Summary

Myosin-specifikke tilpasninger af In vitro Fluorescens Mikroskopi-Baserede Motilitet Assays

Published: February 04, 2021
doi:

Summary

Præsenteret her er en procedure for at udtrykke og rense myosin 5a efterfulgt af en diskussion af dens karakterisering, ved hjælp af både ensemble og enkelt molekyle in vitro fluorescens mikroskopi-baserede assays, og hvordan disse metoder kan ændres til karakterisering af nonmuscle myosin 2b.

Abstract

Myosinproteiner binder og interagerer med filamentøs actin (F-actin) og findes i organismer på tværs af det fylogenetiske træ. Deres struktur og enzymatiske egenskaber er tilpasset den særlige funktion, de udfører i celler. Myosin 5a forarbejder går på F-actin at transportere melanosomer og vesikler i celler. Omvendt fungerer nonmuscle myosin 2b som en bipolar filament, der indeholder ca. 30 molekyler. Det bevæger F-actin af modsatte polaritet mod midten af glødetråden, hvor myosin molekyler arbejde asynkront at binde actin, give en magt slagtilfælde, og dissociate før du gentager cyklus. Nonmuscle myosin 2b, sammen med sin anden nonmuscle myosin 2 isoformer, har roller, der omfatter celle vedhæftning, cytokinesis, og spænding vedligeholdelse. Mekanokemi af myosiner kan studeres ved at udføre in vitro motilitetsanalyser ved hjælp af rensede proteiner. I gliding actin filament assay, myosiner er bundet til et mikroskop coverlip overflade og translokere fluorescerende mærket F-actin, som kan spores. I enkelt molekyle / ensemble motilitet assay, dog F-actin er bundet til en coverlip og flytning af fluorescerende mærket myosin molekyler på F-actin observeres. I denne rapport er rensningen af rekombinant myosin 5a fra Sf9-celler ved hjælp af affinitetskromatografi skitseret. Efter dette skitserer vi to fluorescensmikroskopibaserede assays: den glidende actin filament assay og den omvendte motilitetsanalyse. Fra disse analyser kan parametre som actin translokation hastigheder og enkelt molekyle løbelængder og hastigheder udvindes ved hjælp af billedanalyse software. Disse teknikker kan også anvendes til at studere bevægelsen af enkelt filamenter af nonmuscle myosin 2 isoformer, diskuteret heri i forbindelse med nonmuscle myosin 2b. Denne arbejdsgang repræsenterer en protokol og et sæt kvantitative værktøjer, der kan bruges til at studere enkeltmolekyle- og ensembledynamikken i nonmuscle myosiner.

Introduction

Myosiner er motoriske proteiner, der udøver kraft på actin filamenter ved hjælp af energi stammer fra adenosin triphosphat (ATP) hydrolyse1. Myosiner indeholder et hoved-, hals- og haledomæne. Hoveddomænet indeholder det handlingsbindende område samt STEDET for ATP-binding og hydrolyse. Halsdomænerne består af IQ-motiver, der binder sig til lyskæder, calmodulin eller calmodulinlignende proteiner2,3. Halen regionen har flere funktioner, der er specifikke for hver klasse af myosiner, herunder men ikke begrænset til dimerisering af to tunge kæder, binding af lastmolekyler og regulering af myosin via autoinhibitory interaktioner med hoveddomænerne1.

Myosins bevægelige egenskaber varierer meget mellem klasserne. Nogle af disse egenskaber omfatter toldforhold (den brøkdel af myosins mekaniske cyklus, hvor myosinen er bundet til at virke) og processivitet (en motors evne til at foretage flere trin på sit spor før løsrivelse)4. De over 40 klasser af myosiner blev bestemt på grundlag af sekvensanalyser5,6,7,8. Klasse 2 myosiner er klassificeret som “konventionelle”, da de var de første til at blive undersøgt; alle andre klasser af myosiner er derfor klassificeret som “ukonventionelle.”.

Myosin 5a (M5a) er en klasse 5 myosin og er en procesiv motor, hvilket betyder, at den kan tage flere skridt langs actin før dissociating. Det har et højt toldforhold, hvilket indikerer, at det bruger en stor del af sin mekaniske cyklus bundet til at actin9,10,11,12,13,14. I lighed med andre myosiner indeholder den tunge kæde et N-terminalmotordomæne, der omfatter både et actin-bindings- og et ATP-hydrolysested efterfulgt af en halsregion, der fungerer som løftestangsarm, med seks IQ-motiver, der binder sig til essentielle lyskæder (ELC) og calmodulin (CaM)15. Haleregionen indeholder α-spiralformede oprullede spoler, som dæmper molekylet, efterfulgt af en kugleformet haleregion til binding af last. Dens kinetik afspejler dens involvering i transport af melanosomer i melanocytter og af det endoplasmiske reticulum i Purkinje neuroner16,17. M5a betragtes som den prototypiske lasttransportmotor18.

