Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Analisi del vasospasmo cerebrale in un modello murino di emorragia subaracnoidea con ultrasuoni duplex transcranici ad alta frequenza

doi: 10.3791/62186 Published: June 3, 2021
* These authors contributed equally

Summary

Lo scopo di questo manoscritto è quello di presentare un metodo basato sulla sonografia che consenta l'imaging in vivo del flusso sanguigno nelle arterie cerebrali nei topi. Dimostriamo la sua applicazione per determinare i cambiamenti nelle velocità del flusso sanguigno associati al vasospasmo nei modelli murini di emorragia subaracnoidea (SAH).

Abstract

Il vasospasmo cerebrale che si verifica nelle settimane successive all'emorragia subaracnoidea, un tipo di ictus emorragico, contribuisce all'ischemia cerebrale ritardata. Un problema riscontrato in studi sperimentali che utilizzano modelli murini di SAH è che mancano metodi per il monitoraggio in vivo del vasospasmo cerebrale nei topi. Qui, dimostriamo l'applicazione di ultrasuoni ad alta frequenza per eseguire esami ecografici Duplex transcranici sui topi. Utilizzando il metodo, potrebbero essere identificate le arterie carotide interne (ICA). Le velocità del flusso sanguigno nelle ICA intracranici sono state accelerate significativamente dopo l'induzione di SAH, mentre le velocità del flusso sanguigno nelle ICA extracranici sono rimaste basse, indicando vasospasmo cerebrale. In conclusione, il metodo qui dimostrato consente il monitoraggio funzionale e non invasivo in vivo del vasospasmo cerebrale in un modello di SAH murino.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

L'emorragia subaracnoidea spontanea (SAH) è una forma di ictus emorragico causato principalmente dalla rottura di un aneurisma intracranica1. L'esito neurologico è principalmente influenzato da due fattori: la lesione cerebrale precoce (EBI), che è causata dagli effetti del sanguinamento e dall'ischemia cerebrale globale transitoria associata, e l'ischemia cerebrale ritardata (DCI), che si verifica durante le settimane successive alsanguinamento 2,3. È stato riferito che il DCI colpisce fino al 30% dei pazienti affetti da SAH2. La fisiopatologia del DCI comporta vasospasmo cerebrale angiografico, un microcircolo disturbato causato da microvassopasi e microtrombosi, depressioni corticali di diffusione ed effetti innescatidall'infiammazione 4. Sfortunatamente, l'esatta fisiopatologia rimane poco chiara e non è disponibile alcun trattamento che prevenga efficacemente il DCI3. Pertanto, il DCI è studiato in molti studi clinici e sperimentali.

Al giorno d'oggi, la maggior parte degli studi sperimentali sui SAH utilizzano piccoli modelli animali, specialmente neitopi 5,6,7,8,9,10,11,12,13. In tali studi, il vasospasmo cerebrale è spesso studiato come un endpoint. È comune determinare il grado di vasospasmo ex vivo. Questo perché mancano metodi non invasivi per l'esame in vivo del vasospasmo cerebrale che richiede un breve tempo di anestesia e impone solo poca angoscia agli animali. Tuttavia, l'esame del vasospasmo cerebrale in vivo sarebbe vantaggioso. Questo perché consentirebbe studi longitudinali in vivo sul vasospasmo nei topi (cioè l'imaging del vasospasmo cerebrale in diversi momenti durante i giorni successivi all'induzione del SAH). Ciò migliorerebbe la comparabilità dei dati acquisiti in diversi punti di tempo. Inoltre, l'utilizzo di un progetto di studio longitudinale è una strategia per ridurre il numero di animali.

Qui dimostriamo l'uso di ultrasuoni transcranici ad alta frequenza per determinare il flusso sanguigno nelle arterie cerebrali nei topi. Mostriamo che, simile alla sonografia Doppler transcraniciale (TCD) o alla sonografia Duplex transcranici codificata a colori (TCCD) nella pratica clinica14,15,16,17,18, questo metodo può essere utilizzato per monitorare il vasospasmo cerebrale misurando le velocità del flusso sanguigno delle arterie intracranici dopo l'induzione di SAH nel modello murino.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dal comitato responsabile per la cura degli animali (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz) e condotti in conformità con la legge tedesca sul benessere degli animali (TierSchG). Sono state seguite tutte le linee guida internazionali, nazionali e istituzionali applicabili per la cura e l'uso degli animali. In questo studio, abbiamo eseguito misurazioni delle velocità del flusso sanguigno delle arterie intracranici ed extracraniali nei topi C57BL/6N femminili di età compresa tra 11 e 12 settimane con un peso corporeo compreso tra 19-21 g. I topi sono stati sottoposti a induzione di SAH o a chirurgia fittizia, che è stata descritta in dettaglio altrove10,12,13.

