Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Opnåelse humane mikroglia fra voksent humant hjernevæv

Published: August 30, 2020 doi: 10.3791/61438

Summary

Denne protokol er en effektiv, omkostningseffektiv og robust metode til isolering af primære mikroglia fra levende, voksne, menneskelige hjernevæv. Isolerede primære menneskelige mikroglia kan tjene som et redskab til at studere cellulære processer i homøostase og sygdom.

Abstract

Mikroglia er hjemmehørende medfødte immunceller i centralnervesystemet (CNS). Microglia spiller en afgørende rolle under udviklingen, i at opretholde homøostase, og under infektion eller skade. Flere uafhængige forskningsgrupper har fremhævet den centrale rolle, som mikroglia spiller i autoimmune sygdomme, autoinflammatoriske syndromer og kræft. Aktivering af mikroglia i nogle neurologiske sygdomme kan direkte deltage i patogene processer. Primær mikroglia er et effektivt redskab til at forstå immunrespons i hjernen, celle-celle interaktioner og dysregulated mikroglia fænotyper i sygdom. Primære mikroglia efterligne in vivo mikrogliale egenskaber bedre end udødeliggjorte mikrogliale cellelinjer. Human voksen mikroglia udviser forskellige egenskaber i forhold til menneskelige føtal og gnaver mikroglia. Denne protokol giver en effektiv metode til isolering af primære mikroglia fra voksne menneskelige hjerne. Undersøgelse af disse mikroglia kan give kritisk indsigt i celle-celle interaktioner mellem mikroglia og andre hjemmehørende cellulære populationer i CNS, herunder oligodendrocytter, neuroner og astrocytter. Derudover kan mikroglia fra forskellige menneskelige hjerner dyrkes til karakterisering af unikke immunresponser for personlig medicin og et utal af terapeutiske anvendelser.

Introduction

Centralnervesystemet (CNS) er konstrueret af et komplekst netværk af neuroner og gliaceller1. Blandt gliacellerne fungerer mikroglia som de medfødte immunceller i CNS2,3. Mikroglia er ansvarlige for at opretholde homøostase i den sunde CNS4. Microglia spiller også en vigtig rolle i neuroudvikling, ved beskæring synapser2. Mikroglia er centrale for patofysiologi af flere neurologiske sygdomme, herunder men ikke begrænset til; Alzheimers sygdom5, Parkinsons sygdom6, slagtilfælde7, multipel sklerose8, traumatisk hjerneskade9, neuropatisksmerte 10,rygmarvsskade11 og hjernetumorer såsom gliomer12.

Undersøgelser i forbindelse med CNS homøostase og sygdomme udnytter gnavere mikroglia på grund af en mangel på omkostningseffektive og tidseffektive menneskelige primære mikroglia isolation protokoller13. Gnavere mikroglia ligne primære humane mikroglia i udtryk for gener som Iba-1, PU.1, DAP12 og M-CSF receptor og har været effektive i forståelsen af normale såvel som syge hjerne13. Interessant, udtrykket af flere immun-relaterede gener såsom TLR4, MHC II, Siglec-11 og Siglec-3 varierer mellem menneskelige og gnaver mikroglia13. Ekspressionen af flere gener varierer også i tidsmæssigt udtryk og i neurodegenerative sygdomme hos begge art14,15. Disse betydelige forskelle gør humane mikroglia en væsentlig model til at studere mikroglia funktion i homøostase og sygdom. Primær human mikroglia kan også være et effektivt redskab til præklinisk screening af potentielle lægemiddelkandidater16. Ovennævnte årsager understreger det stigende behov for omkostningseffektive protokoller for isolering af primære humane mikroglia.

Vi har udviklet en protokol for isolering af primære menneskelige mikroglia fra voksne humane hjernevæv indsamlet som følge af kirurgisk vindue skabt til tumor resektion eller andre kirurgiske resektioner. Metoden her er væsentligt forskellig fra de eksisterende metoder. Vi var i stand til at isolere og kultur mikroglia efter en transit tid på omkring 75 minutter fra væv indsamling site til at starte isolation protokol i laboratoriet. Vi har brugt supernatant af L929 fibroblast celler til at fremme væksten af isolerede mikroglia. Denne metode fokuserer specifikt på kultur og udvikling af kun primære mikroglia. Den resulterende kultur forberedt er omkring 80% mikroglia. Mens andre protokoller giver en beriget kultur af mikroglia ved tæthed gradient centrifugering, flow cytometri og magnetiske perler, protokollen er en hurtig, enkel, robust og omkostningseffektiv måde at kultur primære menneskelige mikroglia17,18,19,20. Evnen til at udnytte kirurgisk fjernet levende voksen hjernevæv i stedet for faste hjernevæv fra kadavere viser en ekstra fordel ved denne metode i modsætning tileksisterende procedurer 18,21.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle væv blev erhvervet efter etisk godkendelse fra instituttet etiske udvalg af indiske Institute of Technology Jodhpur og All India Institute of Medical Sciences (AIIMS) Jodhpur.

1.Tissue erhvervelse og behandling (Dag 0)

  1. Væv i et 50 ml rør indeholdende 10 ml iskold kunstig cerebrospinalvæske (aCSF) (2 mM CaCl2 ∙2H2O 10 mM glukose, 3 mM KCl, 26 mM NaHCO3, 2,5 mM NaH2PO4, 1 mM MgCl2∙6H2O, 202 mM saccharose)20. Sørg for, at røret opbevares på is, hvis vævet skal overføres til et andet sted.
    BEMÆRK: Forbered aCSF i autoklaveret destilleret vand. Den filtreres med 0,22 μm sprøjtefilter i laminarhætten. Dette kan opbevares i 1 måned ved 4 °C.
  2. Afslet opsamlingsrøret omhyggeligt med 70% alkohol og overføres til et aseptisk laminar luftstrømskammer.
  3. Kassér aCSF omhyggeligt og veje væv i en aseptisk tilstand. Vævsvægt er afgørende for at beregne mængden af trypsin-EDTA, der er nødvendig for efterfølgende trin.
  4. Væv i frisk varm aCSF ved 37 °C opbevares i 5 minutter. Dette trin er afgørende for at undgå celledød.
  5. ACSF kasseres og vaskes væv én gang med 1x PBS (fosfatbufferet saltvand) ved 37 °C. Sørg for, at alt blod vaskes væk med gentagne PBS-vaske (efter behov).
  6. Væv i varm PBS inkuberes ved 37 °C i 5 min.
  7. Kassér PBS omhyggeligt og overføre væv til en steriliseret petriskål. PBS kan fjernes med en pipette. Dette vil forhindre tab af væv.
  8. Ter vævet i små stykker (mindst 1 mm3) ved hjælp af en steril skalpel. Fint hakket væv giver højere væv overfladeareal for væv dissociation ved trypsin-EDTA sikre højere udbytte.
  9. Det hakkede væv overføres til et 50 ml rør med 10 ml/g væv på 0,25 % trypsin-EDTA, og der blandes ved pipettering gennem en 10 ml serologisk pipette. Tilsæt 2 ml trypsin/EDTA til en petriskål, og vask pladen grundigt ved hjælp af pipette. Tilsæt denne trypsin tilbage til falkerøret. Dette minimerer tab af væv og celler, mens terning.
  10. Rør på en rystelse inkuberes i 30 minutter ved 37 °C ved 250 omdr./min. Dette trin øger dissociation af celler fra væv.
  11. Ved slutningen af inkubationen tilsættes 10 ml neutraliserende medium (50% DMEM/50% F12 med glutamin, 1% penicillin-streptomycin, 10% FBS) for at neutralisere trypsin. Bland med en 10 ml serologisk pipette. Mængden af neutraliserende medier tilføjet bør være lig med mængden af trypsin anvendes.
  12. Der centrifugeres røret ved 2.000 x g ved 4 °C i 10 minutter.
  13. Kassér supernatanten og re-suspendere pellet i 1 ml kultur medium (50% DMEM/50% F12 med glutamin, 1% penicillin-streptomycin, 20% L929 supernatant, 10% FBS).
    BEMÆRK: L929 celler er kultur i DMEM (DMEM med glutamin, 1% penicillin-streptomycin, 10% FBS). ATCC anbefalede kultur metode bør følges for cellekultur. Supernatant skal indsamles fra den kulturkolbe, der er mindst 75 % sammenløbet. Det kan opsamles i løs vægt og opbevares ved -80 °C for at forhindre nedbrydning af vækstfaktorer. Det anbefales at tilsætte L929 supernatant separat i kolber i stedet for at tilføje til bestanden kultur medium.
  14. Plade cellerne i en T-25 kolbe, velegnet til klæbende celler, og tilsæt 4 ml ekstra kulturmedium. Kolben inkuberes ved 37 °C med 5 % CO2. Kolben rystes forsigtigt for at sprede vævet på en ensartet måde. Undgå at bringe mediet til kolbens hals, mens du ryster, da dette kan øge risikoen for kontaminering.

2.Celle kultur (Dag 2)

  1. Opsaml mediet fra T-25-kulærkolben, der er udarbejdet på dag 0, i tre 1,5 ml centrifugerør ved at indsamle lige store mængder medier i hvert rør. Kolben vaskes én gang med 1 x PBS. Kolben rystes forsigtigt for at fjerne eventuelle rester af vævsfragmenter tilbage. Undgå hård omrystning af kolben, da eventuelle rester fragmenter ikke vil påvirke kulturen negativt. Der tilsættes 5 ml friske kulturmedier til kolben.
  2. Centrifuge de indsamlede medier ved 1.466 x g (4000 omdr./min.) ved 4 °C i 4 minutter.
  3. Kassér supernatanten fra hvert rør, og tilsæt 1 ml kulturmedium til et af rørene. Bland grundigt med pipette. Serialt tilføje blandede medier med celler til andre rør. Bland grundigt med pipette og pool cellerne i et rør.
  4. Plade cellerne i en separat T-25 kolbe, velegnet til klæbende celler. Der tilsættes 4 ml kulturmedium, og kolben inkuberes ved 37 °C med 5 % CO2.

3.Celle kultur (Dag 4)

  1. I begge kolber kasseres mediet, og der tilsættes friske 5 ml kulturmedier til kolben.
  2. Kolben inkuberes ved 37 °C med 5% CO2 i 2 dage.

4. Cellekultur (Dag 6)

  1. Celler vil være klar til yderligere eksperimenter.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Ved at bruge ovennævnte protokol (Figur 1) var vi i stand til at isolere primære humane mikroglia fra levende kirurgisk resected hjernevæv. Kultiverede celler blev plettet med Ricinus communis agglutinin-1 (RCA-1) lectin for mikroglia (grøn) og med Glial fibrillary acidic protein (GFAP) for astrocytter (rød) (Figur 2) som tidligere beskrevet22,23,24,25,26. 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) blev brugt til at plette kerner (blå). På den sjette dag fra eksperimentets start var cellerne klar til yderligere eksperimenter. Farvede celler blev talt blinde for mikroglia og astrocytter til stede i kulturen. Ca. 80% af den primære kultur var mikroglia (figur 2).

Figure 1
Figur 1: Skematisk af primær mikrogliaisolation fra voksenhjernen. Kirurgisk fjernet væv blev indsamlet i iskold 10 ml aCSF i et 50 ml rør og overført til laboratoriet. Vævet blev vasket med henholdsvis aCSF og PBS og fint hakket, adskilt ved hjælp af trypsin-EDTA og belagt i en T-25 kolbe. På den anden dag medierne blev indsamlet og centrifugeret. Pellet blev blandet i friske medier og belagt i en T-25 kolbe. Friske medier blev tilføjet til den første kolbe. Mediet blev ændret i begge kolber på alternative dage. Cellerne var klar til yderligere eksperimenter på dag 6. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2: Immunocytokemi af isolerede primære humane mikroglia. (A) Isolerede celler blev belagt i en to brøndkammer dias og blev plettet med GFAP for astrocytter (Green-first panel) eller RCA for mikroglia (Grøn-sekund panel). Kerner var farves blå med DAPI. Kontrollen for RCA og sekundær antistofkontrol for GFAP vises i indsat. (B)Isolerede celler blev belagt i en to brønd kammer dias og blev plettet med RCA for mikroglia (grøn) og GFAP for astrocytter (rød). Den anden række viser kontrolelementet for RCA og sekundær antistofkontrol for GFAP. Kerner var farves blå med DAPI. (C)Cellerne blev talt med blindet kontrol. Kvantificering er repræsentativ for optælling med én blindet kontrol. Omkring 80% af cellerne var mikroglia. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Mikroglia sikre homøostase i den normale hjerne og spille centrale roller i patofysiologi af forskellige neurologiske sygdomme4. Mikroglia er centrale for neuroudvikling og dannelse af synapser2. Mikrogliale undersøgelser har vist sig afgørende for at forstå udviklingen og udviklingen af forskellige neurologiske sygdomme4. Gnavere mikroglia er den fremherskende model for valg for primære mikrogliale undersøgelser, selv om gnaver mikroglia er forskellige fra primær humane mikroglia i centrale aspekter13. Udvikling af omkostningseffektive, højtydende, protokoller for isolering af primære menneskelige mikroglia kan bidrage til at bygge bro over denne kløft. Vi har udviklet en protokol for isolering af primære menneskelige mikroglia fra levende, kirurgisk resected, voksen, human hjernevæv. Vi var i stand til at opnå mikroglial renhed på omkring 80% som kontrolleret på 7th dag.

Et af de mest kritiske trin i protokollen var transport af erhvervet væv til laboratoriet til forarbejdning. Da transittiden var omkring 75 minutter, var det sandsynligt, at vi ikke kan være i stand til at isolere nogen celler. Vi klarede dette ved hjælp af et 50 ml rør med kun 10 ml ACSF. aCSF leverede de nødvendige næringsstoffer, og den resterende plads i røret hjalp med at tilsnæve aCSF og væv. Der er mulighed for, at der var betydelig død af neuroner og andre celler i transitperioden. Mens dette hjælper med isolering af mikroglia, denne protokol kan ikke være effektiv til isolering af andre neurologiske celler. Vi var i stand til at isolere mikrogliale celler fra 268 mg dissekeret væv. Vi var også i stand til at opnå betydelig renhed af mikroglia ved også at undgå belægning af kolbe af poly-D-lysin. Mens dette kan have resulteret i nogle tab af mikroglia, dette også undgået andre glia befolkning fra at overholde kolben. Derudover undgik dette et ekstra trin til at ryste kolben og opsamle mikroglia. Det var muligt, at nogle af cellerne måske ikke har holdt sig i den kolbe, der blev udarbejdet på dag 0. Vi indsamlede ikke-klæbende celler fra den oprindelige kultur og belagt det igen i en anden kolbe på dag 2, som også gav mikrogliaceller. Det skal bemærkes, at fint hakker vævet er vigtigt, da det vil øge overfladen i området af vævet. Dette vil gøre det muligt trypsin at få adgang til det meste af vævet og adskille flere celler.

For at fremme væksten af mikroglia i kulturen, har vi betinget kulturmediet med supernatant af L929 celler27,28. Dette giver en rig kilde til Granulocyte-makrofag koloni stimulerende faktor (GM-CSF) som et supplement, som øger makrofag spredning27,29. Dette hjalp med at reducere omkostningerne for yderligere dyre vækst kosttilskud, der er en grundpille i flere mikrogliale primære isolation protokoller. Tilføjelse L929 supernatant er afgørende for en effektiv isolering og vækst af mikroglia i protokollen. Men for labs uden L929 celle kultur, Dette bliver et begrænsende skridt i betragtning af de samlede omkostninger ved protokollen som yderligere vækst kosttilskud vil være behov for. Vi var i stand til at få en mikroglial befolkning på omkring 80% i kulturforholdene. Dette er mindre end nogle offentliggjorte protokol, men dette kan overvindes ved at have en ekstra runde af isolation gennem specifikke protokoller som at bruge magnetiske perler til specifikke mikrogliale markører. På omkring 80% kultur renhed, protokollen er effektiv for mange eksperimenter som immunocytokemi. Men for forsøg som proteinrensning, proteinidentifikation og vestlig blotting kan der være behov for yderligere rensning af kulturen. Selv med høj renhed af de primære kulturer, er der altid en mulighed for, at andre celler til stede i kulturen kan stige med længere kultur varighed. Vi har med succes dyrket isolerede mikroglia i 9 dage ved at videregive dem én gang. Mens kulturforholdene i protokollen favoriserer isolation og vækst af mikroglia, bør tilstedeværelsen af andre celler overvejes, når kulturen opretholdes i længere tid.

