Summary
Diese Technik, Medikamente direkt in die Luftröhre von neonatalen Nagetieren einzuträufeln, ist wichtig, um die Auswirkungen von lokal verabreichten Medikamenten oder Biologika auf neonatale Lungenerkrankungen zu untersuchen. Darüber hinaus kann diese Methode auch zur Induktion von Lungenverletzungen in Tiermodellen eingesetzt werden.
Abstract
Die Behandlung von neugeborenen Nagetieren mit Medikamenten, die direkt in die Luftröhre eingeträufelt werden, könnte als wertvolles Werkzeug dienen, um die Auswirkungen eines lokal verabreichten Medikaments zu untersuchen. Dies hat direkte translationale Auswirkungen, da Tensid und Medikamente lokal in die Lunge verabreicht werden. Obwohl die Literatur viele Publikationen enthält, die die minimalinvasive transorale Intubation von erwachsenen Mäusen und Ratten in therapeutischen Experimenten beschreiben, fehlt dieser Ansatz bei neonatalen Rattenwelpen. Die geringe Größe der orotrachealen Region / des Pharynx in den Welpen erschwert die Visualisierung von Kehlkopflumen (Stimmbändern) und trägt zur variablen Erfolgsrate der intratrachealen Arzneimittelabgabe bei. Wir demonstrieren hiermit eine effektive orale Intubation von neonatalen Rattenwelpen - eine Technik, die nicht-traumatisch und minimal-invasiv ist, so dass sie für die serielle Verabreichung von Medikamenten verwendet werden kann. Wir verwendeten ein Operationsotoskop mit einem Beleuchtungssystem und einer Lupe, um die Trachealöffnung der Rattenneugeborenen zu visualisieren. Das Medikament wird dann mit einer 1-ml-Spritze eingeträufelt, die mit einer Pipettenspitze verbunden ist. Die Genauigkeit der Verabreichungsmethode wurde unter Verwendung der Verabreichung von Evans blauem Farbstoff nachgewiesen. Diese Methode ist leicht zu trainieren und könnte als eine effektive Möglichkeit dienen, Medikamente in die Luftröhre einzuflößen. Diese Methode könnte auch für die Verabreichung von Inokulum oder Wirkstoffen zur Simulation von Krankheitszuständen bei Tieren und auch für zellbasierte Behandlungsstrategien für verschiedene Lungenerkrankungen verwendet werden.
Introduction
Frühgeborene Neugeborene haben schlecht entwickelte Lungen, die viele interventionelle Therapien wie Langzeitbeatmung erfordern. Diese Eingriffe setzen die überlebenden Neugeborenen einem hohen Risiko für nachfolgende Folgeerscheinungen1 aus. Experimentelle Tiermodelle dienen als wichtiges Werkzeug, um verschiedene Krankheitszustände zu simulieren, die Pathobiologie von Krankheiten zu untersuchen und therapeutische Interventionen zu bewerten. Obwohl eine breite Palette von Tiermodellen von Mäusen, Ratten und Kaninchen bis hin zu Frühgeborenen Lämmern und Schweinen verfügbar ist, werden Mäuse und Ratten am häufigsten verwendet.
Der Hauptvorteil der Verwendung von Mäusen und Ratten sind die relativ kurze Tragzeit und die reduzierten Kosten. Sie sind auch leicht verfügbar, in krankheitsfreien Umgebungen leicht zu pflegen, genetisch homogen und haben relativ weniger ethische Bedenken 2,3. Ein weiterer großer Vorteil des Nagetiermodells besteht darin, dass sich der neonatale Welpe bei der Geburt im späten kanalikulären / frühen sackförmigen Stadium der Lungenentwicklung befindet, das morphologisch der Lunge eines 24-wöchigen frühgeborenen menschlichen Säuglings entspricht, der eine bronchopulmonale Dysplasie entwickelt4. Da ihre Lungenentwicklung innerhalb der ersten 4 Lebenswochen schnell zum Abschluss schreitet, ist es außerdem möglich, die postnatale Lungenreifung in einem angemessenen Zeitrahmen zu untersuchen4. Trotz dieser Vorteile ist die geringe Größe der Mäuse und Rattenwelpen Anlass zur Sorge für verschiedene Interventionen, was die meisten Forscher dazu zwingt, erwachsene Tiere anstelle von Welpenzu verwenden 5. Neugeborene Lungen befinden sich in einem Entwicklungsstadium und die Reaktion eines Neugeborenen auf ein aufhetzendes Mittel unterscheidet sich von der eines Erwachsenen. Dies macht es angemessen, neonatale Tiermodelle zu verwenden, um menschliche neonatale Krankheitszustände zu untersuchen.