1. Preparazione dei materiali

  1. Accendere la macchina ad ultrasuoni e inserire l'ID animale.
  2. Riscaldare la piastra riscaldante del sistema ad ultrasuoni a 37 °C. Assicurarsi che la sonda di temperatura rettale sia pronta per l'uso.
  3. Utilizzare un bagno d'acqua per riscaldare il gel ad ultrasuoni a 37 °C. Preparare la crema per la depilazione, la crema a contatto per gli elettrodi e l'unguento per gli occhi.

2. Anestesia

  1. Indurre l'anestesia mettendo il mouse in una camera lavata con il 4% di isoflurane e il 40% O2 per 1 min. Proteggi gli occhi con unguento per gli occhi. Continuare solo dopo aver raggiunto un'anestesia sufficientemente profonda (assenza di reazioni agli stimoli del dolore).
  2. Mantenere l'anestesia con l'1,5% di isoflurane e il 40% O2 utilizzando una maschera di anestesia durante l'intera procedura.

3. Determinazione delle velocità del flusso sanguigno delle arterie carotide interne intracranici con sonografia Duplex ad alta frequenza transcranici

  1. Posizionare il mouse nella posizione prona sulla piastra riscaldante del sistema ad ultrasuoni per mantenere una temperatura corporea di 37 °C.
  2. Rivestire le quattro estremità dell'animale con pasta conduttiva e fissarle con nastro adesivo sugli elettrodi ECG incorporati nella scheda. Verificare se i parametri fisiologici (ECG, segnale di respirazione) sono visualizzati correttamente sullo schermo del sistema di imaging (ad esempio, Vevo3100). Se necessario, regolare il livello di anestesia per ottenere una frequenza cardiaca target di 400-500 battiti al minuto (bpm).
  3. Posizionare il lubrificante su una sonda di temperatura rettale e inserirlo con cura per monitorare la temperatura corporea. Se necessario, utilizzare una lampada riscaldante aggiuntiva.
  4. Prima del primo esame, rimuovere la pelliccia all'occipite usando chimicamente la crema per la depilazione. Usa un batuffolo di cotone per stendere e strofinare la crema per 2 minuti fino a quando i peli iniziano a cadere.
    1. Dopo altri 2 minuti, rimuovere la crema e i peli con una spatola e disinfettare la pelle con un antisettico alcolico della pelle. Rivestirlo con gel ad ultrasuoni riscaldato a 37 °C.
  5. Utilizzare un trasduttore array lineare a 38 MHz e una frequenza fotogrammi superiore a 200 fotogrammi/s per acquisire immagini ad ultrasuoni e fissare la sonda nel braccio meccanico. Posizionare il trasduttore sull'occipite inclinato all'indietro di 30°.
  6. Utilizzare la modalità Doppler Brightness-(B) e color-wave-(CW) per visualizzare l'arteria carotide interna intracranica destra e spostare il trasduttore con l'unità di controllo avanti e indietro, fino a trovare il flusso massimo delle arterie.
  7. Per raccogliere informazioni anatomiche, utilizzare la tradizionale modalità B e CW-Doppler e iniziare l'acquisizione cliccando sul pulsante Acquista.
    1. Per registrare informazioni sulle caratteristiche di flusso dei recipienti intracranici, fare clic sul pulsante Doppler Pulse-Wave (PW), posizionare il volume del campione al centro della nave e acquisire un ciclo cine più lungo di 3 s.
  8. Procedere in modo identico con il lato sinistro.
  9. Procedere con le arterie carotidi extracraniali.

