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Biology

Collection de biopsies musculaires squelettiques du compartiment supérieur du musculus humain tibialis antérieur pour l’évaluation mécanique

Published: September 27, 2020 doi: 10.3791/61598
Automatic Translation
1,4, 1,2, 3
1Faculty of Sport Science, Human Movement Science, Ruhr University Bochum, 2School of Human Movement and Nutrition Sciences, The University of Queensland, 3Faculty of Sport Science, Sports Medicine and Sports Nutrition, Ruhr University Bochum, 4Institute of Physiology II, University of Muenster

Summary

Ce rapport technique décrit une variation de la technique modifiée de Bergström pour la biopsie du tibialis de musculus antérieur qui limite les dommages de fibre.

Abstract

Les propriétés mécaniques des fibres squelettiques contractantes sont des indicateurs cruciaux de la santé globale des muscles, de la fonction et de la performance. Les biopsies de muscle squelettique humain sont souvent recueillies pour ces efforts. Cependant, relativement peu de descriptions techniques des procédures de biopsie, en dehors du musculus vastus lateralis couramment utilisé, sont disponibles. Bien que les techniques de biopsie soient souvent ajustées pour tenir compte des caractéristiques de chaque muscle à l’étude, peu de rapports techniques partagent ces changements dans la grande communauté. Ainsi, le tissu musculaire des participants humains est souvent gaspillé que l’opérateur réinvente la roue. L’expansion du matériel disponible sur les biopsies à partir d’une variété de muscles peut réduire l’incident des biopsies échouées. Ce rapport technique décrit une variation de la technique bergström modifiée sur le tibialis musculus antérieur qui limite les dommages de fibre et fournit des longueurs de fibre adéquates pour l’évaluation mécanique. La chirurgie est une procédure ambulatoire qui peut être complétée en une heure. La période de récupération de cette procédure est immédiate pour l’activité légère (c.-à-d. la marche), jusqu’à trois jours pour la reprise de l’activité physique normale, et environ une semaine pour les soins des plaies. Le tissu extrait peut être utilisé pour des expériences de force mécanique et nous présentons ici des données d’activation représentatives. Ce protocole est approprié pour la plupart des fins de collecte, potentiellement adaptable à d’autres muscles squelettiques, et peut être amélioré par des modifications à l’aiguille de collecte.

Introduction

L’étude de la physiologie musculaire humaine à des fins cliniques ou de recherche nécessite souvent des biopsies musculaires. Par exemple, un défi majeur dans la physiologie musculaire humaine et la biomécanique est de distinguer et de comprendre les différentes adaptations de la performance musculaire à l’exercice. Les adaptations de performance ne comprennent pas seulement les adaptations structurelles (p. ex., changements dans les protéines contractiles, architecture musculaire), mais comprennent également les adaptations neuronales1, qui sont très difficiles, voire impossibles, à évaluer séparément lors de l’essai intact des muscles humains in situ. Les expériences de niveau fibre enlèvent ces composants d’ordre supérieur et permettent une évaluation plus directe de la contraction musculaire et peuvent être recueillies par des techniques de biopsie. Des biopsies musculaires ont été recueillies depuis au moins 18682. Aujourd’hui, la technique prédominante pour recueillir les biopsies musculaires est la technique modifiée Bergström3,4,5, bien que d’autres techniques sont disponibles, y compris l’utilisation d’un conchotome Weil-Blakesley6 ou le soi-disant fine-aiguille7,8. Toutes ces techniques utilisent des instruments spéciaux ressemblant à des aiguilles qui sont conçus pour passer dans les muscles et couper un morceau de tissu. Plus précisément, la technique bergström modifiée utilise une grande aiguille modifiée (taille d’aiguille de 5 mm ici; Figure 1) qui a une fenêtre près de la pointe de l’aiguille et un plus petit trocar interne qui se déplace de haut en bas de l’aiguille, en coupant le muscle lors du passage sur la fenêtre de l’aiguille. Dans ce trocar sacré est un ramrod qui se déplace de haut en bas de l’arbre de la trocar et pousse la biopsie vers la fenêtre de l’aiguille. Pour tirer le muscle dans la fenêtre de l’aiguille, un tuyau d’aspiration est attaché, ce qui aspire l’air de l’aiguille et tire le muscle dans la fenêtre de l’aiguille par pression négative.

Les biopsies musculaires sont souvent acquises pour étudier les changements dans la teneur en protéines, l’expression des gènes ou la morphologie causées par la maladie ou dans une réponse à un programme d’exercice1,9,10,11. Une autre utilisation critique pour les biopsies musculaires est des expériences mécaniques telles que la mesure de la force contractile de fibre, la rigidité de fibre musculaire, et les propriétés musculaires dépendantes de l’histoire12,13,14,15,16. La mécanique unique de faisceau de fibre ou de fibre sont mesurées en attachant des fibres entre un moteur de longueur et transducteur de force sur des plates-formes spécialisées qui contrôlent la longueur de fibre tout en mesurant simultanément la force. En perméabilisant (p. ex., dépeçage) des fibres, la membrane de sarcolemme devient perméable aux produits chimiques de la solution de bain, permettant un contrôle d’activation en variant la concentration de calcium. En outre, l’effet des propriétés contractiles sur les produits chimiques/ pharmaceutiques/autres protéines peut facilement être évalué en ajoutant le réactif en question à la solution de bain. Cependant, alors que cette technique est très utilisée dans d’autres modèles animaux, sensiblement moins d’études ont effectué des tests mécaniques sur les fibres écorchées de biopsies musculaires humaines17,18,19. Une raison est que les outils de biopsie et les protocoles sont conçus pour enlever autant de tissu musculaire que possible avec moins de considération pour le niveau de dommages structurels subis lors de l’extraction des tissus. En effet, un protocole de biopsie récente suggère de conduire l’aiguille de biopsie dans le muscle et de recueillir 2-4 morceaux de muscle3. Le processus lui-même ne fait que peu de dommages à l’ADN ou à la matière protéique, mais détruit souvent les structures de fibres et de sarcomériques de telle sorte que l’activation des fibres musculaires devient instable ou impossible. En outre, la longueur relative des fibres dans la biopsie sont généralement courtes (<2 mm) et pas facilement manipulées pour des essais mécaniques. Pour les essais mécaniques, les fibres idéales sont longues (3-5 mm) et non structurellement endommagées.

Des techniques d’extraction de tissus plus avancées peuvent être utilisées pour limiter les dommages causés par les fibres. Par exemple, un groupe20 a profité des « chirurgies ouvertes » préalablement planifiées des avant-bras (p. ex., réparation de fracture osseuse), où les muscles étaient complètement exposés et où un chirurgien était capable de visualiser la structure musculaire et de disséquer soigneusement des échantillons relativement gros et structurellement intacts de tissu musculaire (15 mm x 5 mm x 5 mm). Cette technique de « biopsie ouverte » est favorisée lorsque les participants subissent une procédure précédemment planifiée, et limite ainsi le bassin de participants potentiels, en particulier pour les adultes en bonne santé, où aucune chirurgie n’aurait autrement lieu. Ainsi, beaucoup de biopsies conduites à des fins de recherche sont faites comme une procédure ambulatoire et le site d’incision est maintenu aussi petit que possible pour limiter le risque d’infection, la cicatrisation, et le temps de guérison. Par conséquent, la plupart des biopsies sont recueillies aveuglément (c.-à-d. que l’opérateur est incapable de voir l’aiguille de collecte comme il passe à travers le fascia dans le muscle). Cela implique que la qualité de la biopsie est presque entièrement basée sur la compétence et l’expérience de l’opérateur. Chaque muscle a ses propres difficultés lors de la collecte des tissus, tels que les risques de violer les nerfs et les vaisseaux sanguins, la sélection d’une profondeur de collecte idéale et l’emplacement, et de décider d’une position du corps approprié pour garder le muscle aussi mou que possible. Malheureusement, la plupart des compétences spécifiques aux muscles ne sont pas écrits et donc chaque médecin doit « éinventer la rou » lors de l’exécution de biopsies sur les muscles nouveaux pour eux. Ce manque d’expérience conduit habituellement à plusieurs collections de faible qualité jusqu’à ce que le médecin identifie les meilleures pratiques pour les biopsies sur ce muscle. Les médecins débutants apprennent souvent la compétence par des conversations avec leurs collègues plus expérimentés, mais relativement peu de textes informatifs et évalués par les pairs existent sur la question, en particulier pour les muscles qui ne sont pas traditionnellement utilisés pour la collecte de biopsie. Si nous considérons l’information ci-dessus, ainsi que la difficulté de recruter des volontaires humains pour les biopsies, il est clair que plus d’information pédagogique est nécessaire qui maximise les chances de succès pour chaque participant.

Ainsi, le but de cet article était de présenter une technique de biopsie musculaire qui fournit des protocoles pour la collecte réussie de biopsies musculaires avec de longs fragments de fibres intactes pour des essais mécaniques. Les biopsies de muscle humain sont habituellement effectuées sur, et la majeure partie du matériel de formation de biopsie est sur, le musculus vaste lateralis. Sa taille musculaire relativement grande et son emplacement superficiel par rapport à la peau permettent la collecte de tissus musculaires adéquats, tout en minimisant l’inconfort du patient et les traumatismes physiques1,21. Cependant, il y a certaines limites à l’utilisation du vastus lateralis pour les études de formation longitudinales. Par exemple, au cours de protocoles expérimentaux qui comprennent un programme de formation, les participants doivent s’abstenir de toute formation supplémentaire en dehors de l’étude pendant une période qui s’étend souvent sur 2 à 6 mois. Pour les athlètes, ce n’est souvent pas possible, car le vastes lateralis est habituellement formé lors d’exercices typiques (p. ex., squats, sauts), ou est généralement utilisé pour le sport (p. ex., course à pied, cyclisme). Ces expériences d’entraînement distinctes loin de l’objectif de l’étude peuvent provoquer des adaptations musculaires qui modifient la mécanique musculaire, l’architecture et la physiologie de telle sorte qu’il est difficile ou impossible de connaître l’effet réel du protocole expérimental de l’étude sur les propriétés musculaires. Pour ce genre d’études, il serait idéal de choisir un muscle cible qui n’est souvent pas au centre des régiments d’entraînement. Le tibialis musculus antérieur (TA) est un muscle cible idéal qui satisfait les exigences ci-dessus. En outre, les interventions de formation peuvent être ciblées vers le TA en utilisant des approches contrôlables, comme avec l’utilisation d’un dynamomètre. Il n’y a presque aucun matériel d’entraînement se rapportant à une biopsie musculaire de TA. Par conséquent, nous avons développé un protocole modifié pour recueillir des biopsies musculaires relativement intactes de l’AT.

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Protocol

REMARQUE : Ci-dessous, nous décrivons un protocole pour récolter les fibres mécaniquement intactes du TA des volontaires qui ont été inscrits à une étude en cours distincte. Ce protocole est similaire à celui décrit par Shanely et coll.3, qui ont décrit la technique bergström modifiée dans le vaste lateralis. L’information présentée ici a été affinée par notre groupe de recherche, mais peut ne pas être idéale pour tous les groupes de laboratoire ou les configurations organisationnelles. Nous ne donnons que des lignes directrices, et suggère fortement que les laboratoires nouveaux à la collecte de biopsie consulter des groupes de laboratoire expérimentés avant de tenter des essais humains.

Toutes les études menées dans ce document ont été approuvées par le Comité d’éthique de la Faculté des sciences du sport de l’Université de la Ruhr à Bochum. Les participants ont donné gratuitement un consentement écrit éclairé avant de participer à l’étude.

1. Préparation expérimentale

  1. Évaluer les critères d’exclusion tout en prenant les antécédents médicaux détaillés du participant au cours de la consultation des participants (voir ci-dessous).
    1. Exclure les participants s’ils ont subi une blessure au muscle cible pendant les 6 semaines précédant la biopsie. Assurez-vous que les participants sont généralement en bonne santé, qu’ils ne connaissent aucun trouble musculaire ou coagulation et qu’ils ne prennent pas actuellement de médicaments qui causent l’amincissement du sang (p. ex., l’aspirine).
      REMARQUE : Ici, nous avons sélectionné des participants modérément actifs et leur avons demandé de s’abstenir d’exercices intensifs ou inhabituels aux jambes au moins 3 jours avant la biopsie. Toutefois, pour d’autres questions de recherche, ces critères peuvent changer.
  2. Adhérer à la stérilisation et les techniques aseptiques, telles que réglementées par la loi allemande et la pratique courante et supervisées par le médecin de l’équipe22,23. Cette procédure peut souvent être effectuée comme une procédure de « uit » ou dans une suite chirurgicale ambulatoire. Consultez l’organisme de réglementation local pour obtenir des conseils.
  3. Composez l’équipe de biopsie. Nous suggérons que l’équipe de biopsie comprend 4 personnes. Un médecin (ou une personne formée à la collecte de biopsie), un assistant médical travaillant avec le médecin, un assistant qui surveille et interagit avec le participant, et un assistant qui gère la biopsie musculaire immédiatement après l’extraction. Avec ces chiffres, des soins rapides peuvent être administrés aux patients en cas d’urgence médicale pendant l’intervention. S’il est à l’aise avec la procédure, alors l’équipe pourrait être composée de seulement deux personnes: le médecin et l’assistant médical, qui, ensemble, prendraient ensemble les soins aux patients et le traitement des tissus en même temps.
  4. Demandez au participant de rencontrer le responsable du projet ou le médecin pour examiner, discuter et signer le formulaire de consentement de l’utilisateur. Prenez des antécédents médicaux détaillés (allergies, blessures ou chirurgies au membre inférieur et à l’AT) et excluez le participant s’ils répondent à l’un des critères d’exclusion. Discutez en profondeur de l’hygiène de récupération et d’incision.
    1. Expliquez au participant qu’il sera endolori mais capable de se promener immédiatement après l’intervention; descendre les pentes ou les escaliers est souvent inconfortable pendant les 48 premières heures, avec une activité complète généralement de retour après 72 heures. Enfin, expliquez que, pour limiter l’infection et les abrasions mécaniques, le site d’incision doit rester bandé pendant au moins 1 semaine et maintenu propre.

2. Visualisez le tibialis antérieur avec l’ultrason en mode B

  1. Demandez au participant de s’allonger dans une position confortable de supination et de détendre leurs muscles de jambe autant que possible. Utilisez un appareil sur mesure (voir ci-dessous) ou demandez à l’assistant de tenir la cheville dans une position légèrement dorsiflexe pour imiter ce qui sera fait pendant la biopsie.
    REMARQUE : Il est important que le participant ait un TA détendu afin qu’il reproduise les caractéristiques musculaires pendant la procédure. Pendant l’examen, demandez au participant de contracter et de détendre le muscle afin que les changements dans l’architecture musculaire peuvent être notés.
  2. Utilisez une sonde à ultrasons pour visualiser les compartiments superficiels et profonds du TA, pour étudier l’architecture musculaire et décider de la profondeur d’insertion et de l’angle d’attaque del’aiguille( Figure 2A-B). Indiquez des repères sur la peau.
    1. Accorder une attention particulière à la sélection d’une zone cible qui évite les veines principales, les artères ou les nerfs.
    2. Évaluer la section transversale du muscle, dans le but d’identifier l’aponeurose centrale dans le ventre musculaire ta (environ 1/3 de la jambe, distale au genou, et 2 cm latérale de la crête tibiale) (Figure 2B). Enregistrez l’emplacement et la profondeur de l’aponeurosis centrale (habituellement 1,5-3 cm) afin que l’on puisse prendre soin de ne pas conduire l’aiguille de collecte (Bergström) au-delà de ce point.
    3. Placez la sonde à ultrasons dans l’orientation proximale-distale par-dessus l’emplacement cible et visualisez la pennation fascicle et l’épaisseur musculaire (figure 2A). Utilisez ces informations pour aider à conduire avec succès (aveuglément) l’aiguille de collecte dans le ventre musculaire. Enregistrez des images du site cible dans les deux plans pour une référence future pendant la chirurgie.
  3. Avec cette information, créer un plan pour le mouvement de l’aiguille vers la zone cible.
    1. Prévoyez de faire l’incision 1-3 cm distal de la zone de biopsie cible. Après que l’aiguille est passée dans le muscle, tournez l’aiguille à un angle d’environ 45% à la peau le long du long axe du membre, puis conduit proximalement vers la zone de biopsie. Cette stratégie limite les chances de conduire l’aiguille dans l’aponeurosis central, si l’aiguille est poussée trop fort. En outre, l’aiguille peut être conduite distally ou proximally, selon la main de l’opérateur de l’aiguille.

3. Procédure de biopsie

  1. Demandez au participant de poser de la supination sur la table d’opération et de détendre ses muscles des jambes. Assurez-vous que la ligne de visée du participant jusqu’au site de la biopsie est bloquée par un rideau.
    1. Enlever la tension passive du ventre musculaire en plaçant le membre du participant dans un dispositif qui fixe la cheville dans une position légèrement dorsiflexed (0-5° de neutre; Figure 3). Demandez au patient s’il peut encore détendre son muscle, car trop de dorsiflexion peut potentiellement rendre difficile de se détendre.
      REMARQUE : Nous avons constaté que la collecte de biopsies à partir d’un pied dorsiflexed, pas plus de 5° de neutre (c.-à-d. la semelle du pied perpendiculaire à la tige) produit des biopsies plus cohérentes et plus grandes que des angles de cheville fléchis plus plantaire. L’appareil qui maintient la cheville dorsiflexed est un dispositif sur mesure. Cependant, n’importe quel nombre d’appareils (bon marché) peuvent être fabriqués qui produisent encore le résultat souhaité.
  2. Raser, nettoyer et désinfecter la zone d’incision sélectionnée, selon les pratiques standard24.
    REMARQUE : La zone « propre » du participant est d’environ 20 cm proximal-distal et 10 cm médial-latérale du site d’incision proposé. Toutefois, consultez toujours les règlements nationaux de l’institution (le cas échéant) à ce sujet. Le protocole de désinfection comprend le nettoyage de la peau, puis la désinfection quatre fois avec l’utilisation libérale de spray de désinfection de qualité médicale. Si le participant quitte la table pour une raison quelconque, le protocole de désinfection doit être redémarré.
  3. Administrer une injection suprafasciale de 1,5 cc de 2% de Xylocitine avec l’épinéphrine au site de biopsie, qui fonctionne comme un anesthésique local et vasoconstricteur. Attendez le temps d’affect alloué de ~20-30 min.
    NOTE: Ces médicaments sont myotoxiques et ne doivent donc jamais être injectés dans le muscle, seulement le tissu sous-cutané. En réaction à la vasoconstriction, la zone du site d’injection peut devenir blanche (sur des tons de peau plus clairs) ou grise (tons de peau plus foncés).
  4. Confirmez l’effet médicamenteux avec des hauteurs de peau et des pokes doux avec un scalpel stérile.
  5. Au site de biopsie précédemment marqué, faire une incision proximale-distale de 1 cm avec un scalpel stérile qui coupe à travers la peau et le fascia, exposant le ventre de muscle. Prenez soin de couper le fascia entièrement parce que l’aiguille est émoussée et ne passera pas à travers le fascia.
  6. Pousser l’aiguille de biopsie 0,5-1,0 cm dans le muscle avec une orientation perpendiculaire à la peau (Figure 2C, 2E).
    REMARQUE : L’opérateur sentira un changement dans la tension nécessaire pour conduire l’aiguille à travers les différents types de tissus. Le tissu adipeux est facile, le fascia est le plus dur, et le muscle est entre les deux (mais peut être variable, en fonction du participant).
  7. Orienter l’aiguille vers une position d’angle d’angle d’environ 45° sur la peau, le long du long axe de la jambe (Figure 2D, 2F). Poussez l’aiguille encore 1-2 cm dans le muscle jusqu’à ce que la pointe de l’aiguille soit à l’endroit cible dans le muscle.
    REMARQUE : Le médecin doit utiliser les images d’ultrasons enregistrées pour tenir compte de la variation individuelle des dimensions musculaires. Parce que l’incision est seulement assez grande pour insérer l’aiguille, le médecin conduit l’aiguille aveuglément à travers la peau. Il y a un « sentiment » que l’opérateur de biopsie gagne avec l’expérience. Un novice doit apprendre la compétence d’un opérateur de biopsie formé (plus sur ce point dans la discussion).
  8. Attachez la seringue et le tuyau de 100 mL à l’aiguille de biopsie (figure 1G). Appliquer l’aspiration à l’aiguille Bergström en tirant le piston de la seringue d’environ 15-20 mL pour produire une pression négative dans l’aiguille et sucer le tissu musculaire dans la fenêtre de l’aiguille. Ensuite, exciser le muscle par une poussée rapide (es) de la trocar sur la fenêtre de l’aiguille.
    REMARQUE : Avant et pendant l’aspiration, il est parfois utile de placer une pression légère sur la peau immédiatement au-dessus de la fenêtre de l’aiguille pour aider à pousser le muscle dans l’aiguille.
  9. Retirez doucement l’aiguille de la jambe, en tournant lentement. Il ne devrait y avoir de résistance légère que lors de l’extraction de l’aiguille. S’il y a plus de résistance, cela peut indiquer une coupure partielle de biopsie. Il se produit, retourner le besoin à l’emplacement cible, et retentempte collection de tissus.
  10. Poussez le tissu excisé vers la fenêtre de l’aiguille à l’aide du ramrod interne.
  11. Retirez soigneusement l’échantillon de l’aiguille.
    REMARQUE : Le fait de plonger l’aiguille dans la solution de collecte (voir la section préparation des fibres) déloge souvent la biopsie de l’aiguille. En outre, la seringue peut être utilisée pour conduire l’air à travers l’aiguille et pousser l’échantillon. Ces techniques éliminent la nécessité de toucher physiquement la biopsie avec des pinces à épiler et réduisent les risques de dommages. Si des outils, des mains (gantées ou non) ou des solutions non stériles entrent en contact avec l’aiguille, l’aiguille ne peut pas être utilisée en cours de poursuite pendant la procédure. Ainsi, si une deuxième biopsie immédiate est nécessaire, alors une nouvelle aiguille stérile doit être utilisée. Cela se produit souvent, il est donc une meilleure pratique de maintenir plusieurs aiguilles stériles en réserve.
  12. Identifiez le tissu comme un muscle et non comme un tissu adipeux ou conjonctif. Le tissu musculaire est facilement identifié à partir d’autres tissus en raison de sa couleur rouge foncé (Figure 4A). Parfois, le tissu recueilli n’est pas le muscle, mais la graisse ou le tissu conjonctif.
    1. Si une quantité suffisante de tissu musculaire est recueillie, continuez le protocole. S’il n’y a pas assez de muscle, essayez à nouveau la biopsie.
    2. Si une deuxième biopsie est nécessaire, surveillez attentivement le participant, car une deuxième poussée d’aiguille rend parfois le participant plus mal à l’aise que le premier.
  13. Lavez immédiatement les échantillons de muscles dans une solution de collecte et préparez-vous à des expériences de fibre unique (voir la manipulation et le stockage de biopsie musculaire).
    1. Demandez à un assistant expérimenté de vérifier la qualité de l’échantillon (voir ci-dessous) et d’évaluer la nécessité d’effectuer une deuxième biopsie. Un assistant distinct prend la biopsie pour le traitement, tandis que le reste de l’équipe continue avec le participant.
  14. Fermez le site d’incision.
    1. Fermez la plaie d’incision avec du ruban leucostrip stérile. Utilisez une ou plusieurs pièces pour joindre les bords du site d’incision en les posant perpendiculaires à l’axe long de l’incision, puis déposer d’autres bandes dans un motif étoilé pour se protéger contre la charge multidirectionnelle.
      REMARQUE : Une bonne manipulation de cette étape réduira les cicatrices. La suture de la plaie peut être faite mais n’est pas nécessaire. D’autres options incluent la colle de blessure.
    2. Placez l’habillage stérile de blessure (p. ex., Leucoged T plus) sur le site d’incision pour se protéger contre l’infection.
    3. Enveloppez la jambe de bandages élastiques cohésifs (p. ex., Unihaft) pour limiter les saignements initiaux et protéger contre l’impact mécanique externe.
    4. Enveloppez la jambe avec des bandages de compression acrylastic pour empêcher les saignements et protéger les bandages plus profonds de se détacher ou de détruire.

4. Soins post-biopsie

  1. Demandez au participant de se promener immédiatement après la procédure. Il y aura des douleurs localisées. Demandez au participant de marcher le plus normalement possible.
  2. Demandez au participant de ne pas enlever les bandages ou de laisser tremper l’eau dans les bandages. Ils doivent être maintenus pendant au moins : un jour pour le bandage acrylastic, trois jours pour le bandage élastique cohésif, et sept jours pour l’habillage de blessure. Informez le participant qu’ils peuvent être rebandaged si nécessaire.
    1. Adapter les soins post-biopsie d’un participant aux besoins de l’individu. Demandez à un assistant ou à un médecin formé d’évaluer le participant et de faire un plan de soins approprié après la biopsie. Pour cette procédure, nous suggérons que tout autre test neuromusculaire in vivo du TA soit séparé d’au moins une semaine de la biopsie.

5. Manipulation et stockage de biopsie musculaire

  1. Après l’extraction des tissus, placez immédiatement le tissu dans un flacon de 5 mL contenant une solution de collecte de rigueur (en mM : Tris (50), KCl (2), NaCl (100), MgCl2 (2), EGTA (1), comprimé inhibiteur de la protéase (1), pH 7.0) et secouez légèrement pendant 4-6 min pour laver le sang.
  2. Échangez la solution Rigor contre une rigueur fraîche, secouez légèrement pendant 4-6 min, puis stockez à 4 °C pendant 4-6 h pour permettre l’échange de solution de stockage et de sang de protéase-inhibiteur.
  3. Solution Exchange Rigor pour la rigueur du jour au lendemain (en mM: Tris (50), KCl (2), NaCl (100), MgCl2 (2), EGTA (1), comprimé inhibiteur de la protéase (1), 50:50 glycérol, pH 7.0), et stocker à 4 °C pour 12-18 h.
  4. Échangez la rigueur de nuit pour 50:50 rigueur de collection:glycérol et stocké à -20 °C pendant jusqu’à 3 mois, ou un an dans un congélateur de -80 °C.
    REMARQUE : Ce processus permeabilise la membrane de fibre qui permet l’ajout manuel de calcium dans et hors de la cellule. Ce processus prend du temps et pourrait être différent entre les différents muscles et les espèces.

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Representative Results

L’engagement de temps entier pour un participant était environ une heure (consultation de 10 min, échographie de 10 min, préparation de chirurgie de 20 min et administration anesthésique, chirurgie de 10 min, et 10 min de récupération). Souvent, les participants ont inconsciemment activé leur TA et ont eu besoin de rappels cohérents pour garder le muscle aussi détendu que possible. Lorsque l’aiguille de biopsie était à l’intérieur du muscle, les participants ont habituellement rapporté une sensation unique de « pression » dans la zone autour de l’aiguille de biopsie, avec des périodes occasionnelles d’inconfort modéré à intense. Une fois, les orteils d’un participant légèrement à l’étroit pendant la procédure, mais immédiatement arrêté après l’aiguille a été enlevé. Les tailles de biopsie étaient habituellement ~50-100 mg (masse humide). Les réactions des participants à la procédure étaient souvent imprévisibles. Parfois, le participant s’attendait à ne pas être affecté pendant la procédure, mais a ensuite montré des signes d’évanouissement, tandis que d’autres étaient nerveux, mais complètement imperturbable au cours de la procédure. Ainsi, nous avons trouvé qu’il était de bonne pratique de tenir le participant occupé avec une conversation ou de les laisser utiliser leur téléphone mobile, de sorte que leur attention totale n’était pas axée sur la procédure en cours. L’assistant qui a parlé avec le participant les a également surveillés pour déceler des signes de détresse, de douleur ou d’évanouissement. Parfois, une biopsie ne contenait que du tissu adipeux ou conjonctif (identifié par une couleur blanc pâle du tissu, figure 4A). Dans ces cas, une deuxième biopsie a été immédiatement prise (après l’approbation a été donnée par le participant). Habituellement, une biopsie réussie donnera >80% de tissu musculaire (Figure 4A).

Après l’opération, la plupart des participants ont ressenti un malaise après la procédure qui a duré 3-5 jours. Les participants ont indiqué que la douleur de TA était semblable à ce qui serait prévu après une journée de randonnée pentes raides. Aucune pression mécanique ne doit être exercée sur le site d’incision pendant au moins 5 jours, ou elle pourrait rouvrir. Les participants ont généralement été laissés avec une petite cicatrice, mais nous n’avons pas observé des changements soulevés ou autrement anormaux à la peau. En outre, aucun participant n’a développé d’infections.

Les biopsies ont été perméabilisées (c’est-à-dire écorchées) dans une solution de glycérol (1:1 mélange de glycérol : solution de rigueur) pendant 6 semaines, puis préparées pour des essais mécaniques le jour des expériences. La perméabilisation du glycérol des fibres permet la diffusion de la solution de bain dans les fibres, ce qui donne au chercheur le contrôle de l’activation et fournit également une avenue pour soumettre le muscle à des produits pharmaceutiques ou d’autres produits chimiques. En outre, le glycérol fonctionne comme un agent anti-congélation, permettant au muscle d’être place dans des températures froides pour le stockage à long terme, avec des dommages limités. Cependant, un certain temps est nécessaire pour permettre au glycérol de pénétrer dans les échantillons, et donc d’abord stocker des échantillons de biopsie pendant la nuit à 4 °C (idéalement sur une plaque de secousse) est prudent. Les muscles ne peuvent être stockés que si longtemps avant que leur fonction ne soit compromise. L’orientation générale sur la question est que les muscles conserveront leur fonction dans la solution de glycérol pendant au moins 3 mois dans un congélateur de -20 °C, ou un an dans un congélateur de -80 °C.

Des échantillons de muscle ont été visualisés sous un microscope de dissection. Certains morceaux de muscle étaient petits ou endommagés (figure 4B) et ont été enlevés. Ensuite, des groupes de fibres ont été évalués pour tout dommage structurel (sarcole de fibres visuellement cassées ou écrasées, figure 4C). À partir de ces faisceaux, de plus petits faisceaux de fibres de 3-10 fibres ont été disséqués et soigneusement placés dans la chambre expérimentale de la plate-forme d’essai mécanique (Figure 4D). Les longueurs de fibres structurellement utilisables étaient typiquement 3-5 mm de long. L’aiguille Bergström avait une fenêtre de collecte de 7 mm, de sorte que la biopsie ne pouvait produire au maximum ~7 mm de long fibres. Ainsi, les fibres structurellement utilisables que nous avons recueillies étaient presque aussi longtemps que possible. Typiquement, nous préparons 5-10 faisceau de fibres par 50 mg de tissu (collecté). Tous les détails de ces procédures peuvent être trouvés ailleurs14,15,25. Pour démontrer la durabilité des fibres, nous montrons des données représentatives d’un protocole mécanique simple utilisant des faisceaux de fibres ta glyquées (figure 5). 40 faisceaux de fibres provenant des biopsies de 10 participants ont été activés dans la solution d’activation26 (haute [Ca2+], pCa < 4,2) à 2,7 μm de longueur sarcomère pendant 60 secondes et le stress actif à l’état stable a été mesuré comme 100,71 ± 11 mN mm-2 (± moyenne SEM).