Es gibt verschiedene Methoden, um der Lunge Medikamente / biologische Wirkstoffe zu verabreichen. Dazu gehören intranasale6,7 oder intratracheale 8,9,10 Instillation sowie Aerosolinhalation11,12. Jeder Ansatz hat seine eigenen technischen Herausforderungen, Vorteile und Einschränkungen13. Der intratracheale Verabreichungsweg von Therapeutika wird bevorzugt, um die direkte therapeutische Wirkung im Organ unter Umgehung der systemischen Wirkungen zu untersuchen. Diese Route könnte auch verwendet werden, um Lungenpathologie zu untersuchen, die durch Anstiftungsmittel verursacht wird. Es gibt sowohl invasive als auch minimal-invasive Techniken, um dies zu tun, und ist bei Erwachsenen leicht durchzuführen. Bei Welpen gibt es jedoch aufgrund der geringen Größe des Tieres technische Herausforderungen, die mit dem Intubationsprozess verbunden sind. Die aktuelle Studie präsentiert eine einfache, konsistente, nicht-chirurgische intratracheale Instillationsmethode (ITI) bei Rattenwelpen, die verwendet werden könnte, um die Wirksamkeit verschiedener neonataler therapeutischer Interventionen zu untersuchen und Tiermodelle zu erstellen, die neonatale Atemwegserkrankungen simulieren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle Experimente wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (Protokoll # 2020-0035) an der Case Western Reserve University genehmigt. Alle Tiere wurden gemäß den NIH-Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren behandelt.
1. Tiere
- Erhalten Sie kommerziell trächtige Sprague Dawley Ratten.
- Halten Sie Tiere in einer zugelassenen tierärztlichen Einrichtung mit 14 h / 10 h Hell-Dunkel-Zyklus und 45-60% relativer Luftfeuchtigkeit.
2. Herstellung der Prüfmasse
- Verwenden Sie Evans blauen Farbstoff als Testverbindung, um die Wirksamkeit des intratrachealen Instillationsverfahrens zu beurteilen.
- Es wird eine 0,25%ige (w/v) Lösung des Farbstoffs in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (pH 7,2) hergestellt und mit einem 0,45 μm Spritzenfilter sterilisiert.
3. Verabreichung der Anästhesie
- Anästhesieren Sie Rattenwelpen mit Gasanästhesie (3% Isofluran in 100% Sauerstoff), wobei ein modifiziertes Abgabesystem verwendet wird, das für kleine Rattenneugeborene geeignet ist.
- Überprüfen Sie auf den Verlust von Schwanz- und Pedalreflexen und flache Atmung, um die richtige Tiefe der Anästhesie für die Durchführung des Eingriffs sicherzustellen.
4. Intratracheale Instillation (ITI)
- Verwenden Sie Rattenwelpen am postnatalen Tag 5 (PN 5) für das ITI. Das Durchschnittsgewicht eines PN 5-Rattenwelpen beträgt 12 Gramm.
- Halten Sie den betäubten Rattenwelpen auf einer geneigten flachen Plattform mit Laboretikettierband zurück. Der Welpe wird in Rückenlage in einem Winkel von ca. 45° fixiert.
- Öffnen Sie den Mund des Neugeborenen und ziehen Sie die Zunge vorsichtig mit einer stumpfen Pinzette zur Seite.
- Verwenden Sie ein kleines Otoskopspekulum von 2 mm Durchmesser, das mit dem Otoskop verbunden ist, um die Zunge sanft zu halten und den Kehlkopf richtig zu visualisieren.
- Verwenden Sie das Halsbeleuchtungssystem, d. h. das Operationsotoskop und die Lupe, um die Stimmbänder ordnungsgemäß zu visualisieren (Abbildung 1).
- Positionieren Sie die Tiere in einem Winkel von 45° in einer geneigten Ebene. Es werden die verdrahteten Bügeldeckel von Mauskäfigen verwendet (Abbildung 2).
HINWEIS: Die Positionierung des Tieres in einem Winkel von 45° ermöglicht eine bessere Visualisierung der Trachealöffnung ohne die Interferenz der Epiglottis. - Nehmen Sie eine langwinklige Pipettenspitze, die zum Laden von Western Blot Gels verwendet wird. Schneiden Sie die Basis der Pipettenspitze mit einer chirurgischen Klinge so ab, dass sie gut in die Spitze der 1-cm³-Spritze passt.
- Verwenden Sie die sterile 1-ml-Spritze, die in eine langwinklige Pipettenspitze eingebaut ist, um 30-50 μL der Substanz in die Lunge zu bringen. Drehen Sie die Spritze um und saugen Sie fast 0,9 ccm Luft in die 1-ml-Spritze ab, die mit der Pipettenspitze verbunden ist, gefolgt von dem Farbstoff oder der zu liefernden Substanz. Dadurch kann die Luft hinter dem Farbstoff in die Luftröhre gedrückt werden, nachdem der Farbstoff verabreicht wurde, wie in Abbildung 3 gezeigt. Die intratracheale Verabreichung erfolgt durch Visualisierung des Kehlkopflumens (Stimmbänder) und Einführen der an einer Spritze angebrachten Pipettenspitze in das tracheale Lumen.
- Verwenden Sie das Spekulum des Otoskops, um die Zunge zu halten und die Stimmbänder freizulegen. Spekulum erfüllt die Rolle der Klinge eines Laryngoskops. Biegen Sie die Pipettenspitze in einem Winkel von 30°, um eine einfache Einführung des Mittels durch das kegelförmige Spekulum in die Trachealöffnung zu ermöglichen.
- Führen Sie die Pipettenspitze bis etwa 2 mm über die Stimmbänder hinaus in die Trachealöffnung ein. Drücken Sie den Kolben der Spritze, um den Farbstoff oder das Arzneimittel durch das Spekulum des Operationsotoskops zu verabreichen, wie in Abbildung 3 gezeigt. Die Einführung von Luft in die Lunge kurz nach der Verabreichung des Mittels verhindert, dass die Substanz in die Kehlkopfhöhle zurückkehrt.
- Nachdem Sie den Welpen mit dem Farbstoff oder normaler Kochsalzlösung verabreicht haben, legen Sie die Welpen auf ein integriertes Heizkissen für zirkulierende Flüssigkeit (38 ° C), bis ihre Atembewegungen regelmäßig sind. Nach vollständiger Genesung von der Anästhesie vereinen Sie die Welpen wieder mit der Mutter.
5. Charakterisierung der ITI-Lieferung
- Nach ITI die Rattenwelpen einschläfern, indem Sie eine übermäßige Anästhesie (Ketamin 100 mg / kg und Xylazin 10 mg / kg) / Thiopenton geben, gefolgt von einer Exsanguination zu einem geeigneten Zeitpunkt nach der Verabreichung. Euthanasie wurde als Teil des Experiments durchgeführt, um Lungengewebe zu sammeln, um die Wirksamkeit zu demonstrieren.
- Sichern Sie den eingeschläferten Rattenwelpen auf einem Dissektionsbrett und wischen Sie Brust und Bauch mit 70% Ethylalkohol ab.
- Um die Verteilung des Farbstoffs in der Lunge zu bewerten, entfernen Sie die Lunge mit steriler Technik vom Tier und zeigen Sie die Lunge als für die Bildgebung geeignet an (Abbildung 4A, B).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Die Instillation von Evans-Blau zeigte eine multifokale Verteilung des Farbstoffs unter Einbeziehung aller Lungenlappen (Abbildung 4A,B). Unser Ergebnis, wie in Abbildung 4 gezeigt, zeigt die Wirksamkeit der Verteilung auf alle Lappen. Das Bild wird unmittelbar nach dem ITI des Farbstoffs in die Luftröhre aufgenommen. Eine 100%ige Wirksamkeit wurde erreicht, indem der Farbstoff in die Luftröhre eingeträufelt wurde, gefolgt von seiner Ausbreitung in alle Lappen auf beiden Seiten. Es wird erwartet, dass sich der Farbstoff weiter im Lungenläppchen ausbreiten würde. Durch wiederholte Verabreichung konnten wir einen 100%igen Erfolg bei der Abgabe an die Lunge an beide Lappen und alle Läppchen sicherstellen. Wir haben sichergestellt, dass kein Farbstoff den Magen oder außerhalb der Lunge erreicht. Dies bezeugt die Wirksamkeit der Technik als 100% ige Verabreichung in die Lunge. Die Isofluran-Anästhesie ermöglichte eine schnellere Genesung der Welpen nach dem Eingriff.
Rattenwelpen von Tag 5 tolerierten dieses Verfahren und brauchten weniger als 5 Minuten, um nach der Anästhesie durchzuführen. Einige Tiere entwickelten zwar eine vorübergehende Apnoe, erlangten aber in wenigen Minuten das normale Atmungsmuster zurück.
Abbildung 1: Otoskop-Komponenten . (A) Stromquelle 2,5 V (B) Lupe (C) Transilluminator (D) Spekulum. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Die Positionierung des Tieres. Die Positionierung der Tiere in einem Winkel von 45° ermöglichte eine bessere Visualisierung der Trachealöffnung ohne die Interferenz der Epiglottis. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Intratracheale Instillation. Visualisierung der Trachealöffnung mittels Otoskop / Rachenbeleuchtungssystem zur direkten Abgabe an die Lunge. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: ITI-Instillation und Evans-Blaufärbung. (A) Die ITI-Instillation gibt den Farbstoff durch die Lunge. Der Farbstoff kann auf beide Lungenlappen verteilt werden, wie durch den schwarzen Pfeil angezeigt. Das Fehlen von Farbstoff im Magen bestätigt den Erfolg der Technik (roter Pfeil). (B) Lungen von Rattenwelpen, denen 50 μL 0,25% Evans blauer Farbstoff eingeträufelt wurden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Die intratracheale Instillation ist eine ausgezeichnete Methode, die mehrere Vorteile gegenüber den bestehenden Methoden für Atemwegserkrankungen sowie für die Entwicklung von Krankheitsmodellen bietet. Es ist eine schnelle Methode und mit Erfahrung, kann mit einer durchschnittlichen Geschwindigkeit von 2-3 Minuten pro Tier durchgeführt werden. Die wichtigsten Überlegungen für eine erfolgreiche Intubation sind die richtige Sedierung des Tieres, die korrekte Positionierung, insbesondere des Kopfes, sowie die genaue Platzierungstiefe / Größe der Spekula im Oropharynx. Eine ordnungsgemäße Sedierung würde den Bedienern, insbesondere Anfängern, ausreichend Arbeitszeit ermöglichen. Die Positionierung des Tieres in einem Winkel von 45° ist wichtig für die richtige Visualisierung der Stimmbänder. Die Platzierung des Spekulums in der richtigen Tiefe hilft beim Zurückziehen der Zunge während des gesamten Eingriffs, was wiederum eine gute Visualisierung des Stimmbands ermöglicht. Ein Team von zwei Personen kann diese Arbeit leicht koordinieren. Einer könnte die Anästhesie und Käfighaltung von Tieren koordinieren, während der andere sich mit der Instillation befassen könnte. Der technisch anspruchsvollste Teil des ITI ist die korrekte Intubation in die Luftröhre. Der Erfolg der Technik wird durch die Verabreichung von Farbstoff nach der Intubation bestätigt. Es ist sehr wichtig, den ersten Schritt der korrekten Intubation zu bestätigen, da eine gute Chance besteht, dass der Schlauch in die Speiseröhre rutscht, was zur Abgabe der Substanz in den Magen und nicht in die Lunge führt.
Der einzige Teil, auf den man achten muss, ist das potenzielle Trauma, das mit einer Fehlintubation verbunden ist. Man muss auch sehr sanft und vorsichtig sein, um zu vermeiden, dass man durch die Luftröhre oder das die Stimmbänder umgebende Gewebe eindringt. Es wird auch empfohlen, ITI nicht durchzuführen, wenn 2 oder 3 Fehlschläge2 aufgetreten sind.
Es gibt verschiedene Wege für die Verabreichung von Medikamenten / biologischen Wirkstoffen, wobei jeder seine eigenen inhärenten Vor- und Nachteile hat. Die Auswahl einer Methode basiert hauptsächlich auf den Studienzielen und der Art der Intervention. Sowohl intranasale Instillations- als auch Aerosolisierungstechniken liefern Wirkstoffe an die oberen Atemwege sowie an die Lunge. Dies kommt Studien mit den oberen Atemwegen zugute13,21 Die Abgabe einer Substanz an die Lunge ist jedoch unzuverlässig. Darüber hinaus können Schlucken, Niesen und die unterschiedlichen Atemfrequenzen zu Inkonsistenzen in den abgegebenen Dosen führen. Die physikalisch-chemischen Eigenschaften einiger Substanzen beeinflussen jedoch ihre effizienteAerosolisierung 15. Forscher verwenden intratracheale Impfung, um dieses Problem zu umgehen, das unabhängig von Partikelgröße und Viskosität Inokulum / Medikamente direkt in die Lunge liefert23.
Die beiden wichtigsten intratrachealen Verabreichungsmethoden umfassen transorale intratracheale 14,15 und transtracheale Instillation mit oder ohne Tracheotomie 16,17. ITI ist ein Verfahren, bei dem eine breite Palette von Behandlungsdosen einer großen Anzahl von Tieren schnell verabreicht werden kann, sobald sie18 trainiert haben. Während die transorale intratracheale Instillation routinemäßig bei erwachsenen Ratten angewendet wird, war die invasivere Technik wie der chirurgische Schnitt bei Neugeborenen16,19,20 erforderlich. Forscher vermeiden immer noch die Verwendung dieser transoralen ITI-Technik bei Welpen aus mehreren Gründen. Die geringe Größe des neugeborenen Nagetiers erschwert die Visualisierung des Kehlkopflumens zusammen mit einem schlechten Erfolg bei der Intubation. Auch das traditionelle Metalllaryngoskop, das für ITI bei Erwachsenen verwendet wird, kann aufgrund der geringen Größe der Mundhöhle und des zerbrechlichen Schleimhautgewebes16,18,10 nicht bei Neugeborenen verwendet werden. Kleinere Spekula und Katheter sind erforderlich, um die Kehlkopfhöhle zu betrachten und die Therapeutika / Wirkstoffe in die Lunge zu bringen. Der Bediener muss hochqualifiziert sein, um dies zu erreichen. Schließlich schaffen Erholung von Anästhesie, Unterkühlung, mütterlicher Abstoßung und Kannibalismus zusätzliche Probleme für die Genesung und das Überleben von Rattenneulingen21,22. Unsere Studie verwendete die Verwendung von Gasanästhesie, gefolgt von der Rückgewinnung in Heizkissen und der Wiedervereinigung mit Laktationsdämmen. Dies vermeidet Probleme im Zusammenhang mit Unterkühlung, mütterlicher Ablehnung oder Kannibalismus. Viele der nicht-chirurgischen Interventionsstudien beinhalten eine blinde Intubation der Luftröhre durch die Mundhöhle. Dies ist insbesondere im Falle eines Arzneimittels nicht akzeptabel, bei dem die Wirkung übersehen werden kann, wenn sie fälschlicherweise in die Speiseröhre eingeträufelt wird. In dieser Studie wird die Trachealöffnung mit einem Otoskop sichtbar gemacht und eine leicht gebogene Pipettenspitze direkt in die Luftröhre eingeführt, um die Substanz, in diesem Fall den Farbstoff, abzugeben. Unsere Technik zeigt eine effektive Möglichkeit, das Medikament in die Luftröhre eines kleinen Rattenwelpen zu verabreichen.
Der Prozess von ITI ist eine zuverlässige Methode, wenn er nach akribischem Training durchgeführt wird. Einmal trainiert, kann es schnell und effektiv wie bei erwachsenen Nagetieren 13,24,25 durchgeführt werden. Die korrekte endotracheale Instillation kann durch verschiedene Methoden bestätigt werden, einschließlich der Farbstoff- oder Flüssigkeitsbewegung in einem Schlauch oder einer Spritze26,27,28. Da es möglich ist, die Trachealöffnung bei dieser Methode zu visualisieren, sind die Fehlschläge sehr geringer. Apnoe wurde bei einigen Welpen unmittelbar nach ITI beobachtet, die sich spontanerholte 18,29. Die Verwendung eines Otoskops zusammen mit dem kleinsten Spekulum passte perfekt in die kleine Mundhöhle der neonatalen Ratte18. Die Ergebnisse dieser Studie zeigten, dass die Substanz konsistent an alle Lungenlappen abgegeben werden kann, wie durch die Farbstofflokalisation bestätigt wird. Diese Methode wäre von großer Bedeutung in experimentellen Studien, in denen neonatale Ratten benötigt werden, um neonatale Lungenerkrankungen zuverlässig nachzuahmen30,31,32. Diese Technik könnte auch verwendet werden, um Lungenfunktionsstudien 33 sowie Zell- / Stammzelltransplantationsstudien34,35,36 durchzuführen, die derzeit chirurgische Eingriffe anwenden und für Welpen belastend sein könnten.
Diese Technik trägt auch zu den Prinzipien der Verfeinerung und Reduzierung von Tierversuchen bei. Diese Methode dient als Alternative zur direkten intratrachealen Injektion mit einer Nadel, die eine blinde Technik ist und invasiv ist, da sie die Luftröhre durchbohrt und Schmerzen und Blutungen verursacht. Im Gegensatz dazu dient diese Technik dazu, Schmerzen zu lindern und gleichzeitig die Einführung eines Medikaments in die Luftröhre zu verfeinern, eine sofortige Verringerung von Schmerzen und Leiden zu erreichen und das Wohlergehen der an der Forschung beteiligten Tierezu verbessern 37. Darüber hinaus wird die Verabreichung des Arzneimittels in die Luftröhre direkt visualisiert, um die Wirksamkeit zu gewährleisten. Obwohl das Einträufeln von Medikamenten in die Luftröhre bei größeren Tieren weit verbreitet ist, ist unsere Verfeinerung, dies bei einem 5 Tage alten Rattenwelpen zu verwenden, die Innovation, die wir hier betonen möchten.
Dieser Artikel bietet eine einfache, minimal-invasive und reproduzierbare Methode, die zur Verabreichung von Schädigungsmitteln zur Simulation pathologischer Zustände sowie zur lokalen Verabreichung von Medikamenten, Antioxidantien, Zellen / Stammzellen für neonatale Therapien verwendet werden könnte.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren haben nichts offenzulegen.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde teilweise von R01HD090887-01A1 von NICHD nach AH unterstützt. Die Autoren erkennen auch die Einrichtungen des Labors von Dr. Peter Mc Farlane an, wie z. B. das Inhalationsanästhesie- / Heizkissensystem. Frau Catherine Mayers wertvolle Unterstützung beim Aufbau des Systems wird geschätzt. Die Fördereinrichtung spielte keine Rolle bei der Gestaltung der Studie, der Sammlung, Analyse und Interpretation der Daten oder beim Verfassen des Manuskripts.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Evans Blue dye | Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA | 314-13-6 | Confirmation of drug administration into lungs |
| Ketamine Hydrochloride | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | Dispensed from Animal care facility | For sedation |
| Operating Otoscope | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 21770- 3.5V | For visualization of vocal cords |
| Otoscope Rechargeable Handle | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 71050-C | |
| Pipette tip (Gel loading) | Fisherbrand | 02-707-139 | Administering the drug |
| Platform for restraining (inclined plane) | Animal care facility | Dispensed from Animal care facility | Wired roof of mice cage can be used |
| 3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) | 3M, St. Paul, MN, USA | 1530-2 | |
| Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) | BD Franklin Lakes, NJ , USA | NBD2515 | Administering the drug |
| Xylazine | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | For sedation |
References
- Prakash, Y. S. Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic. , Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020).
- Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
- Pinkerton, K. E., Crapo, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. Witschi, H., Brain, J. D. 95, Springer, Berlin. 259-285 (1985).
- Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
- Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
- Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), Baltimore, Md. 1438-1448 (2007).
- Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton's jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
- Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
- Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
- Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
- Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, Pt 12 1415-1427 (2010).
- Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
- Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
- Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
- Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
- Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
- Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
- Chen, C. -M., Chen, Y. -J., Huang, Z. -H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
- Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), New York, N.Y. 1146 (1981).
- Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
- Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
- Kim, J. -S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
- Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
- Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
- Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
- Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
- Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).