4. Determinazione delle velocità del flusso sanguigno delle arterie carotide interne extracranici con sonografia Duplex ad alta frequenza

  1. Posizionare il mouse in posizione supina sulla piastra riscaldante del sistema ad ultrasuoni per mantenere una temperatura corporea di 37 °C.
  2. Rivestire le quattro estremità dell'animale con pasta conduttiva e fissarle con nastro adesivo sugli elettrodi ECG incorporati nella scheda. Verificare nuovamente la corretta visualizzazione dei parametri fisiologici sullo schermo.
  3. Prima del primo esame, rimuovere chimicamente i capelli sul collo anteriore utilizzando la crema per la depilazione come descritto sopra. Rivestire il collo anteriore con gel ad ultrasuoni riscaldato a 37 °C.
  4. Utilizzare un trasduttore array lineare a 38 MHz e una frequenza fotogrammi superiore a 200 fotogrammi/s per acquisire immagini ad ultrasuoni. Posizionare il trasduttore parallelo all'animale e regolare la posizione in modo da ottenere immagini longitudinali dell'arteria carotidea destra.
  5. Utilizzare la modalità Doppler Brightness-(B) e color-wave-(CW) per visualizzare l'arteria carotidea destra. L'immagine deve contenere la giusta arteria carotide comune (RCC), l'arteria carotide interna destra (RICA) e l'arteria carotide esterna destra (RECA).
  6. Per raccogliere informazioni anatomiche, utilizzare la tradizionale modalità B e CW-Doppler e iniziare l'acquisizione cliccando sul pulsante Acquista.
    1. Per registrare informazioni sulle caratteristiche di flusso dell'arteria carotide extracranica cliccare sul pulsante Doppler Pulse-Wave (PW), posizionare il volume del campione al centro della comune arteria carotide, l'arteria carotide interna e l'arteria carotide esterna e acquisire un ciclo cine più lungo di 3 s.
  7. Procedere in modo identico con il lato sinistro.
  8. Termina l'anestesia e rimuovi l'animale dalla piastra riscaldante. Riportare l'animale in una gabbia posta in un'incubatrice riscaldata a 37 °C per 1 ora per prevenire l'ipotermia e verificare il pieno recupero.

5. Trattamento dei dati di ultrasonografia

  1. Utilizzare una workstation esterna per la post-elaborazione dei dati ecografico ad alta frequenza. Esportare le immagini e i cicli cine in modalità B, CW-Doppler e PW-Doppler.
  2. Aprire lo studio ecografico esportato. Selezionare un animale e aprire il circuito cine PW-Doppler dell'arteria carotide intracranica. In questo protocollo vengono tipicamente registrati da 7 a 8 battiti cardiaci e corrispondenti curve di velocità di flusso.
  3. Mettere in pausa il ciclo del cine e fare clic sul pulsante Misurazione. Scegliete il pacchetto vascolare e fate clic su RICA PSV per misurare la pressione sistolica di picco (PSV). Ora fare clic a sinistra sul picco di una curva di velocità e tirare la linea retta sulla linea zero. Determinare la misurazione con un clic con il pulsante destro del mouse.
  4. Ora scegliete RICA EDV per misurare la velocità enddiastolica (EDV). Fare clic a sinistra su un'eruzione cutanea minima della curva di velocità alla fine del diastole. Tirare la linea direttamente sulla linea zero e determinare la misurazione con un clic con il pulsante destro del mouse.
  5. Selezionate RICA VTI per misurare l'integrale del tempo di velocità (VTI). Fate clic a sinistra all'inizio di una curva di velocità e seguite la curva con il mouse fino alla fine dell'altopiano diastolico. Quindi fare di nuovo clic con il pulsante destro del mouse per determinare la misurazione.
  6. Esportare i dati delle arterie carotidi interne intracerebrali utilizzando il pulsante del report. Premere Esporta e salvare i dati come file di report VSI.
  7. Utilizzare lo stesso approccio per misurare PSV, EDV e VTI delle arterie carotidi interne extracranici giuste ed esportare i dati di conseguenza.
  8. Procedere in modo identico con il lato sinistro.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

In 6 topi, in 3 dei quali il SAH è stato indotto utilizzando il modello di perforazione del filamento endovascolare mentre 3 hanno ottenuto un intervento chirurgico fittizio, le velocità del flusso sanguigno dell'arteria carotide interna intracranica (ICA) e dell'ICA extracranica sono state determinate un giorno prima dell'intervento chirurgico e 1, 3 e 7 giorni dopo l'intervento chirurgico. Le misurazioni sono state effettuate nell'ambito degli esami ecocardiografici di un altro studio in anestesia con isoflurane mantenendo la temperatura corporea a 37 °C19.

