Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

Ensaios da doença de podridão de raízes secas no grão-de-bico: uma metodologia detalhada

Published: January 17, 2021 doi: 10.3791/61702

Summary

Este estudo apresenta metodologias para estudar os mecanismos pathomorfológicos e moleculares subjacentes à interação grão-de-bico-Rhizoctonia bataticola. O método de papel manchador é útil para estudar rapidamente as respostas do genótipo do grão-de-bico, enquanto o método adoecido à base de maconha pode ser usado para impor simultaneamente a seca e a infecção por R. bataticola e a tela para genótipos tolerantes.

Abstract

A doença da podridão de raízes secas (DRR) é uma ameaça emergente de estresse biótico ao cultivo de grão-de-bico em todo o mundo. É causada por um patógeno fúngico transportado pelo solo, Rhizoctonia bataticola. Na literatura, protocolos passo a passo abrangentes e detalhados sobre ensaios sobre doenças são escassos. Este artigo fornece detalhes completos sobre as etapas envolvidas na criação de uma técnica de papel manchador para triagem rápida de genótipos para resistência ao DRR. A técnica de papel manchador é fácil e menos cara. Outro método, baseado na abordagem do vaso doente, é uma imitação de infecção natural e pode ser aplicado para estudar os componentes que interagem — planta, patógeno e ambiente — envolvidos no triângulo da doença.

Além disso, na natureza, a DRR ocorre principalmente em áreas de cultivo de grão-de-bico-de-bico-de-chuva, onde a umidade do solo recua à medida que o crescimento das culturas avança. O estresse da seca é conhecido por predispor plantas de grão-de-bico à doença drr. A compreensão patomorfológica e molecular da interação planta-patógeno sob o estresse da seca pode abrir caminho para a identificação de variedades resistentes à DRR de elite da piscina de germoplasma de grão-de-bico. Este artigo fornece uma metodologia stepwise para a preparação de um pote doente e ensaio subsequente da doença. No geral, as informações aqui apresentadas ajudarão os pesquisadores a preparar o inóculo fúngico R. bataticola, manter esse patógeno, configurar a técnica de papel manchador, preparar a cultura doente e o pote doente e avaliar a infecção por patógenos em plantas de grão-de-bico.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

A podridão de raízes secas (DRR) é uma das doenças economicamente significativas no grão-de-bico1,2. É uma doença específica da raiz causada pela Rizoctonia bataticola (teleomorfo, macrofomina phaseolina). As plantas infectadas não possuem raízes laterais e possuem raízes de torneiras frágeis e folhagens amarelas1,3. DrR sob estresse de seca tem sido relatado como uma ameaça emergente ao cultivo de grão-de-bico1,2,3. Além disso, a incidência de DRR é relatada como agravada sob o estresse da seca sob as condições de campo1,2,3. DrR é mais prevalente em áreas de chuva do que em campos irrigados4. A utilização de variedades resistentes é a forma de superar a doença e contornar o uso de fungicidas1,13. Como o germoplasma do grão-de-bico disponível em todo o mundo abriga variação genética para o traço5,a triagem e identificação de genótipos resistentes/suscetíveis são fundamentais para a reprodução molecular para melhoria da cultura.

Ensaios robustos, fáceis e econômicos para doenças são essenciais para investigar padrões de infecção por R. bataticola no grão-de-bico. O ensaio da doença primária utilizado para observar a resposta dos genótipos de grão-de-bico à infecção por R. bataticola é a técnica de papel manchador1,4. É uma técnica simples e pode ser executada usando inóculo fúngico líquido, mudas com raízes e papel estéril. No entanto, essa técnica não foi utilizada ao máximo porque não há protocolo passo a passo disponível na literatura.

Enquanto isso, a técnica de maconha doente envolve a preparação de uma cultura doentia potencial e a imposição do estresse da seca. Dado que o estresse da seca agrava a incidência da doençade DRR 3,é essencial estudar a interação planta-patógeno sob o estresse da seca6,7. A técnica de vaso doente fornece a plataforma para um estudo tão simultâneo, promovendo melhores possibilidades de triagem de germoplasma e compreensão da base mecanicista da interação. Alterações pathomorfológicas, como aumento do comprimento da raiz e redução do número de raízes laterais — inerentes à doença drr — podem ser tratadas usando a técnica de vaso doente1,3,7.

