Summary
Denna teknik för att införa läkemedel direkt i luftstrupen hos neonatala gnagare är viktig för att studera effekterna av lokalt administrerade läkemedel eller biologiska läkemedel på neonatala lungsjukdomar. Dessutom kan denna metod också användas för att inducera lungskada i djurmodeller.
Abstract
Behandling av neonatal gnagare med läkemedel som införs direkt i luftstrupen kan fungera som ett värdefullt verktyg för att studera effekterna av ett lokalt administrerat läkemedel. Detta har direkt translationell inverkan eftersom ytaktivt medel och läkemedel administreras lokalt i lungorna. Även om litteraturen har många publikationer som beskriver minimalt invasiv transoral intubation av vuxna möss och råttor i terapeutiska experiment, saknas detta tillvägagångssätt hos neonatala råttvalpar. Den lilla storleken på orotrakeal region / svalg i valparna gör visualisering av larynxlumen (stämband) svår, vilket bidrar till den varierande framgångsgraden för intratrakeal läkemedelsleverans. Vi demonstrerar härmed effektiv oral intubation av neonatal råttvalp - en teknik som är icke-traumatisk och minimalt invasiv, så att den kan användas för seriell administrering av läkemedel. Vi använde ett operativt otoskop med ett belysningssystem och en förstoringslins för att visualisera trakealöppningen hos de nyfödda råttorna. Läkemedlet införs sedan med en 1 ml spruta ansluten till en pipettspets. Noggrannheten i leveransmetoden demonstrerades med hjälp av Evans blå färgämnesadministration. Denna metod är lätt att utbilda sig i och kan fungera som ett effektivt sätt att införa droger i luftstrupen. Denna metod kan också användas för administrering av inokulum eller medel för att simulera sjukdomstillstånd hos djur och även för cellbaserade behandlingsstrategier för olika lungsjukdomar.
Introduction
Nyfödda födda för tidigt har dåligt utvecklade lungor som kräver många interventionella terapier som långvarig ventilation. Dessa ingrepp placerar de överlevande nyfödda i en hög risk för efterföljande följdsjukdomar1. Experimentella djurmodeller fungerar som ett viktigt verktyg för att simulera olika sjukdomstillstånd, studera sjukdomarnas patobiologi och utvärdera terapeutiska ingrepp. Även om ett brett utbud av djurmodeller från möss, råtta och kanin till förtida lamm och grisar finns tillgängliga, är möss och råtta de mest använda.
Den främsta fördelen med att använda möss och råttor är den relativt korta graviditetsperioden och minskade kostnader. De är också lättillgängliga, lätta att underhålla i sjukdomsfria miljöer, genetiskt homogena och har relativt mindre etisk oro 2,3. En annan stor fördel med gnagarmodellen är att den neonatala valpen vid födseln befinner sig i ett sent kanaliskt /tidigt sakkulärt stadium av lungutveckling som är morfologiskt ekvivalent med lungan hos ett 24-veckors för tidigt neonatalt mänskligt spädbarn som fortsätter att utveckla bronkopulmonell dysplasi4. Dessutom, eftersom deras lungutveckling snabbt fortskrider till fullbordan inom de första 4 veckorna av livet, är det möjligt att studera den postnatala lungmognaden inom en rimlig tidsram4. Trots dessa fördelar är den lilla storleken på möss och råttvalpar en källa till oro för olika ingrepp, vilket tvingar de flesta forskare att använda vuxna djur snarare än valpar5. Neonatala lungor befinner sig i ett utvecklingsstadium och svaret från en nyfödd på ett uppviglande medel skiljer sig från en vuxens. Detta gör det lämpligt att använda neonatala djurmodeller för att studera mänskliga neonatala sjukdomstillstånd.