Prima dell'intervento chirurgico, le velocità extra- e intracranici del flusso sanguigno, così come i quozienti del flusso sanguigno intra ed extracraniale erano simili tra SAH e animali fittizi. Il primo giorno dopo l'induzione del SAH non ci sono stati cambiamenti importanti nelle velocità del flusso sanguigno intra o extracraniale o nei rapporti del flusso sanguigno intra ed extracraniale.

Nei giorni 3 e 7 le velocità del flusso sanguigno intracranici dell'ICA sono aumentate notevolmente in 2 degli animali SAH, indicando vasospasmo cerebrale dopo SAH. Poiché le velocità extracranici del flusso sanguigno sono rimaste pressoché invariate, il rapporto tra velocità del flusso sanguigno intra/extracraniale è aumentato significativamente anche il giorno 7 negli animali SAH, indicando vasospasmo cerebrale.

Le registrazioni soografiche duplex rappresentative dell'ICA intra ed extracraniale sono mostrate nella figura 1. Il corso delle velocità del flusso sanguigno è mostrato nella figura 2.

Figure 1
Figura 1 Risultati della sonografia Duplex rappresentativa dell'ICA intra ed extracraniale . (A) mostra i risultati rappresentativi dell'ICA intracraniciale al giorno 7 dopo l'induzione del SAH o l'intervento fittizio. Si noti la velocità accelerata del flusso sanguigno dopo la SAH. (B) mostra i risultati rappresentativi dell'ICA extracraniale al giorno 7 dopo l'induzione del SAH o l'intervento fittizio. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2 Velocità del flusso sanguigno nei topi SAH e finti azionati Velocità del flusso sanguigno nell'intracraniale destro (A, D) e nell'ICA extracraniale (B, E). (C) E (F) mostrano i rapporti delle velocità del flusso sanguigno intra ed extracraniale. Il pannello superiore (A-C) mostra velocità media del flusso sanguigno, il pannello inferiore (D-F) mostra picchi di velocità del flusso sanguigno. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Per quanto ne so, questo studio è il primo a presentare un protocollo per il monitoraggio del vasospasmo cerebrale in un modello murino di SAH con ultrasuoni Duplex transcranici ad alta frequenza codificati a colori. Mostriamo che questo metodo può misurare un aumento delle velocità del flusso sanguigno intracranici dopo l'induzione di SAH nei topi. Nella medicina umana questo fenomeno è ben noto3,15. Diversi studi clinici hanno dimostrato che elevate velocità del flusso sanguigno delle grandi arterie intracranici e un quoziente elevato di velocità del flusso sanguigno intra ed extracranici sono una conseguenza funzionale del restringimento dei vasi e sono correlati con il vasospasmo angiografico (esaminato in15). Nella pratica clinica, è quindi comune utilizzare TCD o TCCD per il monitoraggio non invasivo del vasospasmo cerebrale dopo SAH3,15.

Il DCI è un fattore significativo che influenza l'esito neurologico dopo SAHnon traumatico 2,3. Poiché la fisiopatologia del DCI non è ancora chiara e mancano strategie efficaci per prevenire e trattare il DCI, è al centro della ricerca clinica e sperimentale. Poiché il vasospasmo delle arterie cerebrali contribuisce al DCI, molti studi valutano il vasospasmo cerebrale come un endpoint5,6,7,8,9,11,12,20. Mentre negli ultimi anni gli animali precedentemente di grandi dimensioni sono stati frequentemente utilizzati in studi sperimentali sull'IPA, negli ultimi anni si è passati a modelli di piccoli animali, in particolare ai modelli murini21. Tuttavia, un problema è che i metodi di imaging per il vasospasmo cerebrale utilizzati nella medicina umana non possono essere trasferiti direttamente ai topi e ad altri piccoli animali. Le apparecchiature di sonografia clinica non producono una risoluzione sufficiente per monitorare il vasospasmo cerebrale nei topi. C'è la possibilità di piccola risonanza testine animale o tac22. Tuttavia, questi metodi richiedono molto tempo e costi. Inoltre, inducono angoscia negli animali a causa della durata dei protocolli di imaging e dell'applicazione del contrasto. Inoltre, una misurazione precisa dei diametri o dei volumi dei segmenti di recipienti intracranici è limitata anche con questi metodi in vivo. Negli studi SAH che utilizzano topi, è quindi comune determinare il grado di vasospasmo cerebrale ex vivo5,6,7,8,9,11,12,20. Il metodo qui presentato è veloce, riducendo il tempo di anestesia per l'esame a meno di 10 minuti, e quindi presumibilmente induce solo poca angoscia negli animali. L'esame non è invasivo e presenta una risoluzione sufficiente per visualizzare e determinare le velocità del flusso sanguigno di grandi vasi intracranici (ICA e arteria cerebrale media). Sarebbe quindi adatto per il monitoraggio funzionale del vasospasmo cerebrale negli studi longitudinali, esaminando gli stessi animali in diversi punti di tempo. Negli studi che non richiedono istologia o altri esami tissutali insieme agli esami sul vasospasmo, potrebbe essere utilizzato un progetto di studio longitudinale per ridurre il numero di animali. Per studi futuri incentrati sulla modulazione del vasospasmo dopo il SAH, la determinazione dei gas ematici deve essere eseguita al momento delle determinazioni ultrasonografiche delle velocità del flusso sanguigno cerebrale.

