Summary
我们提出在行为自由的老鼠中生成急性和慢性抽搐表达实验模型的协议。模型基于纹状管管植入和随后的GABAA 拮抗剂应用。急性模型使用瞬时注射，而慢性模型则通过皮下植入的迷你渗透泵使用长时间输液。
Abstract
运动抽搐是突然，快速，反复的运动，是图雷特综合征和其他抽搐障碍的关键症状。抽搐一代的病理生理学与基底结节的异常抑制有关，特别是其主要输入结构，纹状体。在啮齿动物和非人类灵长类动物的动物模型中，GABAA 拮抗剂（如双胆碱和皮罗毒素）在纹状体的运动部位的局部应用会导致局部抑制，导致运动抽搐的表达。
在这里，我们介绍了大鼠运动抽搐的急性和慢性模型。在急性模型中，通过植入背纹状体的管状管进行双库线微注射，可引起持续长达一小时的短时间抽搐的表达。慢性模型是一种替代方法，通过亚皮下微渗透泵连续输注双核素，使tic表达延长到几天甚至几周的周期。
这些模型使整个皮质-基底神经通路能够研究tic代的行为和神经机制。这些模型支持植入额外的录音和刺激设备，除了注射罐，从而允许各种各样的用途，如电和光学刺激和电生理记录。每种方法都有不同的优点和缺点：急性模型能够比较运动运动特性和抽搐表达前、中、后相应的电生理变化，以及短期调节器对tic表达的影响。这种急性模型是简单的建立：然而，它仅限于很短的时间。慢性模型虽然更为复杂，但使长期研究抽搐动力学和行为对tic表达的影响变得可行。因此，实证查询的类型驱动了这两种互补的tic表达模型之间的选择。
Introduction
抽搐是图雷特综合征 （TS） 和其他抽搐障碍的决定性症状。Tics 被描述为突然、快速、反复的运动（运动抽搐），或发声（声乐抽搐）1。Tic 表达式通常在其时间（频率）2和空间（强度、身体位置）3个属性中波动，在多个时间尺度（小时、天、月和年）上波动。这些变化受到不同因素的影响，如环境特征4、5、行为状态6、7、自愿和临时抑制8。
虽然管理运动抽搐的神经元机制尚未完全了解，但越来越多的理论和实验研究为其性质提供了新的证据。目前，tic代的病理生理学被认为涉及皮质-基底神经带（CBG）环，特别是与纹状体的异常抑制有关，主要基底神经痛输入核10、11、12。先前对啮齿动物和灵长类动物的研究表明，纹状体可以不受不同GABAA拮抗剂的局部应用，如双库林和皮罗毒素13，14，15，16，17，18。这种药理干预导致在注射的逆向侧的瞬态运动抽搐表达，从而建立一个强大的急性模型的抽搐紊乱与面部和构造的有效性。急性模型易于诱导，使研究短期调制的影响成为可能，如电刺激和光学刺激与电生理和运动记录在抽搐表达之前、期间和之后。然而，急性模型仅限于注射后的短时间。基于急性模型，我们最近提出了一个长期模型的抽搐生成大鼠，利用长期，固定速率注入双核素纹状体通过皮下植入的迷你渗透泵19。此模型将抽搐表达的周期延长至多天/周。在很长一段时间内，双库林的不断释放使得可以检查各种因素的影响，如药理治疗和行为状态对tic表达。
在这里，我们提出在大鼠中产生急性和慢性抽搐表达模型的协议。作为特定研究问题的一个函数，协议允许对参数进行微调，包括单边和双边植入、抽搐部位（根据纹状体的同位素组织）18 和植入罐角（取决于其他植入设备的位置）。慢性模型中使用的方法部分基于商业产品，但具有适合 tic 模型的关键调整。本文详细介绍了定制这些 tic 模型所需的调整。
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Protocol
所有程序均由机构动物护理和使用委员会批准和监督，并遵守《国家实验室动物护理和使用卫生指南》和《巴伊兰大学研究中实验室动物使用和护理准则》。该议定书已得到卫生部实验室动物实验国家委员会的批准。