Det finns olika metoder för att administrera läkemedel/biologiska agenser till lungan. Detta inkluderar intranasal 6,7 eller intratrakeal 8,9,10 instillation samt aerosolinandning11,12. Varje tillvägagångssätt har sina egna tekniska utmaningar, fördelar och begränsningar13. Intratrakeal administreringsväg för terapeutiska medel föredras för att studera den direkta terapeutiska effekten i organet som kringgår de systemiska effekterna. Denna väg kan också användas för att studera lungpatologi orsakad av uppviglande medel. Det finns både invasiva och minimalt invasiva tekniker för att göra detta och är lätt att utföra hos vuxna. Men hos valpar, på grund av djurets lilla storlek, finns det tekniska utmaningar i samband med intubationsprocessen. Den aktuella studien presenterar en enkel, konsekvent, icke-kirurgisk intratrakeal instillation (ITI) -metod hos råttvalpar som kan användas för att studera effekten av olika neonatala terapeutiska ingrepp samt för att generera djurmodeller som simulerar neonatala andningssjukdomar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla experiment godkändes av Institutional Animal Care and Use Committee (protokoll # 2020-0035) vid Case Western Reserve University. Alla djur behandlades i enlighet med NIH:s riktlinjer för vård och användning av försöksdjur.
1. Djur
- Kommersiellt få gravida Sprague Dawley råttor.
- Håll djur på en godkänd veterinäranläggning med 14 h/10 h ljus-mörk cykel och 45-60% relativ luftfuktighet.
2. Beredning av testförening
- Använd Evans blå färgämne som testförening för att bedöma effekten av intratrakeal instillationsproceduren.
- Förbered en 0,25% (w/v) lösning av färgämnet i fosfatbuffrad saltlösning (pH 7,2) och filtrera sterilisera med ett 0,45 μm sprutfilter.
3. Administrering av anestesi
- Bedöva råttungar med gasanestesi (3% isofluran i 100% syre), med hjälp av ett modifierat leveranssystem anpassat för små råtta nyfödda.
- Kontrollera om svans- och pedalreflexer och grund andning för att säkerställa rätt anestesidjup för att utföra proceduren.
4. Intratrakeal instillation (ITI)
- Använd råttvalpar vid postnatal dag 5 (PN 5) för ITI. Genomsnittlig vikt för en PN 5 råttvalp är 12 gram.
- Håll fast den sövda råttvalpen på en lutande platt plattform med laboratoriemärkningstejp. Valpen hålls fast i en vinkel på ca 45° i ryggläge.
- Öppna munnen på den nyfödda och dra försiktigt tungan ut åt sidan med en trubbig tång.
- Använd ett litet otoskopspekulum med en diameter på 2 mm anslutet till otoskopet för att hålla tungan försiktigt och för korrekt visualisering av struphuvudet.
- Använd halsbelysningssystemet, dvs. manöverotoskopet och förstoringslinsen för korrekt visualisering av stämband (Figur 1).
- Placera djuren i en vinkel på 45° i ett lutande plan. De trådbundna stånglocken på musburar används (figur 2).
OBS: Att placera djuret i en vinkel på 45 ° ger bättre visualisering av trakealöppningen utan inblandning av epiglottis. - Ta en långvinklad pipettspets som används för att ladda western blot gels. Skär basen på pipettspetsen med ett kirurgiskt blad så att det passar bra in i spetsen på 1 cc spruta.
- Använd den sterila 1 ml sprutan monterad i en långvinklad pipettspets för att leverera 30-50 μL av ämnet i lungan. Invertera sprutan och aspirera nästan 0,9 cc luft i 1 ml spruta ansluten till pipettspetsen följt av färgämnet eller ämnet som ska levereras. Detta gör att luften bakom färgämnet kan tryckas in i luftstrupen efter att färgämnet har administrerats enligt figur 3. Intratrakeal administrering uppnås genom att visualisera larynxlumen (stämband) och sätta in pipettspetsen monterad på en spruta i trakeallumen.
- Använd otoskopets spekulum för att hålla tungan och exponera stämbanden. Spekulum tjänar rollen som bladet i ett laryngoskop. Böj pipettspetsen till en vinkel på 30 ° för att underlätta enkel införande av medlet genom det konformade spekulumet i trakealöppningen.