Klasse 2 myosiner, eller de konventionelle myosiner, omfatter myosiner, at magt sammentrækning af skelet, hjerte, og glat muskel ud over nonmuscle myosin 2 (NM2) isoformer, NM2a, 2b, og 2c19. NM2 isoformer findes i cytoplasma af alle celler og har fælles roller i cytokinesis, vedhæftning, væv morfogenese, og celle migration19,20,21,22. Dette papir diskuterer konventionelle myosin protokoller i forbindelse med nonmuscle myosin 2b (NM2b)23. NM2b, i forhold til M5a, har en lav told ratio og er enzymatisk langsommere med en Vmax på 0,2 s-123 i forhold til M5a’s Vmax på ≈18 s-124. Især afkortede NM2b-konstruktioner med to hoveder bevæger sig ikke let processivt på actin; snarere, hvert møde med actin resulterer i en magt slagtilfælde efterfulgt af dissociation afmolekylet 25.

NM2b indeholder to myosin tunge kæder, hver med en kugleformet hoved domæne, en løftestang-arm (med en ELC og en regulerende lyskæde (RLC)), og en α-spiralformede coiled-coil stang / hale domæne, ca 1.100 aminosyrer lang, at dæmper disse to tunge kæder. NM2b’s enzymatiske aktivitet og strukturelle tilstand reguleres af fosforylering af RLC23. Unphosphorylated NM2b, i nærværelse af ATP og fysiologiske ioniske styrker (ca. 150 mM salt), vedtager en kompakt kropsbygning, hvori de to hoveder gør deltage i en asymmetrisk interaktion og halen folder tilbage over hovedet to steder23. I denne tilstand interagerer myosin ikke stærkt med actin og har meget lav enzymatisk aktivitet. Ved RLC fosforylering ved calmodulin-afhængige myosin lyskæde kinase (MLCK) eller Rho-associeret protein kinase, molekylet udvider og forbinder med andre myosiner gennem halen regionen til at danne bipolar filamenter af ca 30 myosin molekyler23. Ovennævnte fosforylering af RLC fører også til øget actin-aktiveret ATPase aktivitet NM2b med ca . Denne bipolar glødetråd arrangement, byder på mange myosin motorer i hver ende, er optimeret til roller i sammentrækning og spænding vedligeholdelse, hvor actin filamenter med modsatrettede polariteter kan flyttes i forhold til hinanden23,29. Derfor har NM2b vist sig at fungere som et ensemble af motorer, når de interagerer med actin. Det store antal motorer i denne glødetråd gør det muligt for NM2b filamenter at bevæge sig forarbejdet på actin filamenter, hvilket gør in vitro filament processivitet muligt at karakterisere29.

Mens der er gjort fremskridt med at forstå myosins rolle i cellen, er der behov for at forstå deres individuelle egenskaber på proteinniveau. For at forstå actomyosin interaktioner på et simpelt protein-protein interaktionsniveau, snarere end inde i en celle, kan vi udtrykke og rense rekombinante myosiner til brug i in vitro undersøgelser. Resultaterne af sådanne undersøgelser informerer derefter mekanobiologer om de biofysiske egenskaber ved specifikke myosiner, der i sidste ende driver komplekse cellulære processer12,13,14,25,29. Typisk opnås dette ved at tilføje en affinitet tag til en fuld længde eller afkortet myosin konstruere og rense via affinitet kromatografi29,30,31. Derudover kan konstruktionen konstrueres til at omfatte en genetisk kodbar fluorophore eller et tag til proteinmærkning med en syntetisk fluorophore. Ved at tilføje en sådan fluorescerende etiket, enkelt molekyle billeddannelse undersøgelser kan udføres for at observere myosin mekanik og kinetik.

Efter rensning kan myosinen karakteriseres på flere måder. ATPase aktivitet kan måles ved hjælp af kolorimetriske metoder, der giver indsigt i motorens samlede energiforbrug og handle i affinitet under forskellige forhold32. For at lære om mekanokemien af dens motilitet kræves yderligere eksperimenter. Dette papir beskriver to in vitro fluorescensmikroskopibaserede metoder, der kan bruges til at karakterisere de bevægelige egenskaber ved et renset myosinprotein.

Den første af disse metoder er den glidende actin filament assay, som kan bruges til kvantitativt at studere myosinmotorernes ensembleegenskaber samt kvalitativt studere kvaliteten af et parti renset protein33. Selv om dette papir diskuterer brugen af total intern refleksion fluorescens (TIRF) mikroskopi til denne analyse, kan disse eksperimenter effektivt udføres ved hjælp af en wide-field fluorescens mikroskop udstyret med et digitalt kamera, almindeligvis findes i mangelaboratorier 34. I denne analyse er et mætningslag af myosinmotorer fastgjort til en coverlip. Dette kan opnås ved hjælp af nitrocellulose, antistoffer, membraner, SiO2-derivatiserede overflader (såsom trimethylchlorosilane), blandt andet29,33,35,36,37,38. Fluorescerende mærket actin filamenter er passeret gennem coverslip kammer, hvorpå actin binder sig til myosin fastgjort til overfladen. Ved tilsætning af ATP (og kinaser i studiet af NM2) afbildes kammeret for at observere translokationen af actin filamenter ved de overfladebundne myosiner. Sporingssoftware kan bruges til at korrelere hastigheden og længden af hver glidende actin filament. Analysesoftware kan også give et mål for antallet af både bevægelige og stationære aktinfilamenter, hvilket kan være nyttigt at bestemme kvaliteten af en given myosinforberedelse. Andelen af gået i stå filamenter kan også bevidst moduleres ved overflade tøjring af actin til andre proteiner og måles for at bestemme belastningen afhængighed af myosin39. Da hver actin filament kan fremdrives af et stort antal tilgængelige motorer, er denne analyse meget reproducerbar, idet den endelige målte hastighed er robust til forstyrrer såsom ændringer i start myosinkoncentrationen eller tilstedeværelsen af yderligere faktorer i opløsningen. Det betyder, at det let kan ændres for at studere myosinaktivitet under forskellige forhold, såsom ændret fosforylering, temperatur, ionstyrke, opløsningsviskositet og virkningerne af belastning induceret af overfladeliner. Selv om faktorer som stærkt bindende myosin “døde hoveder” ude af stand til ATP hydrolyse kan forårsage gået i stå actin filamenter, flere metoder findes for at afbøde sådanne problemer og give mulighed for nøjagtige målinger. Myosins kinetiske egenskaber varierer meget på tværs af klasser, og afhængigt af den specifikke myosin, der anvendes, kan hastigheden af actin filament glide i denne analyse variere fra under 20 nm / s (myosin 9)40,41og op til 60.000 nm / s(Characean myosin 11)42.

