Summary
Las formulaciones de polvo seco para inhalación tienen un gran potencial en el tratamiento de enfermedades respiratorias. Antes de entrar en estudios en humanos, es necesario evaluar la eficacia de la formulación de polvo seco en estudios preclínicos. Un método simple y no invasor de la administración del polvo seco en ratones a través de la ruta intratraqueal se presenta.
Abstract
En el desarrollo de formulaciones de polvo seco inhalable, es esencial evaluar sus actividades biológicas en modelos animales preclínicos. Este papel introduce un método no invasor de entrega intratraqueal de la formulación seca del polvo en ratones. Se presenta un dispositivo de carga de polvo seco que consiste en una punta de pipeta de carga de gel de 200 μL conectada a una jeringa de 1 mL a través de una llave de paso de tres vías. Una pequeña cantidad de polvo seco (1-2 mg) se carga en la punta de la pipeta y se dispersa por 0.6 ml de aire en la jeringa. Debido a que las puntas de pipeta son desechables y baratas, diferentes formulaciones de polvo seco se pueden cargar en diferentes puntas de antemano. Se pueden evaluar varias formulaciones en el mismo experimento animal sin necesidad de limpiar el dispositivo y rellenar la dosis, ahorrando así tiempo y eliminando el riesgo de contaminación cruzada del polvo residual. El grado de dispersión del polvo se puede inspeccionar por la cantidad de polvo restante en la punta de la pipeta. Se incluye un protocolo de intubación en ratón con una fuente de luz a medida y una cánula guía. La intubación adecuada es uno de los factores clave que influye en la entrega intratraqueal de la formulación de polvo seco a la región pulmonar profunda del ratón.
Introduction
La vía pulmonar de administración ofrece diversos beneficios en la entrega de terapias para acciones locales y sistémicas. Para el tratamiento de enfermedades pulmonares, la alta concentración local de la droga se puede alcanzar por la entrega pulmonar, de tal modo reduciendo la dosis requerida y bajando la incidencia de efectos secundarios sistémicos. Por otra parte, las actividades enzimáticas relativamente bajas en el pulmón pueden reducir metabolismo prematuro de la droga. Los pulmones también son eficientes para la absorción de fármacos para la acción sistémica debido a la gran superficie bien perfundida, la capa extremadamente delgada de células epiteliales y el alto volumen de sangre en capilares pulmonares1.
Las formulaciones de polvo seco inhalado han sido ampliamente investigadas para la prevención y el tratamiento de diversas enfermedades como el asma, la enfermedad pulmonar obstructiva crónica, la diabetes mellitus y la vacunación pulmonar2,3,4. Los fármacos en estado sólido son generalmente más estables que en forma líquida, y los inhaladores de polvo seco son más portátiles y fáciles de usar que los nebulizadores5,6. En el desarrollo de formulaciones de polvo seco inhalado, la seguridad, el perfil farmacocinético y la eficacia terapéutica necesitan ser evaluados en modelos animales preclínicos después de la administración pulmonar7. A diferencia de los seres humanos que pueden inhalar polvo seco activamente, la entrega pulmonar de polvo seco a animales pequeños es un desafío. Es necesario establecer un protocolo eficiente de entrega de polvo seco a los pulmones de los animales.