- För in pipettspetsen i trakealöppningen till en punkt av ca 2 mm bortom stämbanden. Tryck sprutans kolv för att administrera färgämnet eller läkemedlet genom spekulumet i det operativa otoskopet som visas i figur 3. Införandet av luft i lungan strax efter administrering av medlet förhindrar att ämnet kommer tillbaka till larynxhålan.
- Efter administrering av valpen med färgämnet eller normal saltlösning, placera valparna på en integrerad cirkulerande vätskevärmedyna (38 ° C) tills deras andningsrörelser är regelbundna. Efter fullständig återhämtning från anestesi, återförena valparna med dammen.
5. Karakterisering av ITI-leverans
- Efter ITI avliva råttungarna genom att ge överdriven anestesi (ketamin 100 mg/kg och xylazin 10 mg/kg) /tiopenton följt av exsanguination vid lämplig tidpunkt efter administrering. Eutanasi utfördes som en del av experimentet för att samla lungvävnad för att visa effekten.
- Säkra den avlivade råttvalpen på en dissektionsbräda och torka bröstet och buken med 70% etylalkohol.
- För att utvärdera färgämnets fördelning i hela lungan, ta bort lungorna från djuret med steril teknik och visa lungorna som lämpliga för avbildning (figur 4A,B).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Instillationen av Evans blå avslöjade multifokal fördelning av färgämnet som involverade alla lunglober (figur 4A,B). Vårt resultat som visas i figur 4 visar effekten av distributionen till alla lober. Bilden tas omedelbart efter ITI av färgämnet i luftstrupen. 100% effekt uppnåddes vid ingjutning av färgämnet i luftstrupen följt av dess spridning i alla lober på båda sidor. Det förväntas att färgämnet skulle spridas vidare inom lungans lobule. Med upprepad administrering har vi kunnat säkerställa 100% framgång med att leverera detta till lungan till både lober och alla lobuler. Vi har säkerställt att inget färgämne når magen eller utanför lungorna. Detta vittnar om effekten av teknik som 100% administrering i lungorna. Isoflurananestesi möjliggjorde snabbare återhämtning av valparna efter proceduren.
Råttvalpar från dag 5 tolererade denna procedur och tog mindre än 5 minuter att utföra efter anestesi. Vissa djur utvecklade dock övergående apné, återfick det normala andningsmönstret på några minuter.
Figur 1: Otoskopkomponenter. (A) Strömkälla 2,5 V (B) förstoringslins (C) transilluminator (D) spekulum. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Djurets placering. Placeringen av djuren i en vinkel på 45° gav bättre visualisering av trakealöppningen utan inblandning av epiglottis. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Intratrakeal instillation. Visualisering av trakealöppningen med otoskop / halsbelysningssystem för att uppnå direkt leverans till lungorna. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: ITI-instillation och Evans blå färgning. (A) ITI-instillation levererar färgämnet i hela lungorna. Färgämnet kan ses fördelat på båda loberna i lungan som indikeras av den svarta pilen. Frånvaro av färgämne i magen bekräftar teknikens framgång (röd pil). (B) Lungor från råttvalpar ingjutna med 50 μL av 0,25% Evans blått färgämne. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Intratrakeal instillation är en utmärkt metod som erbjuder flera fördelar jämfört med befintliga metoder för respiratoriska sjukdomsinterventioner samt utveckling av sjukdomsmodeller. Det är en snabb metod och med erfarenhet kan utföras med en genomsnittlig hastighet på 2-3 minuter per djur. De viktigaste övervägandena för en lyckad intubation är korrekt sedering av djuret, det är korrekt positionering, särskilt huvudet, samt exakt djup av placering / storlek på spekulan i orofarynxen. Korrekt sedering skulle ge tillräcklig arbetstid för operatörerna, särskilt nybörjare. Positionering av djuret i 45 ° vinkel är viktigt för korrekt visualisering av stämband. Placering av spekulum på rätt djup hjälper till att dra tillbaka tungan under hela proceduren vilket återigen möjliggör god visualisering av stämbandet. Ett team på två personer kan enkelt samordna detta arbete. Den ena kunde samordna anestesi och bur av djur medan den andra kunde hantera instillationen. Den mest tekniskt utmanande delen av ITI är rätt intubation i luftstrupen. Teknikens framgång bekräftas genom administrering av färgämne efter intubation. Det är mycket viktigt att bekräfta det första steget med korrekt intubation, eftersom det finns en god chans för slangen att glida in i matstrupen vilket resulterar i att ämnet levereras till magen, snarare än lungan.
Den enda delen som man måste vara försiktig med är det potentiella traumat i samband med felintubation. Man måste också vara mycket försiktig och försiktig för att undvika att tränga igenom luftstrupen eller vävnaden som omger stämbanden. Det rekommenderas också att inte genomföra ITI om det har varit 2 eller 3 missar2.
Det finns olika vägar för administrering av läkemedel/biologiska agenser där var och en har sina egna inneboende fördelar och nackdelar. Val av metod baseras huvudsakligen på studiens mål och interventionens karaktär. Både intranasal instillation och aerosoliseringstekniker levererar medel till övre luftvägarna såväl som lungorna. Detta gynnar studier som involverar övre luftvägarna13,21 Men leveransen av ett ämne till lungorna är opålitlig. Dessutom kan sväljning, nysningar och varierande andningsfrekvenser leda till inkonsekvenser i de levererade doserna. De fysikalisk-kemiska egenskaperna hos vissa ämnen påverkar emellertid deras effektiva aerosolisering15. Forskare använder intratrakeal ympning för att komma runt detta problem, som oavsett partikelstorlek och viskositet, levererar inokulum / läkemedel direkt i lungorna23.
De två huvudsakliga intratrakeala leveransmetoderna inkluderar transoral intratrakeal14,15 och transtrakeal instillation med eller utan trakeotomi 16,17. ITI är ett förfarande där ett brett spektrum av behandlingsdoser kan administreras till ett stort antal djur snabbt, en gång utbildad18. Medan transoral intratrakeal instillation rutinmässigt används hos vuxna råttor, krävdes den mer invasiva tekniken såsom kirurgiskt snitt hos nyfödda 16,19,20. Forskare undviker fortfarande användningen av denna transorala ITI-teknik hos valpar på grund av flera skäl. Den lilla storleken på den neonatala gnagaren gör visualiseringen av larynxlumen svår tillsammans med dålig framgång vid intubation. Det traditionella metalllaryngoskopet som används för ITI hos vuxna kan inte heller användas hos nyfödda på grund av munhålans lilla storlek och de bräckliga slemhinnevävnaderna 16,18,10. Mindre spekulum och katetrar krävs för att se larynxhålan och leverera terapierna / medlen i lungan. Operatören måste vara mycket skicklig för att uppnå detta. Slutligen skapar återhämtning från anestesi, hypotermi, moderns avstötning och kannibalism ytterligare problem för råtta nyfödda återhämtning och överlevnad21,22. Vår studie använde användningen av gasanestesi följt av återvinning i värmedynor och återförening med lakterande dammar. Detta undviker problem i samband med hypotermi, moderns avstötning eller kannibalism. Många av de icke-kirurgiska ingreppsstudierna involverar en blind intubation av luftstrupen genom munhålan. Detta är särskilt inte acceptabelt när det gäller läkemedel där effekten kan missas om den felaktigt sätts in i matstrupen. I denna studie visualiseras trakealöppningen med hjälp av ett otoskop och en lätt böjd pipettspets sätts in direkt i luftstrupen för att leverera ämnet, färgämnet i detta fall. Vår teknik visar ett effektivt sätt att administrera läkemedlet i luftstrupen hos en liten råttvalp.