Il metodo qui illustrato contiene diverse fasi critiche, che dovrebbero essere riviste in caso di problemi metodologici. È fondamentale che la temperatura corporea dell'animale sia mantenuta costante durante l'intera procedura. I topi sviluppano rapidamente ipotermia dopo l'induzione dell'anestesia se non vengono riscaldati (ad esempio, con una piastra riscaldante). L'ipotermia può alterare i risultati delle misurazioni. Per questo motivo il gel ad ultrasuoni deve anche essere riscaldato a 37 °C in un bagno d'acqua prima dell'applicazione. In secondo luogo, per standardizzare le misurazioni, è necessario che l'angolo in cui viene applicata la sonda ad ultrasuoni sia costante tra gli esami. È quindi necessario posizionare attentamente l'animale. La sonda ad ultrasuoni non deve essere utilizzata a mano libera ma essere montata su un supporto con un micromanipolatore per consentire l'insonation in una posizione e un angolo definiti. Inoltre, è fondamentale utilizzare impostazioni tecniche costanti del dispositivo ad ultrasuoni all'interno di una serie sperimentale per ridurre le variazioni tecniche. In terzo luogo, va notato che l'esame Duplex non è fattibile nel tempo immediatamente successivo all'induzione del SAH. Durante questo periodo, un'elevata pressione intracraniciale porta all'ipoperfusione cerebrale, che limita l'applicazione della sonografia duplex transcraniciale. L'esame Duplex dell'arteria carotide extracranica esposta durante l'operazione per l'induzione del SAH può inoltre essere compromesso da artefatti chirurgici.

Infine, vogliamo discutere i limiti e le direzioni future del metodo qui presentato. Analogamente a TCD o TCCD nella pratica clinica, non possiamo misurare direttamente il diametro del vaso. Un'accelerazione delle velocità del flusso sanguigno delle arterie cerebrali potrebbe quindi essere causata anche da iperperfusione cerebrale. Tuttavia, studi clinici hanno mostrato una correlazione tra una velocità accelerata del flusso sanguigno e vasospasmo angiografico15. Inoltre, non abbiamo osservato l'iperperfusione corticale cerebrale dopo l'induzione di SAH nel modello murino utilizzato qui19, e l'aumento delle velocità del flusso sanguigno intracraniciale è stato accompagnato da un aumento dei quozienti delle velocità del flusso sanguigno intra ed extracraniale dell'ICA, che è stato segnalato per indicare vasospasmo in unostudio clinico 23. Supponiamo quindi che le velocità del flusso sanguigno accelerato indichino anche vasospasmo nel modello del topo SAH, anche se, come nell'applicazione clinica dell'ultrasonografia Doppler, non è possibile distinguere tra vasospasmo e iperperfusione cerebrale con flusso iperdinamico. In secondo luogo, il monitoraggio funzionale delle velocità del flusso sanguigno cerebrale consente solo conclusioni sul vasospasmo cerebrale. L'imaging diretto e la quantificazione della perfusione cerebrale nel contesto del DCI non è possibile. Tuttavia, va notato che la determinazione della perfusione cerebrale con l'ultrasonografia è stata riportata in un'applicazioneclinica 24. Immaginiamo quindi che la quantificazione ultrasonografica della perfusione cerebrale nei topi sarà disponibile in futuro. Una modifica del metodo in questo senso consentirebbe quindi di trarre conclusioni non solo sul vasospasmo dei grandi vasi, ma anche sulle perturbazioni microcircolatorie. In terzo luogo, studi clinici hanno riportato un'elevata dipendenza investigativa degli studi di ultrasonografia transcranici al capezzale17,25. Tuttavia, questo non è presumibilmente il caso dell'applicazione sperimentale qui mostrata, a causa delle impostazioni altamente standardizzate e controllate negli studi sperimentali, e perché nei topi la risoluzione di imaging ha permesso una chiara identificazione dei segmenti di recipiente da analizzare. Infine, è uno svantaggio che il vasospasmo sia determinato in posizioni anatomiche definite. Il vasospasmo dei segmenti vicini potrebbe quindi sfuggire alla valutazione. Va notato, tuttavia, che questo problema sorge anche con altri metodi che determinano il vasospasmo. Una misura per ridurre gli errori da questa fonte nei futuri studi sperimentali sarebbe determinare le velocità del flusso sanguigno cerebrale di diversi segmenti di vasi intracranici.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Gli autori non dichiarano interessi concorrenti.

