Summary
Denne teknikken for å innpode legemidler direkte inn i luftrøret til nyfødte gnagere er viktig for å studere virkningen av lokalt administrerte legemidler eller biologiske stoffer på nyfødte lungesykdommer. I tillegg kan denne metoden også brukes til å indusere lungeskade i dyremodeller.
Abstract
Behandling av neonatal gnager med legemidler innpodet direkte i luftrøret kan tjene som et verdifullt verktøy for å studere virkningen av et lokalt administrert stoff. Dette har direkte translasjonspåvirkning fordi overflateaktivt middel og legemidler administreres lokalt i lungene. Selv om litteraturen har mange publikasjoner som beskriver minimalt invasiv transoral intubasjon av voksne mus og rotter i terapeutiske eksperimenter, mangler denne tilnærmingen i neonatale rottepupper. Den lille størrelsen på orotracheal region / svelget i valpene gjør visualisering av laryngeal lumen (stemmebånd) vanskelig, noe som bidrar til variabel suksessrate for intratrakeal legemiddellevering. Vi demonstrerer herved effektiv oral intubasjon av neonatal rottepupp - en teknikk som er ikke-traumatisk og minimalt invasiv, slik at den kan brukes til seriell administrering av legemidler. Vi brukte et operativt otoskop med belysningssystem og forstørrelseslinse for å visualisere trakealåpningen til rotte neonatene. Legemidlet innsettes deretter ved hjelp av en 1 ml sprøyte koblet til en pipettespiss. Nøyaktigheten av leveringsmetoden ble demonstrert ved hjelp av Evans blue dye administration. Denne metoden er lett å bli trent i og kan tjene som en effektiv måte å innpode narkotika i luftrør. Denne metoden kan også brukes til administrering av inokulum eller midler for å simulere sykdomstilstander hos dyr og også for cellebaserte behandlingsstrategier for ulike lungesykdommer.
Introduction
Nyfødte født for tidlig har dårlig utviklede lunger som krever mange intervensjonsterapier som langvarig ventilasjon. Disse intervensjonene setter de overlevende nyfødte med høy risiko for påfølgende oppfølger1. Eksperimentelle dyremodeller fungerer som et viktig verktøy for å simulere ulike sykdomstilstander, studere sykdommenes patobiologi og evaluere terapeutiske inngrep. Selv om et bredt spekter av dyremodeller fra mus, rotte og kanin til pre-term lam og griser er tilgjengelige, er mus og rotte de mest brukte.
Den viktigste fordelen med å bruke mus og rotter er den relativt korte svangerskapsperioden og reduserte kostnader. De er også lett tilgjengelige, enkle å vedlikeholde i sykdomsfrie miljøer, genetisk homogene og har relativt mindre etisk bekymring 2,3. En annen stor fordel med gnagermodellen er at neonatalpuppen ved fødselen er på sen canalicular / tidlig saccular stadium av lungeutvikling som er morfologisk tilsvarende lungen til et 24-ukers preterm neonatalt humant spedbarn som fortsetter å utvikle bronkopulmonal dysplasi4. I tillegg, etter hvert som lungeutviklingen utvikler seg raskt til ferdigstillelse i løpet av de første 4 ukene av livet, er det mulig å studere postnatal lungemodning i en rimelig tidsramme4. Til tross for disse fordelene er den lille størrelsen på musene og rottevalpene en kilde til bekymring for ulike intervensjoner, noe som tvinger de fleste forskere til å bruke voksne dyr i stedet for valper5. Neonatale lunger er i et utviklingsstadium, og responsen til en neonat til et oppfordringsmiddel er forskjellig fra en voksen. Dette gjør det hensiktsmessig å bruke nyfødte dyremodeller for å studere menneskelige neonatale sykdomstilstander.