Denne protokol til isolering af primære mikroglia er effektiv, robust og omkostningseffektiv. Sådanne protokoller for isolering af primære humane mikroglia fra voksne hjernevæv vil muliggøre rettidig forskning i immunfunktioner, cellefysiologi og sygdomsreaktioner i den voksne hjerne. Derudover, patient afledte primære mikroglia kan støtte i udviklingen af personlige, fremtidige terapeutiske.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre.

Acknowledgments

SJ's laboratorium blev etableret med institutionelle tilskud fra IITJ og finansieres af tilskud fra Department of Biotechnology (BT/PR12831/MED/30/1489/2015) og Ministeriet for Elektronik og Informationsteknologi regering i Indien (Nr. 4(16)/2019-ITEA). Den menneskelige hjernevæv sektioner blev opnået fra All India Institute of Medical Sciences (AIIMS) Jodhpur efter institutionelle etiske komité clearance. Vi takker Mayank Rathor, B.Tech Student medlem af Design and Arts Society IIT Jodhpur, for videography støtte.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Antibiotic-Antimycotic solution Himedia A002
Calcium chloride Sigma 223506
Centrifuge (4 °C) Sigma 146532
Centrifuge tubes Abdos P10203
CO2 incubator New Brunswik Galaxy 170 S
D-Glucose Himedia GRM077
DMEM medium with glutamine Himedia AL007S
Fetal bovine serum Himedia RM9955
Flacon tube (50 ml) Thermo Fsiher Scientific  50CD1058
Fluorescein Ricinus communis agglutinin-1 Vector FL-1081
Fluorescent microscope Leica DM2000LED
Fluoroshield with DAPI Sigma F6057
GFAP antibody GA5 3670S
Incubator shaker New Brunswik Scientific Innova 42
L929 cell line ATCC NCTC clone 929 [L cell, L-929, derivative of Strain L] (ATCC CCL-1)
Laminar air flow Thermo Fsiher Scientific  1386
Magnesium chloride Himedia MB040
Monosodium phosphate Merck 567545
Nutrient Mixture F-12 Ham Medium Himedia Al106S
Petri dish Duran Group 237554805
Phosphate buffered saline Himedia ML023
Potassium chloride Himedia MB043
Serological pipette Labware LW-SP1010
Sodium bicarbonate Himedia MB045
Sucrose Himedia MB025
Syringe filter (0.2μ, 25 mm diameter) Axiva SFPV25R
T-25 tissue culture flasks suitable for adherent cell culture. Himedia TCG4-20X10NO
Trypsin-EDTA (0.25%) Gibco  25200-056