ITI-processen är en pålitlig metod när den utförs efter noggrann träning. När det väl är utbildat kan det göras snabbt och effektivt som hos vuxna gnagare 13,24,25. Den korrekta endotrakeala instillationen kan bekräftas med flera metoder, inklusive färgämnet eller vätskerörelsen i en slang eller spruta 26,27,28. Eftersom det är möjligt att visualisera trakealöppningen i denna metod är missarna mycket mindre. Apné observerades hos några valpar omedelbart efter ITI som återhämtades spontant18,29. Att använda otoskop tillsammans med det minsta spekulumet fungerade som en perfekt passform för den lilla munhålan hos neonatalråttan18. Resultaten av denna studie indikerade att substansen konsekvent kan levereras till alla lunglober som bekräftas av färgämnets lokalisering. Denna metod skulle vara av stor betydelse i experimentella studier där neonatala råttor krävs för att på ett tillförlitligt sätt efterlikna neonatala lungförhållanden 30,31,32. Denna teknik kan också användas för att utföra lungfunktionsstudier33 samt cell- / stamcellstransplantationsstudier 34,35,36 som för närvarande använder kirurgiska ingrepp och kan vara störande för valpar.
Denna teknik bidrar också till principerna om förfining och minskning av djurförsök. Denna metod fungerar som ett alternativ till direkt intratrakeal injektion med en nål som är en blind teknik och är invasiv eftersom den genomborrar luftstrupen och orsakar smärta och blödning. I fullständig kontrast tjänar denna teknik till att minska smärta samtidigt som man förfinar införandet av ett läkemedel i luftstrupen, uppnår omedelbar minskning av smärta och lidande och förbättring av välbefinnandet hos djur som är involverade i forskning37. Dessutom visualiseras administreringen av läkemedel i luftstrupen direkt vilket säkerställer effekten. Även om instillationen av läkemedel i luftstrupen praktiseras i stor utsträckning hos större djur är vår förfining att använda detta i en 5-dagars gammal råttvalp den innovation vi skulle vilja betona här.
Denna artikel erbjuder en enkel, minimalt invasiv och reproducerbar metod som kan användas för administrering av skadliga medel för att simulera patologiska tillstånd samt för lokal administrering av läkemedel, antioxidanter, celler / stamceller för neonatala terapier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes delvis av R01HD090887-01A1 från NICHD till AH. Författarna erkänner också de faciliteter som tillhandahålls av Dr. Peter Mc Farlanes laboratorium, såsom inhalationsanestesi / värmedyna. Catherine Mayers värdefulla hjälp med att inrätta systemet uppskattas. Finansiären spelade ingen roll i utformningen av studien, insamlingen, analysen och tolkningen av data eller i skrivandet av manuskriptet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Evans Blue dye | Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA | 314-13-6 | Confirmation of drug administration into lungs |
| Ketamine Hydrochloride | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | Dispensed from Animal care facility | For sedation |
| Operating Otoscope | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 21770- 3.5V | For visualization of vocal cords |
| Otoscope Rechargeable Handle | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 71050-C | |
| Pipette tip (Gel loading) | Fisherbrand | 02-707-139 | Administering the drug |
| Platform for restraining (inclined plane) | Animal care facility | Dispensed from Animal care facility | Wired roof of mice cage can be used |
| 3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) | 3M, St. Paul, MN, USA | 1530-2 | |
| Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) | BD Franklin Lakes, NJ , USA | NBD2515 | Administering the drug |
| Xylazine | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | For sedation |
References
- Prakash, Y. S. Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic. , Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020).
- Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
- Pinkerton, K. E., Crapo, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. Witschi, H., Brain, J. D. 95, Springer, Berlin. 259-285 (1985).
- Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
- Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
- Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), Baltimore, Md. 1438-1448 (2007).
- Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton's jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
- Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
- Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
- Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
- Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, Pt 12 1415-1427 (2010).
- Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
- Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
- Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
- Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
- Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
- Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
- Chen, C. -M., Chen, Y. -J., Huang, Z. -H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
- Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), New York, N.Y. 1146 (1981).
- Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
- Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
- Kim, J. -S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
- Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
- Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
- Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
- Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
- Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).