Acknowledgments

Gli autori ringraziano Stefan Kindel per la preparazione delle illustrazioni nel video. PW, MM e SHK sono stati sostenuti dal Ministero federale tedesco dell'istruzione e della ricerca (BMBF 01EO1503). Il lavoro è stato sostenuto da una sovvenzione per la strumentazione di grandi dimensioni della Fondazione tedesca per la ricerca (DFG INST 371/47-1 FUGG). Mm fu sostenuta da una sovvenzione della Else Kröner-Fresenius-Stiftung (2020_EKEA.144).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Balea hair removal creme Balea; Germany ASIN B0759XM39V hair removal creme
C57BL/6N mice Janvier; Saint-Berthevin Cedex, France n.a. mice
Corneregel Bausch&Lomb; Rochester, NY, USA REF 81552983 eye ointment, lube
cotton swabs Hecht Assistent; Sondenheim vor der Röhn, Germany REF 44302010 cotton swabs
Ecco-XS razor Tondeo; Soligen, Germany DE 28693396 razor
Electrode cream GE; Boston, MA, USA REF 21708318 conductive paste
Heating plate Medax; Kiel, Germany 2005-205-01
Isoflurane Abvie; Wiesbaden, Germany n.a. volatile anesthetic
Leukofix BSN medical; Hamburg, Germany REF 02137-00 tape
Mechanical arm + micromanipulator VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA P/N 11277
Microbac tissues Paul Hartmann AG; Hamburg, Germany REF 981387 antimicrobial tissues
MZ400, 38 MHz linear array transducer VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA REF 51068-30 ultrasound transducer
Sonosid ASID Bonz GmbH; Herrenberg, Germany REF 782010 ultrasonography gel
Ultrasound platform with heating plate and ECG-recording VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA P/N 11179
UniVet-Porta Groppler; Oberperasberg, Germany S/N BKGM0437 isoflurane vaporizer
Vevo3100 VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA REF 51073-45 ultrasonography device
VevoLab software VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA n.a. evaluation software

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Spontaneous subarachnoid haemorrhage. Lancet. 389, (10069), 655-666 (2017).
  2. Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature Reviews Neurology. 10, (1), 44-58 (2014).
  3. Francoeur, C. L., Mayer, S. A. Management of delayed cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage. Critical Care. 20, (1), 277 (2016).
  4. van Lieshout, J. H., et al. An introduction to the pathophysiology of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgical Review. (2017).
  5. Altay, T., et al. A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice. J Neurosci Methods. 183, (2), 136-140 (2009).
  6. Momin, E. N., et al. Controlled delivery of nitric oxide inhibits leukocyte migration and prevents vasospasm in haptoglobin 2-2 mice after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65, (5), 937-945 (2009).
  7. Froehler, M. T., et al. Vasospasm after subarachnoid hemorrhage in haptoglobin 2-2 mice can be prevented with a glutathione peroxidase mimetic. Journal of Clinical Neuroscience. 17, (9), 1169-1172 (2010).
  8. Provencio, J. J., Altay, T., Smithason, S., Moore, S. K., Ransohoff, R. M. Depletion of Ly6G/C(+) cells ameliorates delayed cerebral vasospasm in subarachnoid hemorrhage. Journal of Neuroimmunology. 232, (1-2), 94-100 (2011).
  9. Kamp, M. A., et al. Evaluation of a murine single-blood-injection SAH model. PLoS One. 9, (12), 114946 (2014).
  10. Luh, C., et al. The Contractile Apparatus Is Essential for the Integrity of the Blood-Brain Barrier After Experimental Subarachnoid Hemorrhage. Translational Stroke Research. (2018).
  11. Neulen, A., et al. A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  12. Neulen, A., et al. Large Vessel Vasospasm Is Not Associated with Cerebral Cortical Hypoperfusion in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage. Translational Stroke Research. (2018).
  13. Neulen, A., et al. Neutrophils mediate early cerebral cortical hypoperfusion in a murine model of subarachnoid haemorrhage. Scientific Reports. 9, (1), 8460 (2019).
  14. Neulen, A., et al. Volumetric analysis of intracranial vessels: a novel tool for evaluation of cerebral vasospasm. Int J Comput Assist Radiol Surg. 14, (1), 157-167 (2019).
  15. Washington, C. W., Zipfel, G. J. Participants in the International Multi-disciplinary Consensus Conference on the Critical Care Management of Subarachnoid, H. Detection and monitoring of vasospasm and delayed cerebral ischemia: a review and assessment of the literature. NeuroCritical Care. 15, (2), 312-317 (2011).
  16. Greke, C., et al. Image-guided transcranial Doppler sonography for monitoring of defined segments of intracranial arteries. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 25, (1), 55-61 (2013).
  17. Neulen, A., Prokesch, E., Stein, M., Konig, J., Giese, A. Image-guided transcranial Doppler sonography for monitoring of vasospasm after subarachnoid hemorrhage. Clinical Neurology and Neurosurgery. 145, 14-18 (2016).
  18. Neulen, A., et al. Image-Guided Transcranial Doppler Ultrasound for Monitoring Posthemorrhagic Vasospasms of Infratentorial Arteries: A Feasibility Study. World Neurosurgery. 134, 284-291 (2020).
  19. Neulen, A., et al. Correlation of cardiac function and cerebral perfusion in a murine model of subarachnoid hemorrhage. Scientific Reports. 11, (1), 3317 (2021).
  20. Neulen, A., et al. A segmentation-based volumetric approach to localize and quantify cerebral vasospasm based on tomographic imaging data. PLoS One. 12, (2), 0172010 (2017).
  21. Marbacher, S., et al. Systematic Review of In Vivo Animal Models of Subarachnoid Hemorrhage: Species, Standard Parameters, and Outcomes. Translational Stroke Research. (2018).
  22. Figueiredo, G., et al. Comparison of digital subtraction angiography, micro-computed tomography angiography and magnetic resonance angiography in the assessment of the cerebrovascular system in live mice. Clinical Neuroradiology. 22, (1), 21-28 (2012).
  23. Lindegaard, K. F., Nornes, H., Bakke, S. J., Sorteberg, W., Nakstad, P. Cerebral vasospasm diagnosis by means of angiography and blood velocity measurements. Acta Neurochirurgica. 100, (1-2), 12-24 (1989).
  24. Cassia, G. S., Faingold, R., Bernard, C., Sant'Anna, G. M. Neonatal hypoxic-ischemic injury: sonography and dynamic color Doppler sonography perfusion of the brain and abdomen with pathologic correlation. American Journal of Roentgenology. 199, (6), 743-752 (2012).
  25. Shen, Q., Stuart, J., Venkatesh, B., Wallace, J., Lipman, J. Inter observer variability of the transcranial Doppler ultrasound technique: impact of lack of practice on the accuracy of measurement. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 15, (3-4), 179-184 (1999).
Analisi del vasospasmo cerebrale in un modello murino di emorragia subaracnoidea con ultrasuoni duplex transcranici ad alta frequenza
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Neulen, A., Molitor, M., Kosterhon, M., Pantel, T., Karbach, S. H., Wenzel, P., Gaul, T., Ringel, F., Thal, S. C. Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound. J. Vis. Exp. (172), e62186, doi:10.3791/62186 (2021).More

Neulen, A., Molitor, M., Kosterhon, M., Pantel, T., Karbach, S. H., Wenzel, P., Gaul, T., Ringel, F., Thal, S. C. Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound. J. Vis. Exp. (172), e62186, doi:10.3791/62186 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter