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Medicine

Imágenes de perfusión doppler láser en el hindlimb del ratón

Published: April 18, 2021 doi: 10.3791/62012

Summary

Aquí, presentamos un protocolo que demuestra la técnica y los controles necesarios para las imágenes de perfusión de Laser Doppler para medir el flujo sanguíneo en el retroigrama del ratón.

Abstract

La recuperación del flujo sanguíneo es una medida de resultado crítico después de la isquemia hindlimb experimental o la reperfusión de isquemia. Las imágenes de perfusión doppler láser (LDPI) es un método común, no invasivo y repetible para evaluar la recuperación del flujo sanguíneo. La técnica calcula el flujo sanguíneo general en el tejido muestreado a partir del cambio de frecuencia de Doppler causado cuando un láser golpea los glóbulos rojos en movimiento. Las mediciones se expresan en unidades de perfusión arbitrarias, por lo que el contralateral no intervenido en la pierna se utiliza generalmente para ayudar a controlar las mediciones. La profundidad de medición está en el rango de 0,3-1 mm; para la isquemia hindlimb, esto significa que se evalúa la perfusión dérmica. La perfusión dérmica depende de varios factores, sobre todo la temperatura de la piel y el agente anestésico, que deben controlarse cuidadosamente para dar lugar a lecturas fiables. Además, la pigmentación del cabello y la piel puede alterar la capacidad del láser para alcanzar o penetrar en la dermis. Este artículo muestra la técnica de LDPI en el hindlimb del ratón.

Introduction

Ulceración cutánea con cicatrización inadecuada de heridas es una de las principales causas de amputación en pacientes humanos1. La cicatrización adecuada de heridas requiere mayores niveles de perfusión arterial de los necesarios para mantener la piel intacta, que se ve comprometida en pacientes con enfermedad arterial periférica2,3,4. Varias otras afecciones reumatológicas y la diabetes también pueden conducir a microcirculación cutánea perturbada e inadecuada para curar heridas5,6. Muchos pacientes diabéticos tienen una enfermedad arterial periférica concomitante, lo que los coloca en un riesgo especialmente alto de amputación. Las imágenes de perfusión de Doppler láser (LDPI) se utilizan en situaciones clínicas para evaluar la microcirculación de la piel, así como en situaciones de investigación para evaluar el flujo sanguíneo y la recuperación del flujo sanguíneo después de la isquemia hindlimb experimental, isquemia-reperfusión y aletas microquirúrgicas7.

El sistema LDPI proyecta un rayo láser de baja potencia que es desviado por un espejo de escaneo para moverse sobre una región de interés. Esto difiere de la caudalmetría Laser Doppler, que proporciona una medición de perfusión para el área pequeña del tejido en contacto directo con la sonda de diagrama8. Cuando el rayo láser interactúa con la sangre en movimiento en la microvasculatura, se somete a un cambio de frecuencia Doppler, que es fotodetectado por el escáner y convertido en unidades de perfusión arbitrarias. Dado que el LDPI es una técnica basada en la luz, se limita en términos de profundidad de penetración a 0,3-1 mm, lo que significa que en su mayor parte la perfusión dérmica se evalúa7. El flujo dérmico puede ser alterado por la temperatura de la piel y el sistema nervioso simpático, que puede verse afectado por varios agentes anestésicos9. Las mediciones del láser óptico también se ven afectadas por las condiciones de iluminación ambiental, pigmentación de la piel, y pueden ser bloqueadas por el exceso de piel o el cabello7.

LDPI es la técnica de investigación más utilizada para monitorear la recuperación de perfusión después de la isquemia porque no es invasiva, no requiere administración de contrastes y tiene tiempos de escaneo rápidos que permiten la recolección de datos en varios animales. Esto hace que sea ideal para ayudar a determinar si los tratamientos dirigidos a la arteriogénesis terapéutica o la angiogénesis son eficaces en modelos animales pequeños. La recuperación del flujo sanguíneo después de la isquemia del hindlimb medida por el LDPI se correlaciona bien con el desarrollo de arterias colaterales cuando se evalúa por otros medios como la fundición microfil o micro-CT10,11. El objetivo de este protocolo es demostrar la evaluación de la perfusión de hindlimb utilizando LDPI.

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Protocol

Los experimentos con animales se realizaron de acuerdo con un protocolo aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Washington.

1. Preparación del escáner

  1. Ajuste la altura del escáner para que la distancia al sujeto escaneado sea de aproximadamente 30 cm.
  2. Encienda el imager e inicie el software asociado.
  3. Abra el programa de medición. Si el software se comunica correctamente con el escáner, aparecerá la advertencia de encendido láser infrarrojo.
  4. Calibrar la máquina con estándares proporcionados por el fabricante (no se muestra en el video y dependerá del modelo específico de máquina que se utilice).
  5. Ajuste la configuración del escáner para que sea adecuada para el material de fondo y la configuración de iluminación de la habitación.
    1. Establezca los niveles de ganancia DC FLUX y CONC,según las instrucciones del fabricante (no se muestran en el vídeo).
    2. Establezca el umbral de fondo apuntando el rayo láser al material de fondo negro y pulse Auto BK Set.

2. Preparación previa al escaneo del ratón

  1. Configure la cámara de inducción isoflurano con la limpieza adecuada del gas residual.
    NOTA: Colocar la cámara de inducción en una almohadilla de calentamiento ayudará a prevenir la pérdida de temperatura del ratón durante la inducción por anestesia.
  2. Encienda la manta homeotérmica, que se coloca en el área de escaneo debajo de una superficie noreflectiva (en este caso un tejido negro de neopreno). Ajuste la manta homeotérmica para mantener una temperatura corporal de 37 °C.
  3. Coloque la sonda de temperatura para la manta homeotérmica y el lubricante para que estén listos para su inserción.
  4. Coloque la máscara de anestesia y el sistema de barrido en el área de escaneo.
  5. Anestesia el ratón con un vaporizador isoflurano. Ajuste la velocidad de oxígeno a 1 L/min de flujo y ajuste el isoflurano al 4% para la inducción por anestesia. Encienda el flujo a la cámara de inducción de anestesia y la frecuencia respiratoria del ratón se ralentizará. La anestesia adecuada se logra cuando el ratón pierde su reflejo corrector.
  6. Transfiera el ratón a una máscara anestésica/cono nasal con carroñero de gas residual conectado y ajuste el isoflurano al 1,5%.
    NOTA: Este nivel de anestesia es generalmente adecuado para mantener el ratón tendido relativamente quieto durante la exploración, pero no está destinado a proporcionar niveles quirúrgicos de anestesia, por lo que no se comprueba la profundidad de la anestesia. Cambiar el nivel de isoflurano provoca cambios en los latidos del corazón, la respiración y la perfusión dérmica, por lo que se debe utilizar un porcentaje consistente a lo largo de cualquier experimento de curso de tiempo y para todos los sujetos experimentales. También se pueden utilizar técnicas anestésicas alternativas como la inyección de IP de ketamina xylazina, pero la misma técnica anestésica debe utilizarse a lo largo de cualquier momento del estudio del curso, ya que diferentes anestésicos afectan la perfusión dérmica de manera diferente.
  7. (Opcional dependiendo del área de escaneo) Si la región de interés prevista para ser escaneada está cubierta por piel, utilice una pequeña recortadora eléctrica o crema depilatoria para eliminar el cabello de la región de interés.
    NOTA: La crema depilatoria debe eliminarse por completo, y la piel del ratón se seca antes de escanear.
  8. Coloque el ratón en la posición de escaneo adecuada en la superficie negra noreflectiva que cubre la manta homeotérmica, confirmando que ambas extremidades posteriores permanecen en la fuente de calor durante el equilibrio y el escaneo(Figura 1).
    NOTA: Es importante mantener ambos pies en la manta homeotérmica para evitar la variación regional de la temperatura.
  9. Inserte la sonda de temperatura rectal lubricada asociada con la manta homeotérmica.
  10. Eequilibrar la temperatura del ratón a la temperatura de escaneo deseada (37 °C); aproximadamente 5-10 minutos.
  11. Seleccione Configuración del escáner,a la que se puede acceder desde el menú superior o desde el icono de configuración del escáner. Ajuste el área de escaneado cambiando las coordenadas X-Y para adaptarse a la región de interés. La velocidad de escaneo dependerá de la resolución del escaneo. Una resolución más alta dará lugar a tiempos de escaneo más largos. Para el escaneo repetido centrado en la perfusión global, en lugar de una resolución más alta centrada en la perfusión anatómica, una velocidad de escaneo de 4 ms/pixel es adecuada.
    NOTA: Se debe considerar una resolución más alta y una sola exploración si el investigador está tratando de estudiar directamente la circulación colateral en desarrollo (mejor imagen en el muslo ventral y la pantorrilla donde está más cerca de la piel). La exploración repetida a menor resolución/velocidad (por ejemplo, 4 ms/píxel) es adecuada al evaluar la perfusión global al órgano final de la almohadilla del ratón. El software que se muestra en el vídeo carga automáticamente la plantilla utilizada anteriormente para escanear el área, la velocidad y la resolución cuando se reinicia, o se puede recuperar de un archivo almacenado si se utilizan diferentes regiones de interés para varios experimentos.
  12. Si realiza análisis repetidos, seleccione la pestaña Repetir y Analizar línea. El número de escaneos se puede cambiar (en este caso 3 escaneos) así como el intervalo de repetición. El tiempo mínimo para el intervalo de repetición sería el tiempo de escaneo estimado, que se muestra en el área atenuada a la derecha de la caja determinada por el área de escaneo y la resolución de escaneo. Agregar unos segundos permite al usuario pausar y potencialmente cambiar la posición del ratón si es necesario entre escaneos.

3. Escaneo

  1. Seleccione la pestaña Escaneo de imagen y seleccione el botón Marcar. El láser se moverá para delinear el área de escaneo. Ajuste la posición del ratón para que el destino a escanear esté dentro del área marcada.
    NOTA: Para el escaneo de footpad o footpad y pantorrilla, el posicionamiento propenso con las extremidades posteriores extendidas proporciona una región de interés más consistente que el posicionamiento supino. La arteria femoral y la arteria sapenosa y las garantías están muy cerca de la superficie ventral del muslo y la pantorrilla, por lo que se prefiere el posicionamiento supino si se utilizan estas regiones de interés.
  2. Inicie la medición repetida seleccionando el icono Repetir escaneado y pulse el botón Reproducir para iniciar el análisis.
  3. Confirme la distancia de escaneado en la ventana emergente y haga clic en Aceptar para comenzar a escanear.
  4. Monitoree el ratón durante la exploración del movimiento del ratón; si el ratón se mueve lo suficiente como para que los archivos traseros ya no estén en la región de escaneado en medio de un análisis, reinicie el análisis. Pequeñas variaciones en la posición del papel trasero del ratón se pueden acomodar en el software de análisis.
  5. Monitoree la temperatura del ratón durante el proceso de escaneo, ya que puede fluctuar incluso con el uso de la manta homeotérmica. Si hay demasiada variación en la temperatura del ratón, esto puede resultar en variaciones significativas entre las exploraciones. Generalmente, un rango de temperatura de 36.8-37.2 ° C dará lugar a datos aceptables.
  6. Guarde el análisis capturado en la ventana Guardar como con un nombre de archivo que incluya el identificador del mouse y el punto de tiempo para facilitar el análisis de datos. Introduzca los detalles del ratón y del punto de tiempo si lo desea en la ventana de detalles del asunto.
  7. Apague el isoflurano y retire la sonda de temperatura rectal.
  8. Desinfectar la sonda de temperatura rectal con 70% de etanol por lo que está listo para su uso en el siguiente ratón.
  9. Permita que el ratón se recupere de la anestesia hasta el punto en que muestra un reflejo corrector volteando desde la posición supina a la posición propensa antes de devolverlo a la jaula.
    NOTA: La recuperación se puede llevar a cabo ya sea en una manta de calentamiento para isofluranos ya que la recuperación es muy rápida o en una jaula de recuperación calentada para ketamina/xilazina.

4. Captura de datos LDPI (Figura 3)

  1. Abra el programa de software de revisión de imágenes.
  2. Vaya al menú de archivos, abra y busque el archivo guardado.
  3. Seleccione el icono roi en la barra de herramientas.
  4. Seleccione el botón Agregar polígono.
  5. Trace la región de interés (ROI) para el control hindlimb utilizando el ratón. El seguimiento poligonal no tiene que ser exacto, ya que el fondo gris no se incluirá en los promedios calculados.
  6. Repita los pasos 4.3-4.5 para el retrocamb quirúrgico.
  7. Elija el icono Estadísticas para abrir la ventana Resultados de estadísticas (PU) de ROIs de imagen.
  8. Exporte los resultados para el Polígono 1 (control hindlimb) y el Polígono 2 (hindlimb quirúrgico) a una hoja de trabajo de recopilación de datos a través de copiar/pegar.

5. Análisis

  1. Capture los datos como proporción quirúrgica/de control para cada escaneo.
  2. Utilice el control/cirugía promediado para las tres exploraciones para el punto de datos de ese ratón en particular en ese momento. Debido a la variabilidad biológica en la respuesta a la isquemia hindlimb, en general se requieren 8-10 ratones por punto de tiempo para lograr resultados reproducibles con ~ 10% error estándar.
    NOTA: Antes de permitir que el ratón se recupere de la anestesia, vale la pena realizar un análisis rápido de las exploraciones repetidas para comprobar si los datos son demasiado variables (por ejemplo, más de 100-150 unidades de perfusión diferentes entre las exploraciones 1-3). La alta variación entre los escaneos repetidos sugiere que el ratón no se ha equilibrado completamente durante el análisis(figura 2),y se puede realizar una exploración repetida sin perder un punto de datos, lo que ocurriría si las imágenes no se analizan hasta una fecha posterior. Es posible que sea necesario cambiar la paleta de colores para optimizar el rango dinámico de valores de flujo mostrados para mostrar mejor la variación del escaneo (Figura 2).

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Representative Results

El LDPI exitoso debe dar lugar a exploraciones constantes de medidas repetidas, con no más de 100-150 de variación de la unidad de perfusión (correspondiente a aproximadamente el 10% de la perfusión media habitual para el bloc de pies del ratón) entre las tres exploraciones(Figura 2). Como se muestra en la Figura 2,las exploraciones repetidas ayudan a determinar que el ratón se ha equilibrado adecuadamente para que la relación isquémica/de control refleje mejor el flujo sanguíneo subyacente en lugar de la variación en la perfusión dérmica causada por la variación de la temperatura. El uso de escaneos individuales para puntos de datos aumentará la variabilidad que conduce a la necesidad de ratones más experimentales. Cuando se utiliza para la isquemia hindlimb, el retrocabú quirúrgico debe haber disminuido la perfusión global en comparación con el control del retroimino. Los resultados se expresan como una proporción de perfusión de perfusión/control de perfusión de hindlimb quirúrgica. Como los ratones vasodilatan inicialmente y desarrollan su red colateral intrínsca con el tiempo, la recuperación del flujo sanguíneo por LDPI debe verse a lo largo de un curso de tiempo postoperatorio(Figura 4). El grado de recuperación depende de la tensión del ratón y la gravedad del modelo de isquemia del retroimen.

Figure 1
Figura 1. Posicionamiento del ratón para imágenes de perfusión Doppler láser de las almohadillas ventrales. El ratón anestesiado con cono de nariz isoflurano (A) se coloca en la posición propensa con las extremidades posteriores extendidas para permitir el escaneo de las almohadillas ventrales. La sonda de temperatura rectal (P) para manta homeotérmica está en su lugar para mantener la temperatura corporal constante durante la exploración. La almohadilla de manta homeotérmica está debajo del material de neopreno noreflectivo utilizado para proporcionar fondo para la exploración. El láser que indica el centro de la región de escaneo es visible junto a la cola del ratón. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2. Demostración de la variación del escaneo a partir del cambio de temperatura del ratón mejor visto con el ajuste de la paleta de colores. (A) Laser Doppler repitió escaneos con variación significativa causada por la variación de la temperatura del núcleo del ratón durante las exploraciones repetidas, que es visible en función de las unidades de perfusión traducidas al color en los escaneos de flujo repetido. (B) Cambiar el rango dinámico en la paleta de colores (que se muestra a la izquierda de la ventana de escaneo) de 0 a 1000 en A a 0-1500 (flecha roja) en B hace que la variación sea más obvia. (C) Las estadísticas que muestran valores medios de perfusión para la región de interés (en círculos en rojo) para el control hindlimb (Polígono 1 en negro en la imagen rfx en A y B)oscilan entre 655 para el escaneode 1 pt a 791 en el escaneo de 3rd y perfusión media para la región de interés para el hindlimb isquémico (Polígono 2 en rojo en la imagen rfx en A y B)mostró menos variación (361 a 400), lo que llevó a diferencias significativas en la relación isquémica/control entre los escaneos repetidos (0,60, 0,53, y 0,46). (D) Ventana para cambiar el rango dinámico de la paleta de colores en el software de medición (panel izquierdo) y el software de revisión de imágenes (panel derecho). Las flechas rojas muestran dónde aumentar o disminuir el rango superior. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3. Captura de datos para imágenes de perfusión Doppler láser con exploraciones repetidas. (A) Barra de herramientas superior con 1. Añadir icono de ROI. 2. Agregue el icono polígono. 3. Icono de detalles del asunto (accede a la ventana emergente en B). 4. Icono de estadísticas (accede a la ventana emergente en C). (B) Ventana Detalles del asunto. (C) Ventana estadísticas que muestra los valores medios de perfusión (en círculos en rojo) para cada ROI. (D) Escaneo repetido con ROI poligonal trazado alrededor del papel trasero de control (negro) y el papel trasero isquémico (rojo). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4. Experimento de curso de tiempo con datos LDPI. Ratones knockout P27 (ratones CDKN1b femeninos de 3-5 meses de edad-/- en un fondo C57Bl/6) después de la ligadura arterial femoral con (n=6) y sin (n=10) tratamiento de doxiciclina oral en comparación con el wildtype femenino C57Bl/6 ratones con (n=11) y sin (n=9) tratamiento de doxiciclina oral (datos inéditos del autor). Las barras de error representan el error estándar de la media (SEM). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

La técnica consistente es fundamental para obtener resultados fiables con LDPI. El mismo anestésico, la configuración de temperatura, la posición del ratón y la región de interés deben utilizarse durante todo el curso de tiempo. Diferentes agentes anestésicos darán como resultado valores de perfusión superiores o inferiores9. La anestesia isoflurano es conveniente debido a su rápida aparición y aparición, así como a la seguridad general. Un porcentaje constante de isoflurano debe utilizarse como profundidad de anestesia con este agente vasodilatorio puede alterar la perfusión de la piel. Si la región de interés incluye piel, entonces el mismo método de depilación debe utilizarse cada vez, ya que los ratones depilados químicamente tendrán valores de perfusión más altos que los ratones cuya piel fue removida con cortaúñas eléctricos7. La temperatura del ratón tiene un gran efecto en las imágenes de perfusión, con ratones a 36 °C que tienen valores de perfusión significativamente más bajos que los ratones a 38 °C7,12. El hindlimb isquémico también puede reaccionar de manera diferente a la variación de temperatura regional que el control hindlimb (Figura 2). En este protocolo, se utiliza una manta homeotérmica para mantener la temperatura del ratón durante el escaneo, lo que proporciona un control de temperatura más consistente durante el proceso de escaneo que pre-equilibrando el ratón en una placa de calentamiento de 37 °C durante cinco minutos y luego escaneando en una superficie no calentada como muestran Niiyama etal.

Si sólo se eligen las almohadillas de pie como la región de interés, entonces se prefiere el posicionamiento propenso debido a la reproducibilidad en la región escaneada de interés. La ventaja de este enfoque es que estudia el área más alejada del corazón, y el área clínicamente más relevante correspondiente a donde las úlceras isquémicas del pie son comunes. Las almohadillas para los pies son sin pelo, por lo que el recorte o la depilación no es necesario, simplificando la preparación y el tiempo para la medición. Además, los ratones no blancos pueden tener parches de pigmentación en la piel de la pantorrilla o el muslo, que pueden interferir con la medición de LDPI. Si la región de interés elegida incluye la pantorrilla y el muslo, entonces se prefiere el posicionamiento supina porque la arteria femoral y sapenosa corre a lo largo de la superficie ventral del retroimen y se puede imaginar usando LDPI7. Desde la posición supina, las imágenes consistentes del pie son difíciles de capturar, ya que las superficies laterales y superiores pueden ser imágenes variables.

La colateralización y la recuperación del flujo sanguíneo después de la isquemia hindlimb dependen de una serie de factores diferentes, incluyendo el modelo de isquemia hindlimb, la cepa del ratón, el género y la edad. Ciertas cepas de ratones como C57Bl/6 tienen garantías basales robustas, con una caída menos dramática en la perfusión después de la inducción de isquemia aguda de hindlimb, mientras que otras como BALB/c tienen garantías deficientes14,15. Los ratones hembra tienen peor recuperación que los ratones machos. Los ratones mayores también tienen peor recuperación del flujo sanguíneo que los ratones más jóvenesde 16años. Por lo tanto, los ratones necesitan ser tensos, la edad y el género para que se saquen conclusiones confiables con respecto a la recuperación del flujo sanguíneo utilizando datos LDPI. Incluso con coincidencia rigurosa y el uso de cepas endogámicas de ratones, hay una cierta cantidad de variabilidad biológica a la respuesta del ratón a la isquemia hindlimb, por lo que se requieren números adecuados del ratón (generalmente 8-10 ratones por punto de tiempo) para datos válidos. Además, la normalización del LDPI no significa necesariamente la restauración de los niveles normales de flujo arterial, ya que la medición se realiza en ratones anestesiados que no tienen ninguna demanda muscular esquelética. Por último, debido a las limitaciones en profundidad de penetración, estudios anatómicos detallados de vías colaterales que pueden correr a través de la musculatura más profunda del muslo y la pantorrilla no son posibles con LDPI.

Se han utilizado varios otros métodos para evaluar la recuperación del flujo sanguíneo, incluyendo imágenes basadas en perfusión de la piel, como imágenes de mota láser17,18,19 o estructuras más profundas como ultrasonido mejorado por contraste del músculo esquelético20,RMN21y (13)N-amoníaco PET22. También se utilizan imágenes anatómicas de vasos colaterales como micro-CT10,OCT23y ultrasonido mejorado por contraste con microscopía intravital24. Debido al rápido tiempo de escaneo, la relativa facilidad de captura y análisis de datos y la evitación de la necesidad de contraste intravenoso, LDPI es el método predominante utilizado por la mayoría de los grupos de la literatura. Las debilidades incluyen que la técnica mide las velocidades del flujo sanguíneo y proporciona datos en unidades de perfusión arbitrarias en lugar de medir la perfusión absoluta del tejido, la profundidad de escaneo es relativamente superficial y proporciona detalles anatómicos relativamente pobres.

LDPI se utiliza más comúnmente para evaluar la recuperación después de varios modelos de isquemia hindlimb7. También se ha utilizado en la investigación de isquemia-reperfusión tanto en el hindlimb25 como en órganos esplancónicos más profundos o la médula espinal26,27,28. Sin embargo, la evaluación de las estructuras profundas requiere que se escanee la exposición quirúrgica de la estructura, lo que dificulta las mediciones repetidas debido a las cicatrices. Otra aplicación es la evaluación de la reperfusión de solapa después de la microcirugía29.

En conclusión, el LDPI es un método eficaz, fácil de realizar y repetible para medir la perfusión dérmica de hindlimb como reflejo de la perfusión arterial general. Se requiere una técnica consistente cuando se utiliza LDPI para obtener datos confiables.

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Disclosures

Tang no tiene conflictos de intereses que revelar.

Acknowledgments

Este trabajo se llevó a cabo con el uso de instalaciones y recursos en el Centro de Atención Médica Va Puget Sound. La obra es la del autor y no necesariamente refleja la posición o política del Departamento de Asuntos de Veteranos o del gobierno de los Estados Unidos. El Dr. Tang se financia actualmente a través del VA (Merit 5 I01 BX004975-02).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Black nonreflective material Fabric store, black neoprene recommended by company
F/air cannister A.M. Bickford Inc 80120
Homeothermic blanket with rigid metal probe Harvard Apparatus Also comes with flexible probe, but this is less durable
Isoflurane Anesthesia machine Drager Multiple manufacturers
Isoflurane induction chamber VetEquip 941444 2 L chamber
Moor laser Doppler perfusion imager Moor Instruments MoorLDI2-IR Higher resolution imager (MoorLDI2-HIR)
Mouse Anesthesia nose cone Multiple manufacturers
Nair Nair
Oxygen tank Multiple manufacturers
Surgilube Multiple distributors

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Medicina Número 170 Imágenes de perfusión láser Doppler Flowmetría de Doppler láser Ratones Isquemia hindlimb Reperfusión de isquemia Arteriogénesis
Imágenes de perfusión doppler láser en el hindlimb del ratón
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Tang, G. L., Kim, K. J. LaserMore

Tang, G. L., Kim, K. J. Laser Doppler Perfusion Imaging in the Mouse Hindlimb. J. Vis. Exp. (170), e62012, doi:10.3791/62012 (2021).

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