Figure 1
Figure 1 : L’aiguille bergström. L’aiguille Bergström utilisée dans cette étude se compose de l’aiguilleelle-même ( A-F), tuyau d’aspiration (G), et seringue (F). L’aiguille Bergström se compose d’une aiguille extérieure (A) qui a une fenêtre près de la pointe de l’aiguille, un plus petit trocar interne creux (B) qui se déplace de haut en bas de l’aiguille et coupe le muscle lors du passage sur la fenêtre de l’aiguille, et une tige (C) qui se déplace de haut en bas de la trochanter pour aider à enlever le muscle de l’aiguille. Ces morceaux sont séparés par une laveuse (D) qui rend l’aiguille hermétique, et un espaceur (E) entre la tige et le trocar protège contre le broyage de la biopsie musculaire. Enfin, un adaptateur de tuyau d’aspiration est fixé. Pour tirer le muscle dans la fenêtre de l’aiguille, un tuyau d’aspiration (G) est fixé à l’adaptateur de l’aiguille et la seringue. Cela aspire l’air hors de l’aiguille et tire le muscle dans la fenêtre de l’aiguille par pression négative, permettant la collecte d’échantillons. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2
Figure 2 : Imagerie par ultrasons et placement d’aiguilles. Le TA est composé de compartiments superficiels et profonds qui sont définis par des aponeuroses. Le TA est photographié avec la sonde ultrasonique orientée dans les perspectives distal-proximal (A) et médial-latérale (B) de sorte que la forme 3D du TA peut être reconnue. La profondeur idéale de l’aiguille pour la collecte se situe entre les lignes horizontales pointillées. Une représentation de dessin animé de l’insertion d’aiguille est montrée dans les panneaux C et D. Après l’incision est faite, l’aiguille est d’abord positionné perpendiculaire au muscle et poussé dans le muscle jusqu’à ce que la fenêtre de l’aiguille est dans le muscle (C). L’aiguille est ensuite réorientée à un angle d’environ 45° le long de l’axe long de la jambe, et poussée dans le muscle plus loin, en accordant une attention particulière que l’aiguille ne pénètre pas dans l’aponeurose profonde (D). Les images en direct (E, F) pendant la procédure sont données en référence au dessin animé (C, D). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3
Figure 3 : Placement des participants. Le participant se trouve en position supinante sur la table d’opération. La tête peut être élevée pour le confort. Le pied droit est placé dans un dispositif personnalisé qui maintient le pied légèrement dorsiflexed, réduisant la tension musculaire. Un rideau est placé devant le participant afin qu’il ne puisse pas regarder la procédure. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 4
Figure 4 : Images représentatives du tissu musculaire. (A) Immédiatement après la biopsie, l’échantillon musculaire sera un rouge plus foncé que d’autres tissus, y compris le tissu adipeux et le tissu conjonctif (étiqueté dans le panneau). (B) Dissection d’échantillons avec des faisceaux de fibres endommagés/courts (en haut) et viables (ci-dessous). (C) Grossissement d’un regroupement de fibres viables pour inspecter la surface pour détecter les signes de dommages. (D) Un faisceau de 6 fibres a été disséqué loin de ce faisceau de fibre (attaché sur les extrémités avec la suture 6-0 pour le mouvement facile et attaché à l’appareil mécanique. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 5
Figure 5 : Sorties de force représentatives d’une préparation de faisceau de fibres. Pour démontrer la durabilité des fibres, nous montrons des données de contrainte représentatives d’un protocole mécanique simple utilisant le faisceau de fibre de TA glyqué (3 fibres). Au total, 40 faisceaux de fibres provenant des biopsies de 10 participants ont été étirés de la longueur de mou à 2,7 μm sarcomere et maintenus pour permettre la relaxation du stress. Ensuite, les fibres ont été activées dans la solution d’activation26 (zone ombragée; haute [Ca2+], pCa < 4,2) à 2,7 μm de longueur sarcomère pendant 60 secondes et le stress actif à l’état stable a été mesuré à 100,71 ± 11 mN mm-2 (moyenne ± SEM). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Discussion

Dans ce rapport, nous avons décrit une technique pour la biopsie du tissu musculaire structurellement intact de TA. Nous avons constaté que cette procédure donne une teneur acceptable en fibres musculaires utilisables (5-10 préparations de faisceau de fibres par 50 mg de tissu collecté) pour les tests mécaniques. De plus, nous avons eu assez de tissu pour des expériences mécaniques, génétiques et protéomiques de suivi.

Il existe plusieurs méthodes généralement utilisées pour la collecte de biopsies musculaires3,4,6,27,28. La soi-disant biopsie ouverte20 produit des fibres de la plus haute qualité parce qu’un chirurgien expose complètement le muscle et disséque l’échantillon. Bien sûr, la chirurgie ouverte est une procédure assez invasive et n’est pas une procédure appropriée pour soumettre les participants en bonne santé, indépendamment de la question de recherche, en raison des risques potentiels associés aux chirurgies ouvertes. La méthode de biopsie la moins invasive est la biopsie fine d’aiguille29,30, qui emploie une aiguille relativement plus petite pour recueillir des tissus. Les biopsies fines d’aiguille sont suffisantes pour mener des expériences sur les composants génétiques/chimiques/protéiques des fibres30,31, mais souvent la qualité de fibre est très pauvre, ce qui rend l’essai mécanique difficile ou impossible. La technique de l’aiguille Bergström est un bon compromis entre les deux procédures expliquées ci-dessus parce que la chirurgie est moins invasive que la biopsie ouverte, mais recueille encore des échantillons de muscle qui sont plus grands et (potentiellement) plus structurellement intact que les biopsies fines d’aiguille. Les rapports précédents de la procédure d’aiguille bergström3,5 sont d’excellentes ressources pour ceux qui apprennent la technique, mais ne présentent des protocoles pour le vaste lateralis. Notre rapport démontre la technique pour le TA qui se concentre sur la collecte de rendements élevés de fibres structurellement intactes pour les essais mécaniques.

À notre connaissance, il n’y a pas de publications détaillées sur la collection de biopsies TA. Néanmoins, la pratique courante est de poser le participant supiné et de lui faire détendre la jambe autant que possible. Le pied détendu dans cette position est naturellement plantarflexed, qui allonge par conséquent le TA et le met en tension. Nous constatons que toute tension musculaire rend plus difficile de conduire le muscle dans l’aiguille de biopsie, même avec la pression négative, et ainsi la tension devrait être minimisée autant que possible. Pour ce faire, la modification simple mais majeure ici a été d’utiliser une plaque de pied sur mesure qui a maintenu la cheville dans une position légèrement dorsiflexed (0 - 5° de neutre), en gardant le ta mou et l’amélioration de la collecte. Les cliniciens doivent faire attention à ne pas trop dorsiflex la cheville, comme le TA sera incontrôlable activé, augmentant la tension, qui est bien sûr contraire à la procédure en premier lieu. Le participant peut généralement sentir cette activation musculaire, donc la communication est la clé. À partir des protocoles, le TA ne produit que 25 % de tissu par rapport au vastus lateralis le plus couramment utilisé, ~100 mg et ~400 mg, respectivement. Ainsi, il est important de maximiser la taille de la collecte des tissus tout en considérant si l’échantillon de tissus TA sera assez grand pour le projet(s) de recherche souhaité(s). Nous avons constaté que la prise d’un deuxième échantillon immédiatement après le premier ne cause pas de complications supplémentaires ou de temps de guérison pour les participants.

Bien que le protocole donne quelques conseils vers d’autres biopsies musculaires, la sélection musculaire dictera la procédure appropriée. Ainsi, nous suggérons fortement à d’autres chercheurs et cliniciens de publier, dans leur intégralité, leurs méthodes de biopsie. D’après l’expérience, nous identifions quelques facteurs importants à la sélection musculaire, en dehors de la question de recherche. Tout d’abord, nous suggérons de considérer les muscles qui sont superficiels à la peau et ont des artères principales / nerfs qui sont soit profondes ou facilement évitables. Deuxièmement, parce que les participants sont éveillés pendant la procédure, il est important de considérer si la procédure de biopsie sera très inconfortable pour le patient, soit en raison du positionnement initial du patient, ou en raison de la pression de l’aiguille de biopsie, qui pousse également sur les muscles plus profonds d’une manière inconfortable. Nous avons eu du succès avec le vastes lateralis et pectoralis. D’autres options potentielles sont le trapèze, le latissimus dorsi, et le gastrocnemius (bien que fortement vascularisé et enclin aux saignements). Les muscles des ischio-jambiers sont possibles mais inconfortables pour le patient, et difficile parce qu’ils se déplacent par la suite lors de la collecte de la biopsie.

Bien que les aiguilles Bergström puissent être achetées auprès de fabricants, certains laboratoires font sur mesure leurs propres. De petits ajustements, mais intelligents, à la conception peuvent augmenter le rendement des fibres musculaires longues et intactes. Par exemple, la fenêtre de collecte de l’aiguille utilisée ici était de 7 mm x 5 mm (longueur x largeur). Ceci est approprié pour capturer un cube de muscle. Toutefois, si l’objectif est de recueillir des fibres longues et intactes (du même volume), la longueur pourrait être augmentée et la largeur diminuer (c.-à-d. 10 mm x 3,5 mm). Si l’aiguille est orientée le long de la direction fascicle, alors il est probable que cette aiguille recueillerait des sections de fibres plus longues.

Les biopsies musculaires sont souvent recueillies en toute sécurité sans l’orientation d’une image ultrasonique, en particulier pour les muscles plus grands comme le vaste lateralis. Dans cette situation, un médecin bien expérimenté peut facilement palper le muscle pour trouver le meilleur site d’incision. Cependant, lorsque le médecin est moins expérimenté avec le muscle cible, ou des soins supplémentaires sont justifiés pour éviter les nerfs majeurs ou les vaisseaux sanguins, l’échographie est un excellent outil et simplement appliqué. Enfin, la surveillance post-opératoire de la zone de biopsie peut rapidement être réalisée à l’aide d’une échographie.

Les biopsies pédiatriques sont certainement possibles et couramment effectuées32,33,34. Cependant, il y a généralement plusieurs modifications apportées à la procédure. Une aiguille de jauge plus petite et une sédation consciente sont souvent nécessaires, et la procédure a lieu dans un environnement hospitalier. En général, l’expérience pourrait être traumatisante pour un enfant et les groupes de recherche qui veulent inclure des participants pédiatriques en bonne santé devraient soigneusement peser cela par rapport aux mérites potentiels de l’étude.

Les faisceaux de fibres ou les matériaux inutilisés peuvent être transférés à d’autres expériences avant ou après la mécanique des fibres. Par exemple, les techniques qui évaluent la teneur en protéines sarcomériques ou classent le type isoforme peuvent être menées35. Toutefois, pour limiter la dégradation des protéines et améliorer le succès de l’analyse, les tissus doivent être congelés par flash dans de l’azote liquide, soit après extraction originale, immédiatement après l’évaluation mécanique, soit traités immédiatement pour l’analyse des protéines. Les fibres peuvent également être préparées pour l’immunohistochimie ou d’autres techniques d’imagerie36 qui permettent l’évaluation de la position de protéine dans la fibre. Dans ce cas, les fibres peuvent être placées dans une solution fixative (par exemple, 4% de paraformaldéhyde/0,25% de glutaraldéhyde dans le tampon physiologique au pH 7; pas de glutaraldéhyde pour l’immunohistochimie) tout en restant sur l’appareil d’essai mécanique, préservant les structures sarcomériques à une longueur de sarcomere désirée. Si possible, un petit morceau de la biopsie originale peut être récolté, lavé vigoureusement dans la solution de collecte pendant 10 min et ensuite placé dans la solution fixative. De nombreux groupes préfèrent immédiatement congeler immédiatement des échantillons fraîchement excisés dans l’isopentane, ce qui limite la formation de cristaux de glace dommageables, et améliore la qualité de l’image pour les évaluations visuelles. C’est en effet l’étalon-or pour le gel par flash; cependant, nous constatons que les dommages causés par le cristal de glace causés par la congélation de l’azote ne sont concentrés que sur les structures extra-myofibril. Nous avons une intégrité structurelle satisfaisante des composants sarcomériques dans des échantillons également congelés dans de l’azote liquide, et nous pensons donc que l’azote est une possibilité, surtout si elle est plus facilement disponible, ou l’équipe chirurgicale / autorité chimique locale n’est pas disposé à utiliser l’isopentane. Un problème important et souvent non déclaré avec la préparation des échantillons pour la visualisation est que les sarcomeres sont souvent contractés / court, avec la région de bande I du sarcomere court ou inobservable. Pour surmonter cela, le chercheur doit étirer manuellement les échantillons de fibres (par l’appareil d’essai ou à la main à l’aide de pinces fines) avant de fixer. En règle générale, nous nous étendons à ~3,2 μm longueur sarcomère (mesurée par diffraction laser), ou s’étirer à ~ 150% de la longueur de mou, dans une solution de détente physiologique faible en calcium. Enfin, si des sous-échantillons sont recherchés pour l’analyse de l’expression de l’ARN, la méthode de congélation éclair n’affecte pas les résultats, mais les échantillons doivent être congelés immédiatement après l’extraction d’origine et placés dans un congélateur de -80 °C, car l’ARN est très instable. Il existe des solutions de stockage de protection contre l’ARN sur le marché, mais nous avons trouvé des résultats mitigés avec leur utilisation, et seulement des échantillons frais de gel flash.

Afin de maximiser la quantité d’information recueillie au cours d’un essai, la collecte simultanée d’autres données peut être effectuée lors d’essais mécaniques. Par exemple, l’étude des structures sarcomériques peut être effectuée lors d’essais mécaniques à l’aide de l’imagerie de diffraction des rayons X à faible angle, comme c’est le cas chez d’autres animaux37,38. Pour les expériences génétiques, les muscles excisés doivent être immédiatement traités à cette fin ou congelés par flash parce que l’ADN/ARN est relativement moins stable que les protéines.

Certaines limitations sont déjà décrites ci-dessus. Ici, nous discutons de la procédure elle-même. Une grande limitation pour la plupart des groupes est d’avoir un membre de l’équipe qui est correctement formé à la collecte de biopsie. Indépendamment de la profession de la personne (médecin, assistant médical, technicien, ou autre), cette procédure est difficile parce que l’enquêteur conduit l’aiguille aveuglément et doit compter sur « sentir »3,28 pour localiser la fenêtre de l’aiguille avec précision. Les erreurs ne sont pas tolérables parce que les participants humains consentants pour les biopsies sont clairsemées, une biopsie est préférable à beaucoup, et les erreurs pourraient mener à des dommages vasculaires ou nerveux. Par conséquent, toutes les possibilités de formation devraient être complétées avant qu’une biopsie humaine soit exécutée. Par exemple, pour obtenir une « ens » pour conduire l’aiguille, la viande de porc avec la peau encore attachée peut être acheté dans la plupart des épiceries et utilisé comme un proxy pour la peau humaine et les muscles. Une autre expérience précieuse consiste à faire de l’ombre à un groupe de recherche formé.

Nous avons évalué la douleur et l’inconfort des participants de façon plus qualitative, en nous appuyant sur l’expérience et les conversations du médecin avec le participant pour évaluer la douleur perçue. Cependant, l’évaluation de la douleur et de l’inconfort post-biopsie peut être plus quantifiée et comparable entre les individus et les études grâce à l’utilisation d’enquêtes validées sur la douleur et l’inconfort. Ces points ont étonnamment peu de traitement dans la littérature. Cependant, une étude récente a présenté un moyen de quantifier la douleur/inconfort des participants avant, pendant et après les biopsies, en utilisant des enquêtes bien établies sur la douleur39. Nous notons que ce document a utilisé le vastus lateralis comme muscle cible, et ainsi des études de suivi sont nécessaires pour comparer les évaluations de douleur entre les muscles.

Indépendamment de la méthode d’extraction, la technique Bergström ne peut exciser la longueur totale de la fibre dans le muscle parce que les fibres sont trop longues (~6-8 cm en TA40, ~6,5-8 cm dans vastus lateralis40). Par conséquent, il est inévitable que pour un long morceau de fibre recueillie, les extrémités sont détruites par la technique de biopsie. Souvent, la partie centrale utilisable d’une fibre est petite et il est donc difficile de tester mécaniquement. Même si la technique fournit des régions centrales raisonnablement longues (3-5 mm), l’enquêteur doit vérifier soigneusement la qualité des faisceaux de fibres pendant la dissection parce que l’utilisation de fibres endommagées modifiera les sorties de force passive ou active. L’observation visuelle des biopsies réussies montrera une partie des fibres qui sont intactes de la procédure de biopsie. Lorsqu’elle est vue à partir d’un microscope à lumière de dissection traditionnel, la surface des fibres aura l’air lisse, sans trous ni déchirures (Figure 4). En outre, les fibres doivent sembler cylindriques et n’ont pas de zones aplaties. Bien que non visible, le muscle lui-même se dégradera au fil du temps en raison de protéases naturelles qui commencent à décomposer les protéines musculaires presque immédiatement après l’extraction. Ainsi, il est essentiel d’ajouter des inhibiteurs de la protéase à toutes les solutions utilisées avec les fibres. En outre, nous suggérons également des lavages supplémentaires des biopsies pour enlever autant de sang que possible.

Même avec une préparation minutieuse, des dommages de fibre peuvent se produire et conduire à de mauvaises activations de fibres. Il ya de nombreuses raisons pour les dommages à la fibre parce que les fibres sont très sensibles à presque toutes les parties de la procédure. Par exemple, pendant la biopsie, si le trocar n’est pas assez pointu, il peut pousser dans le tissu musculaire pendant l’extraction au lieu de couper à travers elle, qui peut étirer et détruire les fibres. La solution de collecte doit être préparée de manière appropriée parce que les fibres sont sensibles aux changements osmotiques, au pH et à la température. Lors de la manipulation des fibres, un grand soin doit être pris pour limiter complètement la pression sur les fibres. Au lieu de cela, les pinces à épiler devraient être utilisées pour saisir la biopsie par son tissu conjonctif. Une autre alternative est d’utiliser une suture de soie de taille 0-7 pour envelopper une extrémité inutilisable de la biopsie et puis saisir ceci lors de la manipulation. Enfin, le glycérol joue deux rôles : le premier est d’empêcher le muscle de geler à -20 °C et le second est d’être un détergent doux à la fibre. Autrement dit, le glycérol perméabilise la fibre vers des solutions extérieures, permettant l’afflux de calcium (via une solution d’activation). Pour la plupart des muscles, ce processus prend ~10 jours. Cependant, selon la quantité de teneur en collagène et la taille de l’échantillon, cela pourrait prendre jusqu’à 6 semaines. Les fibres doivent être perméabilisées pour que toute activation à haute teneur en calcium se produise au cours d’expériences mécaniques. Les fibres sont généralement utilisables pendant au moins 3 mois. Pour limiter les déchets de fibres, un temps d’attente plus long (4-6 semaines) est suggéré pour les fibres musculaires TA.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à révéler.

Acknowledgments

Nous remercions Michaela Rau, Lea-Fedia Rissmann, Michael Marsh, Janina-Sophie Tennler, Kilian Kimmeskamp et Wolfgang Linke d’avoir participé au projet. Le financement de ce projet a été fourni par la Fondation MERCUR (ID: An-2016-0050) à la DH.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
26 guage subcutaneous needle with 2 ml glass syringe B. Braun Melsungen AG
Carl-Braun-Straße 1
34212 Melsungen, Hessen
Germany
 		 4606027V Drug administration
5mm Berstöm needle homemade N/A Tissue collection. Similar to other Berstöm needles
Acrylastic BSN medical GmbH
22771 Hamburg		 269700 elastic compression bandage
Complete protease inhibitor cocktail Roche Diagnostics, Mannheim, Germany 11836145001 Protease inhibitor tabeletes added to all solutions that hold muscle tissue.
Cutasept PAUL HARTMANN AG
Paul-Hartmann-Straße 12
89522 Heidenheim
Germany		 9805630 Disenfectant spray for the skin
Leucomed T plus BSN medical GmbH
22771 Hamburg		 7238201 Transparent wound dressing with wound pad to seal the wound and protect against infection
Leukostrip Smith and Nephew medical Limitied 101 Hessle road,
Hull
Great Britain		 66002876 wound closure
Surgical disposable scalpels Aesculap AG
Am Aesculap-Platz
78532 Tuttlingen
Germany		 BA200 series Incision
Unihaft cohesive elastic bandage BSN medical GmbH
22771 Hamburg		 4589600 cohesive elastic bandage that protects against mechanical impact
Xylocitin 2% with Epinephrin Milbe GmbH
Münchner Straße 15
06796 Brehna
Germany		 N/A Controlled substance anesthesia, vasoconstriction

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Biologie Numéro 163 Tibialis antérieur biopsie musculaire échographie mécanique des fibres humaines biomécanique technique bergström modifiée
Collection de biopsies musculaires squelettiques du compartiment supérieur du musculus humain tibialis antérieur pour l’évaluation mécanique
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Hessel, A. L., Hahn, D., de… More

Hessel, A. L., Hahn, D., de Marées, M. Collection of Skeletal Muscle Biopsies from the Superior Compartment of Human Musculus Tibialis Anterior for Mechanical Evaluation. J. Vis. Exp. (163), e61598, doi:10.3791/61598 (2020).

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