Summary
Lymfoedeem is zwelling van de extremiteit veroorzaakt door lymfatische disfunctie. We beschrijven een chronisch muizenstaartmodel van lymfoedeem en het nieuwe gebruik van weefselnanotransfectietechnologie (TNT) voor genetische ladingafgifte aan de staart.
Abstract
Lymfoedeem is zwelling van de extremiteit veroorzaakt door lymfatische disfunctie. De aangedane ledemaat vergroot door ophoping van vocht, vetweefsel en fibrose. Er is geen remedie voor deze ziekte. Een muisstaartmodel dat een focale huidexcisie van volledige dikte gebruikt in de buurt van de basis van de staart, resulterend in staartzwelling, is gebruikt om lymfoedeem te bestuderen. Dit model kan echter resulteren in vasculaire omvattende en daaruit voortvloeiende staartnecrose en vroege staartzwelling, waardoor de klinische vertaalbaarheid ervan wordt beperkt. Het chronische murinestaartlymfedeemmodel induceert aanhoudend lymfoedeem gedurende 15 weken en een betrouwbare perfusie aan de staart. Verbeteringen van het traditionele murinestaartlymfedeemmodel omvatten 1) nauwkeurige excisie van volledige dikte en lymfatisch knippen met behulp van een chirurgische microscoop, 2) bevestiging van postoperatieve arteriële en veneuze perfusie met behulp van laserspikkel met hoge resolutie, en 3) functionele beoordeling met behulp van indocyaninegroene nabij-infraroodlaserlymfangiografie. We gebruiken ook weefsel nanotransfectietechnologie (TNT) voor nieuwe niet-virale, transcutane, focale levering van genetische lading aan de muizenstaart vasculatuur.
Introduction
Lymfoedeem is zwelling van de extremiteit veroorzaakt door lymfatische disfunctie. De aangedane ledemaat vergroot door de ophoping van vocht, vet en fibrose1. Lymfoedeem treft wereldwijd 250 miljoen mensen2,3,4. Geschat wordt dat 20-40% van de patiënten die een behandeling ondergaan voor solide maligniteiten, zoals borstkanker, melanoom, gynaecologische / urologische tumoren of sarcomen, lymfoedeem ontwikkelen2,4,5. Morbiditeit van lymfoedeem omvat terugkerende infecties, pijn en misvorming6. Er is geen remedie voor deze progressieve, levenslange ziekte. De huidige therapieën zijn variaby effectief7 en omvatten compressie, volledige decongestieve therapie door fysiotherapeuten, excisieprocedures en microchirurgische operaties, waaronder gevasculariseerde lymfeklieroverdracht en lymfooveneuze bypass7,8,9,10,11,12,13,14. De ideale behandeling voor lymfoedeem moet nog worden ontdekt.
Het bestuderen van het mechanisme en de therapie van lymfoedeem is beperkt. Er is een gemiddeld vertraagd begin van een jaar na het lymfeletsel15,16 en de meeste personen die iatrogene belediging ervaren met bestraling en chirurgie ontwikkelen geen lymfoedeem4,6,17. Hoewel grote diermodellen, waaronder honden, schapen en varkens, zijn beschreven18,19,20,is het muisstaartmodel het meest toegepast vanwege gemak, kosten en reproduceerbaarheid. Muismodellen voor het onderzoeken van lymfoedeem omvatten een staartmodel, diptheria-toxine gemedieerde lymfatische ablatie en okselachtige of popliteale lymfeklierdissectie21,22,23,24,25,26. De meeste staartmodellen gebruiken een focale, volledige dikte huidexcisie met lymfatische kanaalknipsel die wordt uitgevoerd in de buurt van de basis van destaart 22, wat resulteert in staartzwelling en histologische kenmerken vergelijkbaar met menselijk lymfoedeem24,27,28,29. Het standaard muizenstaartmodel verdwijnt echter meestal spontaan in slechts 20 dagen en gaat gepaard met periodieke staartnecrose30. Het lymfoedeem muisstaartmodel verlengt een aanhoudend lymfoedeem na 15 weken, toont bevestigde arteriële en veneuze doorgankelijkheid en maakt functionele lymfatische disfunctiebeoordeling mogelijk.