Den anden analyse inverterer geometrien af den glidende actin filament assay12. Her er actin filamenter fastgjort til coverslip overfladen og bevægelsen af enkelte molekyler af M5a eller af individuelle bipolære filamenter af NM2b visualiseres. Denne analyse kan bruges til at kvantificere løbelængder og hastigheder af enkelt myosin molekyler eller filamenter på actin. En coverlip er belagt med en kemisk forbindelse, der blokerer ikke-specifik binding og samtidig funktionaliserer overfladen, såsom biotin-polyethylen glycol (biotin-PEG). Tilsætningen af modificerede avidinderivater derefter primtal overfladen og biotinylerede actin er passeret gennem kammeret, hvilket resulterer i et lag af F-actin stabilt bundet til bunden af kammeret. Endelig er aktiveret og fluorescerende mærket myosin (typisk 1-100 nM) flød gennem kammeret, som derefter afbildes for at observere myosin bevægelse over den stationære actin filamenter.

Disse modaliteter repræsenterer hurtige og reproducerbare metoder, der kan anvendes til at undersøge dynamikken i både nonmuscle og muskel myosiner. Denne rapport skitserer procedurerne for rensning og præget af både M5a og NM2b, der repræsenterer henholdsvis ukonventionelle og konventionelle myosiner. Dette efterfølges af en diskussion af nogle af de myosin-specifikke tilpasninger, som kan udføres for at opnå en vellykket indfangning af bevægelse i de to typer af analysen.

Udtryk og molekylærbiologi
CDNA for myosin af interesse skal klones på en modificeret pFastBac1 vektor, der koder for enten en C-terminal FLAG-tag (DYKDDDDK), hvis der udtrykkes M5a-HMM, eller en N-terminal FLAG-tag, hvis der udtrykkes fuld længde molekyle af NM2b23,43,44,45,46. C-terminal FLAG-tags på NM2b resulterer i en svækket affinitet af proteinet for FLAG-affinitet kolonne. I modsætning hertil binder N-terminalt FLAG-mærket protein normalt godt til FLAG-affinitetskolonnen23. Det N-terminalt mærkede protein bevarer enzymatisk aktivitet, mekanisk aktivitet og fosforyleringsafhængig regel23.

I dette papir, en afkortet mus M5a tunge meromyosin (HMM)-lignende konstruere med en GFP mellem FLAG-tag og C-endestation af myosin tung kæde blev brugt. Bemærk, at I modsætning til NM2b kan M5a-HMM mærkes og renses med enten N- eller C-terminal FLAG-tags, og i begge tilfælde vil den resulterende konstruktion være aktiv. Den tunge M5a-kæde blev afkortet ved aminosyre 1090 og indeholder en tre aminosyreforbindelse (GCG) mellem GFP og spole-spoleregionen I M5a47. Der blev ikke tilføjet yderligere linker mellem GFP- og FLAG-koden. M5a-HMM blev co-udtrykt med calmodulin. Den menneskelige NM2b-konstruktion i fuld længde blev udtrykt i samarbejde med ELC og RLC. N-termini af RLC blev fusioneret med en GFP via en linker af fem aminosyrer (SGLRS). Direkte knyttet til FLAG-tag var en HaloTag. Mellem HaloTag og N-endestation af myosin tunge kæde var en linker lavet af to aminosyrer (AS).

Begge myosinpræparater blev renset fra en liter Sf9 cellekultur inficeret med baculovirus ved en tæthed på ca. 2 x 106 celler / mL. Mængderne af baculovirus for hver underenhed afhang af virusets mangfoldighed af infektion som bestemt af producentens instruktioner. I tilfælde af M5a, celler blev co-inficeret med to forskellige baculovirus-en for calmodulin, og en for M5a tung kæde. I tilfælde af NM2b, celler blev co-inficeret med tre forskellige vira-en for ELC, en for RLC, og en for NM2b tung kæde. For laboratorier, der arbejder med en mangfoldighed af myosiner (eller andre multikomplekse proteiner), er denne tilgang effektiv, da den giver mulighed for mange kombinationer af tunge og lette kæder og almindeligt anvendte lyskæder som calmodulin kan co-transfected med mange forskellige myosin tunge kæder. Alt cellearbejde blev afsluttet i et biosikkerhedsskab med korrekt steril teknik for at undgå forurening.