注：本协议使用雌性长埃文斯大鼠（急性和慢性模型）和雌性斯普拉格道利大鼠（急性模型）年龄3-10个月，280-350克。应仔细测试这些模型在其他菌株、重量或年龄中的实施情况，以检测不同的反应。
1. 急性模型
- 手术前准备
- 植入-管准备
注：植入管使局部双库线注射到纹状体中。- 切一个不锈钢，25 G（OD 0.02''，ID 0.015''）低管获得植入管（图1，设备#1）。使用旋转工具实现直边。管的长度取决于植入目标深度、管状植入的角度和最终的凝固帽高度。植入目标深度需要比最终注射目标高 2 毫米（0.079'），以防止组织损伤。
注：植入的最高物体决定了上限高度。 - 沙子和平滑植入管边缘，防止额外的力学摩擦到大脑。通过它插入一个30G（0.01''）针，以消除任何内部障碍物。
- 切一个不锈钢，25 G（OD 0.02''，ID 0.015''）低管获得植入管（图1，设备#1）。使用旋转工具实现直边。管的长度取决于植入目标深度、管状植入的角度和最终的凝固帽高度。植入目标深度需要比最终注射目标高 2 毫米（0.079'），以防止组织损伤。
- 虚拟准备
注：假人是放置在植入的管内的可拆卸内部导线。假人密封植入的管子，从而防止其阻碍。- 用旋转工具切割 0.013'的电线，制作假人。假人应比植入管长度长3毫米（0.118'），（图1，设备#2）。
- 将假人插入植入管，直到它到达终点。将多余的电线捏在管上，从而弯曲。弯曲的部分应与植入管齐平，以防止假人从植入的管中脱落，并防止大鼠将其移除。
- 喷油器准备
注：喷油器由柔性管和注射管（图1，设备#3）组成，可直接将双管注射到纹状体中。- 切一个70厘米（27.559''）柔性聚合物显微管（OD 0.06'，ID 0.02'）（图1，设备#3.1）。
注：柔性管的长度由实验笼和输液泵机位置之间的距离定义。它必须足够长的时间，使大鼠在注射期间自由运动，但不会太长，以避免老鼠纠缠在它（见图3A）。 - 切一个不锈钢，30 G（OD 0.012''，ID 0.007''）低管获得注射管（图1，设备#3.2）。使用旋转工具实现直边。它应测量5毫米（0.197'）比植入管长：2毫米（0.079'）长于植入的管子在大脑中达到最终注射目标，3毫米（0.118'）插入柔性管。
- 沙子和平滑注射罐的尖端，防止额外的机械摩擦到大脑。插入直径为 0.005'的导线，以验证其是否畅通无阻。
- 将3毫米（0.118'）的注射管插入柔性管中，粘合它们之间的关节，以获得喷油器。使用氰丙烯酸酯 （CA） 胶水和 CA 加速器。
- 在注射器上安装一个装有25G针（0.018'）的注射器，然后清洗干净。这确保了从注射罐中流出的流动方向是直的和毫不费力的。关键是，如果流量不直，请使用 30 G （OD 0.01'） 针尖去除任何障碍物并放大注射罐孔，并重新验证流量。
- 切一个70厘米（27.559''）柔性聚合物显微管（OD 0.06'，ID 0.02'）（图1，设备#3.1）。
- 坎努拉持有人准备
注：管架连接到立体氧化臂，并在植入过程中持有植入管。管架由管架底座和管架铅组成，粘在一起（图1，设备#4）。在植入过程中，管持有人基座连接到立体氧化臂上，而管持有人铅连接到植入罐。- 坎努拉支架底座：切割 10 厘米（3.947'）不锈钢，22 G （OD 0.028''， ID 0.017'） 低管 （图 1，设备#4.1）.
- 坎努拉保持器铅：将 0.013'的电线切割为长度为 3 mm （0.118''）， 比所需的植入罐长 （图 1， 设备#4.2）.
- 使用 CA 胶水和 CA 加速器将管持有人引线插入管持有人底座并粘合它们之间的接头。铅应比植入管短1毫米（0.039'），以避免植入过程中的组织损伤。
- 双库库林制备：在生理盐水或人工脑脊液（ACSF）中溶解双库素甲硫化物，最终浓度为1微克/微升。将溶解的双管线分成 1 mL 注射器，用铝箔盖住，并在 -20 °C 下冻结，直到需要为止。必要时，在使用前解冻注射器。
- 植入-管准备
- 手术
- 通过将大鼠放入设计室并以0.5-1 L/min的速度提供4-5%的异氟烷与氧气混合，诱导初始麻醉。然后，将大鼠肌肉内（IM或IP）与氯胺酮和锡拉津（分别为100和10毫克/千克）混合物注射。
- 用电动剪子剃老鼠的头。
- 把利多卡因凝胶放在老鼠的耳朵里。把石油果冻放在老鼠的眼睛上，以防止角膜干燥和创伤。
- 使用耳栏和牙栏将大鼠固定在立体定型框架中。
- 用碘来擦拭老鼠的头皮，然后用酒精擦拭以消毒区域。沿着所需的切口线渗透，皮下 （SC） 的 0.5 - 1% 利多卡因溶液。使用手术刀刀片，沿着头皮切口。
- 将筋膜拉向边缘以打开手术区域。
- 使用无菌盐水清洁头骨，使用棉签。出血时，使用烧灼剂烧灼血液毛细血管。随着时间的推移，这一步骤对于上限稳定性至关重要。
- 用四个弯曲的止音器（两个前部，两个后部）夹住筋膜，以扩大手术部位。
- 测量布雷格玛和兰姆达坐标。将两个点的多索文特尔 （DV） 坐标调平，以便它们在 100 μm 的范围内。
- 使用立体氧化装置，测量和标记感兴趣的区域的坐标和要植入的锚螺钉。前肢区域抽搐感应的直植入管坐标为：AP： +1 至 +1.5，mL： ±2.5，DV： 3;后肢区域： -0.4 至 -0.5， mL： ±3.5， DV：318，20.
注意：如果植入多个防止直接植入管的设备，请相应更改管植入的角度及其坐标（前肢坐标：AP： +2.7，mL： ±2.5，DV： 3，角度 15° 从前到后）。 - 在显微镜下钻头骨上的洞。使用牙科钻机与1/4-1/2位大小的碳化物圆毛刺。为了尽量减少脑损伤的风险，根据钻头技能调整钻头速度，避免任何机械压力。钻到大脑可见，约1毫米。用棉签吸收任何血液，用无菌盐水清洗。
注意：锚螺钉可以稳定盖子。确保螺丝位于两个半球和沿前后轴。 - 坎努拉植入
- 将锚螺钉拧入孔中。使用不锈钢#0 x 1/8 大小的螺丝。
注：锚螺杆的数量取决于植入设备的总数。地面螺丝（如电气记录或电刺激）应到达大脑表面。 - 将管架连接到立体声臂上。
- 将植入管滑动到管架上。慢慢地将植入管放置在孔上方，直到它到达大脑。
- 从大脑表面开始测量 DV 坐标。将植入管降低到植入目标。用棉签吸收从洞里流出的任何血液，用无菌盐水清洗，然后彻底干燥。
- 用凝胶胶将植入的管状管粘在头骨上。等到干燥。
- 沿着植入的管子涂抹牙科水泥，将其附着在头骨上。留下 2 毫米 （0.079'） 从上端延伸， 以启用虚拟插入。等到干燥。
注意：不要在罐架上放水泥。 - 抬起管架，将植入的管具留在原位。
- 将假人插入植入的管内。
- 植入所有其他设备，如记录阵列、光纤、刺激电极等。将牙水泥涂抹在头骨的其余部分，覆盖所有植入物。
- 注射3mL室温林格溶液和卡洛芬5毫克/千克SC21。
- 监视老鼠，直到它恢复知觉（动物是直立的，控制它的气道，没有渴望的危险）。将老鼠送回其家笼，以便完全康复。
- 将锚螺钉拧入孔中。使用不锈钢#0 x 1/8 大小的螺丝。
- 微投影
注：在注射过程中，必须验证双核素的流动是否完好无损。这可以通过让喷油器中形成小气泡并监测其运动来实现。喷油器的剩余体积可能充满盐水，因此不会浪费双库林。- 将注射器连接到带有 25 G 针头（OD 0.018'）的双库线注射器上。填充喷油器的 ±1/3-1/2，并取出注射器，从而形成一个小气泡。
- 将注射器连接到装有 25 G 针（OD 0.018'）的无菌盐水填充注射器上。填充喷油器，直到双库线到达终点，从中拿出一小滴。
- 取出 10 μL 精密玻璃微注射器的柱塞。
- 切开并连接到精密玻璃微注射器上，并附上短柔性聚合物管（约 3 厘米，1.181'）。
- 将短柔性管的另一端连接到装满无菌水的 1 mL 注射器 25 G 针（OD 0.018'）。
- 通过短柔性管将水注入精密玻璃微注射器，直到水从管子里流出。断开短柔性管。
- 重新插入柱塞，直到达到精密玻璃微注射器上的 ~7 μL 标记。
- 将精密玻璃微注射器插入输液泵机的预定槽中。
- 将喷油器连接到精密玻璃微注射器上，并将设置配置为 0.35 μL/min，总体积为 0.35 μL。
- 在喷油器尖端下放一个纸巾。标记喷油器上的气泡位置，启动输液泵机并验证双核素掉落是否出现。注射后，再次标记气泡位置。
注：两个标记之间的差异与实验注射期间所需的差异相对应。 - 把老鼠关在实验笼子里，把假人取走。
- 将喷油器插入植入的管内，直至末端（见图3A）。
- 启动输液泵机。验证气泡是否在移动。启动秒表以跟踪抽搐启动和终止时间。
- 注射后一分钟，取出喷油器，慢慢重新插入假人。
注意：注射后插入假人将双管线推入注射目标。
- 注射后
- 将喷油器与精密玻璃微注射器断开。
- 使用充满空气的注射器从喷油器中洗出剩余的溶液。用无菌水清洁喷油器，然后通过喷油器注入空气排干喷油器。
- 将精密玻璃微注射器与输液泵机分离，用无菌水清洁。
2. 慢性模型
- 手术前准备
- 坎努拉指南准备
注：管导是输液管的一部分，用于在植入过程中将输液管连接到输液管持有人。- 切割 12 毫米（0.472'） 不锈钢，25 G （OD 0.02'， ID 0.015'） 下管获得管导管 （图 2，设备#1）.使用旋转工具实现直边。
- 准备步骤 1.1.4 中描述的管子持有人。将管架插入导管，以验证其是否正确连接并将其移除。
- 输液-坎努拉制备
注：输液管也是输液管的一部分。它被植入纹状体的最终目标，并允许双库林的焦点输注。- 切割不锈钢，30 G（OD 0.012'，ID 0.007'）下管获得输液管。使用旋转工具实现直边。总输液-管长是所需的植入深度加安全系数的总和（+1-2毫米， 0.039'-0.079'），输液-坎努拉弯曲部分（2毫米，0.079'），与管导重叠（3毫米，0.118'），水平部分（4毫米，0.157'）（图2，设备#2）。
注：与急性模型不同，植入深度等于最终输液目标。 - 将直径为 0.005'的导线插入输液管中，并在预期位置将其弯曲为 L 形。垂直部分对应于所需的植入深度加 4-5 mm（0.157'-0.197'），水平部分为 4 mm（0.157'）长。
注意：内线的插入可防止弯曲过程中对管子的阻塞。
- 切割不锈钢，30 G（OD 0.012'，ID 0.007'）下管获得输液管。使用旋转工具实现直边。总输液-管长是所需的植入深度加安全系数的总和（+1-2毫米， 0.039'-0.079'），输液-坎努拉弯曲部分（2毫米，0.079'），与管导重叠（3毫米，0.118'），水平部分（4毫米，0.157'）（图2，设备#2）。
- 灵活导管管制备
注：它也是输液管的一个组成部分。它通过管子适配器将输液罐与迷你渗透泵连接起来。- 切割 8 厘米（3.149'）聚乙烯 （PE） -10 管 （ID 0.011'， OD 0.025'） （图 2，设备#3）.