Een muizenstaartmodel van lymfoedeem maakt het mogelijk om nieuwe therapieën te evalueren om lymfoedeem te behandelen. Gengebaseerde strategieën zijn gebruikt in het muismodel gemedieerd door virale vectoren31,32. We gebruiken ook een nieuwe weefsel nanotransfectietechnologie (TNT) voor genetische ladingafgifte aan de lymfoedemateuze muizenstaart. TNT faciliteert directe, transcutane genafgifte met behulp van een chip met nanokanalen in een snel gericht elektrisch veld33,34,35,36. Het model omvat het gebruik van TNT2.0 om focale genafgifte van potentiële gengebaseerde therapeutica aan de lymfatische verwondingsplaats van de muizenstaart mogelijk te maken35.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Het protocol volgt de richtlijnen van de ethische commissie voor dieronderzoek van de instelling. Alle dierproeven werden goedgekeurd door de Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee. Dieren werden gehuisvest onder een 12-uur durende licht-donker cyclus met voedsel en water ad libitum.
1. Chirurgische verstoring van de lymfevaten van de muizenstaart
- Gebruik acht weken oude C57BL/6 muizen met een gelijke geslachtsverdeling.
- Plaats een muis onder algemene anesthesie in een inductiekamer met 3-4% isofluraan in 100% zuurstof gevolgd door onderhoudssedatie bij 1-3% tijdens de procedure.
- Dien 0,5 mg/kg buprenorfine subcutaan met aanhoudende afgifte (SR) toe voor pijnbestrijding.
OPMERKING: Aanvullende pijnstillende geneesmiddelen die post-op worden toegediend: Carprofen eenmaal per 24 uur gedurende ten minste 48 uur en Bupivacaïne eenmaal nadat de incisie is gemaakt of vóór het sluiten van de incisie, aangebracht door op huidranden te druppelen (duurt maximaal 4 - 6 uur). - Plaats de muis dorsaal en prep de staart met 70% isopropylalcohol.
- Meet de staartdiameter voorafgaand aan de procedure in stappen van 5 mm vanaf 20 mm vanaf de basis van de staart met behulp van een remklauw. Deze metingen zullen worden gebruikt om het volume te berekenen met behulp van de afgeknotte kegelvergelijking37.
- Markeer een omtrekexcisie van 3 mm op de staart op 20 mm van de basis.
- Voer een zorgvuldige huidexcisie van 3 mm uit met een steriel chirurgisch mes (maat 15), waarbij alle onderliggende vasculatuur intact blijft onder chirurgische microscopische vergroting. Insneden het superieure omtrekmerk (20 mm vanaf de staartbasis) eerst door de dermis, gevolgd door een omtrekkende incisie van volledige dikte 3 mm uit de verbinding tot de eerste incisie.
- Maak een loodrechte verticale incisie van volledige dikte om de twee incisies met elkaar te verbinden. Gebruik een getande fijne pick-up om een voorrand vast te pakken en gebruik microscisors om zorgvuldig diep in het avasculaire vlak naar de dermis en oppervlakkig naar de ader adventitia te ontleden.
- Injecteer 0,1 ml isosulfanblauw (1%) subcutaan proximaal tot de punt van de staart.
- Identificeer de twee lymfekanalen naast de laterale staartaderen onder de chirurgische microscoop. De lymfevaten zullen blauw lijken vanwege isosulfan injectie. Transect de lymfevaten met behulp van een rechte microchirurgische schaar. Gebruik de schaar om zorgvuldig een vlak tussen de laterale ader en de lymfe te ontleden. Passeer vervolgens de punt van een schaarblad tussen het lymfevat en de laterale ader en sluit de messen om het lymfevat te transecteren.