Til udtryk for både M5a og NM2b blev Sf9-cellerne, der producerer rekombinant myosiner, indsamlet 2-3 dage efter infektion via centrifugering og opbevaret ved -80 °C. Cellepiller blev fremkomet ved at centrifugere de co-inficerede Sf9-celler ved 4 °C i 30 minutter ved 2.800 x g. Proteinrensningsprocessen er beskrevet nedenfor.

Protocol

1. Rensning af proteiner Celle lysis og proteinudvinding Forbered en 1,5x udpakningsbuffer baseret på tabel 1. Filtreres og opbevares ved 4 °C. Begynd at optø cellepillerne på is. Pellets optøning, supplerer 100 mL ekstraktionsbuffer med 1,2 mM dithiothreitol (DTT), 5 μg/mL leupeptin, 0,5 μM phenylmethylsulfonylfluorid (PMSF) og to proteasehæmmertabletter. Bliv ved med at være på is. Når pellet er optøet, tilsættes 1 mL af den supplerede ekstraktionsbu…

Representative Results

Rensningen af myosin kan evalueres ved at udføre reducere natrium dodecyl sulfat-polyacrylamid (SDS-PAGE) gel-elektrophoresis som vist i figur 2. Mens dette tal repræsenterer den endelige, post-dialyzed myosin, SDS-PAGE kan udføres på aliquots fra de forskellige stadier af rensningsproceduren for at identificere eventuelle produkter tabt til supernatant. Myosin 5a HMM har et band i 120-130 kDa rækkevidde og fuld længde nonmuscle myosin 2b har et band i 200-230 kDa rækkevidde, svarende…

Discussion

Præsenteret her er en arbejdsgang for rensning og in vitro karakterisering af myosin 5a og nonmuscle myosin 2b. Dette sæt eksperimenter er nyttigt til at kvantificere de mekanokemiske egenskaber af rensede myosinkonstruktioner på en hurtig og reproducerbar måde. Selvom de to myosiner, der vises her, kun er to specifikke eksempler ud af de mange muligheder, kan betingelserne og teknikkerne anvendes med nogle skræddersyning til de fleste myosiner og til mange andre motorproteiner.

De protok…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker Dr. Fang Zhang for teknisk bistand med forberedelsen af de reagenser, der anvendes til indsamling af disse data. Dette arbejde blev støttet af NHLBI / NIH Intramural Research Program midler HL001786 til JRS