Los ratones son ampliamente utilizados como modelos de animales de investigación porque son económicos y se reproducen bien. También son fáciles de manejar y muchos modelos de enfermedades están bien establecidos. Existen dos enfoques principales para administrar polvo seco al pulmón del ratón: inhalación y administración intratraqueal. Para la inhalación, el ratón se coloca en una cámara de cuerpo entero o sólo de nariz donde se aerosoliza polvo seco y los animales respiran el aerosol sin sedación8,9. Se requiere un equipo costoso y la eficiencia de la administración de medicamentos es baja. Mientras que la cámara de todo el cuerpo puede ser técnicamente menos desafiante, la cámara de exposición solo para la nariz podría minimizar la exposición de los medicamentos a la superficie del cuerpo. En cualquier caso, todavía es difícil controlar y determinar con precisión la dosis administrada a los pulmones. El polvo seco se deposita principalmente en la región nasofaringe donde el aclaramiento mucociliar es prominente10. Además, los ratones dentro de la cámara están bajo un estrés significativo durante el proceso de administración porque están limitados y privados del suministro de alimentos y agua11. Para la administración intratraqueal, generalmente se refiere a la introducción de la sustancia directamente en la tráquea. Existen dos técnicas diferentes para lograrlo: la traqueotomía y la intubación orotraqueal. El primero requiere un procedimiento quirúrgico que hace una incisión en la tráquea, que es invasiva y rara vez se utiliza para la administración de polvo. Solamente la segunda técnica se describe aquí. En comparación con el método de inhalación, la administración intratraqueal es el método más comúnmente utilizado para la administración pulmonar en el ratón debido a su alta eficiencia de administración con una pérdida mínima de fármacos12,13. Es un método simple y rápido para entregar con precisión una pequeña cantidad de polvo dentro de unos pocos miligramos al ratón. Aunque el ratón es anatómica y fisiológicamente distinto a los humanos y se requiere anestesia durante el proceso de intubación, la administración intratraqueal pasa por alto las vías respiratorias superiores y ofrece una forma más efectiva de evaluar las actividades biológicas de la formulación de polvo seco, como la absorción pulmonar, la biodisponibilidad y los efectos terapéuticos14,15.
Para administrar polvo seco por vía intratraqueal, el ratón tiene que ser intubado, lo que podría ser un desafío. En este papel, la fabricación de un insufflator seco hecho a medida del polvo y de un dispositivo de la intubación se describe. Se demuestran los procedimientos de intubación e insuflación de polvo seco en el pulmón del ratón.
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Protocol
Los experimentos realizados en este estudio han sido aprobados por el Comité sobre el Uso de Animales Vivos para la Enseñanza y la Investigación (CULATR), la Universidad de Hong Kong. Las formulaciones en polvo seco preparadas por liofilización por pulverización (SFD) que contienen 0,5% de ARN mensajero de luciferasa (ARNm), péptido sintético PEG12KL4 al 5% y 94,5% de manitol (p/p) se utilizan en este estudio para demostrar la expresión de ARNm en el pulmón16. El diámetro aerodinámico medio de masa (MMAD) del polvo sfd es de 2,4 μm. El polvo de manitol secado por aspersión (SD) se utiliza para investigar el efecto del volumen de aire utilizado en la dispersión de polvo16. El MMAD del polvo SD es de 1,5 μm.
1. Fabricación de insuflador de polvo seco y carga de polvo seco
- (Opcional) Neutralice las cargas estáticas del polvo seco (en un vial) y la punta de pipeta redonda sin filtro de 200 μL de carga de gel. Utilice un arma antiestática o una balanza con función desionizante de acuerdo con las instrucciones del fabricante.
- Prepare un papel de pesaje con un tamaño de alrededor de 4 cm x 4 cm. Dobla el papel por la mitad en diagonal y luego desdoblalo.
- Pesar 1-2 mg de polvo seco en el papel de pesaje.
- Llene una punta de pipeta de carga de gel con polvo a través de la abertura más ancha de la punta. Toque suavemente para empacar el polvo hasta que el polvo forme aglomerados sueltos cerca del extremo estrecho de la punta (Figura 1A). Evite empacar el polvo demasiado apretado, ya que puede obstaculizar la dispersión del polvo.
- Conecte la punta cargada de polvo a una jeringa de 1 ml a través de una parada de tres vías (Figura 1B). El tamaño de la jeringa se puede cambiar de acuerdo con el volumen de aire utilizado para dispersar el polvo. Sostenga la punta y la jeringa verticalmente durante la conexión para evitar el derrame de polvo. Si la administración no se realiza inmediatamente, utilice parafilm para sellar las aberturas de la punta y guárdela temporalmente en condiciones adecuadas hasta la administración.