- Kleed de staartwond aan met een steriel hechtend helder verband. Controleer post-op incisies dagelijks om ervoor te zorgen dat ze niet geïnfecteerd of bloedend zijn en bied wondverzorging gedurende 2 weken.
- Huisvest de dieren afzonderlijk om verder letsel aan de staart te voorkomen en om te voorkomen dat de dieren elkaar bijten, wat zou leiden tot chirurgische complicaties.
2. Staart vasculaire beoordeling met laser spikkel contrast beeldvorming
- Verdoof de muis zoals in stap 1.2.
- Als u laserspikkelcontrastafbeeldingen wilt gebruiken om de vasculariteit van de staart te visualiseren, stelt u de breedte in op 0,8 cm, de hoogte op 1,8 cm, de puntdichtheid op hoog, de framesnelheid op 44 afbeeldingen / seconde, de tijd op 30 seconden en de kleurenfoto op 1 per 10 seconden.
- Evalueer de veneuze en arteriële perfusie op doorgankelijkheid. Kwalitatief moet de continuïteit van de stroom worden gevisualiseerd.
3. Functionele lymfatische evaluatie met nabij-infrarood laserangiografie
- Verdoving het dier zoals in stap 1.2
- Reconstitueer indocyaninegroen (ICG) (25 mg/10 ml) en dien 0,1 ml subcutaan toe in de distale muizenstaart in de buurt van de punt.
- Dim de kamerverlichting. Plaats nabij-infrarood laserangiografie in buffering-instelling gevolgd door live-opname.
4. Focale levering van nucleïnezuurlading aan muizenstaart met TNT
- Verdoven van het dier zoals in stap 1.2.
- Exfolieer de muizenstaart met behulp van actuele huid exfoliatie crème.
- Dompel de muizenstaart gedurende 5 minuten onder in collagenase-oplossing (10 mg/ml) bij 37 °C.
- Laad DNA in het TNT2.0 chipreservoir35.
- Plaats het TNT2.0 siliconen chipapparaat over de gewenste brandpuntsplaats van levering op de staart met nanonedles in contact met de staart.
- Plaats een positieve elektrische sonde in het reservoir. Bevestig de negatieve sonde aan een naald van 30 G en steek de naald subcutaan in de staart op de plaats van levering.
- Pas elektrische stimulatie van de blokgolfpuls toe (pulsen van 10 x 10 ms, 250 V, 10 mA).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De techniek voor het muizenstaartmodel voor aanhoudend lymfoedeem is weergegeven in figuur 1. De figuur toont de relevante anatomie van het muisstaartmodel. Figuur 2 toont de progressieve zwelling en aanhoudend persistant lymfoedeem in de muizenstaart na lymfoedeeminductie. Het muisstaartvolume, zoals berekend door de afgeknotte kegelvergelijking, piekt in week 4 en plateaus naar week 6 gevolgd door een geleidelijke verbetering die wordt voortgezet tot week 15. Staartvolume kan worden gebruikt als uitkomstvariabele om het effect van therapeutische interventies voor lymfoedeem in het model te beoordelen. In figuur 3kan een hoge resolutie laserspikkel voor de beoordeling van de doorgankelijkheid van de staartvasculatuur worden waargenomen. Dit voegt strengheid toe aan het model om ervoor te zorgen dat welling secundair is aan lymfatische disfunctie in plaats van veneuze verwonding. Het effect van interventies kan zich dan mogelijk vertalen naar lymfoedeembehandeling met meer vertrouwen. Figuur 4 toont een functionele lymfatische beoordeling uitgevoerd via nabij-infrarode laserlymfangiografie. Deze extra uitkomstvariabele zorgt voor een functioneel lymfatisch effect van interventies. Figuur 5 toont de focale afgifte van genetische lading transcutaan op de operatieplaats met behulp van weefselnanotransfectietechnologie (TNT2.0). TNT2.0 faciliteert point-of-care levering van potentiële kandidaat-gengebaseerde therapieën in dit lymfoedeemmodel.
Figuur 1: Muisstaartmodel voor aanhoudend lymfoedeem. (A) Een 3 mm brede huidexcisie over de volledige dikte wordt uitgevoerd op een muizenstaart op 20 mm van de basis onder de chirurgische micrscope. Er wordt voor gezorgd dat de vasculatuur behouden blijft. B)Een schema van de doorsnede van de muizenstaart. DV=dorsale ader, LV=laterale aderen, A=ventrale caudale slagader, CV=staartwervel, T=pees en spier, gele pijlen tonen de lymfevaten. (C)Na toediening van isosulfanblauw in de staartpunt om de lymfevaten te lokaliseren, vertonen de lymfevaten (gele pijl) een blauwe kleur. De lymfevaten worden verstoord met behoud van de aangrenzende laterale aderen (witte pijl). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Progressieve zwelling van het muisstaartlymfedeemmodel. (A) Na volledige huidexcisie en lymfatische transsectie vertoont de muizenstaart progressieve zwelling die gedurende 15 weken aanhoudt. De beugel geeft 20 mm aan vanaf de basis van de staart tot het begin van de chirurgische huidexcisie van volledige dikte. (B-C) Kwantificering van de verandering in staartvolume gedurende 15 weken weergegeven als (B) staafdiagrammen, waarbij elke stip een dier vertegenwoordigt, n = 15, of als (C) lijngrafiek. Gegevens weergegeven als ± SEM. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Hoge resolutie laser spikkelcontrast beeldvorming om muisstaartperfusie in het lymfoedeem muisstaartmodel te bevestigen. Laser spikkel wordt gebruikt om de vasculatuur van de muisstaart postoperatief te beoordelen om zwelling van lymfatische etiologie te valideren en staartnecrose te minimaliseren. (A) Een muizenstaart met gewonde laterale aderen (zwarte pijl) gedetecteerd door laserspikkel. (B)Intacte laterale staartader (zwarte pijl) postlymfedeemchirurgie gedetecteerd door laserspikkel. (n=5) resolutie 0,02 mm; Kleurgecodeerde balk geeft perfusie aan (blauw: laag, rood: hoog) zoals gemeten in willekeurige relatieve eenheden. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Beoordeling van de lymfefunctie met behulp van nabij-infrarode laserlymfangioraphy in het muisstaartmodel. Indocyanine groen (ICG) geïnjecteerd in de punt van de muizenstaart lokaliseert naar de lymfevaten. Preoperatief zijn de lymfevaten intact langs de muizenstaart. Postoperatief is er geen ICG-transit buiten de operatieplaats, wat bevestigt dat zwelling wordt veroorzaakt door lymfatische disfunctie. Gele pijl geeft de basis van de staart aan. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Focale levering van genetische lading met behulp van weefselnanotransfectietechnologie (TNT). (A) Illustratie van TNT-bezorging. (B) Plasmiden worden in het TNT2.0 reservoir geladen. De positieve en negatieve elektrische sondes zijn bevestigd en een korte, blokgolfpuls elektrische stimulatie wordt geleverd (10 x 10 ms pulsen, 250 V, 10 mA), waardoor focale, niet-virale, transcutane transfectie wordt vergemakkelijkt. (C)Efficiëntie van genetische vrachtafgifte met TNT2.0 zoals waargenomen door fluoresceïne-amidiet (FAM) gelabelde DNA-afgifte aan de muizenstaart. Muizenstaarten werden twee dagen na tnt-behandeling gesegmenteerd en beoordeeld door fluorescentiemicroscopie. Witte stippellijnen geven het epitheel van de huid van muriene staart aan. Witte pijlen geven het FAM-gelabelde DNA aan. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Lymfoedeem wordt gecategoriseerd als een primaire (aangeboren) of secundaire (iatrogene lymfatische) verwonding38,39. Secundair lymfoedeem omvat 99% van de gevallen39. Secundair lymfoedeem wordt meestal veroorzaakt door infectie (filariasis) of post-oncologische behandeling met lymfadenectomie of straling4,39. Een translationeel diermodel is een uitdaging voor secundair lymfoedeem, omdat 70% van de dieren die worden behandeld met lymfadectomie en straling geen lymfoedeemkrijgen 2,16. Bovendien vertoont fenotypisch lymfoedeem een vertraagd begin (een jaar) postlymfatisch letsel. Het muisstaartmodel van lymfoedeem overwint deze obstakels, omdat alle muizen die focale staartlymfe-excisie ondergaan lymfoedeem vertonen binnen enkele dagen na de procedure21,23. Volledige dikte focale subcutane excisie wordt uitgevoerd onder visualisatie met de chirurgische microscoop, waardoor het weefselvlak tussen de staartaderen en de onderhuidse weefsels definitief kan worden geïdentificeerd en het behoud van bloedvaten wordt vergemakkelijkt. We hebben eerder het lymfekanaal geligeerd met nylon hechtdraad, maar omdat aanhoudend lymfoedeem alleen kan worden geïnduceerd met transsectie van het lymfekanaal, moet ligatie als onnodig worden beschouwd. De twee laterale lymfekanalen in de muizenstaart bevinden zich in de nabijheid van de laterale staartaderen. Histologisch vertoont de gezwollen staart ontsteking, intersitiele vochtretentie, vetafzetting en fibrose, vergelijkbaar met klinisch lymfoedeem24,27,28,40.
Een valkuil van dit model is het risico op letsel aan de laterale aderen en vasculatuur. Het uitvoeren van de procedure op volledige huidexcisie met behulp van loepvergroting kan leiden tot onbedoelde veneuze bloedingen tijdens dissectie. Zorgvuldige excisie onder hoge stereoscopische vergroting vergemakkelijkt een grotere precisie om binnen het vasculaire vlak tussen het vat adventitia en de subdermale laag te blijven. Een andere moeilijkheid is dat staartnecrose optreedt met een frequentie zo hoog als 30%30, omdat vaatletsel het risico op staartnecrose aanzienlijk verhoogt. Het model marginaliseert staartnecrose met (1) het gebruik van een chirurgische microscoop voor nauwgezette dissectie en (2) de bevestiging van vaatdoorgankelijkheid door laserspikkelbeeldvorming41. Als vasculair letsel wordt vastgesteld, moet het dier uit het onderzoek worden verwijderd. Andere onderzoekers hebben intracardiale microsfeerinjectie gebruikt om arteriële perfusie te beoordelen22. Laser spikkel beeldvorming maakt kwantificering van de bloedstroomkinetiek van aderen naast slagadersmogelijk 41. Deze minimaal invasieve techniek kan nauwkeurige microperfusiegegevens opleveren. 41
Het staartvolume wordt gebruikt als een fenotypische uitkomstvariabele van het model. Het beoordelen van de lymfefunctie van de staart in het model wordt ook gebruikt om het experimentele effect te beoordelen. We gebruiken nabij-infraroodlaserlymfangiografie om de lymfefunctie in de muizenstaart te evalueren. Dit visualiseert direct real-time lymfestroom in het levende dier. ICG-laserlymfangiografie wordt ook vaak klinisch gebruikt tijdens lymfatische microchirurgische threapeutische procedures zoals lymfooveneuze anastomose, dus het vertaalt zich goed10. Klinisch vergemakkelijkt dit introperatieve lymfatische mapping en de identificatie van doellymfevaten om ze te verbinden met aderen bij lymfooveneuze anatomose om lymfoedeem te behandelen7,10. Een valkuil van het gebruik van ICG-laserlymfangiografie is het gemak waarmee de muizenstaart en andere materialen kunnen worden bedekt met ICG, wat resulteert in niet-speciische fluoresence en een goede visualisatie van de lymfevaten belemmert. Daarom wisselen we handschoenen onmiddellijk, zowel na icg-behandeling als toediening, om dit risico te minimaliseren.
TNT werd in eerste instantie ontwikkeld voor in vivo weefselherprogrammering33. Het wordt gebruikt als een platform voor genoverdracht, meer in het algemeen inclusief de redding van diabetische perifere neuropathie en het herstel van verpletterde zenuwen34,36 en maakt gebruik van drie essentiële componenten: (1) een siliconen nanochip voor op nanonaalden gebaseerde genoverdracht; 2) een nucleïnezuurlading (plasmiden met ORF of siRNA's); en (3) een standaard voeding. TNT faciliteert directe, transcutane, niet-virale genafgifte met een snel gericht elektrisch veld. Het is gebruikt om ischemie van ledematen te verminderen door neovascularisatie in een muismodel33te verhogen . Meer recent is TNT2.0 gebruikt om exosomen op de wondplaats35te labelen. Het gebruik van TNT in het muisstaartlymfedeemmodel biedt een opwindende toekomst voor de levering van gengebaseerde therapieën.
Een translationele beperking van het muisstaartlymfedeemmodel is de spontane oplossing van lymfoedeem21,22,omdat de zwelling van de staart na 20-30 dagen in sommige experimentele modellenverdwijnt 21. In het model is het staartzwellingsvolume, zoals gemeten door de veelgebruikte afgeknotte kegelvergelijking37, gedurende 15 weken volgehouden zonder een oplossing te vertonen. Misschien hebben de verbeteringen van de techniek de persistentie van lymfoedeem gemaximaliseerd. De technische modificaties omvatten volledige dissectie onder microcokleinvergroting, laserspikkelevaluatie van staartvasculatuur om strengheid te garanderen voor lymfatische oorsprong van lymfoedeem, functionele beoordeling met ICG-laserlymfangiografie en TNT2.0 voor therapeutische genafgifte. Het gemodificeerde muizenstaartmodel van lymfoedeem is een reproduceerbaar en klinisch vertaalbaar diermodel van lymfoedeem.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen concurrerende belangenconflicten.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door subsidiefinanciering van de American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship en het Ministerie van Defensie W81XWH2110135 aan AHH. Aesthetic Surgery Education and Research Foundation subsidie aan MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 en R01DK125835 aan CKS.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tegaderm Film | 1626W | ||
| Surgical Microscope | Leica, Wetzlar, Germany | MSV266 | |
| Adherent Dressing (Tegaderm) | 3M, St. Paul, Minn. | 1626W | |
| Laser speckle (Pericam PSI System ) | Perimed AB, Stockholm, Sweden) | PSIZ | |
| Near-infrared laser (LUNA) | Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) | LU3000 | |
| C57BL/6 mice | Jackson Laboratories | 000664 | |
| Micro-Adson Forceps - 1x2 Teeth | Fine Science Tools (USA) Inc. | 11019-12 | |
| V-Hook | Fine Science Tools (USA) Inc. | 18052-12 | |
| Scalpel SS NO15 | Fischer Scientific | 29556 | |
| Disposable Needle 30GX1 | Fischer Scientific | 305128 | |
| Operating Scissors | Fischer Scientific | 12-460-796 | |
| Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in | Fischer Scientific | 50-118-4255 | |
| Spring Scissors - Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge | Fine Science Tools (USA) Inc. | 15024-10 | |
| Cardiogreen | Sigma | I2633-25MG | |
| IsosulfanBlue (Lymphazurin) 50 mg/5ml | Mylan | 67457-220-05 |
References
- Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
- Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
- Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
- Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
- Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema--what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
- Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 8 Suppl 2237-2249 (2012).
- Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
- Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
- Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
- Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
- Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 3 Suppl 209-218 (2016).
- Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
- Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
- Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 4S Suppl 3 234-241 (2019).
- Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006--a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
- Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
- Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
- Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
- Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
- Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
- Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
- Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
- Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
- Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
- Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
- Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
- Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
- Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
- Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
- Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
- Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
- Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
- Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
- Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
- Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
- Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
- Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
- Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
- Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).