注：导管的长度由植入目标和泵位置之间的距离决定，允许大鼠头部和颈部自由移动（见图3B）。
- 切割 8 厘米（3.149'）聚乙烯 （PE） -10 管 （ID 0.011'， OD 0.025'） （图 2，设备#3）.
- 输液管的组装
注：输液管将双核素从微型渗透泵输送到大脑。它由导管、输液管、柔性导管管、管子适配器和流-主持人（图2）组成。- 从输液管中取出内线。检查显微镜下的管子，以确保其边缘两侧是开阔和清洁的：如果没有，请使用30 G（OD 0.01'）针打开它。
- 使用 CA 胶水和 CA 加速器将管导胶粘在输液管的垂直部分，靠近弯曲部分，在 3 毫米（0.118''） 重叠处。
- 将输液管的水平部分插入柔性导管管中。重叠应至少为 2 毫米（0.079'）。
- 弹出泵流式版的半透明盖。这将揭示短不锈钢管（图2，设备#5.1）。
注：流式版是迷你渗透泵套件的一部分。它由半透明的帽子、短的管子部分、白色法兰和长管部分组成。长管部分插入迷你渗透泵中，短管部分通过管子适配器连接到导管管。 - 将管子适配器（图2，设备#4）浸入70%的酒精中。等待几分钟，让材料膨胀。
- 将管子适配器连接到流式版主的短管部分，直到它接触到白色法兰（图2，设备#5.2）。管子适配器会在空气中收缩，形成紧密的密封连接。
- 将柔性导管管插入管适配器的开端，直到它触及流-插管的短管部分。
- 使用夹架握住长管部分（图 2，设备#5.3），粘合所有连接。连接是管适配器和白色法兰，管适配器和灵活导管管之间，最后是柔性导管管和输液管的水平部分。等待几个小时，直到胶水完全干燥（取决于胶水类型）。
注意：使用 PE 兼容胶粘剂以防止连接松动。 - 使用带有 27 G （0.014'） 钝针的注射器，通过输液管的长管部分注入无菌水。验证水是否通过输液管流过。通过输液管注入空气以排干水。
- 迷你渗透泵的引精
注：启动是一个启动程序，使泵能够在植入后立即开始输液。- 在体温下将加热浴缸装满水（+37 °C）。用无菌盐水填充小烧嘴，放在加热浴缸中。
- 用纸巾包裹迷你渗透泵，然后使用夹架支架垂直固定，开口朝上。
- 使用 27 G （0.014'） 钝针注射器将泵装满 ACSF。在取出注射器的同时，继续注射ACSF以防止空气进入。ACSF 气泡将出现在泵的孔径中。
注：最初的ACSF输液使大鼠在诱导抽搐之前能够完全从手术中恢复过来。可选地，双管线填充泵可以在初级手术期间植入，以避免以下泵更换，但它不是最佳19。 - 将注射器，27 G （0.014''） 钝针连接到输液管的长管部分，并通过它注射ACSF。在取出注射器的同时，继续注射ACSF，以防止空气进入。ACSF 气泡将出现在长管部分。
- 将长管部分插入泵中，气泡冒泡。ACSF 气泡应出现在输液管的顶端。
- 将泵放在烧嘴中。在泵植入前，将泵连接到输液管上至少 4-6 小时（在 +37 °C）处。确保只有泵与盐水接触。
- 泵植入手术
- 根据麻醉协议对大鼠进行麻醉。请参阅步骤 1.2.1。
- 用电动剪子剃掉老鼠的头和背部，稍微后部到肩骨。
- 执行手术中的基本步骤，如步骤 1.2.3-1.2.11 中所述。切口应沿头皮一直到腹骨。
- 在高压灭菌器中消毒大型恒温器（长约 14 厘米，5.512'）。通过切口插入止气器，通过中叶线交替打开和关闭大鼠背部的皮下口袋。
注意：口袋应该足够大，可以容纳泵，并允许它稍微移动。
- 迷你渗透泵和输液管植入
- 将管架连接到立体氧化臂上，并将其置于所需的位置进行植入。
- 将泵从加热浴缸中取出，放在用纸巾覆盖的老鼠背上。
- 将输液管的管子导管滑动到管子上。
- 用恒温器握住泵，轻轻插入皮下口袋。
- 植入锚螺丝。
注意：插入泵后植入锚螺丝，避免口袋开口堵塞，并在管内植入前避免管状位移。 - 将输液管植入目标，并用凝胶胶粘在头骨上。等到干燥。前肢抽搐感应的坐标是： Ap： +1 到 +1.5， ml： ±2.5， Dv： 5 。
- 沿输液管涂抹牙科水泥，将其固定在头骨上。等到干燥。
- 抬起将植入的管具留在原位的管架。
- 植入所有其他设备。将牙水泥涂抹在头骨的其余部分，覆盖所有植入物。在皮下口袋中保持足够的柔性导管管，使大鼠能够自由活动。
注意：确保头骨和口袋开口之间没有暴露区域，导管不会弯曲。 - 最后完成手术，详细步骤 1.2.12.10-1.2.12.11。
- 坎努拉指南准备
- 泵置换手术
注：每个迷你渗透泵类型都有其自己的预定输液期。因此，泵更换手术应在到期日期之前进行。- 手术前准备
- 重复步骤 2.1.5.1-2.1.5.2。
- 使用 27 G （0.014'） 钝针注射器将泵装满双管线。在取出注射器的同时，继续注射双管素，以防止空气进入。
- 将流式版（连接到其半透明盖）插入泵内。
- 将泵放在烧嘴中。在更换泵之前，泵至少调高 4-6 小时（在 +37 °C）。
- 手术
- 麻醉大鼠（见步骤1.2.1.1），并使用电动剪子剃它的背部。
- 用碘来擦拭老鼠的背部，然后用酒精擦拭来消毒这个区域。通过 0.5-1% 利多卡因溶液 （SC） 沿着所需的切口线渗透。
- 在植入泵上方的皮肤上切口。用室温 ACSF 清洗口袋，用纱布垫晾干。使用自封的一次性窗帘覆盖切口附近的区域。
- 使用恒温器将充满 ACSF 的泵从流式放流器中分离出来并丢弃。
- 从加热浴缸中取出充满双管线的泵。从充满双库线的泵中分离并丢弃流式版。
- 轻轻地将充满双管线的泵连接到植入的流式版主上。避免接触周围皮肤。
注意：应快速执行步骤 2.2.2.4-2.2.6 以防止气泡。然而，泵应缓慢插入，以防止双库线迅速进入大脑。 - 使用钳子将切口的两个边缘紧密地压在一起。用组织粘合剂粘合切口线。作为替代方案，使用缝合线关闭切口。
- 用碘痘擦拭区域，并按步骤 1.2.12.10-1.2.12.11 详细完成手术。
- 手术前准备
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Representative Results
上图介绍了为大鼠的抽搐诱导生成急性和慢性模型的协议。协议涵盖手术和实验的充分准备（图1 为急性模型， 图2 为慢性模型）。将双库林应用于纹状体的运动区域，导致持续运动抽搐的表达。Tics 出现在应用的对流侧，其特征是短暂且重复的肌肉收缩。双腹线应用于纹状体的前部位后，抽搐通常表现在大鼠的前肢、头部和/或下颚，而在注射后，抽搐在后肢18中表达。在急性模型（图3A）中，双库线微注射后开始出现几分钟，持续几十分钟，最终衰变并停止18。在慢性模型（图3B）中，抽搐通常在双库线填充泵植入19后的第一天开始出现。提克在白天波动，在安静的觉醒状态19中最明显。根据迷你渗透泵的类型，Tic 表达在多天和长达几周的时间内仍然持续。
通过同时录制视频、运动传感器和神经活动15、19、22，可以监测和量化Tic表达。运动抽搐具有定型运动特征，可以在加速度计和陀螺仪信号（图4）中检测到，从而能够测量其频率和强度。由于出现大振幅 LFP 瞬时峰值15 （图 4），因此还可以使用整个 CBG 路径的本地场域电位 （LFP） 信号评估 Tic 正时。我们之前的作品15、18、19、22、23详细描述了这里介绍的结果以及急性和慢性模型的其他实施情况。啮齿动物和非人类灵长类动物的纹状抑制模型复制了图雷特综合征中抽搐表达的关键特性，以及涉及运动15、18和声乐24抽搐及其表达的其他抽搐障碍的关键特性，这些疾病在不同的行为、环境和药理干预22、25、26之后。然而，现有的发现只是冰山一角的复杂表现的抽搐障碍。 我们相信，该模型将支持对各种此类因素的研究，从环境影响，如感官输入，行为效应，如并发动作性能和临床效果，如对不同治疗的反应。
图1：急性模型中使用的定制设备的示意图表示。（1） 长期植入纹状体的植入性管。（2） 假人，一种可移动的内线，用于密封植入的管子。（3） 喷油器由 （3.1） 柔性管和 （3.2） 注射管组成，用于将双库线急性输送到纹状体中。（4） 由 （4.1） 碱基和 （4.2） 铅组成的坎努拉支架用于在植入过程中持有植入管。 请单击此处查看此图的较大版本。
图2：慢性模型中使用的定制设备和微型渗透泵的原理图表示。（1） 在植入过程中，使用坎努拉指南来保存输液罐。（2） 输液管长期植入纹状体。（3） 灵活的导管管将输液管连接到微型渗透泵。（4） 管适配器将柔性导管管连接到流式版主。（5） 流式版由 （5.1） 短管部分、（5.2） 白色法兰和 （5.3） 长管部分组成。 请单击此处查看此图的较大版本。
图3：实验设置的示意图表示。在急性模型中，使用泵输液机（A）注射双管线后诱导抽搐。在慢性模型中，通过通过小型渗透泵植入（B）长期输注双核素来实现持续抽搐。 请单击此处查看此图的较大版本。
图4：运动和神经生理记录同步信号示例。在抽搐表达过程中，来自主运动皮层的加速度计、陀螺仪和相应的LFP。破折号灰色线：LFP 信号检测到的抽搐发病时间。 请单击此处查看此图的较大版本。
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Discussion
在这份手稿中，我们详细介绍了在行为自由的老鼠中进行抽搐诱导的急性和慢性模型的协议。这些协议描述了所有组件的准备、手术和实验过程，这些部件可以适应定制以满足特定研究需求。这些模型的主要原理是将双库林直接局部应用到纹状体的运动区域，已知在10、11、12等病理生理学中起着关键作用。在这两种型号中，双核素通过定制植入的罐头素输送到目标。特定的管状植入目标取决于tic表达所需的身体位置。纹状体是索马托组织27，28，29，30。将双曲素应用到其前部导致前肢、下颚和头部的抽搐表达，而其应用于后部导致后肢抽搐18。此外，应用于心室纹状体（核积苯-31）会导致多动31。这些模型使两个半球和两个纹状靶点都能同时植入罐头，以产生双边症状。这种方法不仅适用于抽搐表达模型，而且适用于其他需要注射神经活性化合物的神经科学模型。
在急性模型中，我们建议将管状物植入注射目标上方 2 mm （0.079''）， 以防止组织对目标区域造成损伤。为了尽量减少注射管的后续损伤，我们使用一个薄的 30 G 管来达到最终目标。请注意，多次注射到同一目标最终会导致组织坏死从机械应激，这将导致减少抽搐表达。一种可能的解决方案是在随后的注射过程中将喷油器插入更深的目标，只要它们保持在纹状体的运动区域本地化。这种组织坏死不会发生在慢性模型中，因为双库线输液是通过静态直接植入输液罐到纹状靶点进行。为了尽量减少慢性输液-管植入的潜在组织损伤，我们还使用了30G管。但是，要通过柔性导管管将输液管连接到流管，我们需要使用管适配器，从而在此过程中产生潜在的故障点。较厚的柔性导管管可用于适应流导管，导致更大的输液管对组织造成较大损伤的合理成本。
过去10年的持续研究使我们能够定义双核素15、18、22、23的具体浓度和递送率，从而产生可观察到的tic表达行为现象。偏离这些值，以更高的体积，浓度或注射率，可能会导致偶发性癫痫发作15，18，32和单边旋转的老鼠。较低的浓度会导致更微妙、更难以察觉的抽搐，在较短的时间内表达。在慢性模型中，整个期间没有观察到癫痫发作：然而，在双库线填充泵植入后的第一天观察到广泛的抽搐表达和单向旋转倾向，在第二天稳定下来。这与脑部手术后的恢复相结合，会干扰动物的舒适程度和健康。为了将恢复期与抽搐表达分离，我们建议在19日植入一个充满ACSF的泵。此期间的 ACSF 输液也可用于在抽搐感应前进行控制实验。在急性模型中也可以进行控制实验，利用ACSF注射18，33。
急性和慢性模型都可用于研究tic表达的运动特征和神经相关性。Tics 可以通过逐帧离线视频分析来识别，但是，这既费时又不太准确。更敏感的评估方法包括电密图（EMG）和运动传感器（加速度计和陀螺仪）（图4）。为此，运动装置需要位于身体的tic表达部位附近，以便进行准确的运动评估。在整个CBG通路（图4）中，神经生理记录可以捕捉到抽搐表达的神经相关性。在考虑植入其他录音设备时，需要仔细规划其大脑内外的位置，以防止对注射的干扰。
实验查询的性质应决定tic表达模型的选择。急性模型简单易于实现。多个瞬时注射可以在相对较长的时间内进行，可以在几个大脑区域同时运行，并实现控制和实验的结合。慢性模型更为复杂，需要每天监测大鼠的健康状况。然而，持续和长期的双库林应用提供了机会，以解决抽搐表达的动态及其调制随着时间的推移。