2. Fabricación del dispositivo de intubación
- Fuente de luz (Figura 2)
- Prepare una fuente de luz hecha a medida con una antorcha de diodo emisor de luz (LED) y una fibra óptica flexible con un diámetro de 0,8-1 mm.
- Haga un orificio centrado en la lente transparente de la antorcha LED con un taladro de mano o una broca para que la fibra óptica apenas pueda pasar.
- Inserte la fibra óptica a través del orificio. Encienda la antorcha LED para ajustar la posición y la profundidad de inserción para obtener el brillo máximo en el otro extremo de la fibra óptica.
- Coloque la fibra óptica en su posición con pegamento epoxi transparente.
- Cánula guía (Figura 3)
- Tome una pipeta Pasteur de plástico de 1 mL(Figura 3A)y sostenga la pipeta en ambos extremos.
- Utilice una lámpara de alcohol (u otras fuentes de calor en el laboratorio, como un quemador Bunsen) para calentar el centro de la pipeta colocándolo a 5-10 cm por encima de la llama(Figura 3B). Gire la pipeta para asegurarse de que se calienta uniformemente.
- Cuando el plástico se vuelva suave y deformable, aleje la pipeta de la llama y estire la pipeta suavemente.
- Corte la pipeta estirada en el medio con un par de tijera en la Parte A y la Parte B (Figura 3C-E). Utilice la Parte A como una pipeta de punta fina y la Parte B como una cánula guía. Para aumentar la probabilidad de intubación exitosa con la cánula guía, haga un bisel (no demasiado agudo que puede aumentar el riesgo de lesionar al animal) al final de la Parte B (Figura 3F). Cuando se inserta una punta de pipeta de carga de gel de 200 μL (para la carga de polvo) en la cánula guía, debe sobresalir de la cánula por 1-2 mm.
NOTA: Una cánula guía (Parte B) con la dimensión apropiada (diámetro interno y externo) para la intubación podría tener una aguja de calibre 21 en su interior, mientras que también puede caber dentro de una aguja de calibre 17. Es posible que se necesiten varios intentos de estirar las pipetas para lograr la dimensión adecuada. - (Opcional): Corte una pequeña abertura en el extremo más ancho de la cánula guía para hacerla más flexible de modo que sea más fácil sostener la fibra óptica (Figura 3F). Esta abertura también permite la instalación de un microsprayer para la administración de aerosol líquido.
3. Intubación
- Anestesiar el ratón (BALB/c, 7-9 semanas) con ketamina (100 mg/kg) y xilazina (10 mg/kg) mediante inyección intraperitoneal.
- Prepare una plataforma hecha de plexiglás y montarla en un soporte con una abrazadera (Figura 4A). Coloque el ratón anestesiado en la plataforma (a unos 60° de inclinación) en posición supina. La altura y el ángulo de inclinación de la plataforma podrían ajustarse por la posición de la abrazadera en el soporte.
- Suspenda el ratón enganchando sus incisivos a un hilo dental de nylon (Figura 4B). Asegure la posición del ratón con un trozo de cinta adhesiva o una banda elástica.
- Inserte la fibra óptica en la cánula guía antes de la intubación con la punta del nivel de fibra con la abertura de la cánula guía. Encienda la antorcha LED para iluminar.
- Sobresalga suavemente la lengua del ratón con un par de pórceps para exponer su tráquea.
- Utilice la otra mano para sostener la cánula guía con fibra óptica en el interior. Insertarlos a través de la cavidad oral. Con la iluminación de la fibra óptica, la apertura de la tráquea se puede visualizar como un orificio entre las cuerdas vocales.
