiology. Phytopathology. 105, 1036-1042 (2015).
- Chung, K. K., et al. Impact of engineered surface microtopography on biofilm formation of Staphylococcus aureus. Biointerphases. 2, 89-94 (2007).
- Sirinutsomboon, B., Delwiche, M. J., Young, G. M. Attachment of Escherichia coli on plant surface structures built by microfabrication. Biosystems Engineering. 108, 244-252 (2011).
- Bhattacharjee, A., Khan, M., Kleiman, M., Hochbaum, A. I. Effects of Growth Surface Topography on Bacterial Signaling in Coculture Biofilms. ACS Applied Materials and Interfaces. 9, 18531-18539 (2017).
- Measuring roots: an updated approach. Mancuso, S. , Springer Science & Business Media. (2011).
- Schneider, K., Wells, B., Dolan, L., Roberts, K. Structural and genetic analysis of epidermal cell differentiation in Arabidopsis primary roots. Development. 1798, 1789-1798 (1997).
- Dolan, L., et al. Clonal relationships and cell patterning in the root epidermis of Arabidopsis. Development. 2474, 2465-2474 (1994).
- Leitner, D., et al. A dynamic model of nutrient uptake by root hairs. New Phytology. 185, 792-802 (2010).
- Soffe, R., Bernach, M., Remus-emsermann, M. N. P., Nock, V. Replicating Arabidopsis Model Leaf Surfaces for Phyllosphere Microbiology. Scientific Reports. 9, 1-12 (2019).
- Sorieul, M., Dickson, A., Hill, S. J., Pearson, H. Plant fibre: Molecular structure and biomechanical properties, of a complex living material, influencing its deconstruction towards a biobased composite. Materials. 9, 618 (2016).
- Gibson, L. J. The hierarchical structure and mechanics of plant materials. Journal of the Royal Society Interface. 9, 2749-2766 (2012).
- Poletto, M., Pistor, V., Zattera, A. J. Structural characteristics and thermal properties of native cellulose. Cellulose-fundamental aspects. , 45-68 (2013).
- Moon, R. J., Martini, A., Nairn, J. A., Simonsen, J., Youngblood, J. Cellulose Nanomaterials Review: Structure, Properties. Chemical Society Reviews. 40, 3941-3994 (2011).
- Johnston, I., McCluskey, D., Tan, C., Tracey, M. Mechanical characterization of bulk Sylgard 184 for microfluidics and microengineering. Journal of Micromechanics and Microengineering. 24, 035017 (2014).
- Yan-yan, W., Ying-wu, L., Bao-fang, L., Bo-geng, L. Water-soluble UV curable urethane methyl acrylate coating: preparation and properties. Journal of Zhejiang University-SCIENCE A. 5, 906-911 (2004).
- Bao, L., Huang, Y. Synthesis and Properties of UV Curable Waterborne Polyurethane Acrylate Based on Modified Castor Oil. The pharmaceutical and chemical journal. 4, 34-40 (2017).
- Sharma, V., Orejon, D., Takata, Y., Krishnan, V., Harish, S. Gladiolus dalenii Based Bioinspired Structured Surface via Soft Lithography and Its Application in Water Vapor Condensation and Fog Harvesting. ACS Sustainable Chemistry & Engineering. 6, 6981-6993 (2018).
- Soffe, R., Altenhuber, N., Bernach, M., Remus-Emsermann, M. N. P., Nock, V. Comparison of replica leaf surface materials for phyllosphere microbiology. PloS one. 14, 1-19 (2019).
- Whitehead, D. C., Buchan, H., Hartlay, R. D. Composition and decomposition of roots of ryegrass and red clover. Soil Biology and Biochemistry. 11, 619-628 (1979).
- Ververis, C., Georghiou, K., Christodoulakis, N., Santas, P., Santas, R. Fiber dimensions, lignin and cellulose content of various plant material and their suitability for paper production. Industrial crops and products. 19, 245-254 (2004).
- Croser, C., Bengough, A. G., Pritchard, J. The effect of mechanical impedance on root growth in pea (Pisum sativum). II. Cell expansion and wall rheology during recovery. Physiologia Plantarum. 109, 150-159 (2000).
- Lipiec, J., Horn, R., Pietrusiewicz, J., Siczek, A. Effects of soil compaction on root elongation and anatomy of different cereal plant species. Soil and Tillage Research. 121, 74-81 (2012).
- Potocka, I., Szymanowska-Pulka, J. Morphological responses of plant roots to mechanical stress. Annals of botany. 122, 711-723 (2018).