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Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
这项研究部分得到了以色列科学基金会（ISF）赠款（297/18）的支持。作者感谢M.布朗菲尔德建立急性啮齿动物模型和M.以色列什维利的评论。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anchor screws | Micro Fasteners | SMPPS0002 | #0 x 1/8 - Pan Head Sheet Metal Screws |
| Bicuculline methiodide | Sigma Aldrich | 14343 | |
| Cyanoacrylate (CA) accelerator | Zap | PT29 | |
| Cyanoacrylate (CA) glue | BSI | IC-2000 | This glue was found to be stronger than others |
| Dental cement | Coltene | H00322 | Hygenic Perm Repair Material Reline Resin Self Cure |
| Glue gel | Loctite | Ultra Gel Control | |
| Hemostat | WPI | 501242 | Any hemostat sized approximately 14 cm would be sufficient |
| Hypo-tube, extra-thin wall 25G | Component supply company | HTX-25X | |
| Hypo-tube, regular wall 22G | Component supply company | HTX-22R | |
| Hypo-tube, regular wall 30G | Component supply company | HTX-30R | |
| Infusion pump machine | New Era Pump Systems | NE-1000 | |
| Mini-osmotic pump | ALZET | 2001 | 1.0µl per hour, 7 days |
| PE compatible adhesive | CEYS | Special difficult plastics (suitable for PE) | |
| PE-10 Catheter Tubing | ALZET | PE-10 | ID = 0.28mm, OD = 0.61mm |
| Precision glass microsyringe, 10µl | Hamilton | 80065 | 1701 RNR 10µl syr (22s/51/3) |
| Tissue adhesive | 3M | 1469Sb | Vetbond |
| Tubing-adapter | CMA | 3409500 | |
| Tygon micro bore tubing, 0.02 inch ID * 0.06 OD | Component supply company | TND80-020 | |
| Wire 0.005-inch | Component supply company | GWX-0050 | |
| Wire 0.013-inch | Component supply company | GWX-0130 |
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