- Alinee el bisel de la cánula guía hacia la línea media de la abertura (Figura 5A). Intubar suavemente la cánula guía con fibra óptica en la tráquea apuntando la punta más fina de la cánula en la abertura traqueal.
- Tras la intubación, retire rápidamente la fibra óptica y deje la cánula guía dentro de la tráquea (Figura 5B). Se debe observar una respiración normal.
- Sostenga la pipeta de punta fina (Parte A) en la abertura de la cánula guía e insufle una pequeña bocanada de aire (aproximadamente 0,2 mL) en el pulmón del ratón. Una ligera inflación en el pecho del ratón indica una intubación adecuada. Retire la pipeta de punta fina antes de la administración de polvo.
4. Administración de polvo
- Sostenga la punta cargada de polvo que está conectada a la jeringa como se describe en el paso 1.5. Asegúrese de que el flujo de aire entre la jeringa y la punta esté desconectado.
- Tire del émbolo de la jeringa hacia atrás para retirar 0,6 ml de aire.
NOTA: El volumen de aire utilizado para dispersar el polvo depende de las propiedades del polvo y la cantidad de polvo cargado. Esto se describe con más detalle en la sección de resultados. - Gire la válvula de la llave de paso de tres vías para conectar el flujo de aire entre la jeringa y la punta cargada de polvo.
- Inserte la punta cargada de polvo en la cánula guía que ya se ha colocado en la tráquea del ratón (Figura 5C). Sostenga la cánula guía y empuje el émbolo de la jeringa con fuerza en una acción continua para dispersar el polvo como aerosoles en el pulmón.
NOTA: Cualquier movimiento hacia adelante del dispositivo debe minimizarse para evitar lesionar al animal. - Retire la punta y compruebe si el polvo dentro de la punta se ha vaciado. Si no es así, repita los pasos 4.1 a 4.4.
NOTA: Si el polvo está demasiado apretado debido a un exceso de tapping, es posible que no se disperse correctamente. - Una vez que se complete la administración, retire la cánula guía de la tráquea.
- Permita que el ratón se recupere colocándolo horizontalmente en posición supina con la lengua medio sobresalida para evitar el bloqueo de las vías respiratorias.
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Representative Results
Cuando se utiliza un insuflador de polvo seco para entregar aerosol en polvo al pulmón de un animal, el volumen de aire utilizado es crítico, ya que afecta la seguridad, así como la eficiencia de la dispersión del polvo. Para optimizar el método, se utilizaron diferentes volúmenes de aire (0,3 mL, 0,6 mL y 1,0 mL) para dispersar el polvo seco (1 mg de manitol secado por aspersión) y se monitorizó el peso de los ratones durante 48 horas después de la administración(Figura 6). El uso de 0,3 mL y 0,6 mL de aire no causó pérdida de peso de los ratones hasta 48 h después de la administración. La dispersión del polvo con 1 mL de aire dio lugar sobre al 5% de pérdida de peso en el plazo de 24 h, que no fue recuperada completamente después de 48 H. En este protocolo, los ratones de BALB/c de 7-9 semanas de viejo fueron utilizados. Dependiendo de la especie, la cepa y la edad del animal, las propiedades del polvo (por ejemplo, la distribución del tamaño de partícula, la cohesión y la densidad) y la masa de polvo que se administrará, el volumen de aire que se utilizará para la dispersión eficiente del polvo y la tolerancia animal pueden requerir la optimización por parte de los investigadores para diferentes modelos animales.
La formulación en polvo seco preparada por liofilizador por pulverización (SFD) se entregó a los ratones utilizando el método descrito anteriormente. La formulación de SFD contenía 0,5% de ARNm que expresaba proteína luciferasa, 5% de péptido sintético como vector de administración y 94,5% de manitol16. Los ratones BALB/c se administraron por vía intratraqueal con 1 mg de sfd en polvo que contenía 5 μg de ARNm y la expresión de luciferasa en los pulmones se evaluó a las 24 h después de la administración utilizando el sistema de imágenes in vivo (IVIS) (Figura 7). El polvo de SFD fue dispersado en el pulmón profundo y la expresión del luciferase fue observada. Como comparación, el polvo de SFD se reconstituyó en PBS (a un volumen final de 75 μL) y se administró a ratones como líquido con el mismo procedimiento de intubación, pero se utilizó un microsprayer en su lugar para generar aerosol líquido16. La expresión de luciferasa de la formulación reconstituida fue significativamente mayor que la formulación en polvo seco, lo que podría deberse al problema de disolución en polvo o a un perfil farmacocinético diferente entre la forma en polvo y en forma líquida. Las características histológicas de los pulmones tratados con arnm aerosol de polvo seco se compararon con el control no tratado y los grupos tratados con lipopolisacárido (LPS)(Figura 8). Los pulmones sin ningún tratamiento ilustraron una presentación sana mientras que el pulmón tratado con 10 μg de LPS mostró por vía intratraqueal una distribución irregular del espacio aéreo y la infiltración celular inflamatoria en los espacios intersticiales y alveolares. Los pulmones tratados con polvo de SFD no mostraron ninguna muestra de la inflamación.
Figura 1: Insuflado de polvo seco hecho a medida.
(A) El polvo se embala cerca del extremo estrecho de la punta. (B) Una punta de pipeta de carga de gel está conectada a una jeringa de 1 ml a través de una llave de paso de tres vías. La figura está adaptada de Liao et al.21. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 2: Fuente de luz a medida para la intubación.
Una fibra óptica flexible se conecta a una antorcha LED creando un pequeño agujero en la lente. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 3: Cánula guía.
(A) Una pipeta Pasteur de plástico de 1 mL se utiliza para hacer una cánula guía. (B) La pipeta se suaviza por calentamiento. (C) La pipeta calentada se estira y se corta. (D) La parte A de la pipeta se utiliza como pipeta de punta fina. (E&F) La parte B de la pipeta se utiliza como cánula guía. Se crea un bisel para facilitar el procedimiento de intubación. Se puede hacer una pequeña abertura (opcional) para aumentar la flexibilidad de la cánula. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 4: Plataforma de intubación.
(A) La plataforma para la intubación consiste en una placa de plexiglás que se monta en un soporte. (B)Un ratón anestesiado se coloca en la plataforma en posición supina, suspendido enganchando sus incisivos con un hilo dental de nylon. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 5: Diagrama esquemático que ilustra el procedimiento de intubación.
(A) El bisel de la cánula guía está alineado con la línea media de la abertura traqueal. (B) La cánula guía se inserta en la tráquea y está lista para la administración de polvo. (C)La punta cargada de polvo (conectada a la jeringa a través de una tapón de tres vías) se inserta en la cánula guía que ya se ha colocado en la tráquea del ratón. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 6: Administración intratraqueal de polvo seco con diferente volumen de aire.
Los ratones BALB/c fueron administrados intratraquealmente con polvo de manitol secado por aspersión (SD) dispersado por 0,3 mL, 0,6 mL y 1,0 mL de aire. El peso corporal de los ratones fue supervisado antes de la administración y en la poste-administración de 18 h, 24 h y 48 h. Los datos fueron presentados como valor medio del porcentaje de cambio de peso (n=2). Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 7: Administración intratraqueal de la formulación de ARNm en forma de polvo seco y aerosol líquido reconstituido.
Los ratones BALB/c se administraron por vía intratraqueal con formulación de ARNm liofilizado por aspersión (SFD) al 0,5% como aerosol en polvo (1 mg) utilizando insuflador de polvo seco a medida o aerosol líquido reconstituido (1 mg en PBS de 75 μL) utilizando microsprayer. Cada ratón recibió una dosis de 5 μg de ARNm. Pbs (75 μL) se utilizó como control. En la poste-administración de 24 h (a) los pulmones fueron aislados para la proyección de imagen de la bioluminiscencia; (B) la expresión de la proteína del luciferase de los tejidos pulmonares fue medida. Los datos se expresaron como el valor medio de la unidad de luz relativa (RLU) por mg de proteína, analizado por ANOVA unidireccional seguido de la prueba post-hoc de Tukey, ***p < 0,001 (n = 4). La figura está adaptada de Qiu et al.16. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 8: Histología de los pulmones de ratones tras la administración intratraqueal de la formulación de mRNA en polvo seco.
(A)control no tratado; los ratones fueron administrados intratraquealmente con(b)LPS (10 mg en 25 μL pbs), y(c)polvo liofilizado por aspersión de ARNm (1 mg). Las diapositivas fueron vistas usando un microscopio vertical en la ampliación 20x (barra de la escala = 100 milímetros). La figura está adaptada de Qiu et al.16. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
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Discussion
En este papel, los dispositivos hechos a medida para la insuflación seca del polvo y la intubación intratraqueal se presentan. En la etapa de carga de polvo, el polvo seco se carga en una punta de pipeta de carga de gel de 200 μL. Es importante tocar suavemente la punta para permitir el embalaje suelto de polvo en el extremo estrecho de la punta. Sin embargo, si el polvo se empaqueta demasiado apretado, se atascarán en la punta y no se pueden dispersar adecuadamente. Se recomienda neutralizar las cargas estáticas del polvo y la punta de la pipeta para facilitar la carga de polvo, particularmente para polvo con baja densidad y en baja humedad relativa. La cánula guía es un componente crítico del dispositivo. Se utiliza para facilitar la intubación de la punta de la pipeta cargada de polvo en la tráquea del ratón. El diámetro de la cánula guía no debe ser demasiado ancho; de lo contrario, será difícil insertarlo en la tráquea y puede lesionar al ratón. El diámetro de la cánula guía debe ser lo suficientemente ancho como para adaptarse a la fibra óptica y la punta de la pipeta cargada de polvo, y la punta de la pipeta debe sobresalir de la cánula guía por aproximadamente 1-2 mm.
La capacidad de visualizar la apertura de la tráquea es crucial en el proceso de intubación, permitiendo que la cánula guía se inserte correctamente. La abertura traqueal consiste en cartílago atenoide blanco con movimiento regular de apertura y cierre en la parte posterior de la garganta. Con la iluminación de fibra óptica, la apertura de la tráquea podría visualizarse fácilmente. Al inhalar un pequeño volumen de aire a través de la pipeta de plástico de punta fina, una inflación en el tórax indica una intubación adecuada. Si no se observa inflación en el pecho o se siente resistencia durante la inserción, retraiga la cánula guía rápidamente y repita los pasos nuevamente.
Había un insufflator de polvo seco ampliamente utilizado comercialmente12,17,18 (Tabla de materiales;este dispositivo ahora está descontinuado). El polvo seco se carga en la cámara de muestra del dispositivo y se dispersa por aire desde una jeringa de aire de plástico de 3 ml o una bomba de aire. Para medir la dosis emitida, el dispositivo tiene que ser pesado antes y después de la administración de polvo, lo que conduce a la inexactitud teniendo en cuenta que la dosis de polvo suele ser muy pequeña (en relación con la masa del dispositivo). En comparación con el insuflador comercial, la mayor ventaja del dispositivo hecho a medida es que el éxito de la dispersión de polvo se puede observar por la ausencia de polvo en las puntas de pipeta transparentes de carga de gel. Dado que la punta de la pipeta es ligera, también se puede pesar con precisión antes y después de la administración para medir la dosis emitida. La punta de la pipeta se inserta en la cánula guía en lugar de exponerse a la tráquea del animal. Existe un riesgo mínimo de contaminar la punta con la humedad o la secreción en la tráquea (lo que puede afectar la precisión de la medición de la dosis emitida). Como las puntas de las pipetas son desechables y baratas, diferentes formulaciones de polvo seco se pueden cargar en diferentes puntas de antemano. Se pueden evaluar varias formulaciones en el mismo experimento con animales sin necesidad de limpieza del dispositivo y recarga de dosis, ahorrando así tiempo y eliminando el riesgo de contaminación cruzada del polvo residual. Además, el patrón de dispersión de polvo generado por el insuflador comercial varió entre las diferentes formulaciones. Varios estudios informaron que el polvo seco dispersado por el insuflador comercial se aglomeraba fácilmente y no llegaba al pulmón profundo tras la administración19,20. En contraste, otras formulaciones dispersas por dispositivos similares a los nuestros se reportan para tener una alta deposición pulmonar15,21,22.
Hay otros dispositivos similares hechos a medida reportados en la literatura para la administración de aerosol en polvo al pulmón del animal. Por ejemplo, Chaurasiya et al. describieron el uso de un tubo de cánula para la intubación, así como la carga de polvo, con una jeringa conectada al tubo de cánula después de la intubación para la dispersión de polvo23. Si bien su enfoque utiliza equipos y materiales estandarizados (por ejemplo, otoscopio, cánula y jeringa) con menos personalización, el método aquí ofrece algunas ventajas distintivas. En primer lugar, permite la confirmación de la correcta intubación antes de la administración del fármaco. Este paso es especialmente útil para los usuarios menos experimentados. En segundo lugar, la cánula guía puede actuar como un escudo protector para evitar que cualquier secreción o humedad en la tráquea contamine la punta de la pipeta de carga de gel, lo que permite una medición más precisa de la dosis emitida por el pesaje. Por último, la cánula guía más flexible junto con la fibra óptica puede permitir una intubación más fácil.
En resumen, en este documento se introduce un insuflador de polvo seco hecho a medida que es barato, desechable, reproducible y eficiente para dispersar con precisión una pequeña cantidad de polvo. El proceso de intubación mencionado es no invasivo, rápido y podría entregar formulaciones en polvo a los ratones de forma segura y precisa. También se puede adoptar para administrar la formulación líquida para la entrega pulmonar.
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Disclosures
Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.
Acknowledgments
Los autores desean agradecer al Sr. Ray Lee, al Sr. HC Leung y al Sr. Wallace So por su amable asistencia en la fabricación de la fuente de luz y el insuflador de polvo; y el Centro Básico de la Facultad para la asistencia en imágenes de animales. El trabajo fue apoyado por el Research Grant Council, Hong Kong (17300319).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BALB/c mouse | Female; 7-9 weeks old; Body weight 20-25 g | ||
| CleanCap Firefly Luciferase mRNA | TriLink Biotechnology | L-7602 | |
| Dry Powder Insufflator | PennCentury | Model DP-4M | |
| Ketamine 10% | Alfasan International B.V. | NA | |
| Light emitting diode (LED) torch | Unilite Internation | PS-K1 | |
| Mannitol (Pearlitol 160C) | Roquette | 450001 | |
| Non-filter round gel loading pipette tip (200 µL) | Labcon | 1034-800-000 | |
| Nylon floss | Reach | 30017050 | |
| One milliliter syringe without needle | Terumo | SS-01T | |
| Optical fibre | Fibre Data | OMPF1000 | |
| PEG12KL4 peptide | EZ Biolab | (PEG12)-KLLLLKLLLLKLLLLKLLLLK-NH2 | |
| Plastic Pasteur fine tip pipette | Alpha Labotatories | LW4061 | |
| Three-way stopcock | Braun | D201 | |
| Xylazine 2% | Alfasan International B.V. | NA | |
| Zerostat 3 anti-static gun | MILTY | 5036694022153 |
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