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Allen, N. J., Barres, B. A. Glia - more than just brain glue. Nature. 457 (7230), 675-677 (2009).
  2. Lenz, K. M., Nelson, L. H. Microglia and Beyond: Innate Immune Cells As Regulators of Brain Development and Behavioral Function. Frontiers in Immunology. 9 (698), (2018).
  3. Gordon, S., Plüddemann, A., Martinez Estrada, F. Macrophage heterogeneity in tissues: phenotypic diversity and functions. Immunological Reviews. 262 (1), 36-55 (2014).
  4. Li, Q., Barres, B. A. Microglia and macrophages in brain homeostasis and disease. Nature Reviews Immunology. 18 (4), 225-242 (2018).
  5. Hansen, D. V., Hanson, J. E., Sheng, M. Microglia in Alzheimer's disease: A microglial conundrum. Journal of Cell Biology. 217 (2), 459-472 (2017).
  6. Tremblay, M. -E., Cookson, M. R., Civiero, L. Glial phagocytic clearance in Parkinson's disease. Molecular Neurodegeneration. 14 (1), 16 (2019).
  7. Qin, C., et al. Dual Functions of Microglia in Ischemic Stroke. Neuroscience Bulletin. 35 (5), 921-933 (2019).
  8. Voet, S., Prinz, M., van Loo, G. Microglia in Central Nervous System Inflammation and Multiple Sclerosis Pathology. Trends in Molecular Medicine. 25 (2), 112-123 (2019).
  9. Loane, D. J., Kumar, A. Microglia in the TBI brain: The good, the bad, and the dysregulated. Experimental Neurology. 275 (03), Pt 3 316-327 (2016).
  10. Inoue, K., Tsuda, M. Microglia in neuropathic pain: cellular and molecular mechanisms and therapeutic potential. Nature Reviews Neuroscience. 19 (3), 138-152 (2018).
  11. Bellver-Landete, V., et al. Microglia are an essential component of the neuroprotective scar that forms after spinal cord injury. Nature Communications. 10 (1), 518 (2019).
  12. Gutmann, D. H., Kettenmann, H. Microglia/Brain Macrophages as Central Drivers of Brain Tumor Pathobiology. Neuron. 104 (3), 442-449 (2019).
  13. Smith, A. M., Dragunow, M. The human side of microglia. Trends in Neurosciences. 37 (3), 125-135 (2014).
  14. Galatro, T. F., et al. Transcriptomic analysis of purified human cortical microglia reveals age-associated changes. Nature Neuroscience. 20 (8), 1162-1171 (2017).
  15. Friedman, B. A., et al. Diverse Brain Myeloid Expression Profiles Reveal Distinct Microglial Activation States and Aspects of Alzheimer's Disease Not Evident in Mouse Models. Cell Reports. 22 (3), 832-847 (2018).
  16. Rustenhoven, J., et al. PU.1 regulates Alzheimer's disease-associated genes in primary human microglia. Molecular Neurodegeneration. 13 (1), 44 (2018).
  17. Sierra, A., Gottfried-Blackmore, A. C., McEwen, B. S., Bulloch, K. Microglia derived from aging mice exhibit an altered inflammatory profile. Glia. 55 (4), 412-424 (2007).
  18. Mizee, M. R., et al. Isolation of primary microglia from the human post-mortem brain: effects of ante- and post-mortem variables. Acta Neuropathologica Communications. 5 (1), 16 (2017).
  19. Rustenhoven, J., et al. Isolation of highly enriched primary human microglia for functional studies. Scientific Reports. 6 (1), 19371 (2016).
  20. Spaethling, J. M., et al. Primary Cell Culture of Live Neurosurgically Resected Aged Adult Human Brain Cells and Single Cell Transcriptomics. Cell Reports. 18 (3), 791-803 (2017).
  21. Olah, M., et al. An optimized protocol for the acute isolation of human microglia from autopsy brain samples. Glia. 60 (1), 96-111 (2012).
  22. Jha, S., et al. The Inflammasome Sensor, NLRP3, Regulates CNS Inflammation and Demyelination via Caspase-1 and Interleukin-18. The Journal of Neuroscience. 30 (47), 15811 (2010).
  23. Freeman, L., et al. NLR members NLRC4 and NLRP3 mediate sterile inflammasome activation in microglia and astrocytes. Journal of Experimental Medicine. 214 (5), 1351-1370 (2017).
  24. Plant, S. R., et al. Lymphotoxin beta receptor (Lt betaR): dual roles in demyelination and remyelination and successful therapeutic intervention using Lt betaR-Ig protein. The Journal of Neuroscience. 27 (28), 7429-7437 (2007).
  25. Arnett, H. A., et al. The Protective Role of Nitric Oxide in a Neurotoxicant- Induced Demyelinating Model. The Journal of Immunology. 168 (1), 427 (2002).
  26. Arnett, H. A., et al. TNFα promotes proliferation of oligodendrocyte progenitors and remyelination. Nature Neuroscience. 4 (11), 1116-1122 (2001).
  27. Trouplin, V., et al. Bone marrow-derived macrophage production. Journal of Visualized Experiments. (81), e50966 (2013).
  28. Boltz-Nitulescu, G., et al. Differentiation of Rat Bone Marrow Cells Into Macrophages Under the Influence of Mouse L929 Cell Supernatant. Journal of Leukocyte Biology. 41 (1), 83-91 (1987).
  29. Englen, M. D., Valdez, Y. E., Lehnert, N. M., Lehnert, B. E. Granulocyte/macrophage colony-stimulating factor is expressed and secreted in cultures of murine L929 cells. Journal of Immunological Methods. 184 (2), 281-283 (1995).

Tags

Neurovidenskab Human mikroglia mikroglia isolation cellekultur væv kultur gliaceller neurokirurgi autoimmunitet TBI MS glioblastoma
Opnåelse humane mikroglia fra voksent humant hjernevæv
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Agrawal, I., Saxena, S., Nair, P.,More

Agrawal, I., Saxena, S., Nair, P., Jha, D., Jha, S. Obtaining Human Microglia from Adult Human Brain Tissue. J. Vis. Exp. (162), e61438, doi:10.3791/61438 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter