Summary
هذه التقنية لغرس الأدوية مباشرة في القصبة الهوائية للقوارض حديثي الولادة مهمة في دراسة تأثير الأدوية أو البيولوجيا التي تدار محليا على أمراض الرئة حديثي الولادة. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أيضا استخدام هذه الطريقة للحث على إصابة الرئة في النماذج الحيوانية.
Abstract
يمكن أن يكون علاج القوارض حديثي الولادة بالعقاقير التي يتم غرسها مباشرة في القصبة الهوائية بمثابة أداة قيمة لدراسة تأثير الدواء الذي يتم إعطاؤه محليا. هذا له تأثير انتقالي مباشر لأن الفاعل بالسطح والأدوية تدار محليا في الرئتين. على الرغم من أن الأدبيات تحتوي على العديد من المنشورات التي تصف التنبيب عبر الفم بأقل قدر من التدخل الجراحي للفئران والجرذان البالغة في التجارب العلاجية ، إلا أن هذا النهج في الجراء الفئران حديثي الولادة غير موجود. إن صغر حجم منطقة القصبة الهوائية / البلعوم في الجراء يجعل تصور تجويف الحنجرة (الحبال الصوتية) صعبا ، مما يساهم في معدل النجاح المتغير لتوصيل الدواء داخل القصبة الهوائية. نظهر هنا التنبيب الفموي الفعال لجرو الفئران حديثي الولادة - وهي تقنية غير مؤلمة وطفيفة التوغل ، بحيث يمكن استخدامها للإدارة التسلسلية للأدوية. استخدمنا منظار الأذن التشغيلي مع نظام إضاءة وعدسة مكبرة لتصور فتحة القصبة الهوائية لحديثي الولادة من الفئران. ثم يتم غرس الدواء باستخدام حقنة 1 مل متصلة بطرف ماصة. تم إثبات دقة طريقة التسليم باستخدام إدارة الصبغة الزرقاء إيفانز. من السهل التدريب على هذه الطريقة ويمكن أن تكون بمثابة وسيلة فعالة لغرس المخدرات في القصبة الهوائية. يمكن أيضا استخدام هذه الطريقة لإعطاء اللقاح أو العوامل لمحاكاة الظروف المرضية في الحيوانات ، وكذلك لاستراتيجيات العلاج القائمة على الخلايا لمختلف أمراض الرئة.
Introduction
حديثي الولادة المولودين قبل الأوان لديهم رئتان ضعيفتان النمو تتطلبان العديد من العلاجات التداخلية مثل التهوية طويلة الأجل. هذه التدخلات تضع المواليد الجدد الباقين على قيد الحياة في خطر كبير من العواقب اللاحقة1. تعمل النماذج الحيوانية التجريبية كأداة مهمة في محاكاة الظروف المرضية المختلفة ، ودراسة البيولوجيا المرضية للأمراض ، وتقييم التدخلات العلاجية. على الرغم من توفر مجموعة واسعة من النماذج الحيوانية من الفئران والجرذان والأرانب إلى الحملان والخنازير قبل الأوان ، إلا أن الفئران والجرذان هي الأكثر استخداما.
الميزة الأساسية لاستخدام الفئران والجرذان هي فترة الحمل القصيرة نسبيا والتكلفة المنخفضة. كما أنها متاحة بسهولة ، وسهلة الصيانة في بيئات خالية من الأمراض ، ومتجانسة وراثيا ولها اهتمام أخلاقي أقل نسبيا 2,3. ميزة رئيسية أخرى لنموذج القوارض هي أنه عند الولادة يكون الجرو الوليد في مرحلة متأخرة من تطور الرئة الكناليكية / العجزية المبكرة التي تعادل مورفولوجيا رئة طفل بشري حديث الولادة قبل الأوان لمدة 24 أسبوعا يستمر في تطوير خلل التنسج القصبي الرئوي4. بالإضافة إلى ذلك ، مع تقدم نمو الرئة بسرعة إلى الانتهاء خلال الأسابيع الأربعة الأولى من الحياة ، من الممكن دراسة نضج الرئة بعد الولادة في إطار زمني معقول4. على الرغم من هذه المزايا ، فإن صغر حجم الفئران والجراء الفئران هو مصدر قلق لمختلف التدخلات ، مما يجبر معظم الباحثين على استخدام الحيوانات البالغة بدلا من الجراء5. الرئتين حديثي الولادة في مرحلة النمو وتختلف استجابة الوليد لعامل تحريض عن استجابة الشخص البالغ. وهذا يجعل من المناسب استخدام النماذج الحيوانية لحديثي الولادة لدراسة حالات أمراض الأطفال حديثي الولادة البشرية.
هناك طرق مختلفة لإدارة الأدوية / العوامل البيولوجية إلى الرئة. وهذا يشمل تقطير داخل الأنف 6,7 أوداخل القصبة الهوائية 8,9,10 وكذلك استنشاق الهباء الجوي11,12. لكل نهج تحدياته التقنية الخاصة به ومزاياه ، بالإضافة إلى القيود13. يفضل الطريق داخل القصبة الهوائية لإدارة العوامل العلاجية لدراسة التأثير العلاجي المباشر في العضو متجاوزا الآثار الجهازية. يمكن أيضا استخدام هذا الطريق لدراسة أمراض الرئة الناجمة عن العوامل التحريضية. هناك تقنيات غازية وطفيفة التوغل للقيام بذلك ومن السهل القيام بها لدى البالغين. ومع ذلك ، في الجراء ، بسبب صغر حجم الحيوان ، هناك تحديات تقنية مرتبطة بعملية التنبيب. تقدم الدراسة الحالية طريقة بسيطة ومتسقة وغير جراحية للتقطير داخل القصبة الهوائية (ITI) في جراء الفئران التي يمكن استخدامها لدراسة فعالية مختلف التدخلات العلاجية لحديثي الولادة وكذلك لإنشاء نماذج حيوانية تحاكي أمراض الجهاز التنفسي لحديثي الولادة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
تمت الموافقة على جميع التجارب من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها (البروتوكول رقم 2020-0035) في جامعة كيس ويسترن ريزيرف. عوملت جميع الحيوانات وفقا لإرشادات المعاهد الوطنية للصحة لرعاية واستخدام المختبر.
1. الحيوانات
- تجاريا الحصول على الفئران Sprague Dawley الحوامل.
- الحفاظ على الحيوانات في منشأة بيطرية معتمدة مع دورة ضوء وظلمة 14 ساعة / 10 ساعات ورطوبة نسبية 45-60٪.
2. تحضير مركب الاختبار
- استخدم صبغة إيفانز الزرقاء كمركب اختبار لتقييم فعالية إجراء التقطير داخل القصبة الهوائية.
- قم بإعداد محلول 0.25٪ (ث / v) من الصبغة في محلول ملحي مخزن بالفوسفات (الرقم الهيدروجيني 7.2) وقم بتعقيم المرشح باستخدام مرشح حقنة 0.45 ميكرومتر.
3. إدارة التخدير
- تخدير الجراء الفئران باستخدام التخدير بالغاز (3٪ أيسوفلوران في الأكسجين 100٪)، وذلك باستخدام نظام توصيل معدل يتكيف مع حديثي الولادة من الفئران الصغيرة.
- تحقق من فقدان ردود الفعل على الذيل والدواسة والتنفس الضحل لضمان العمق المناسب للتخدير لتنفيذ الإجراء.
4. التقطير داخل القصبة الهوائية (ITI)
- استخدمي الجراء الفئران في يوم ما بعد الولادة 5 (PN 5) ل ITI. متوسط وزن جرو الفئران PN 5 هو 12 غراما.
- كبح جماح جرو الفئران المخدر على منصة مسطحة مائلة باستخدام شريط وضع العلامات المختبرية. يتم تقييد الجرو بزاوية حوالي 45 درجة في وضع الاستلقاء.
- افتح فم المولود الجديد ، واسحب اللسان برفق إلى جانب واحد باستخدام ملقط حاد.
- استخدم منظارا صغيرا لمنظار الأذن قطره 2 مم متصلا بمنظار الأذن لتثبيت اللسان بلطف وللتصور السليم للحنجرة.
- استخدم نظام إضاءة الحلق ، أي منظار الأذن التشغيلي ، والعدسة المكبرة للحصول على تصور مناسب للحبال الصوتية (الشكل 1).
- ضع الحيوانات بزاوية 45 درجة في مستوى مائل. يتم استخدام أغطية الشريط السلكية لأقفاص الماوس (الشكل 2).
ملاحظة: يوفر وضع الحيوان بزاوية 45 درجة تصورا أفضل لفتح القصبة الهوائية دون تدخل لسان المزمار. - خذ طرف ماصة طويل الزاوية يستخدم لتحميل المواد الهلامية الغربية اللطخة. قطع قاعدة طرف ماصة باستخدام شفرة جراحية بحيث تتناسب بشكل جيد مع طرف حقنة 1 سم مكعب.
- استخدم حقنة 1 مل المعقمة المثبتة في طرف ماصة طويل الزاوية لتوصيل 30-50 ميكرولتر من المادة إلى الرئة. قم بعكس المحقنة وقم بشفط ما يقرب من 0.9 سم مكعب من الهواء في حقنة 1 مل متصلة بطرف الماصة متبوعة بالصبغة أو المادة المراد تسليمها. يسمح هذا بدفع الهواء خلف الصبغة إلى القصبة الهوائية بعد إعطاء الصبغة كما هو موضح في الشكل 3. يتم تحقيق الإدارة داخل القصبة الهوائية عن طريق تصور تجويف الحنجرة (الحبال الصوتية) وإدخال طرف الماصة المركب على حقنة في تجويف القصبة الهوائية.
- استخدم منظار الأذن لعقد اللسان وكشف الحبال الصوتية. المنظار يخدم دور شفرة منظار الحنجرة. ثني طرف الماصة إلى زاوية 30 درجة لتسهيل إدخال العامل بسهولة من خلال المنظار المخروطي الشكل في فتحة القصبة الهوائية.
- أدخل طرف الماصة في فتحة القصبة الهوائية إلى نقطة حوالي 2 مم خارج الحبال الصوتية. ادفع مكبس المحقنة لإدارة الصبغة أو الدواء من خلال منظار منظار الأذن العامل كما هو موضح في الشكل 3. إدخال الهواء إلى الرئة بعد فترة وجيزة من إعطاء العامل يمنع المادة من العودة إلى تجويف الحنجرة.
- بعد إعطاء الجرو بالصبغة أو المالحة العادية ، ضع الجراء على وسادة تسخين سائلة متداولة مدمجة (38 درجة مئوية) حتى تصبح حركاتهم التنفسية منتظمة. بعد الشفاء التام من التخدير ، قم بإعادة توحيد الجراء مع السد.
5. توصيف تسليم ITI
- بعد ITI ، القتل الرحيم لجراء الفئران عن طريق إعطاء التخدير المفرط (الكيتامين 100 ملغ / كغ والزيلازين 10 ملغ / كغ) / ثيوبينتون تليها الاستئصال في وقت مناسب بعد الإدارة. تم إجراء القتل الرحيم كجزء من التجربة لجمع أنسجة الرئة لإثبات الفعالية.
- تأمين جرو الفئران القتل الرحيم على لوحة تشريح ومسح الصدر والبطن مع 70 ٪ من الكحول الإيثيلي.
- لتقييم توزيع الصبغة في جميع أنحاء الرئة ، قم بإزالة الرئتين من الحيوان باستخدام تقنية معقمة وعرض الرئتين حسب الاقتضاء للتصوير (الشكل 4A ، B).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
كشف تقطير إيفانز الأزرق عن توزيع متعدد البؤر للصبغة يشمل جميع الفصوص الرئوية (الشكل 4A ، B). توضح نتيجتنا كما هو موضح في الشكل 4 فعالية التوزيع على جميع الفصوص. يتم التقاط الصورة مباشرة بعد ITI للصبغة في القصبة الهوائية. تم تحقيق فعالية 100٪ في غرس الصبغة في القصبة الهوائية تليها انتشارها في جميع الفصوص على كلا الجانبين. ومن المتوقع أن تنتشر الصبغة بشكل أكبر داخل فصيص الرئة. مع الإدارة المتكررة ، تمكنا من ضمان نجاح 100٪ في توصيل هذا إلى الرئة إلى كل من الفصوص وجميع الفصيصات. لقد تأكدنا من عدم وصول أي صبغة إلى المعدة أو خارج الرئتين. هذا يشهد على فعالية التقنية كإعطاء 100٪ في الرئتين. سمح تخدير الأيزوفلوران باستعادة أسرع للجراء بعد العملية.
الجراء الفئران من اليوم 5 تحملت هذا الإجراء واستغرقت أقل من 5 دقائق لتنفيذ التخدير التالي. على الرغم من أن بعض الحيوانات أصيبت بانقطاع النفس العابر ، إلا أنها استعادت النمط التنفسي الطبيعي في بضع دقائق.
الشكل 1: مكونات منظار الأذن . (أ) مصدر الطاقة 2.5 فولت (ب) عدسة مكبرة (ج) منظار محول (د). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: تحديد موقع الحيوان. وفر وضع الحيوانات بزاوية 45 درجة تصورا أفضل لفتح القصبة الهوائية دون تدخل لسان المزمار. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: التقطير داخل القصبة الهوائية. تصور فتحة القصبة الهوائية باستخدام نظام منظار الأذن / الحلق لتحقيق التسليم المباشر للرئتين. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: تقطير ITI وتلطيخ إيفانز الأزرق . (أ) تقطير ITI يسلم الصبغة في جميع أنحاء الرئتين. يمكن رؤية الصبغة موزعة على كل من فصوص الرئة كما هو موضح في السهم الأسود. عدم وجود صبغة في المعدة يؤكد نجاح تقنية (السهم الأحمر). (ب) رئتان من جراء الفئران المغروسة ب 50 ميكرولتر من صبغة إيفانز الزرقاء بنسبة 0.25٪. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
التقطير داخل القصبة الهوائية هو طريقة ممتازة توفر العديد من المزايا على الطرق الحالية للتدخلات في أمراض الجهاز التنفسي وكذلك تطوير نموذج المرض. إنها طريقة سريعة وذات خبرة ، يمكن تنفيذها بمتوسط سرعة 2-3 دقائق لكل. الاعتبارات الرئيسية للتنبيب الناجح هي التخدير السليم للحيوان ، وهو تحديد الموقع الصحيح ، وخاصة الرأس ، وكذلك العمق الدقيق لوضع / حجم المنظار في البلعوم الفموي. سيسمح التخدير المناسب بوقت عمل كاف للمشغلين ، وخاصة المبتدئين. يعد تحديد موقع الحيوان بزاوية 45 درجة أمرا مهما للتصور السليم للحبال الصوتية. يساعد وضع المنظار على العمق الصحيح في تراجع اللسان طوال الإجراء مما يسمح مرة أخرى بتصور جيد للحبل الصوتي. يمكن لفريق من شخصين تنسيق هذا العمل بسهولة. يمكن للمرء أن ينسق تخدير الحيوانات وقفصها بينما يمكن للآخر التعامل مع التقطير. الجزء الأكثر تحديا من الناحية الفنية من ITI هو التنبيب الصحيح في القصبة الهوائية. يتم تأكيد نجاح هذه التقنية من خلال إعطاء الصبغة بعد التنبيب. من المهم جدا تأكيد الخطوة الأولية للتنبيب الصحيح ، حيث توجد فرصة جيدة للأنابيب للانزلاق إلى المريء مما يؤدي إلى توصيل المادة إلى المعدة ، بدلا من الرئة.
الجزء الوحيد الذي يجب على المرء أن يكون حذرا هو الصدمة المحتملة المرتبطة بسوء التنبيب. يجب على المرء أيضا أن يكون لطيفا وحذرا للغاية لتجنب اختراق القصبة الهوائية أو الأنسجة المحيطة بالحبال الصوتية. يوصى أيضا بعدم إجراء ITI إذا كان هناك 2 أو 3 أخطاء2.
هناك طرق مختلفة لإدارة الأدوية / العوامل البيولوجية مع كل واحد له مزاياه وعيوبه المتأصلة. يعتمد اختيار الطريقة بشكل أساسي على أهداف الدراسة وطبيعة التدخل. كل من تقنيات التقطير داخل الأنف والهباء الجوي توفر عوامل إلى الجهاز التنفسي العلوي وكذلك الرئتين. هذا يفيد الدراسات التي تنطوي على الجهاز التنفسي العلوي13,21 ومع ذلك ، فإن توصيل مادة إلى الرئتين لا يمكن الاعتماد عليه. بالإضافة إلى ذلك ، قد يؤدي البلع والعطس ومعدلات التنفس المتفاوتة إلى تناقضات في الجرعات التي يتم تسليمها. ومع ذلك ، فإن الخصائص الفيزيائية والكيميائية لبعض المواد تؤثر على الهباء الجوي الفعال15. يستخدم الباحثون التطعيم داخل القصبة الهوائية للتغلب على هذه المشكلة ، والتي بغض النظر عن حجم الجسيمات واللزوجة ، توفر التلقيح / الأدوية مباشرة إلى الرئتين23.
تشمل طريقتا التسليم الرئيسيتان داخل القصبة الهوائية 14,15 عبر الفم والتقطير عبر القصبة الهوائية مع أو بدون بضع القصبة الهوائية 16,17. ITI هو إجراء حيث يمكن إعطاء مجموعة واسعة من جرعات العلاج لعدد كبير من الحيوانات بسرعة ، بمجرد تدريب18. في حين يتم استخدام التقطير داخل القصبة الهوائية عبر الفم بشكل روتيني في الفئران البالغة ، فإن التقنية الأكثر توغلا مثل الشق الجراحي كانت مطلوبة في حديثي الولادة16،19،20. لا يزال الباحثون يتجنبون استخدام تقنية ITI عبر الفم هذه في الجراء لعدة أسباب. الحجم الصغير للقوارض حديثي الولادة يجعل تصور تجويف الحنجرة صعبا إلى جانب ضعف النجاح في التنبيب. أيضا ، لا يمكن استخدام منظار الحنجرة المعدني التقليدي المستخدم في ITI عند البالغين في حديثي الولادة بسبب صغر حجم تجويف الفم والأنسجة المخاطية الهشة16،18،10. مطلوب منظار أصغر وقسطرة لعرض تجويف الحنجرة وتوصيل العلاجات / العوامل إلى الرئة. يجب أن يكون المشغل على درجة عالية من المهارة لتحقيق ذلك. وأخيرا ، فإن التعافي من التخدير ، وانخفاض حرارة الجسم ، ورفض الأمهات ، وأكل لحوم البشر يخلق مشاكل إضافية لاستعادة الفئران حديثي الولادة والبقاء على قيد الحياة21،22. استخدمت دراستنا استخدام التخدير بالغاز متبوعا بالانتعاش في منصات التدفئة ولم الشمل مع سدود الرضاعة. هذا يتجنب المشاكل المرتبطة بانخفاض حرارة الجسم أو رفض الأم أو أكل لحوم البشر. تتضمن العديد من دراسات التدخل غير الجراحي تنبيبا أعمى للقصبة الهوائية من خلال تجويف الفم. هذا غير مقبول بشكل خاص في حالة الدواء حيث قد يتم تفويت التأثير إذا تم غرسه بشكل خاطئ في المريء. في هذه الدراسة ، يتم تصور فتحة القصبة الهوائية باستخدام منظار الأذن ويتم إدخال طرف ماصة عازمة قليلا مباشرة في القصبة الهوائية لتوصيل المادة ، الصبغة في هذه الحالة. توضح تقنيتنا طريقة فعالة لإدارة الدواء في القصبة الهوائية لجرو فئران صغير.
عملية ITI ، هي طريقة موثوقة عند تنفيذها بعد تدريب دقيق. بمجرد تدريبه ، يمكن القيام به بسرعة وفعالية كما هو الحال في القوارض البالغة13،24،25. يمكن تأكيد تقطير القصبة الهوائية الصحيح بعدة طرق بما في ذلك حركة الصبغة أو السائل في الأنابيب أو المحقنة26،27،28. نظرا لأنه من الممكن تصور فتحة القصبة الهوائية بهذه الطريقة ، فإن الأخطاء أقل بكثير. لوحظ انقطاع النفس في عدد قليل من الجراء مباشرة بعد ITI الذي تم استرداده تلقائيا18,29. كان استخدام منظار الأذن جنبا إلى جنب مع أصغر منظار بمثابة مناسبة مثالية لتجويف الفم الصغير للفئران حديثي الولادة18. أشارت نتائج هذه الدراسة إلى أنه يمكن توصيل المادة باستمرار إلى جميع فصوص الرئة كما هو مؤكد من خلال توطين الصبغة. ستكون هذه الطريقة ذات أهمية كبيرة في الدراسات التجريبية التي يطلب فيها من الفئران حديثي الولادة محاكاة أمراض الرئة حديثي الولادة بشكل موثوق30،31،32. يمكن أيضا استخدام هذه التقنية لإجراء دراسات وظائف الرئة33 وكذلك دراسات زرع الخلايا / الخلايا الجذعية34،35،36 التي تستخدم حاليا التدخلات الجراحية ويمكن أن تكون مؤلمة للكلاب.
تساهم هذه التقنية أيضا في مبادئ الصقل والحد من البحوث الحيوانية. هذه الطريقة بمثابة بديل للحقن المباشر داخل القصبة الهوائية بإبرة وهي تقنية عمياء وغازية لأنها تخترق القصبة الهوائية مما يسبب الألم والنزيف. في تناقض تام ، تعمل هذه التقنية على تقليل الألم مع تحسين إدخال دواء في القصبة الهوائية ، وتحقيق الحد الفوري من الألم والمعاناة ، وتحسين رفاهية الحيوانات المشاركة في البحث37. بالإضافة إلى ذلك ، يتم تصور إدارة الدواء في القصبة الهوائية مباشرة لضمان الفعالية. على الرغم من أن تقطير الدواء في القصبة الهوائية يمارس على نطاق واسع في الحيوانات الأكبر حجما ، إلا أن صقلنا لاستخدام هذا في جرو فئران عمره 5 أيام هو الابتكار الذي نود التأكيد عليه هنا.
تقدم هذه المقالة طريقة بسيطة وطفيفة التوغل وقابلة للتكرار والتي يمكن استخدامها لإدارة العوامل الضارة من أجل محاكاة الحالات المرضية وكذلك للإدارة المحلية للأدوية ومضادات الأكسدة والخلايا / الخلايا الجذعية لعلاجات حديثي الولادة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.
Acknowledgments
تم دعم هذا العمل جزئيا بواسطة R01HD090887-01A1 من NICHD إلى AH. يعترف المؤلفون أيضا بالتسهيلات التي يقدمها مختبر الدكتور بيتر ماك فارلين مثل نظام التخدير بالاستنشاق / وسادة التدفئة. وتحظى السيدة كاثرين ماير بالتقدير للمساعدة القيمة التي قدمتها في إنشاء النظام. ولم تقم هيئة التمويل بأي دور في تصميم الدراسة وجمع البيانات وتحليلها وتفسيرها أو في كتابة المخطوطة.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Evans Blue dye | Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA | 314-13-6 | Confirmation of drug administration into lungs |
| Ketamine Hydrochloride | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | Dispensed from Animal care facility | For sedation |
| Operating Otoscope | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 21770- 3.5V | For visualization of vocal cords |
| Otoscope Rechargeable Handle | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 71050-C | |
| Pipette tip (Gel loading) | Fisherbrand | 02-707-139 | Administering the drug |
| Platform for restraining (inclined plane) | Animal care facility | Dispensed from Animal care facility | Wired roof of mice cage can be used |
| 3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) | 3M, St. Paul, MN, USA | 1530-2 | |
| Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) | BD Franklin Lakes, NJ , USA | NBD2515 | Administering the drug |
| Xylazine | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | For sedation |
References
- Prakash, Y. S. Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic. , Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020).
- Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
- Pinkerton, K. E., Crapo, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. Witschi, H., Brain, J. D. 95, Springer, Berlin. 259-285 (1985).
- Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
- Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
- Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), Baltimore, Md. 1438-1448 (2007).
- Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton's jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
- Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
- Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
- Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
- Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, Pt 12 1415-1427 (2010).
- Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
- Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
- Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
- Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
- Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
- Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
- Chen, C. -M., Chen, Y. -J., Huang, Z. -H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
- Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), New York, N.Y. 1146 (1981).
- Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
- Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
- Kim, J. -S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
- Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
- Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
- Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
- Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
- Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).
