Summary
Este protocolo apresenta um novo modelo experimental de cultura de órgãos bovinos proinflammatórios e degenerativos para simular a degeneração do disco intervertebral em estágio inicial.
Abstract
A degeneração do disco intervertebral sintomático (IVD) é uma grande carga socioeconômica e é caracterizada por inflamação e degradação tecidual. Devido à falta de terapias causais, há necessidade urgente de modelos inovadores de cultura de órgãos experimentais para estudar os mecanismos envolvidos na progressão da doença, encontrar metas terapêuticas e reduzir a necessidade de modelos animais. Apresentamos aqui um novo protocolo de modelo de cultura de órgãos tridimensional imitando o microambiente proinflammatório e catabólico, que está presente durante o IDD.
Inicialmente, foram dissecadas, limpas e cultivadas no meio de cultura de tecido. O carregamento fisiológico ou patológico dinâmico foi aplicado em um bioreator personalizado durante 2 horas por dia. Os IVDs foram atribuídos a um grupo controle (alto meio de glicose, carregamento fisiológico, injeção salina tamponada com fosfato) e um grupo patológico (baixo meio de glicose, carregamento patológico, injeção fator de necrose tumoral-alfa) por quatro dias. Foi realizada a análise da expressão genética das células pulposus do núcleo coletado dos IVDs e do ensaio imunosorbente ligado à enzima dos meios de cultura de órgãos condicionados.
Nossos dados revelaram maior expressão de marcadores inflamatórios e alturas de disco reduzidas após o carregamento no grupo patológico em comparação com o grupo controle. Este protocolo é confiável para simular inflamação e degeneração do IVD e pode ser expandido ainda mais para ampliar seu escopo de aplicação.
Introduction
Dor lombar (LBP) pode afetar indivíduos de todas as idades e é uma das principais causas de incapacidade em todo o mundo1,2,3. O custo total associado ao LBP excede US$ 100 bilhões por ano4,5. A degeneração do disco intervertebral sintomático (IVD), condição caracterizada pela inflamação e degradação tecidual, é uma das principais causas da LBP6,7. Especificamente, o IDD é caracterizado por uma gradual evolução da matriz extracelular do IVD (ECM), induzida e desencadeada por múltiplos fatores que levam a uma patologia acelerada, distúrbios neurológicos e eventualmente incapacidade. Além disso, o IDD está associado à liberação de citocinas proinflamatórias, biomecânica alterada da coluna vertebral, angiogênese e crescimento nervoso, o que aumenta a sensação de dor, causando totalmente LBP crônica (descoltidão ativa)6,8. Até o momento, as opções de tratamento incluem discectomia e posterior fusão das vértebras adjacentes, implantação de prótese intravenosa ou abordagens não cirúrgicas, como anti-inflamatórios não esteroides, opioides e relaxantes musculares para pacientes com IDD9. Ambas as opções terapêuticas padrão atuais, cirúrgicas e não cirúrgicas, são apenas parcialmente eficazes e não conseguem resolver o problema biológico subjacente9,10. A doença do disco degenerativo em estágio inicial é caracterizada por uma resposta inicial do tecido inflamatório, especialmente um aumento na expressão fator de necrose tumoral-alfa (TNF-alfa)11. Essas alterações iniciais do disco ocorrem principalmente no nível celular sem interromper a arquitetura do disco e poderiam ser anteriormente imitadas por deficiência nutricional sob condições pró-inflamatórias12. Portanto, a simulação precisa da situação in vivo para investigar esses mecanismos de degeneração e encontrar alvos terapêuticos adequados é crucial. Além disso, para essas simulações de propriedades moleculares, o ambiente de carregamento mecânico dos discos desempenha um papel fundamental nas alterações patológicas e fisiológicas do IVD. Consequentemente, a combinação dessas abordagens nos traria um passo à frente para imitar o complexo microambiente de IVDs in vivo. Atualmente, não há estudos considerando o aspecto do carregamento dinâmico, juntamente com o cenário pró-inflamatório e nutricional com o melhor de nosso conhecimento.
Embora grandes modelos animais permitam a investigação de potenciais interações in vivo relevantes, eles são caros e trabalham intensivos. Além disso, como o uso de modelos animais em pesquisas tem sido uma questão de controvérsia, a redução do número de animais necessários para responder a importantes questões de pesquisa é de grande interesse. Finalmente, atualmente não existe um modelo animal ideal para imitar o IDD na pesquisa ivd13,14. Portanto, é necessário estabelecer uma substituição econômica e confiável, como um modelo de cultura de órgãos para simular IDD e processos inflamatórios e degenerativos associados. Recentemente, a aplicação do presente protocolo sobre o estabelecimento de um modelo de cultura proinflamatória e degenerativa de órgãos para simular a doença do disco intervertebral em estágio inicial permitiu investigar o efeito de drogas anti-inflamatórias na cultura de órgãos IDD15.
Aqui, descrevemos como obter discos interverteberais bovinos e induzir o estado de IDD em estágio inicial através de um microambiente catabólico e proinflamatório causado pela injeção intradiscal direta de fator de necrose tumoral-alfa (TNF-α) e carregamento degenerativo em um bioreator sob baixas condições nutritivas médias. A Figura 1 ilustra o modelo experimental e mostra o bioreator usado para simular condições de carga degenerativa e fisiológica.
Figura 1: Ilustração da configuração experimental. A: cauda bovina; B: discos intervertebrales bovinos dissecados; C: transferência do disco para um bem-prato com meio de cultura; D: carregar a simulação em um bioreator; E: técnica de injeção intradiscal; F: IVD após injeção de corante azul PBS/trypan para revelar a distribuição. IDD: degeneração do disco intervertebral. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Protocol
Os experimentos foram realizados utilizando-se caudas bovinas obtidas de matadouros locais. Os materiais biológicos utilizados no presente estudo são retirados da cadeia alimentar e não requerem aprovação ética no direito suíço e europeu.
1. Dissecção do disco intervertebral bovino
- Enxágüe toda a cauda completamente com água da torneira para remover sujeira e cabelo na superfície.
NOTA: Com extremidades distais intactas, um máximo de 9 IVDs (coccygeal 1-9) por cauda pode ser usado para os experimentos, dependendo do tamanho desejado dos IVDs. Considerando o diâmetro desejado entre 15-20 mm, utilizamos 12 caudas bovinas com 5 IVDs por cauda para os experimentos. - Mergulhe toda a cauda em uma caixa contendo 1% de solução betadina por 10 minutos. Seque brevemente a cauda com gaze estéril e coloque-a em uma cortina estéril.
NOTA: Durante a dissecção do disco, umidifice as caudas com a solução de Ringer molhada gaze para evitar a desidratação. Armazene as caudas (ou segmentos que sobram) envoltas em gaze molhada até que todo o procedimento de dissecção seja concluído. - Use um bisturi (nº 20) para remover o tecido mole o mais completamente possível da coluna caudal para facilitar a identificação dos IVDs. Remova os processos espinhosos e transversais das vértebras com alicate de remoção óssea.
NOTA: Selecione os IVDs com o diâmetro desejado. Foram utilizados ivDs com faixa de diâmetro de 15-20 mm no presente estudo. - Corte transversalmente com alicates ósseos no meio de cada corpo vertebral para obter segmentos individuais de movimento. Coloque segmentos de movimento em uma placa de Petri com gaze molhada com a solução de Ringer.
- Localize o IVD e a vértebra por palpação e movendo os segmentos de movimento suavemente. Faça dois cortes paralelos com a serra de banda na placa de crescimento dos IVDs, um em cada lado do IVD. Identifique a localização da placa de crescimento tocando e encontrando o local convexo da parte endplata óssea (dura) adjacente ao disco (macio) com uma distância de segurança de aproximadamente 0,5-1 mm do IVD em direção à vértebra. Certifique-se de que a lâmina da serra da banda seja resfriada com a solução de Ringer enquanto corta as vértebras.
- Transfira os IVDs em uma placa de Petri limpa com gaze limpa molhada com a solução de Ringer.
NOTA: A gaze deve ser umedecido e não muito molhado para evitar o inchaço dos IVDs, - Use a lâmina do bisturi para raspar o corpo vertebral (osso vermelho/rosa), placa de crescimento (cartilagem branca), deixar a placa de extremidade intacta (amarelo-rosa). Torne as duas superfícies planas e paralelas para o procedimento de carregamento. Transfira ivDs raspados para uma placa de Petri fresca com gaze molhada com a solução de Ringer.
NOTA: Use uma luva de corrente para proteger a mão enquanto segura o IVD e raspa. - Meça a altura e o diâmetro do disco com uma pinça. Limpe os coágulos sanguíneos no osso das vértebras com a solução de Ringer usando um sistema de lavagem de jatos.
- Transfira os IVDs para tubos plásticos de 50 mL, um IVD por tubo. Adicione 25 mL de Salina Tamponada de Fosfato (PBS) + 10% penicilina/estreptomicina (P/S) por IVD e deixe-a tremendo por 15 minutos em um agitador orbital à temperatura ambiente.
- Aspire o supernaspe e adicione 10 mL de PBS + 1% P/S por IVD por 2 min para enxaguar os IVDs.
2. Cultura e carregamento de IVD
- Transfira os discos para as câmaras ivd e adicione o meio de cultura IVD (Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM, 4,5 g/L de alta glicose DMEM para o grupo fisiológico e 2 g/L de baixa glicose DMEM para o grupo patológico) + 1% P/S + 2% soro fetal de bezerro + 1% ITS (contém 5 μg/mL de insulina, 6 μg/mL transferrina, e 5 ng/mL ácido selenious) + 50 μg/mL ascorbate-2-fosfato + 1% aminoácido não essencial + 50 μg/mL agente antimicrobiano para células primárias) e coloque em uma incubadora a 37 °C, 85% de umidade e 5% CO2.
- Cultura os discos por 4 dias dentro de um sistema bioreator de acordo com os grupos experimentais16. No grupo patológico, mantenha as condições de carregamento degenerativas em 0,32-0,5 MPa, 5 Hz por 2 h/dia. No grupo de controle fisiológico, utilize um protocolo de carregamento de 0,02-0,2 MPa, 0,2 Hz para 2 h/dia.
NOTA: Posicione os IVDs em câmaras contendo 5 mL de meio IVD durante os procedimentos de carregamento. O volume depende do tamanho das câmaras de carregamento do bioreator. Entre os procedimentos de carregamento, coloque os IVDs em placas de seis poços com 7 mL de meio de cultura IVD para recuperação de inchaço livre. - Para analisar as alterações na altura do disco durante o período experimental, meça a altura do disco com uma pinça após a dissecção ivd (linha de base) e, em seguida, diariamente após o período de inchaço livre e após o carregamento dinâmico para a duração experimental.
3. Injeção de fator de necrose tumoral intradiscal (TNF-α) injeção
- Logo após o primeiro ciclo dinâmico de carregamento no primeiro dia, coloque os IVDs em uma placa de Petri em uma posição vertical e estabilize os IVDs com uma pinça.
- Injete tnf-α recombinante (100 ng em 70 μL de PBS por IVD) com uma agulha de insulina de 30 bitolas no tecido de pulposo do núcleo do grupo patológico17. Injete lentamente a uma velocidade de aproximadamente 70 μL em 1 min.
- Após a injeção, puxe a seringa no meio do caminho para trás dentro do IVD e puxe o êmbolo da seringa para criar um vácuo que impeça a solução injetada de vazar para trás, antes de remover a agulha e a seringa completamente do IVD.
NOTA: Realize um experimento piloto injetando PBS contendo corante azul trypan para avaliar a distribuição da solução injetada após o carregamento e a cultura durante a noite.
4. Expressão genética
- Colher os IVDs no dia 4. Colete o tecido de pulposo (NP) do núcleo (parte gelly no meio do IVD) com um soco de biópsia. Colete o annulus fibrosus externo (AF) com uma lâmina de bisturi (No.20).
NOTA: Para a referência da linha de base no dia 0, colete os tecidos imediatamente após a dissecação para extração de RNA. - Use a quantidade de tecido NP ou AF necessário para análise de expressão genética, dependendo do design experimental.
NOTA: Para os atuais experimentos, foram utilizados aproximadamente 150 mg de tecido. A razão da solução de isolamento de RNA para a massa tecidual deve ser de pelo menos 2 mL por tecido de 100-150 mgs para extração eficiente. - Digerir o tecido NP ou AF com a solução de digestão (0,2% de pronase no DMEM, filtro esterilizado) e incubar por 1h a 37 °C com agitação magnética18.
- Congele as amostras de tecido usando nitrogênio líquido e pulverize para um pó fino. Divida o pó de tecido pulverizado igualmente em dois tubos de 2 mL cada contendo 1 mL de tiocianato de guanidina e fenol em uma solução monofáfasa (solução de isolamento de RNA).
- Realize a homogeneização em tubos de 2 mL contendo a solução de isolamento de RNA e o pó de tecido pulverizado. Homogeneize o pó de tecido 5x com uma bola de aço inoxidável de 8 mm e um lyzer tecidual a 30 Hz por 3 min. Centrifugar a 12.000 x g,4 °C por 10 min e transferir o supernasal para um tubo fresco. Os supernantes podem ser armazenados a -80 °C por pelo menos um mês.
- Adicione 0,1 mL de 1-bromo-3-cloropropano (BCP) por 1 mL de solução de isolamento de RNA e agite vigorosamente por 15 s. Armazene a mistura resultante à temperatura ambiente em um agitador orbital por 15 minutos e centrífuga a 12.000 x g por 15 min a 4 °C.
NOTA: O RNA permanece exclusivamente na fase aquosa superior. - Transfira a fase aquosa para um tubo fresco e precipitar o RNA com 0,25 mL de isopropanol e 0,25 mL de solução de precipitação de sal elevado por 1 mL de solução de isolamento de RNA usada para homogeneização inicial. Armazene as amostras em temperatura ambiente por 15 minutos em um agitador orbital e centrífuga a 12.000 x g por 8 min a 4 °C.
NOTA: Alternativamente, use o método de extração de RNA baseado em coluna que geralmente leva a maior pureza do RNA, mas menor rendimento de RNA. - Remova o supernasce e lave a pelota de RNA com 1 mL de 75% de etanol por 1 mL de solução de isolamento de RNA usada para homogeneização inicial. Centrifugar a 7.500 x g por 5 min a 4 °C.
- Remova a lavagem do etanol e a pelota de RNA seca por 3-5 min. Dissolva o RNA em 20 μL de água tratada de dietilpiroto (DEPC) passando a solução algumas vezes através de uma ponta de pipeta e incubando por 10-15 min a 55-60 °C.
- Meça a absorvância em 230 nm, 260 nm e 280 nm (A230, A260 e A280, respectivamente). A260 de 1.0 corresponde a 40 μg/mL RNA. Espera-se uma razão A260/A280 de 1,6-1,9, enquanto a contaminação resulta em uma razão A260/A280 de <1,6.
- Prepare uma mistura de reação transcriptase reversa (RT) para um volume de reação de 20 μL. A mistura contém mistura de enzima RT, inibidor de ribonuclease, proteína auxiliar, primers, dNTPs, MgCl2, água livre de RNase e 0,4 μg de amostra de RNA.
- Centrifufique brevemente os tubos RT para misturar todos os componentes na parte inferior do tubo.
- Coloque as amostras no instrumento termocicr. Selecione o programa apropriado para o RT. Execute o RT por 10 min a 25 °C, seguido da etapa de transcrição reversa para 120 min a 42 °C e inativação da transcriptase reversa por 5 min a 85 °C, esfriando-a até 4 °C no final.
- Diluir o cDNA resultante com tris (hidroximetila)aminometano (Tris)-ethylenodiaminetetracetic (EDTA) (TE) tampão (10 mM Tris com 1 mM EDTA) para uma concentração final de 0,4 μg RNA usado para RT por solução de 100 μL cDNA. Armazene as amostras de cDNA a -20 °C.
- Realize a reação em cadeia de polimerase em tempo real (PCR) usando um volume de reação de 10 μL. O volume de reação contém a mistura mestre (contendo dna polimerase, uracil-DNA glycosylase, dNTPs com dUTP, referência passiva e componentes tampão otimizados), primer dianteiro 45 μM, primer reverso 45 μM, sonda 12,5 μM (contendo um corante repórter ligado à extremidade de 5' da sonda, um pequeno aglutinante de ranhura na extremidade 3' da sonda e um quencher não fluorescente no final da sonda de 3') , 2 μL cDNA e água tratada com DEPC.
- Execute um controle endógeno (RPLP0) para quantificação relativa com o método 2-ΔΔCT 19.
- Adicione amostras em duplicatas e execute um controle sem modelo adicionando te-buffer em vez de cDNA. Execute PCR em condições padrão (2 min a 50 °C, 10 min a 95 °C, 40 ciclos de 15 s a 95 °C e 1 min a 60 °C).
- Realize a quantificação relativa dos alvos mRNA seguindo o método de tomografia comparativa. A quantidade de mRNA normalizada para a amostra de linha de base é calculada como 2-ΔΔCT, enquanto ΔΔCT é a diferença entre o ΔCT (controle endógeno do alvo ct- CT) da amostra e ΔCT (alvo ct e controle endógeno ct) da amostra de linha de base.
5. Quantificação do teor proteico no meio IVD
- Colete o meio condicionado pelas amostras de IVD para medir o teor de proteína no meio. Realizar ensaio imunosorbente ligado à enzima (ELISA) de acordo com o protocolo da proteína alvo.
- O bovino interleukine-8 (IL-8) é quantificado pelo kit ANTI-bovino IL8 ELISA de acordo com a instrução do fabricante.
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Representative Results
A carga degenerativa em meio de baixa glicose combinada com a injeção de TNF-α causou um aumento significativo da expressão genética dos marcadores proinflamatórios interleucina 6 (IL-6) e interleucina 8 (IL-8) em comparação com o grupo de controle fisiológico em células NP após 4 dias de cultura(Figura 2). Em contraste, não observamos alterações significativas para os genes proinflamatórios interleucina 1β (IL-1β) e TNF-α em células NP (dados não mostrados). Além disso, as condições de cultura degenerativa não alteraram a expressão genética de IL-6 e IL-8 em células AF.
Figura 2: Níveis de expressão genética no tecido de pulposo (NP) do núcleo e nos tecidos fibrosos (AF) de anulo. Estes foram medidos após 4 dias de cultura sob condição de cultura fisiológica ou patológica, normalizada à linha de base (dia 0). Significa ± intervalo de confiança de 95% n=8, **p<0,01. Este número foi modificado a partir de20. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Consistente com os achados da expressão genética, o teor de proteína IL-8 no meio apresentou um aumento acentuado após 2 dias e 4 dias em comparação com a condição fisiológica(Figura 3). No entanto, as medidas do dia 3 (após o inchaço ou carregamento livre) não revelaram diferenças significativas entre os grupos de estudo, embora os resultados indicassem valores mais elevados para o grupo degenerativo.
Figura 3: Quantificação da proteína pró-inflamatória LIBERAÇÃO IL-8 no meio de cultura IVD após cultura de inchaço livre (FS) e carregamento dinâmico (Carga). Os resultados são mostrados como as concentrações originais em ng/mL no meio sem normalização. Média ± intervalo de confiança de 95%, n=8, **p<0,01. Este número foi modificado a partir de20. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
As alterações de altura do disco (DH) normalizadas para o DH após a dissecção são mostradas na Figura 4. Considerando que as reduções de DH após o carregamento revelaram valores mais elevados (ou seja, maior redução de altura) para o grupo degenerativo em comparação com os grupos fisiológicos, não foram observadas diferenças nos ganhos de altura do disco após o período de inchaço livre entre os grupos de estudo. Isso indicou que a diferença de altura do disco entre o grupo patológico e fisiológico foi maior após o procedimento de carregamento. Além disso, as diferenças foram menos acentuadas após 1 dia em comparação com as medidas dos dias 2 e 3, indicando um efeito progressivo das condições degenerativas e inflamatórias.
Figura 4: Alterações de altura do disco normalizadas para os valores da linha de base (após dissecção). Média ± intervalo de confiança de 95%. FS: inchaço livre. N=10, ***p<0.001. Este número foi modificado a partir de20. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Nós fornecemos um protocolo detalhado para simular IVDs degenerativos e inflamatórios. Este protocolo pode ser aplicado para exames detalhados de vias inflamatórias que levam aos efeitos destrutivos no disco. Além disso, o protocolo pode ajudar a determinar alvos terapêuticos promissores envolvidos na progressão da doença.
Recentemente, mostramos que o α de α de recombinação humana poderia induzir inflamação nas células21bovinas e humanas, o que está de acordo com outros estudos no campo confirmando que o α de TNF pode ser usado para simulação de inflamação em células IVD22,23. No presente estudo, foi utilizada uma dose de 100 ng TNF-α por IVD para induzir inflamação. Esta dose mostrou indução efetiva de marcadores inflamatórios quando aplicada em combinação com carga degenerativa e nutrição limitada15,20. Em estudo recente utilizando tnf-α como o único fator de iniciação da degeneração do IVD, um limiar de 100 ng TNF-α / cm3 volume de disco foi determinado como uma dose eficaz para a indução de alterações inflamatórias e degenerativas no IVD21. Sugere-se que a dose TNF-α usada para induzir inflamação deve ser normalizada ao volume do disco para efeitos reprodutíveis. Além disso, deve-se assegurar que há uma boa distribuição do material de injeção no IVD e que esta injeção será adequadamente reprodutível em experimentos subsequentes. Como a pressão de injeção pode variar entre os indivíduos, pode haver diferentes distribuições do material entre os mesmos grupos de estudo em diferentes experimentos. Uma abordagem que optamos por examinar a distribuição igualitária foi o uso de injeções azuis de tripano diluídas pbs. Recomenda-se padronizar a técnica de injeção, por exemplo, com bombas de injeção e taxas de injeção predefinidas e reprodutíveis. Como mostrado anteriormente, uma única punção de agulha com agulhas de calibre 22, 25 ou 30 no IVD não causou um efeito que interagiu com os resultados do estudo20,21,24,25. Recomenda-se considerar o tamanho do disco para o volume da substância a ser injetado e para o tamanho da agulha usada para injeção. Além disso, recomenda-se usar uma única injeção para evitar induzir potenciais efeitos degenerativos causados por múltiplas injeções anulares21,26.
Algumas limitações do modelo atual precisam ser abordadas. O carregamento dos IVDs requer acesso a bioreatores, que atualmente não estão amplamente disponíveis em muitos laboratórios que trabalham com IDD. No entanto, a necessidade de modelos pré-clínicos de degeneração de IVD está aumentando. Os modelos de cultura de órgãos trazem benefícios éticos para a redução da necessidade de modelos animais, e o investimento único em custos de bioreatores pode ser acessível considerando a reprodutibilidade da estimulação degenerativa e as reduções nos custos associados aos experimentos em animais. No entanto, algumas interações in vivo, como o papel do sistema imunológico, não podem ser simuladas com o modelo de cultura de órgãos fornecido. Além disso, a medição dos sinais nervosos e a avaliação da dor que seria possível em modelos animais atualmente não podem ser consideradas com o modelo atual. Algumas preocupações foram levantadas se as propriedades mecânicas dos IVDs da cauda poderiam ser comparáveis com os IVDs humanos, uma vez que a posição da coluna vertical é única em humanos28. Propriedades anatômicas e moleculares de IVDs de cauda bovina, como densidade celular, falta de células notoocedas, composição bioquímica29,30, e propriedades mecânicas de IVDs caudais bovinos, como amplitude de movimento em flexão, extensão, torção e dobra31 são muito semelhantes aos IVDs humanos. Notavelmente, os IVDs humanos ganham cada vez mais atenção recentemente para os modelos de cultura de órgãos28. Os IVDs cadavéricos humanos em modelos ex vivo são considerados altamente eficientes, pois podem evitar diferenças de espécies que são mais clinicamente relevantes32. Em contraste com as caudas bovinas de IVD obtidas dos matadouros, isso exigiria o transplante de IVDs humanos 24h após a morte e, assim, aprovação ética seguindo as leis locais de transplante de órgãos28. O presente método também pode ser facilmente adaptado a outras espécies.
Uma grande vantagem da técnica em comparação com outros métodos de culturas ex vivo é a combinação de injeção intradiscal, condições médias patológicas e carga prejudicial para simular melhor o estágio inicial dos discos degenerativos. Walter et al.23 usaram TNF-alfa no meio de IVD bovinos carregados dinamicamente em vez de injeção nos IVDs e mostraram aumento do transporte de TNF-alfa do meio para o núcleo pulposus em comparação com o fibroso anulus, que está de acordo com nossos resultados. Como buscamos simular os estágios iniciais do IDD, que ocorre no nível celular sem grandes interrupções da arquitetura dos discos12,escolhemos as concentrações TNF-alfa baseadas em estudos anteriores de cultura de órgãos utilizando TNF-alfa no meio para simular os estágios iniciais do IDD12,22,23. O uso de outros estimulantes inflamatórios e maiores concentrações de TNF-alfa poderia ser testado para simular o estado disc degenerativo desejado, dependendo da questão do estudo. Maiores concentrações de TNF-alfa podem compensar melhor a falta de feedbacks regulatórios imunológicos sistêmicos presentes durante a degeneração do disco, conforme proposto por Ponnappan et al.12 O uso de condições médias prejudiciais com baixa glicose foi baseado em trabalhos anteriores mostrando que a mídia nutricionalmente limitante e a exposição ao TNF-alfa imita características de mudança molecular que estão disponíveis no estado de degeneração do disco precoce12,27. Assim, a abordagem combina as evidências fornecidas por estudos anteriores em um modelo de cultura de órgãos ex vivo da doença degenerativa precoce do disco.
Este protocolo pode ser melhorado de várias maneiras. A duração e extensão do período de carga e inchaço livre podem ser escolhidas com base no plano de estudo desejado. Efeitos a longo prazo de estimulações inflamatórias ou degenerativas na degeneração do disco são de alto interesse clínico e podem ser realizados com o protocolo atual. Utilizamos apenas genes selecionados considerados altamente relevantes para o estado inicial do IDD11. A validação adicional deste modelo poderia incluir uma avaliação ampliada de genes e proteínas, como abordagens omics. Consequentemente, outros fatores inflamatórios poderiam ser investigados em combinação com o carregamento degenerativo, dependendo do estado degenerativo desejado. Por exemplo, injeções de lipopolisacarídeo têm sido demonstradas para estimular a inflamação no IVD33. Uma comparação de diferentes estimulantes inflamatórios pode ser realizada com o protocolo atual para encontrar o estimulante inflamatório mais adequado para a questão desejada do estudo. Avaliamos alterações de marcadores inflamatórios selecionados (IL-6, IL-8), marcadores anabólicos (aggrecan, colágeno) e marcadores catabólicos (metallopeptidases matricial, desintegrina e metaloproteinases com motivos trombospondinados) com o protocolo atual20. Como todo o perfil de expressão genética pode mudar, exames futuros podem incluir técnicas de sequenciamento de RNA de última geração para determinar novos biomarcadores para diagnósticos de degeneração de discos e alvos terapêuticos para intervenção biológica precoce. Além disso, outras metodologias, como histologia, coloração imunohistoquímica, medições bioquímicas de componentes da matriz extracelular (como glicosaminoglicanos, GAGs) e testes compressivos dinâmicos podem ser realizadas para analisar melhor as propriedades biológicas, bioquímicas e biomecânicas dos IVDs com o modelo atual. Outra maneira analítica possível seria analisar separadamente o impacto no tecido af e NP externo usando bCol1a1, Col1a2, CD146, SM22α e MKX como marcadores de expressão genética para o AF34,35externos . O Grupo de Interesse de Pesquisa da Coluna na Reunião Anual do ORS de 2014 em Nova Orleans recomendou seguir marcadores fenotípicos saudáveis de NP: HIF-1alpha, GLUT-1, aggrecan/colágeno II razão >20, Shh, Brachyury, KRT18/19, CA12 e CD2436. Os genes de marcador NP bBrachyury/T e bSecreted frizzled-related protein 2 foram os mais convincentes que separam nP do tecido AF interno e externo no IVD bovino34. Além disso, o teor sGAG do NP foi relatado ser significativamente maior em comparação com o AF34externo .
Em conclusão, este novo modelo de cultura de órgãos IVD proinflammatório e degenerativo fornece condições relevantes para simular o IDD em estágio inicial em um microambiente 3D altamente relevante. Certamente, o presente protocolo pode ser modificado ainda mais de acordo com os objetivos do investigador. Além disso, nosso modelo é capaz de reduzir o número de animais de estudo necessários e, assim, reflete totalmente os princípios 3R de reduzir, substituir, refinar.
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Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado pela AO Foundation e pela AOSpine International. Babak Saravi recebeu apoio da Fundação Alemã da Coluna e da Fundação Alemã de Osteoartrite. Gernot Lang foi apoiado pelo Programa Berta-Ottenstein para Cientistas Clínicos Avançados, Faculdade de Medicina da Universidade de Freiburg, Alemanha.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1-Bromo-3-chloropropane(BCP) | Sigma-Aldrich, St. Louis, USA | B9673 | |
| Ascorbate-2-phosphate | Sigma-Aldrich, St. Louis, USA | A8960 | |
| Band saw | Exakt Apparatebau, Norderstedt, Germany | model 30/833 | |
| Betadine | Munndipharma, Frankfurt, Germany | ||
| Bovine IL-8 Do.it-Yourself ELISA | Kingfisher Biotech, St. Paul, USA | DIY1028B-003 | |
| Corning ITS Premix | Corning Inc., New York, USA | 354350 | |
| DMEM high glucose | Gibco by life technologies, Carlsbad, USA | 10741574 | |
| DMEM low glucose | Gibco by life technologies, Carlsbad, USA | 11564446 | |
| Ethanol for molecular biology | Sigma-Aldrich, St. Louis, USA | 09-0851 | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Gibco by life technologies, Carlsbad, USA | A4766801 | |
| Non-essential amino acid solution | Gibco by life technologies, Carlsbad, USA | 11140050 | |
| Penicillin/Streptomycin(P/S) | gibco by life technologies, Carlsbad, USA | 11548876 | |
| Phosphate Buffer Solution, tablet | Sigma-Aldrich, St. Louis, USA | P4417 | |
| Pronase | Sigma-Aldrich, St. Louis, USA | 10165921001 | |
| Primocin | InvivoGen, Sandiego, USA | ant-pm-05 | |
| Pulsavac Jet Lavage System | Zimmer, IN,USA | ||
| TissueLyser II | Quiagen, Venlo, Netherlands | 85300 | |
| Streptavidinn-HRP | Kingfisher Biotech, St. Paul, USA | AR0068-001 | |
| Superscript VILO | Invitrogen by life Technologies, Carlsbad, USA | 10704274 | |
| cDNA Synthesis Kit | Applied Biosystems by life technologies | 10400745 | |
| TaqMan Universal Master Mix | Applied Biosystems by life technologies | ||
| TNF-alpha, recombinant human protein | R&D systems, Minnesota, USA | 210-TA-005 | |
| TRI Reagent | Molecular Research Center, Cincinnati, USA | TR 118 | |
| Tris-EDTA buffer solution | sigma-Aldrich, St. Louis, USA | 93283 | |
| Gene bIL-6 | Applied Biosystems by life technologies | Custom made probes | Primer fw (5′–3′) TTC CAA AAA TGG AGG AAA AGG A Primer rev (5′–3′) TCC AGA AGA CCA GCA GTG GTT Probe (5′FAM/3′TAMRA) CTT CCA ATC TGG GTT CAA TCA GGC GATT |
| Gene bIL8 | Applied Biosystems by life technologies | Bt03211906_m1 | |
| Gene bTNF-alpha | Applied Biosystems by life technologies | Custom made probes | Primer fw (5′–3′) CCT CTT CTC AAG CCT CAA GTA ACA A Primer rev (5′–3′) GAG CTG CCC CGG AGA GTT Probe (5′FAM/3′TAMRA) ATG TCG GCT ACA ACG TGG GCT ACC G |
| GENE bIL1beta | Applied Biosystems by life technologies | Custom made probes | Primer fw (5′–3′) TTA CTA CAG TGA CGA GAA TGA GCT GTT Primer rev (5′–3′) GGT CCA GGT GTT GGA TGC A Probe (5′FAM/3′TAMRA) CTC TTC ATC TGT TTA GGG TCA TCA GCC TCA A |
| RPLP0 | Applied Biosystems by life technologies | Bt03218086_m1 |
References
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