Aqui, é apresentado um protocolo detalhado para o papel manchador e técnicas de maconha doente, que podem ser utilizados para estudar a interação entre grão-de-bico e R. bataticola e germoplasma de grão-de-bico de tela. Os detalhes dos materiais utilizados no estudo são dados na Tabela de Materiais.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Isolamento de R. bataticola e armazenamento

  1. Detalhes dos sintomas do genótipo do grão-de-bico e drr
    1. Use plantas de grão-de-bico (genótipo, JG 62) que geralmente apresentam sintomas típicos de DRR, como raiz primária seca e frágil, sem raízes laterais e microclerocia sob a casca e dentro do pith1,3.
  2. Coleta e lavagem
    1. Plantas de arrancada que apresentam sintomas como foliar cor de palha seca e raiz primária frágil com microclerotia sob a camada de epiderme. Enquanto se desenraiza, grande parte das raízes permanecerá dentro do solo, pois as raízes infectadas são frágeis. Remova os detritos grosseiros do solo presos à raiz. Corte as raízes separadamente e colete-as em envelopes de papel (27,5 cm x 12 cm) com o rótulo adequado e coloque-as em uma caixa de coleta de amostras.
    2. Depois de transportar amostras para o laboratório, coloque as raízes em um béquer de 200 mL e cubra com malha (malha de nylon com o tamanho dos poros de 3 mm de diâmetro), e lave as raízes completamente com água da torneira corrente para remover partículas de solo aderindo.
    3. Use água de osmose reversa (RO) para enxaguar uma vez no final.
  3. Esterilização de superfície
    1. Quebre as raízes em quatro pedaços com 2 cm de comprimento cada com uma lâmina de bisturi e coloque-as em um béquer limpo de 200 mL.
    2. Montar água RO autoclavada, 2% NaOCl, jarra de descarte e papel de mancha autoclaved (5 cm2) dentro da câmara de fluxo laminar.
    3. Lave as raízes com 50 mL de água RO autoclavada três vezes e depois com 50 mL de 2% de NaOCl por 10 min. Lave as raízes com 50 mL de água RO três vezes novamente para remover o NaOCl.
    4. Enxugar as raízes colocando as raízes em papel de mancha autoclaved e deixar até que as raízes estejam secas.
  4. Mídia e incubação
    1. Remova as bordas das raízes com uma lâmina de bisturi esterilizada. Divida as raízes usando a lâmina e use as fórceps esterilizadas para colocá-las em uma placa de petri de dextrose de batata (PDA) contendo sulfato de estreptomicina (50 mg L-1) e ampicillina (50 mg L-1).
    2. Feche a placa, lacre com parafilme e incuba em uma incubadora a 28 °C por dois dias no escuro.
  5. Método de ponta hiphal
    1. Após dois dias de incubação, leve as placas para a câmara de fluxo laminar. Corte a ponta do crescimento hifál8 sob um estereóquio (Estereóquio educacional Leica EZ4) e transfira-a para uma placa PDA fresca com sulfato de estreptomicina e ampicillina.
    2. Incubar as placas na incubadora a 28 °C durante dez dias no escuro.
  6. Armazenamento e manutenção do inóculo fúngico R. bataticola
    1. Faça inclinações PDA em tubos de ensaio e transfira um plugue de ágar fúngico de uma placa de cultura de dez dias de idade usando o laço de inoculação esterilizado pela chama. Sele a tampa do tubo de ensaio com parafilme.
    2. Incubar as inclinações a 28 °C por dez dias no escuro.
    3. Sele novamente a tampa com parafilm e armazene-a a 4 °C na geladeira para o uso futuro.
    4. Subcultura a cada seis meses para manter o fungo.
  7. Manutenção da virulência
    1. Infecte as plantas com inóculo fúngico puro preparado como mencionado na técnica de vaso doente3. Isole o mesmo fungo das plantas infectadas (postulados de Koch)9 e use para outros experimentos.
      NOTA: Neste estudo, foi utilizada uma cepa isolada de campo do fungo (GenBank: MH509971.1 https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/MH509971)

2. Técnica de papel de mancha

NOTA: A técnica de papel de mancha envolve a preparação do inóculo fúngico líquido, preparação de mudas e avaliação da doença.

  1. Preparação do líquido R. bataticola inóculo
    NOTA: O inóculo fúngico líquido R. bataticola contém múcia e microclerotia. Ambas as estruturas agem como inóculo primário.
    1. Prepare 500 mL de mídia PDB em um frasco de 1.000 mL e autoclave-o a 121 lbs por 15 min.
    2. Depois que a mídia é resfriada, inocular o caldo com um loopful de plugue de ágar fúngico de uma cultura fúngica inclinada e incubar a 28 °C por cinco dias em um shaker a 180 rpm no escuro.
    3. Monte um vidro autoclavado ou funil plástico (10 cm), frasco cônico de um litro e duas camadas de malha (tamanho 10 cm2) (malha de nylon com o tamanho dos poros de 3 mm de diâmetro) na mesa. Filtrar a micélia fúngica e a microclerotia usando a malha. Borrifa o fungo em papel de mancha autoclaved.
    4. Pesar 100 g de micéria por 50% de inóculo e manter a temperatura ambiente.
  2. Preparação de planta de grão-de-bico
    1. Selecione 50 sementes saudáveis (neste estudo, foi utilizado o genótipo DRR-suscetível JG 62), coloque-as em um béquer de 100 mL e cubra com uma malha.
    2. Lave as sementes com água da torneira primeiro para remover detritos do solo.
    3. Leve o béquer com sementes para a câmara de fluxo laminar e lave-as com 50 mL de água de RO esterilizadas três vezes por 1 min por lavagem.
    4. Esterilize as sementes com 50 mL de NaOCl 2% aquoso por 2 min com agitação contínua e lave as sementes com 50 mL de água esterilizada cinco vezes por 1 min cada.
    5. Encha um saco de polietileno (47,5 cm x 25 cm) com Soilrite (uma mistura de perlite expandida de grau de horticultura, musgo de turfa irlandesa e vermiculite esfoliada em proporção igual, ou seja, 1/3:1/3:1/3), semear as 50 sementes esterilizadas pela superfície com dois cm de profundidade, e manter em uma câmara/sala de crescimento com 28 °C ± temperatura de 2 °C, fotoperíodo de 16 h com uma intensidade leve de 150 μmol m−2 s−1, e umidade relativa de 70%. Regar com água de RO e arrancar as plantas oito dias após a semeadura.
    6. Lave as raízes na água da torneira para remover as partículas de Solorita. Enxágüe as raízes com água ro esterilizada e mantenha-as na água RO em um béquer de 1000 mL.
  3. Preparação de papel manchado em bandejas
    1. Pegue um papel manchador e corte-os em pedaços (30 cm × 23 cm) em números suficientes para atender às réplicas.
    2. Embale as folhas em saco de polietileno autoclavável e autoclave-as a 121 libras por 15 minutos e mantenha-as em um forno de ar quente para secar.
    3. Dobre cada folha de papel ao meio.
    4. Coloque o papel em uma bandeja de plástico limpa e limpa, como mostrado na Figura 2i-iv.
  4. Inoculação vegetal mergulhando
    1. Dissolva 100 g de inóculo fúngico em 200 mL de água RO autoclaved em um béquer de 200 mL para obter 50% de inóculo.
    2. Mergulhe as raízes da planta no inóculo preparado por 1 min com movimento intermitente para cima e para baixo para garantir a fixação uniforme do inóculo fúngico.
  5. Colocando as plantas no papel de mancha
    1. Molhe o lado inferior do papel de mancha colocado na bandeja com água RO estéril. Coloque as plantas no papel de uma forma onde apenas as raízes são cobertas pelo papel, e os brotos são deixados de fora.
    2. Feche-o dobrando o lado superior do papel manchador e molhe todo o papel para fornecer água suficiente para sustentar o crescimento da planta.
    3. Rega a bandeja uma vez por dia e mantenha as bandejas a 28 °C. Observe os sintomas como necrose, podridão radicular e amarelamento de folhas diariamente.

3. Técnica de maconha doente

NOTA: A técnica do vaso doente implica a preparação de inóculo virulento e um vaso doente, manutenção do nível de umidade e avaliação dos sintomas da doença.

  1. Preparação do substrato
    1. Pegue um kg de qualquer semente de grão-de-bico disponível comercialmente. Remova as sementes infectadas (sementes com crescimento fúngico, manchas de infecção e danos causados por insetos). Coloque-os em 5 L de béquer plástico e lave com água da torneira completamente 3-4 vezes para remover detritos principais.
    2. Lave as sementes com 2 L de água de RO três vezes e mergulhe as sementes de 1 kg em um béquer de 5 L com três vezes mais água por cinco h.
    3. Uma vez que as sementes absorvessem a água, recue-as com água RO três vezes para remover as exsudatas de sementes.
    4. Retire a água completamente e embale as sementes em garrafas de geleia (300 mL, 12 cm de altura, 6 cm de diâmetro e 155 g de peso) até cerca de 1/4de capacidade (100 g por garrafa de geleia) e feche as garrafas com tampas. Embalar dez garrafas de geleia em um saco plástico autoclavável (48 cm x 30 cm) autoclave duas vezes a 121 lbs por 15 min continuamente.
    5. Seque as sementes a 40 °C em um forno durante a noite para remover as gotículas de água dentro da garrafa.
  2. Preparação da cultura doentia
    1. Ligue a câmara de fluxo laminar de nível BSL-2. Limpe bem o chão com 70% de etanol e ligue o UV por 15 min. Então, mantenha as sementes dentro da câmara de fluxo laminar.
    2. Tome a cultura R. bataticola recém-isolada de 10 dias (parte 1). Em seguida, pegue três tampões de ágar fúngicos (4 mm de diâmetro) usando uma ponta de pipeta estéril ou borer de cortiça, e coloque-os em garrafas de geleia asepticamente. Cubra as garrafas com tampas e selo com parafilme.
    3. Agite as garrafas para misturar o disco fúngico com as sementes de grão-de-bico uniformemente.
    4. Incubar as garrafas a 30 °C durante 15 dias no escuro.
    5. Pegue garrafas de geleia com crescimento fúngico preto(Figura 4iii) e transfira a cultura doentia (sementes com microclerotia) de garrafas de geleia para uma placa de vidro de Petri usando fórceps estéreis. Seque-os à temperatura ambiente por dois dias em uma placa de vidro Petri.
    6. Em pó a massa fúngica usando uma argamassa e pilão, e armazene o pó a 4 °C.
    7. Autoclave Soilrite duas vezes a 121 lbs por 15 min.
    8. Seque a mistura de soilrita autoclavada sob um protetor solar.
    9. Misture o pó fúngico com o Solorite a 50% c/w, encha as panelas com a mistura e mantenha-as em temperatura ambiente por um dia.
    10. Semear uma semente de grão-de-bico resistente à droga por pote (potes redondos de 10 cm)(Tabela de Materiais) e manter um nível de umidade de 80% da capacidade de campo (FC).
    11. Observe os sintomas como necrose e podridão radicular arrancando as plantas após a germinação.
  3. Avaliação da eficiência do pote doente
    NOTA: As plantas apresentam sintomas foliar amarelos quando as raízes estão completamente podres.
    1. Desenvolver um escore da doença com base nos números da lesão (manchas necróticas) (Figura Suplementar 2C) e gravidade da podridão radicular. Vasos doentes que mostram 90% da morte vegetal podem ser usados ainda mais.
  4. Triagem de genótipo
    1. Prepare a cultura doentia em grandes quantidades e misture-a com solo esterilizado ou solo de campo (5% w/w) em potes de 30 cm de altura. Rega os potes para molhar a superfície e deixá-los imperturbáveis por sete dias.
    2. Poreie uma semente esterilizada pela superfície por pote redondo de 10 cm e três sementes por potes redondos de 30 cm e rega-as adequadamente.
    3. Observe os sintomas de foliar amarelo e apodrecimento da raiz.
  5. Seca combinada e infecção por R. bataticola
    1. Impor o estresse da seca seguindo os protocolos mencionados na Sinha et al. (2019).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Este estudo teve como objetivo demonstrar técnicas como papel manchador e técnicas de vasos doentes para facilitar a compreensão patomorfológica e molecular da interação planta-patógeno sob estresse de seca. Para isso, as plantas que apresentaram sintomas drr1,3,4 foram coletadas de um campo de grão-de-bico, e o fungo foi isolado utilizando o método de ponta hiphal8. A cultura fúngica R. bataticola aparece cinza escuro na placa PDA e inclinação em quatro dias após a incubação (Figura 1A & C) e mais escura na cor cinza no meio PDB em cinco dias após a incubação(Figura 1B). R. bataticola tem mirítia septate (Figura 1D), e produz microsclerotia (Figura 1E), que atuam como inóculo primário no solo10.

As etapas dadas na Figura 2 foram seguidas para executar a técnica de papel manchador. Plantas de oito dias foram infectadas com inóculo líquido (50%), e oito dias após a infecção, as plantas foram observadas para sintomas. As plantas apresentaram podridão radicular por causa da necrose extensiva, bem como do amarelamento das folhas, que são os sintomas típicos da raiz e foliar da doença drr(Figura 3B e Figura Suplementar 1A).

A técnica de vaso doente foi realizada utilizando-se as etapas mostradas na Figura 4. As concentrações de inóculo fúngico em Solo e solo de campo foram de 10% e 5%, respectivamente. As sementes suscetíveis ao DRR apresentam os sintomas típicos de DRR, como podridão radicular, falta de raízes laterais, amarelamento de folhas e morte prematura, em comparação com as plantas de controle(Figura 5A e B). Plantas submetidas à infecção no vaso doente feito com Soilrite morreram e apresentaram podridão radicular sete dias após a semeadura (Figura 5C e Figura Suplementar 2C). Enquanto isso, plantas que crescem na panela doente feita com solo de campo apresentaram sintomas foliar típicos, ou seja, folhagens cor de palha 48 dias após a semeadura(Figura 5E).

A influência da seca na doença drr também foi estudada no vaso doente em condições laboratoriais. O estresse da seca foi imposto pela retenção da água3. As plantas sob estresse de seca (30% FC) apresentaram incidência agravada da doença em comparação com as plantas tratadas apenas com patógenos (90% FC)(Figura 6A e B). As plantas controladas e tratadas com seca não apresentaram sintomas(Figuras 6A e B). Raízes sob estresse combinado apresentaram mais manchas necróticas e apodrecem em comparação com as plantas patógenas(Figura 6B).

Figure 1
Figura 1: Características morfológicas características da Rizoctonia bataticolaO agente causal da podridão de raízes secas(Rhizoctonia bataticola, ITCC 8635) foi isolado do campo (Instituto Nacional de Pesquisa de Genoma Vegetal, Nova Deli, 28,6139°N, 77.2090°E). Das culturas, o fungo foi isolado utilizando o método de ponta hiphal8. As imagens mostram a cultura R. bataticola de 4 dias de idade em ágar de batata dextrose em uma placa de Petri(A),cultura líquida de 5 dias de idade(B)e cultura inclinada de 10 dias de idade(C). Mycelia fúngica(D)e microsclerotia (setas pretas) (E) foi provocada em um slide de microscópio e manchada com WGA-FITC e azul anilina, respectivamente. As imagens (E, F, barra de escala, 20 e 50 μm) foram capturadas sob a lente objetiva de 20x e 40x de um microscópio epifluorescente. Flechas brancas mostram as paredes cruzadas na micélia. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: Etapas envolvidas na inoculação de R. bataticola e ensaios DRR na técnica de papel de mancha. A superfície esteriliza as sementes passando-as através da água da torneira corrente e lavando com 2% de hipoclorito de sódio, seguida pela lavagem com água RO estéril 3-4 vezes (passo 1). Em seguida, semear 30 sementes em potes de 15 cm de altura contendo Soilrite (passo 2) e permitir que as sementes cresçam por oito dias em uma sala de crescimento com 28 °C ± temperatura de 2 °C, fotoperíodo de 16 h com uma intensidade leve de 150 μmol m−2 s−1, e umidade relativa de 70% (passo 3). Desenraize as plantas e lave-as com água esterilizada (passo 4). Prepare o inóculo fúngico inoculando mídia PDB de 500 mL com fungo (passo 5). Para a infecção, use a cultura do caldo fúngico de 5 dias. Em seguida, inocular as plantas mergulhando as raízes no inóculo fúngico em um béquer por 30 s e remover o excesso de inóculo tocando a parede lateral interna do béquer (passo 6). Após a infecção, coloque plantas emoculadas e simuladas em diferentes papéis de manchas em bandejas limpas separadas (passo 7). Umedeça o papel manchador com água estéril adequada diariamente e observe os sintomas, viz., derramando de raízes laterais, amarelando e murchando de folhas de plantas, sementes podres e podridão de raízes aos oito dias pós-infecção (passo 8) (A). As imagens representam etapas essenciais (etapas 3-7) (B). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: Sintomas da doença drr em grão-de-bico à base da técnica de papel manchador. Seguindo o protocolo retratado na Figura 2, as plantas suscetíveis à DRR (genótipo, JG 62) foram submetidas à infecção utilizando a técnica de papel manchador, e os sintomas foram capturados oito dias após a infecção. As imagens mostram as plantas de controle representativas (simuladas) com brotos saudáveis (seta vermelha) e raízes com raízes mais laterais (seta amarela) (A). As imagens mostram as plantas infectadas representativas com sintomas típicos, como murchar, amarelar e secar folhas (setas azuis) e raízes secas/necróticas com menos raízes laterais (setas brancas)(B). A barra de escala é de 1 cm. Os experimentos foram repetidos pelo menos cinco vezes. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: Visão geral da preparação do vaso doente para ensaios de inoculação de R. bataticola e doença drr. Prepare o inóculo fúngico inoculando uma placa PDA com um disco fúngico de 5 mm de cultura fúngica em crescimento ativo e incubar a 28 °C por dez dias. Em seguida, para preparar o substrato, lave as sementes de grão-de-bico com água da torneira, mergulhe as sementes na água durante a noite e autoclave a 121 libras por 15 minutos. Em seguida, inocular 100 g do substrato com três plugues de ágar da cultura de 10 dias de idade e misturar bem. Em seguida, incubar o substrato inoculado a 30 °C durante 15 dias em uma incubadora. Esmague a cultura doentia (substrato cultivado fúngico), seco e em pó, e armazene a 4 °C. Em seguida, misture 50 g de cultura doente com 100 g de Soilrite seca cuidadosamente (pote doente) (A). Em seguida, semeie as sementes de grão-de-bico suscetíveis esterilizadas pela superfície e observe os sintomas, viz., podridão da raiz da torneira, necrose de raiz lateral e amarelamento de folhas. Assimilar as plantas que apresentam sintomas na mesma panela. Para outros experimentos, use os potes mostrando 90% de infecção como genótipo suscetível. As imagens representam o inóculo (i), o substrato (ii) e o controle e cultura doente inoculada (iii) (B). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5: Sintomas da doença drr em grão-de-bico à base da técnica de maconha doente. Para fazer uma panela doente, o protocolo retratado na Figura 4 foi usado. Em seguida, as sementes de genótipo de grão-de-bico suscetíveis à DRR (JG 62) foram semeadas no controle(A) e na panela doente(B). Cada planta no vaso representa uma réplica, e o crescimento de plantas mortas ou atrofiadas foi observado no vaso doente. Plantas do lado direito do painel (C) indicam a presença e ausência de raízes laterais (seta amarela) no controle e tratamento, respectivamente. O gráfico mostra o número de plantas mortas no tratamento de vasos doentes em comparação com o controle (D). A panela doente foi preparada em solo de campo esterilizado coletado do campo NIPGR, e a cultura doentia foi misturada. As sementes esterilizadas pela superfície foram semeadas, e os sintomas da doença foram capturados 48 dias após a semeadura. A imagem mostra as plantas de controle(E),e os sintomas foliar típicos da DRR, ou seja, a secagem das plantas, são indicados (setas brancas). A significância estatística foi determinada por meio do teste tdo aluno. A barra representa o SEM de nove réplicas biológicas, e o asterisco denota um valor estatisticamente significativo em P < 0,0001. A seta amarela indica raiz primária necrótica/podre e seca sem raízes laterais. Os experimentos foram repetidos pelo menos dez vezes, com resultados semelhantes. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 6
Figura 6: O método de vaso doente é útil para estudar a influência do estresse da seca na interação planta-patógeno. Um experimento de maconha foi realizado para estudar o efeito da seca na infecção por R. bataticola. O experimento compreendeu controle, somente seca, somente patógeno(R. bataticola, patógeno), e seca combinada e estresse de R. bataticola (estresse combinado). As plantas foram cultivadas em uma sala de crescimento com 28 °C ± temperatura de 2 °C, fotoperóuodo de 16 h com uma intensidade leve de 150 μmol m−2 s−1, e 70% de umidade relativa. A panela doente foi preparada seguindo o protocolo retratado na Figura 4. Em seguida, as sementes de genótipo de grão-de-bico suscetíveis à DDR (JG 62) foram semeadas no controle e vasos doentes. Tratamentos de controle e patógenos foram irrigados durante todo o experimento. O estresse da seca foi imposto às plantas sob seca e tratamento combinado de estresse. A água foi retida 18 dias após a semeadura, e o nível de seca desejado foi atingido 24 dias após a semeadura. As plantas foram observadas para sintomas 29 dias após a semeadura. A imagem mostra as mudanças foliar e raiz em tratamentos (A). As imagens mostram raízes vegetais não manchadas observadas sob a lente objetiva de 0,5X de um estereóscópio de pesquisa SMZ25/SMZ18(B). A seta vermelha indica as raízes laterais não infectadas, e as setas negras indicam as raízes laterais infectadas. Os experimentos foram repetidos pelo menos dez vezes, com resultados semelhantes. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura suplementar S1: Tamanho inóculo e redução do número de raiz lateral no grão-de-bico. Seguindo o protocolo retratado na figura 2, as plantas suscetíveis de DRR (genótipo, JG 62) foram submetidas a infecção com tamanho variado de inóculo utilizando técnica de papel manchador, e os sintomas foram capturados oito dias após a infecção. As plantas foram inoculadas com tamanho variou de inóculo (0,1%, 1%, 10% e 20% c/v em água)As imagens mostram as plantas infectadas representativas com sintomas típicos como murcha, amarelamento e secagem de folhas e raízes secas/necróticas com raízes menos laterais (B). Gráfico mostra o número de raízes laterais em plantas sob infecção com variação inóculo (B). A barra de escala é de 1 cm. n=10. Clique aqui para baixar este número.

Figura Suplementar S2: Sintomas foliares de DRR em grão-de-bico em solo. Seguindo o protocolo retratado na figura 4, sementes esterilizadas pela superfície foram semeadas, e os sintomas da doença foram capturados em 14 dias após a semeadura. A imagem representativa mostra as plantas de controle (A), e a imagem mostra os sintomas foliar típicos da DRR, ou seja, secagem de plantas (setas brancas) (B). O escore da doença foi desenvolvido com base em manchas necróticas nas raízes. A pontuação foi desenvolvida ao longo dos dias (C). As fotografias (A&B) são do mesmo experimento. Barra de escala= 3 cm. n= 10. Clique aqui para baixar este número.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

A técnica de papel manchador fornece uma abordagem simples para tela genótipos de grão-de-bico em condições laboratoriais. A inoculação de mergulho permite a investigação da interação em uma base temporal com fácil controle sobre a carga inóculo(Figura Suplementar 1) e facilita a triagem in vitro. Além disso, até mesmo mudas jovens podem ser usadas. A cultura fúngica de cinco dias de idade(Figura 1B) pode produzir inóculo suficiente para infectar as plantas. O inóculo líquido contém múcia e microsclerotia (Figura 1D & E). Os sintomas de podridão radicular(Figura 3B) podem ser usados para pontuar a doença e identificar genótipos resistentes. A ocorrência de DRR é influenciada principalmente pelo estresse da seca1,3,5. No entanto, apenas com essa técnica, a imposição do estresse da seca é impossível, e a triagem com essa técnica não refletirá respostas naturais.

A técnica de vaso doente permite o estudo das interações entre plantas, patógenos e estresse da seca. Ele fornece uma maneira de rastrear os genótipos sob seca combinada e estresse patógeno para identificar genótipos resistentes. Em um vaso doente, o estresse da seca pode ser imposto em qualquer idade da planta e tela das plantas. As plantas apresentam sintomas típicos de DRR(Figura 5C & F e Figura Suplementar 2B & C) no método de vaso doente. As plantas submetidas à seca combinada e infecção por patógenos apresentaram podridão severa da raiz em comparação com o tratamento somente de patógenos. Isso implica que o germoplasma de grão-de-bico disponível precisa ser rastreado para identificar um genótipo resistente não só para patógenos, mas também para patógenos combinados e estresse de seca. Vários estudos foram tentados anteriormente para triagem dos genótipos, mas usando a técnica de papel manchado11,12. Além disso, a triagem de campo também foi realizada, mas sem impor estresse de seca11. É fundamental impor o estresse da seca durante diferentes estágios do grão-de-bico e avaliar a resposta do genótipo.

DIFICULDADE PARA ATIRAR

Para a técnica de papel manchador, o volume do inóculo no béquer deve estar no nível onde toda a raiz da planta é mergulhada. Além disso, o excesso de rega levará à podridão úmida das raízes da planta. Não use água da torneira para regar as plantas porque pode causar contaminação.

Para a técnica de maconha doente, as variedades de grão-de-bico Desi são preferíveis. O número de sementes pode variar dependendo das necessidades dos pesquisadores. O volume de água usado para absorver sementes deve ser três vezes maior porque as sementes absorvem água. O crescimento bacteriano ocorrerá se a lavagem não for feita corretamente. A água não autoclavada pode ser usada para absorver as sementes. A cor das sementes após a autoclavagem deve ser preta em vez de marrom, o que indica autoclaving inadequado. A secagem excessiva em um forno de ar quente leva à secagem de sementes; tais sementes não podem ser usadas para a inoculação fúngica. Vacinar as garrafas fora do fluxo laminar pode causar contaminação. O crescimento fúngico branco na refeição de grão-de-bico inoculado é um sinal de autoclaving inadequado. As precauções de biossegurança devem ser seguidas no descarte do inóculo usado, papel manchador e plantas infectadas.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Não temos nada para revelar.

Acknowledgments

Os projetos do laboratório M.S.K são apoiados pelo Instituto Nacional de Pesquisa de Genoma vegetal. VI reconhece DBT- JRF (DBT/2015/NIPGR/430). Agradecemos aos estudantes estagiários, Srta. Rishika, Sr. Jayachendrayan, e Miss Durgadevi por ajuda técnica durante a filmagem e o Sr. Sandeep Dixit, Miss. Anjali e Dr. Avanish Rai por avaliar criticamente os dados brutos e os arquivos do manuscrito. Agradecemos ao Sr. Rahim H Tarafdar e ao Sr. Sunder Solanki pela ajuda no laboratório. Reconhecemos o DBT-eLibrary Consortium (DeLCON) e a BIBLIOTECA NIPGR por fornecer acesso a recursos eletrônicos e instalações de crescimento de plantas NIPGR para suporte/espaço de crescimento de plantas.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Fungus- Rhizoctonia bataticola Pathogen inoculum Indian Type Culture Collection No. 8365 GenBank: MH509971.1, ITCC 8635 (https://www.iari.res.in/index.php?option=com_content&view=article&
id=1251&Itemid=1370)
Soilrite mix Soil medium in the lab Keltech Energies Limited, Bangalore, India http://www.keltechenergies.com/
Filter paper Blotting paper to support the plant growth Himedia http://himedialabs.com/catalogue/chemical2017/index.html#374
Pot Growing plants 10 and 30 cm size pots Routinely used nursery pots, for example, https://dir.indiamart.com/impcat/nursery-pots.html
Potato dextrose agar/broth Culture and maintain the fungus Cat# 213400, DifcoTM, MD, USA https://www.fishersci.com/shop/products/bd-difco-dehydrated-culture-media-potato-dextrose-agar-3/p-4901946
Incubator Culture the fungus LOM-150-2, S/N AI13082601-38, MRC, incubator, and shaker http://www.mrclab.com/productDetails.aspx?pid=91131
Growth chamber Growing plants in controlled condition Model No. A1000, Conviron, Canada https://www.conviron.com/products/gen1000-reach-in-plant-growth-chamber
Laminar airflow Carrying out aseptic exercises Telstar, Bio II advance, Class II cabinet, EN-12469-2000 https://www.telstar.com/lab-hospitals-equipment/biological-safety-cabinets/bio-ii-advance-plus/, http://www.atlantisindia.co.in/laminar-air-flow.html
Mesh Filtering the fungal mycelia Nylon mosquito net Mesh with 0.6-1 mm diameter pore size
Autoclave Autoclaving media and chickpea seeds Autoclave http://www.scientificsystems.in/autoclave
Microscopes Visualizing the infection ang fungal mycelia SMZ25 / SMZ18, Research Stereomicroscopes, Leica EZ4 educational stereomicroscope https://www.microscope.healthcare.nikon.com/products/stereomicroscopes-macroscopes/smz25-smz18