Det finnes ulike metoder for å administrere legemidler/biologiske agenser til lungen. Dette inkluderer intranasal 6,7 eller intratrakeal 8,9,10 instillasjon samt aerosolinnånding11,12. Hver tilnærming har sine egne tekniske utfordringer, fordeler, samt begrensninger13. Intratrakeal administreringsvei for terapeutiske midler er å foretrekke å studere den direkte terapeutiske effekten i orgelet som omgår de systemiske effektene. Denne ruten kan også brukes til å studere lungepatologi forårsaket av oppfordringsmidler. Det er både invasive og minimalt invasive teknikker for å gjøre dette og er lett å utføre hos voksne. Men i valper, på grunn av dyrets lille størrelse, er det tekniske utfordringer knyttet til intubasjonsprosessen. Den nåværende studien presenterer en enkel, konsistent, ikke-kirurgisk intratrakeal instillasjonsmetode (ITI) i rottepupper som kan brukes til å studere effekten av ulike neonatale terapeutiske intervensjoner, samt å generere dyremodeller som simulerer neonatale luftveissykdommer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle eksperimenter ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee (protokoll # 2020-0035) ved Case Western Reserve University. Alle dyr ble behandlet i henhold til NIH-retningslinjene for pleie og bruk av forsøksdyr.
1. Dyr
- Kommersielt få gravide Sprague Dawley rotter.
- Vedlikehold dyr på et godkjent veterinæranlegg med 14 t/10 t lys-mørk syklus og 45-60% relativ fuktighet.
2. Forberedelse av testforbindelse
- Bruk Evans blå fargestoff som testforbindelse for å vurdere effekten av intratrakeal instillasjonsprosedyren.
- Forbered en 0,25% (w / v) løsning av fargestoffet i fosfatbufret saltvann (pH 7.2) og filtrer steriliser ved hjelp av et 0,45 μm sprøytefilter.
3. Administrasjon av anestesi
- Bedøv rottepupper ved hjelp av gassbedøvelse (3% isofluran i 100% oksygen), ved hjelp av et modifisert leveringssystem tilpasset små rotte neonater.
- Kontroller om halen og pedalrefleksene og den grunne pusten er tapt for å sikre riktig anestesidybde for å utføre prosedyren.
4. Intratrakeal instillasjon (ITI)
- Bruk rottepupper på postnatal dag 5 (PN 5) for ITI. Gjennomsnittlig vekt av en PN 5 rotte valp er 12 gram.
- Hold den bedøvede rottevalpen på en skrå, flat plattform ved hjelp av laboratoriemerkingstape. Valpen er begrenset i en vinkel på ca 45° i liggende stilling.
- Åpne munnen på neonatet, og trekk forsiktig tungen ut til den ene siden ved hjelp av en stump tang.
- Bruk et lite otoskopspekulum med en diameter på 2 mm koblet til otoskopet for å holde tungen forsiktig og for riktig visualisering av strupehodet.
- Bruk halsbelysningssystemet, det vil si det operative otoskopet og forstørrelseslinsen for riktig visualisering av stemmebånd (figur 1).
- Plasser dyrene i en vinkel på 45° i et skråplan. De kablede stanglokkene på museburene brukes (figur 2).
MERK: Plassering av dyret i en vinkel på 45° gir bedre visualisering av trakealåpningen uten forstyrrelser i epiglottiene. - Ta en langvinklet pipettespiss som brukes til lasting av vestlige flekker. Klipp bunnen av pipettespissen med et kirurgisk blad slik at det passer godt inn i spissen på 1 cc sprøyte.
- Bruk den sterile 1 ml sprøyten montert i en langvinklet pipettespiss for å levere 30-50 μL av stoffet i lungen. Snu sprøyten og aspirer nesten 0,9 cc luft inn i 1 ml sprøyten som er koblet til pipettespissen etterfulgt av fargestoffet eller stoffet som skal leveres. Dette gjør at luften bak fargestoffet kan skyves inn i luftrøret etter at fargestoffet er administrert som vist i figur 3. Intratrakeal administrering oppnås ved å visualisere laryngeal lumen (stemmebånd) og sette pipettespissen montert på en sprøyte i trakeallumen.
- Bruk otoskopets spekulum til å holde tungen og eksponere stemmebåndene. Speculum tjener rollen som bladet til et laryngoskop. Bøy pipettespissen til en vinkel på 30° for å lette enkel innføring av midlet gjennom det kegleformede spekulumet i trakealåpningen.
- Før pipettespissen inn i trakealåpningen til punktet på ca. 2 mm utenfor stemmebåndene. Skyv sprøytens stempel for å administrere fargestoffet eller legemidlet gjennom spekulumet i operasjonsotoskopet som vist i figur 3. Innføringen av luft i lungen kort tid etter administrering av midlet forhindrer stoffet i å komme tilbake til laryngealhulen.
- Etter administrering av valpen med fargestoff eller vanlig saltvann, plasser valpene på en integrert sirkulerende væskevarmepute (38 °C) til åndedrettsbevegelsene er vanlige. Etter fullstendig utvinning fra anestesi, gjenforene valpene med demningen.
5. Karakterisering av ITI-levering
- Etter ITI avliver du rottevalpene ved å gi overdreven anestesi (Ketamin 100 mg/kg og Xylazine 10 mg/kg) / tiopenton etterfulgt av ekssanguinasjon på et passende tidspunkt etter administrering. Eutanasi ble utført som en del av eksperimentet for å samle lungevev for å demonstrere effekten.
- Sikre den euthanized rotte valpen på et disseksjonsbrett og tørk brystet og magen med 70% etylalkohol.
- For å evaluere fordelingen av fargestoffet gjennom hele lungen, fjern lungene fra dyret ved hjelp av steril teknikk og vis lungene etter behov for avbildning (figur 4A, B).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Instillasjonen av Evans blå avslørte multifokal fordeling av fargestoffet som involverer alle lungelober (figur 4A,B). Vårt resultat som vist i figur 4 viser effekt av distribusjon til alle lober. Bildet er tatt umiddelbart etter ITI av fargestoffet i luftrøret. 100% effekt ble oppnådd ved å innpode fargestoffet i luftrøret etterfulgt av spredning til alle lober på begge sider. Det forventes at fargestoffet vil spre seg videre innenfor lungens lobule. Med gjentatt administrering har vi vært i stand til å sikre 100% suksess med å levere dette til lungen til både lober og alle lobler. Vi har sørget for at ingen fargestoffer når mage eller utenfor lungene. Dette vitner om effekten av teknikken som 100% administrasjon i lungene. Isofluranbedøvelsen tillot raskere gjenoppretting av valpene etter prosedyren.
Rottepupper fra dag 5 tolererte denne prosedyren og tok mindre enn 5 minutter å utføre etter anestesi. Noen dyr utviklet imidlertid forbigående apné, gjenvunnet det normale åndedrettsmønsteret på noen få minutter.
Figur 1: Otoskopkomponenter. (A) strømkilde 2,5 V (B) forstørrelseslinse (C) transilluminator (D) spekulum. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Dyrets posisjonering. Plasseringen av dyrene i en vinkel på 45° ga bedre visualisering av trakealåpningen uten forstyrrelser i epiglottiene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Intratrakeal instillasjon. Visualisering av trakealåpningen ved hjelp av otoskop/ halsbelysningssystem for å oppnå direkte levering til lungene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: ITI-instillasjon og Evans blåfarging. (A) ITI-instillasjon gir fargestoffet gjennom lungene. Fargestoffet kan ses fordelt på begge lungens lober som angitt av den svarte pilen. Fravær av fargestoff i magen bekrefter suksessen til teknikken (rød pil). (B) Lunger fra rottepupper innpodet med 50 μL 0,25% Evans blå fargestoff. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Intratrakeal instillasjon er en utmerket metode som gir flere fordeler i forhold til eksisterende metoder for respiratoriske sykdomsintervensjoner samt sykdomsmodellutvikling. Det er en rask metode og med erfaring kan utføres med en gjennomsnittlig hastighet på 2-3 minutter per dyr. De viktigste hensynene for en vellykket intubasjon er riktig sedasjon av dyret, det er riktig posisjonering, spesielt hodet, samt nøyaktig dybde av plassering / størrelse på spekula i oropharynx. Riktig sedasjon vil tillate tilstrekkelig arbeidstid for operatørene, spesielt nybegynnere. Plassering av dyret i en 45 ° vinkel er viktig for riktig visualisering av stemmebånd. Plassering av spekulum på riktig dybde hjelper til med tilbaketrekking av tungen gjennom hele prosedyren som igjen tillater god visualisering av stemmebåndet. Et team på to personer kan enkelt koordinere dette arbeidet. Den ene kunne koordinere anestesi og caging av dyr mens den andre kunne håndtere instillasjonen. Den mest teknisk utfordrende delen av ITI er riktig intubasjon i luftrøret. Suksessen til teknikken bekreftes ved administrering av fargestoff etter intubasjon. Det er svært viktig å bekrefte det første trinnet med riktig intubasjon, da det er en god sjanse for at slangen glir inn i spiserøret, noe som resulterer i levering av stoffet i magen, i stedet for lungen.
Den eneste delen man må være forsiktig er det potensielle traumet forbundet med feilintubasjon. Man må også være veldig skånsom og forsiktig for å unngå å trenge gjennom luftrøret eller vevet rundt stemmebåndene. Det anbefales også å ikke utføre ITI hvis det har vært 2 eller 3 bommer2.
Det er ulike veier for administrering av legemidler/biologiske agenser der hver og en har sine egne iboende fordeler og ulemper. Valg av metode er hovedsakelig basert på studiemål og arten av intervensjonen. Både intranasale instillasjons- og aerosoliseringsteknikker leverer midler til øvre luftveier så vel som lungene. Dette gagner studier som involverer øvre luftveier13,21, men levering av et stoff til lunger er upålitelig. I tillegg kan svelging, nysing og varierende pustefrekvens føre til inkonsekvenser i de leverte dosene. Imidlertid påvirker de fysisk-kjemiske egenskapene til noen stoffer deres effektive aerosolisering15. Forskere bruker intratrakeal inokulasjon for å omgå dette problemet, som uavhengig av partikkelstørrelse og viskositet leverer inoculum / legemidler direkte inn i lungene23.
De to viktigste intratrakeale leveringsmetodene inkluderer transoral intratrakeal14,15 og transtrakeal instillasjon med eller uten trakeotomi16,17. ITI er en prosedyre der et bredt spekter av behandlingsdoser kan administreres til et stort antall dyr raskt, når de er trent18. Mens transoral intratrakeal instillasjon rutinemessig brukes hos voksne rotter, var den mer invasive teknikken som kirurgisk snitt nødvendig hos nyfødte 16,19,20. Forskere unngår fortsatt bruk av denne transorale ITI-teknikken hos valper av flere grunner. Den lille størrelsen på neonatal gnageren gjør visualiseringen av laryngeallumen vanskelig sammen med dårlig suksess i intubasjon. Også det tradisjonelle metall laryngoskopet som brukes til ITI hos voksne, kan ikke brukes i neonat på grunn av den lille størrelsen på munnhulen og det skjøre slimhinnevevet 16,18,10. Mindre spekulum og katetre er nødvendig for å se laryngealhulen og levere terapeutiske / midler inn i lungen. Operatøren må være svært dyktig for å oppnå dette. Til slutt skaper utvinning fra anestesi, hypotermi, mors avvisning og kannibalisme ytterligere problemer for rotte neonat utvinning og overlevelse21,22. Vår studie benyttet bruk av gassbedøvelse etterfulgt av utvinning i varmeputer og gjenforening med lakterende dammer. Dette unngår problemer forbundet med hypotermi, mors avvisning eller kannibalisme. Mange av de ikke-kirurgiske intervensjonsstudiene innebærer en blind intubering av luftrøret gjennom munnhulen. Dette er spesielt ikke akseptabelt i tilfelle av stoff der effekten kan gå glipp av hvis den er feil innpodet i spiserøret. I denne studien visualiseres trakealåpningen ved hjelp av et otoskop, og en litt bøyd pipettespiss settes direkte inn i luftrøret for å levere stoffet, fargestoffet i dette tilfellet. Vår teknikk demonstrerer en effektiv måte å administrere stoffet i luftrøret til en liten rottepupp.
Iti-prosessen er en pålitelig metode når den utføres etter grundig opplæring. Når det er trent, kan det gjøres raskt og effektivt som hos voksne gnagere 13,24,25. Riktig endotrakeal instillasjon kan bekreftes ved flere metoder, inkludert fargestoff eller væskebevegelse i en rør eller sprøyte 26,27,28. Siden det er mulig å visualisere trakealåpningen i denne metoden, er bommene veldig mindre. Apnea ble observert hos noen få valper umiddelbart etter ITI som ble gjenvunnet spontant 18,29. Ved hjelp av otoskop sammen med det minste spekulumet tjente som en perfekt passform for det lille munnhulen til neonatalrotten18. Resultatene av denne studien indikerte at stoffet konsekvent kan leveres til alle lungens lober som bekreftet av fargestofflokaliseringen. Denne metoden vil ha stor betydning i eksperimentelle studier der nyfødte rotter er pålagt å etterligne neonatale lungetilstander på en pålitelig måte 30,31,32. Denne teknikken kan også brukes til å utføre lungefunksjonsstudier33 samt celle- / stamcelletransplantasjonsstudier 34,35,36 som for tiden bruker kirurgiske inngrep og kan være plagsomme for valper.
Denne teknikken bidrar også til prinsippene for raffinement og reduksjon i dyreforskning. Denne metoden fungerer som et alternativ til direkte intratrakeal injeksjon med en nål som er en blind teknikk og er invasiv som det pierces luftrøret forårsaker smerte og blødning. I fullstendig kontrast tjener denne teknikken til å redusere smerte mens du raffinerer innføringen av et stoff i luftrøret, oppnår umiddelbar reduksjon av smerte og lidelse, og forbedring av velferden til dyr involvert i forskning37. I tillegg er administrering av stoffet i luftrør direkte visualisert for å sikre effekt. Selv om innåndingen av stoffet i luftrøret er mye praktisert i større dyr, er vår raffinement for å bruke dette i en 5-dagers gammel rottepupp innovasjonen vi ønsker å understreke her.
Denne artikkelen tilbyr en enkel, minimalt invasiv og reproduserbar metode som kan brukes til administrering av skadelige midler for å simulere patologiske forhold så vel som for lokal administrering av legemidler, antioksidanter, celler / stamceller for nyfødte terapier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble delvis støttet av R01HD090887-01A1 fra NICHD til AH. Forfatterne anerkjenner også fasilitetene som tilbys av Dr. Peter Mc Farlanes laboratorium som innåndingsbedøvelse / varmeputesystem. Ms. Catherine Mayers verdifulle hjelp til å sette opp systemet er verdsatt. Det ble ikke spilt noen rolle av finansieringsorganet i utformingen av studien, innsamlingen, analysen og tolkningen av data eller skriftlig manuskriptet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Evans Blue dye | Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA | 314-13-6 | Confirmation of drug administration into lungs |
| Ketamine Hydrochloride | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | Dispensed from Animal care facility | For sedation |
| Operating Otoscope | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 21770- 3.5V | For visualization of vocal cords |
| Otoscope Rechargeable Handle | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 71050-C | |
| Pipette tip (Gel loading) | Fisherbrand | 02-707-139 | Administering the drug |
| Platform for restraining (inclined plane) | Animal care facility | Dispensed from Animal care facility | Wired roof of mice cage can be used |
| 3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) | 3M, St. Paul, MN, USA | 1530-2 | |
| Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) | BD Franklin Lakes, NJ , USA | NBD2515 | Administering the drug |
| Xylazine | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | For sedation |
References
- Prakash, Y. S. Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic. , Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020).
- Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
- Pinkerton, K. E., Crapo, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. Witschi, H., Brain, J. D. 95, Springer, Berlin. 259-285 (1985).
- Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
- Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
- Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), Baltimore, Md. 1438-1448 (2007).
- Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton's jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
- Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
- Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
- Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
- Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, Pt 12 1415-1427 (2010).
- Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
- Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
- Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
- Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
- Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
- Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
- Chen, C. -M., Chen, Y. -J., Huang, Z. -H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
- Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), New York, N.Y. 1146 (1981).
- Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
- Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
- Kim, J. -S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
- Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
- Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
- Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
- Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
- Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).