Materials

1 mL Syringe BD 309628
2 M CaCl2 Solution VWR 10128-558
2 M MgCl2 Solution VWR 10128-298
27 Gauge Needle Becton Dickinson 309623
5 M NaCl Solution KD Medical RGE-3270
Acetic Acid ThermoFisher Scientific 984303
Amyl Acetate Ladd Research Industries 10825
Anti-FLAG M2 Affinity Gel Millipore Sigma A2220 https://www.sigmaaldrich.com/content/dam/sigma-aldrich/docs/Sigma/Bulletin/a2220bul.pdf
ATP Millipore Sigma A7699
Biotinylated G-Actin Cytoskeleton, Inc. AB07
Bovine Serum Albumin Millipore Sigma 5470
bPEG-silane Laysan Bio, Inc Biotin-PEG-SIL-3400-1g
Bradford Reagent Concentrate Bio-Rad 5000006
Calmodulin PMID: 2985564
Catalase Millipore Sigma C40
Cell Line (Sf9) in SF-900 II SFM ThermoFisher Scientific 11496015 http://tools.thermofisher.com/content/sfs/manuals/bevtest.pdf https://tools.thermofisher.com/content/sfs/manuals/bactobac_man.pdf
Circular Filter Paper – Gliding Assay Millipore Sigma WHA1001125
Circular Filter Paper – Inverted Assay Millipore Sigma WHA1001090
cOmplete, EDTA-Free Protease Inhibitor Tablets Millipore Sigma 5056489001 This should be stored at 4 °C. The tablets can be used directly or can be reconstituted as a 25x stock solution by dissolving 1 tablet in 2 mL of distilled water. The resulting solution can be stored at 4 °C for 1-2 weeks or at least 12 weeks at -20 °C. 
Concentrating Tubes (100,000 MWCO) EMD Millipore Corporation UFC910024 The MWCO of the tube is not necessarily "one size fits all," as long as the MWCO is less than the total molecular weight of the protein being purified. The NM2b herein was concentrated with a 100,000 MWCO tube and the M5a was concentrated with a 30,000 MWCO tube.
Coomassie Brilliant Blue R-250 Dye ThermoFisher Scientific 20278
Coverslip Rack Millipore Sigma Z688568-1EA
Coverslips: Gliding Acting Filament Assay VWR International 48366-227
Coverslips: Inverted Motility Assay Azer Scientific ES0107052
Dialysis Tubing (3500 Dalton MCWO) Fischer Scientific 08-670-5A The diameter of the dialysis tube can vary, but the MWCO should be the same. The NM2b used herein was dialyzed in an 18 mm dialysis tube. The tubes can be stored in 20% alcohol solution at 4 °C.
DL-Dithiothreitol Millipore Sigma D0632
Double-Sided Tape Office Depot 909955
DYKDDDDK Peptide GenScript RP10586 This can be dissolved in a buffer containing 0.1 M NaCl, 0.1 mM EGTA, 3 mM NaN3, and 10 mM MOPS (pH 7.2) to a final concentration of 50 mg/mL. This can be stored at -20 °C as 300 µL aliquots. 
EGTA Millipore Sigma E4378
Elution Column Bio-Rad 761-1550 These can be reused. To clean, rinse the column with 2-3 column volumes of PBS and distilled water. Chill the column at 4° C before use.
Ethanol Fischer Scientific A4094
G-actin PMID: 4254541 G-actin stock can be stored at 200 μM in liquid N2.
Glucose Millipore Sigma G8270
Glucose Oxidase Millipore Sigma G2133
Glycine Buffer Solution, 100 mM, pH 2-2.5, 1 L Santa Cruz Biotechnology sc-295018
HaloTag Promega G100A
HCl Millipore Sigma 320331
KCl Fischer Scientific P217-500
Large-Orifice Pipet Tips Fischer Scientific 02-707-134
Leupeptin Protease Inhibitor ThermoFisher Scientific 78435
Mark12 Unstained Standard Ladder ThermoFisher Scientific LC5677
Methanol Millipore Sigma MX0482
Methylcellulose Millipore Sigma M0512
Microscope Slides Fischer Scientific 12-553-10
MOPS Fischer Scientific BP308-100
mPEG-silane Laysan Bio, Inc MPEG-SIL-2000-1g
Myosin Light Chain Kinase PMID: 23148220 FLAG-tagged MLCK can be purified the same way that the FLAG-tagged myosin was purified herein. 
NaN3 Millipore Sigma S8032
NeutrAvidin ThermoFisher Scientific 31050
Nitrocellulose Ladd Research Industries 10800
NuPAGE 4 to 12% Bis-Tris Mini Protein Gel, 15-well ThermoFisher Scientific NP0323PK2
NuPAGE LDS Sample Buffer (4X) ThermoFisher Scientific NP0007
Phosphate-Buffered Saline, pH 7.4 ThermoFisher Scientific 10010023
PMSF Millipore Sigma 78830 PMSF can be made as a 0.1 M stock solution in isopropanol and stored in 4 °C. Isopropanol addition results in crystal precipitation, which can be dissolved by stirring at room temperature. Immediately before use, PMSF can be added dropwise to a rapidly stirring solution to a final concentration of 0.1 mM. 
Razor Blades Office Depot 397492
Rhodamine-Phalloidin ThermoFisher Scientific R415 Stock can be diluted in 100% methanol to a final concentration of 200 μM.
Sf9 Media ThermoFisher Scientific 12658-027 This should be stored at 4° C. Its shelf life is 18 months from the date of manufacture.
Tissue Culture Dish – Gliding Assay Corning 353025 Each tissue culture dish can hold approximately nine coverslips.
Tissue Culture Dish – Inverted Assay Corning 353003 Each tissue culture dish can hold approximately four coverslips.
Smooth-sided 200 µL Pipette Tips Thomas Scientific 1158U38
EQUIPMENT
Centrifuge ThermoFisher Scientific 75006590
Microscope Nikon Model: Eclipse Ti with H-TIRF system with 100x TIRF Objective (N.A. 1.49)
Microscope Camera Andor Model: iXon DU888 EMCCD camera (1024 x 1024 sensor format)
Microscope Environmental Control Box Tokai HIT Custom Thermobox
Microscope Laser Unit Nikon LU-n4 four laser unit with solid state lasers for 405nm, 488nm, 561nm,and 640nm
Mid Bench Centrifuge ThermoFisher Scientific Model: CR3i
Misonix Sonicator Misonix XL2020
Optima Max-Xp Tabletop Ultracentrifuge Beckman Coulter 393315
Plasma-Cleaner Diener electronic GmbH + Co. KG System Type: Zepto
Sonicator Probe (3.2 mm) Qsonica 4418
Standard Incubator Binder Model: 56
Waverly Tube Mixer Waverly TR6E
SOFTWARE
ImageJ FIJI https://imagej.net/Fiji/Downloads
FAST (Version 1.01) http://spudlab.stanford.edu/fast-for-automatic-motility-measurements FAST is available for Mac OSX and Linux based systems.
Image Stabilizer Plugin https://imagej.net/Image_Stabilizer
ImageJ TrackMate https://imagej.net/TrackMate
Imaging Software NIS Elements (AR package)
http://www.cs.cmu.edu/~kangli/code/Image_Stabilizer.html
File:TrackMate-manual.pdf
https://github.com/turalaksel/FASTrack
https://github.com/turalaksel/FASTrack/blob/master/README.md

References

  1. Sellers, J. R. Myosins: A diverse superfamily. Biochimica et Biophysica Acta – Molecular Cell Research. 1496 (1), 3-22 (2000).
  2. Cheney, R. E., Mooseker, M. S. Unconventional myosins. Current opinion in cell biology. 4 (1), 27-35 (1992).
  3. Rhoads, A. R., Friedberg, F. Sequence motifs for calmodulin recognition. FASEB journal: official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 11 (5), 331-340 (1997).
  4. Vilfan, A. Ensemble velocity of non-processive molecular motors with multiple chemical states. Interface Focus. 4 (6), 20140032 (2014).
  5. Richards, T. A., Cavalier-Smith, T. Myosin domain evolution and the primary divergence of eukaryotes. Nature. 436 (7054), 1113-1118 (2005).
  6. Odronitz, F., Kollmar, M. Drawing the tree of eukaryotic life based on the analysis of 2,269 manually annotated myosins from 328 species. Genome Biology. 8 (9), 1-23 (2007).
  7. Kollmar, M., Mühlhausen, S. Myosin repertoire expansion coincides with eukaryotic diversification in the Mesoproterozoic era. BMC Evolutionary Biology. 17 (1), 1-18 (2017).
  8. Berg, J. S., Powell, B. C., Cheney, R. E. A millennial myosin census. Molecular Biology of the Cell. 12 (4), 780-794 (2001).
  9. De La Cruz, E. M., Sweeney, H. L., Ostap, E. M. ADP inhibition of myosin V ATPase activity. Biophysical Journal. 79 (3), 1524-1529 (2000).
  10. Mehta, A. D., et al. Myosin-V is a processive actin-based motor. Nature. 400 (6744), 590-593 (1999).
  11. Yildiz, A., et al. Myosin V walks hand-over-hand: single fluorophore imaging with 1.5-nm localization. Science. 300 (5628), 2061-2065 (2003).
  12. Sakamoto, T., Amitani, I., Yokota, E., Ando, T. Direct Observation of Processive Movement by Individual Myosin V Molecules. Biochemical and Biophysical Research Communications. 272 (2), 586-590 (2000).
  13. Veigel, C., Wang, F., Bartoo, M. L., Sellers, J. R., Molloy, J. E. The gated gait of the processive molecular motor, myosin V. Nature Cell Biology. 4 (1), 59-65 (2002).
  14. Sakamoto, T., Webb, M. R., Forgacs, E., White, H. D., Sellers, J. R. Direct observation of the mechanochemical coupling in myosin Va during processive movement. Nature. 455 (7209), 128-132 (2008).
  15. Cheney, R. E., et al. Brain myosin-V is a two-headed unconventional myosin with motor activity. Cell. 75 (1), 13-23 (1993).
  16. Wu, X., Bowers, B., Wei, Q., Kocher, B., Hammer, J. A. Myosin V associates with melanosomes in mouse melanocytes: evidence that myosin V is an organelle motor. Journal of Cell Science. 110 (7), 847-859 (1997).
  17. Wagner, W., Brenowitz, S. D., Hammer, J. A. Myosin-Va transports the endoplasmic reticulum into the dendritic spines of Purkinje neurons. Nature Cell Biology. 13 (1), 40-48 (2011).
  18. Hammer, J. A., Sellers, J. R. Walking to work: roles for class V myosins as cargo transporters. Nature reviews. Molecular cell biology. 13 (1), 13-26 (2011).
  19. Vicente-Manzanares, M., Ma, X., Adelstein, R. S., Horwitz, A. R. Non-muscle myosin II takes centre stage in cell adhesion and migration. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 10 (11), 778-790 (2009).
  20. Beach, J. R., Hammer, J. A. Myosin II isoform co-assembly and differential regulation in mammalian systems. Experimental Cell Research. 334 (1), 2-9 (2015).
  21. Ebrahim, S., et al. NMII forms a contractile transcellular sarcomeric network to regulate apical cell junctions and tissue geometry. Current Biology. 23 (8), 731-736 (2013).
  22. Ma, X., Bao, J., Adelstein, R. S. Loss of Cell Adhesion Causes Hydrocephalus in Nonmuscle Myosin II-B-ablated and Mutated Mice. Molecular Biology of the Cell. 18 (6), 2305-2312 (2007).
  23. Billington, N., Wang, A., Mao, J., Adelstein, R. S., Sellers, J. R. Characterization of three full-length human nonmuscle myosin II paralogs. Journal of Biological Chemistry. 288 (46), 33398-33410 (2013).
  24. Li, X., Mabuchi, K., Ikebe, R., Ikebe, M. Ca2+-induced activation of ATPase activity of myosin Va is accompanied with a large conformational change. Biochemical and Biophysical Research Communications. 315 (3), 538-545 (2004).
  25. Nagy, A., et al. Kinetic characterization of nonmuscle myosin IIB at the single molecule level. Journal of Biological Chemistry. 288 (1), 709-722 (2013).
  26. Sandquist, J. C., Swenson, K. I., DeMali, K. A., Burridge, K., Means, A. R. Rho kinase differentially regulates phosphorylation of nonmuscle myosin II isoforms A and B during cell rounding and migration. Journal of Biological Chemistry. 281 (47), 35873-35883 (2006).
  27. Scholey, J. M., Taylor, K. A., Kendrick-Jones, J. Regulation of non-muscle myosin assembly by calmodulin-dependent light chain kinase. Nature. 287 (5779), 233-235 (1980).
  28. Adelstein, R. S., Anne Conti, M. Phosphorylation of platelet myosin increases actin-activated myosin ATPase activity. Nature. 256 (5518), 597-598 (1975).
  29. Melli, L., et al. Bipolar filaments of human nonmuscle myosin 2-A and 2-B have distinct motile and mechanical properties. eLife. 7, 1-25 (2018).
  30. Fujita, K., Ohmachi, M., Ikezaki, K., Yanagida, T., Iwaki, M. Direct visualization of human myosin II force generation using DNA origami-based thick filaments. Communications Biology. 2 (1), (2019).
  31. Zhao, X., Li, G., Liang, S. Several affinity tags commonly used in chromatographic purification. Journal of Analytical Methods in Chemistry. 2013, (2013).
  32. De La Cruz, E. M., Michael Ostap, E. Kinetic and equilibrium analysis of the myosin ATPase. Methods in Enzymology. 455 (08), 157-192 (2008).
  33. Kron, S. J., Spudich, J. A. Fluorescent actin filaments move on myosin fixed to a glass surface. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 83 (17), 6272-6276 (1986).
  34. Homsher, E., Wang, F., Sellers, J. R. Factors affecting movement of F-actin filaments propelled by skeletal muscle heavy meromyosin. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 262 (3), 714-723 (1992).
  35. Bunk, R., et al. Actomyosin motility on nanostructured surfaces. Biochemical and Biophysical Research Communications. 301 (3), 783-788 (2003).
  36. Ito, K., et al. Recombinant motor domain constructs of Chara corallina myosin display fast motility and high ATPase activity. Biochemical and Biophysical Research Communications. 312 (4), 958-964 (2003).
  37. Pyrpassopoulos, S., Feeser, E. A., Mazerik, J. N., Tyska, M. J., Ostap, E. M. Membrane-bound Myo1c powers asymmetric motility of actin filaments. Current Biology. 22 (18), 1688-1692 (2012).
  38. Lindberg, F. W., et al. Controlled surface silanization for actin-myosin based nanodevices and biocompatibility of new polymer resists. Langmuir. 34 (30), 8777-8784 (2018).
  39. Greenberg, M. J., Moore, J. R. The molecular basis of frictional loads in the in vitro motility assay with applications to the study of the loaded mechanochemistry of molecular motors. Cytoskeleton. 67 (5), 273-285 (2010).
  40. Liao, W., Elfrink, K., Bähler, M. Head of myosin IX binds calmodulin and moves processively toward the plus-end of actin filaments. Journal of Biological Chemistry. 285 (32), 24933-24942 (2010).
  41. O’Connell, C. B., Mooseker, M. S. Native Myosin-IXb is a plus-, not a minus-end-directed motor. Nature Cell Biology. 5 (2), 171-172 (2003).
  42. Higashi-Fujime, S., et al. The fastest-actin-based motor protein from the green algae, Chara, and its distinct mode of interaction with actin. FEBS Letters. 375 (1-2), 151-154 (1995).
  43. Kengyel, A., Wolf, W. A., Chisholm, R. L., Sellers, J. R. Nonmuscle myosin IIA with a GFP fused to the N-terminus of the regulatory light chain is regulated normally. Journal of Muscle Research and Cell Motility. 31 (3), 163-170 (2010).
  44. Wang, F., et al. Effect of ADP and ionic strength on the kinetic and motile properties of recombinant mouse myosin V. Journal of Biological Chemistry. 275 (6), 4329-4335 (2000).
  45. Sakamoto, T., Yildiz, A., Selvin, P. R., Sellers, J. R. Step-size is determined by neck length in myosin V †. Biochemistry. 44 (49), 16203-16210 (2005).
  46. Moore, J. R., Krementsova, E. B., Trybus, K. M., Warshaw, D. M. Myosin V exhibits a high duty cycle and large unitary displacement. Journal of Cell Biology. 155 (4), 625-636 (2001).
  47. Bryant, Z., Altman, D., Spudich, J. A. The power stroke of myosin VI and the basis of reverse directionality. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (3), 772-777 (2007).
  48. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry. 72 (1-2), 248-254 (1976).
  49. Chandradoss, S. D., et al. Surface passivation for single-molecule protein studies. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (86), e50549 (2014).
  50. Aksel, T., Choe Yu, E., Sutton, S., Ruppel, K. M., Spudich, J. A. Ensemble force changes that result from human cardiac myosin mutations and a small-molecule effector. Cell Reports. 11 (6), 910-920 (2015).
  51. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  52. Swoboda, M., et al. Enzymatic oxygen scavenging for photostability without pH drop in single-molecule experiments. ACS Nano. 6 (7), 6364-6369 (2012).
  53. Weissmann, F., et al. biGBac enables rapid gene assembly for the expression of large multisubunit protein complexes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (19), 2564-2569 (2016).
  54. Bird, J. E., et al. Chaperone-enhanced purification of unconventional myosin 15, a molecular motor specialized for stereocilia protein trafficking. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (34), 12390-12395 (2014).
  55. Bookwalter, C. S., Kelsen, A., Leung, J. M., Ward, G. E., Trybus, K. M. A toxoplasma gondii class XIV myosin, expressed in Sf 9 cells with a parasite co-chaperone, requires two light chains for fast motility. Journal of Biological Chemistry. 289 (44), 30832-30841 (2014).
  56. Rahman, M. A., Salhotra, A., Månsson, A. Comparative analysis of widely used methods to remove nonfunctional myosin heads for the in vitro motility assay. Journal of Muscle Research and Cell Motility. 39 (5-6), 175-187 (2018).
  57. Aguilar, H. N., Tracey, C. N., Tsang, S. C. F., McGinnis, J. M., Mitchell, B. F. Phos-tag-based analysis of myosin regulatory light chain phosphorylation in human uterine myocytes. PLoS One. 6 (6), 20903 (2011).
  58. Kinoshita, E., et al. Separation of phosphoprotein isotypes having the same number of phosphate groups using phosphate-affinity SDS-PAGE. PROTEOMICS. 8 (15), 2994-3003 (2008).
  59. Yang, Y., et al. A FERM domain autoregulates Drosophila myosin 7a activity. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106 (11), 4189-4194 (2009).
  60. Kalwarczyk, T., et al. Comparative analysis of viscosity of complex liquids and cytoplasm of mammalian cells at the nanoscale. Nano Letters. 11 (5), 2157-2163 (2011).
  61. Brizendine, R. K., et al. Velocities of unloaded muscle filaments are not limited by drag forces imposed by myosin cross-bridges. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (36), 11235-11240 (2015).
  62. Umemoto, S., Sellers, J. R. Characterization of in vitro motility assays using smooth muscle and cytoplasmic myosins. The Journal of Biological Chemistry. 265 (25), 14864-14869 (1990).
  63. Reck-Peterson, S. L., Tyska, M. J., Novick, P. J., Mooseker, M. S. The yeast class V myosins, Myo2p and Myo4p, are nonprocessive actin-based motors. Journal of Cell Biology. 153 (5), 1121-1126 (2001).
  64. Hachikubo, Y., Ito, K., Schiefelbein, J., Manstein, D. J., Yamamoto, K. Enzymatic Activity and Motility of Recombinant Arabidopsis Myosin XI, MYA1. Plant and Cell Physiology. 48 (6), 886-891 (2007).
  65. Bing, W., Knott, A., Marston, S. B. A simple method for measuring the relative force exerted by myosin on actin filaments in the in vitro motility assay: Evidence that tropomyosin and troponin increase force in single thin filaments. Biochemical Journal. 350 (3), 693-699 (2000).
  66. Molloy, J. E., Burns, J. E., Kendrick-Jones, J., Tregear, R. T., White, D. C. S. Movement and force produced by a single myosin head. Nature. 378 (6553), 209-212 (1995).
  67. Finer, J. T., Simmons, R. M., Spudich, J. A. Single myosin molecule mechanics: piconewton forces and nanometre steps. Nature. 368 (6467), 113-119 (1994).
  68. Bao, J., Huck, D., Gunther, L. K., Sellers, J. R., Sakamoto, T. Actin structure-dependent stepping of Myosin 5a and 10 during processive movement. PLoS One. 8 (9), 74936 (2013).
  69. Ricca, B. L., Rock, R. S. The stepping pattern of Myosin X is adapted for processive motility on bundled actin. Biophysical Journal. 99 (6), 1818-1826 (2010).
  70. Barua, B., Nagy, A., Sellers, J. R., Hitchcock-DeGregori, S. E. Regulation of nonmuscle myosin II by tropomyosin. Biochemistry. 53 (24), 4015-4024 (2014).
  71. Hodges, A. R., et al. Tropomyosin is essential for processive movement of a class V myosin from budding yeast. Current biology: CB. 22 (15), 1410-1416 (2012).
  72. Hundt, N., Steffen, W., Pathan-Chhatbar, S., Taft, M. H., Manstein, D. J. Load-dependent modulation of non-muscle myosin-2A function by tropomyosin 4.2. Scientific Reports. 6 (1), 20554 (2016).
  73. Los, G. V., et al. HaloTag: A novel protein labeling technology for cell imaging and protein analysis. ACS Chemical Biology. 3 (6), 373-382 (2008).
  74. Nelson, S. R., Ali, M. Y., Warshaw, D. M. Quantum dot labeling strategies to characterize single-molecular motors. Methods in Molecular Biology. 778, 111-121 (2011).
  75. Forkey, J. N., Quinlan, M. E., Alexander Shaw, M., Corrie, J. E. T., Goldman, Y. E. Three-dimensional structural dynamics of myosin V by single-molecule fluorescence polarization. Nature. 422 (6930), 399-404 (2003).
  76. Gardini, L., Arbore, C., Capitanio, M., Pavone, F. S. A protocol for single molecule imaging and tracking of processive myosin motors. MethodsX. 6, 1854-1862 (2019).
  77. Haldeman, B. D., Brizendine, R. K., Facemyer, K. C., Baker, J. E., Cremo, C. R. The kinetics underlying the velocity of smooth muscle myosin filament sliding on actin filaments in vitro. The Journal of Biological Chemistry. 289 (30), 21055-21070 (2014).
  78. Ruhnow, F., Kloβ, L., Diez, S. Challenges in estimating the motility parameters of single processive motor proteins. Biophysical Journal. 113 (11), 2433-2443 (2017).
  79. Zheng, Q., Blanchard, S. C. Single fluorophore blinking. Encyclopedia of Biophysics. , 2322-2323 (2013).

Play Video

Cite This Article
Tripathi, A., Bond, C., Sellers, J. R., Billington, N., Takagi, Y. Myosin-Specific Adaptations of In vitro Fluorescence Microscopy-Based Motility Assays. J. Vis. Exp. (168), e62180, doi:10.3791/62180 (2021).

View Video