https://www.leica-microsystems.com/products/stereo-microscopes-macroscopes/p/leica-ez4/

https://www.microscopyu.com/museum/eclipse-80i
Weighing balance Weighing fungus and chemicals Sartorius Electronic Weighing Balance, BSA 4202S-CW https://www.sartorius.com/en/products/weighing/laboratory-balances
WGA-FITC Fungus staining Sigma https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/l4895?lang=en&region=IN
Aniline blue Fungus staining Himedia http://www.himedialabs.com/intl/en/products/Chemicals/Dyes-Indicators-and-Stains/Aniline-blue-Water-soluble-Practical-grade-GRM901

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sharma, M., Ghosh, R., Pande, S. Dry root rot (Rhizoctonia bataticola (Taub.) Butler): an emerging disease of chickpea - where do we stand. Archives of Phytopathology and Plant Protection. 48, (13-16), 797-812 (2015).
  2. Srinivas, P. Studies on dry root rot of chickpea (Cicer arietinum L.). Available from: http://krishikosh.egranth.ac.in/handle/1/93135 (2016).
  3. Sinha, R., Irulappan, V., Mohan-Raju, B., Suganthi, A., Senthil-Kumar, M. Impact of drought stress on simultaneously occurring pathogen infection in field-grown chickpea. Scientific Reports. 9, (1), (2019).
  4. Nene, Y., Haware, M., Reddy, M. Chickpea diseases: resistance screening techniques, information bulletins No. 10. Patancheru. Information Bulletin No. 10. Patancheru, A.P., India: International CroDS Research Institute for the Semi-Arid Tropics. 1-10 (1981).
  5. Pande, S., Krishna Kishore, G., Upadhyaya, H. D., Narayana Rao, J. Identification of sources of multiple disease resistance in mini-core collection of chickpea. Plant Disease. (2006).
  6. Pandey, P., Irulappan, V., Bagavathiannan, M. V., Senthil-Kumar, M. Impact of combined abiotic and biotic stresses on plant growth and avenues for crop improvement by exploiting physio-morphological traits. Frontiers in Plant Science. 8, (2017).
  7. Irulappan, V., Senthil-Kumar, M. Morpho-physiological traits and molecular intricacies associated with tolerance to combined drought and pathogen stress in plants. Biotechnologies of Crop Improvement, Volume 3: Genomic Approaches. (2018).
  8. Jensen, A. B., et al. Standard methods for fungal brood disease research. Journal of Apicultural Research. 52, (1), 1-39 (2013).
  9. Agrios, G. Plant Pathology: Fifth Edition. 9780080473 (2004).
  10. Coley-Smith, J. R., Cooke, R. C. Survival and germination of fungal sclerotia. Annual Review of Phytopathology. (1971).
  11. Nagamma, G., Saifulla, M., Sab, J., Pavitra, S. Screening of chickpea genotypes against dry root rot caused by Macrophomina phaseolina (tassi) goid. 10, (4), 1795-1800 (2015).
  12. Infantino, A., et al. Screening techniques and sources of resistance to root diseases in cool season food legumes. Euphytica. 147, (1-2), 201-221 (2006).
  13. Khaliq, A., et al. Integrated control of dry root rot of chickpea caused by Rhizoctonia bataticola under the natural field condition. Biotechnology Reports. 25, 00423 (2020).
Ensaios da doença de podridão de raízes secas no grão-de-bico: uma metodologia detalhada
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Irulappan, V., Senthil-Kumar, M. Dry Root Rot Disease Assays in Chickpea: a Detailed Methodology. J. Vis. Exp. (167), e61702, doi:10.3791/61702 (2021).More

Irulappan, V., Senthil-Kumar, M. Dry Root Rot Disease Assays in Chickpea: a Detailed Methodology. J. Vis. Exp. (167), e61702, doi:10.3791/61702 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter