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Neuroscience

Analyse du vasospasme cérébral dans un modèle murin d’hémorragie sous-arachnoïdienne avec ultrason duplex transcrânien à haute fréquence

doi: 10.3791/62186 Published: June 3, 2021
* These authors contributed equally

Summary

Le but de ce manuscrit est de présenter une méthode basée sur l’échographie qui permet l’imagerie in vivo du flux sanguin dans les artères cérébrales chez la souris. Nous démontrons son application pour déterminer les changements des vitesses de flux sanguin liées au vasospasm dans les modèles murins de l’hémorragie sous-arachnoïdienne (SAH).

Abstract

Le vasospasme cérébral qui survient dans les semaines qui suit l’hémorragie sous-arachnoïdienne, un type d’accident vasculaire cérébral hémorragique, contribue à retarder l’ischémie cérébrale. Un problème rencontré dans les études expérimentales utilisant des modèles murins de SAH est que les méthodes pour la surveillance in vivo du vasospasm cérébral chez la souris manquent. Ici, nous démontrons l’application de l’échographie à haute fréquence pour effectuer des examens d’échographie duplex transcrâniens sur des souris. Utilisant la méthode, les artères carotides internes (AIC) ont pu être identifiées. Les vitesses de flux sanguin dans l’ICAs intra-crânien ont été accélérées de manière significative après induction de SAH, alors que les vitesses de flux sanguin dans l’ICAs extracranial demeuraient basses, indiquant le vasospasm cérébral. En conclusion, la méthode démontrée ici permet la surveillance in vivo fonctionnelle et non envahissante du vasospasm cérébral dans un modèle murin de SAH.

Introduction

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L’hémorragie sous-arachnoïdienne spontanée (HSA) est une forme d’accident vasculaire cérébral hémorragique principalement causée par la rupture d’un anévrisme intracrânien1. Le résultat neurologique est principalement influencé par deux facteurs: lésion cérébrale précoce (EBI), qui est causée par les effets du saignement et de l’ischémie cérébrale globale transitoire associée, et ischémie cérébrale retardée (ICD), qui se produit pendant les semaines suivant le saignement2,3. DCI a été signalé à affecter jusqu’à 30% des patients sah2. La physiopathologie de la DCI implique le vasospasm cérébral angiographique, une microcirculation perturbée causée par des microvasospasmes et des microthromboses, des dépressions de propagation corticales, et des effets déclenchés par l’inflammation4. Malheureusement, la physiopathologie exacte reste incertaine et il n’y a aucun traitement disponible qui empêche efficacement DCI3. Par conséquent, DCI est étudié dans de nombreuses études cliniques et expérimentales.

De nosjours, la plupart des études expérimentales sur l’HSA utilisent des modèles de petits animaux, en particulier chez les souris5,6,7,8,9,10,11,12,13. Dans de telles études, le vasospasm cérébral est fréquemment étudié comme point final. Il est courant de déterminer le degré de vasospasme ex vivo. C’est parce que les méthodes non envahissantes pour l’examen in vivo du vasospasm cérébral exigeant le temps court d’anesthésie et imposant seulement peu de détresse aux animaux manquent. Cependant, l’examen du vasospasm cérébral in vivo serait avantageux. C’est parce qu’il permettrait des études longitudinales in vivo sur le vasospasme chez la souris (c.-à-d. l’imagerie du vasospasme cérébral à différents moments pendant les jours suivant l’induction de SAH). Cela améliorerait la comparabilité des données acquises à différents moments. De plus, l’utilisation d’un plan d’étude longitudinale est une stratégie visant à réduire le nombre d’animaux.

Ici, nous démontrons l’utilisation de l’échographie transcrânienne à haute fréquence pour déterminer le flux sanguin dans les artères cérébrales chez la souris. Nous montrons que, semblable à l’échographie transcranial de Doppler (TCD) ou à l’échographie duplex couleur-codée transcranial (TCCD) dans la pratique clinique14,15,16,17,18,cette méthode peut être employée pour surveiller le vasospasm cérébral en mesurant les vitesses de flux sanguin des artères intracrâniennes après induction de SAH dans le modèle murin.

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Protocol

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Les expérimentations animales ont été approuvées par le comité responsable de la protection des animaux (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz) et menées conformément à la loi allemande sur le bien-être des animaux (TierSchG). Toutes les lignes directrices internationales, nationales et institutionnelles applicables pour le soin et l’utilisation des animaux ont été suivies. Dans cette étude, nous avons exécuté des mesures des vitesses de flux sanguin des artères intra-crâniennes et extracranial chez les souris femelles de C57BL/6N âgées 11-12 semaines avec un poids corporel entre 19-21 g. Les souris ont été soumises soit à l’induction de SAH, soit à une chirurgie simulée, qui a été décrite en détail ailleurs10,12,13.

1. Préparation du matériel

  1. Allumez l’appareil à ultrasons et entrez l’ID de l’animal.
  2. Chauffer la plaque chauffante du système à ultrasons à 37 °C. Assurez-vous que la sonde de température rectale est prête à l’emploi.
  3. Utilisez un bain-marie pour chauffer le gel à ultrasons à 37 °C. Préparez une crème d’épilation, une crème de contact pour les électrodes et une pommade pour les yeux.

2. Anesthésie

  1. Induire l’anesthésie en mettant la souris dans une chambre rincée avec 4% d’isoflurane et 40% d’O2 pendant 1 min. Protégez les yeux avec une pommade pour les yeux. Continuer seulement après qu’une anesthésie suffisamment profonde a été atteinte (absence de réactions aux stimuli de douleur).
  2. Maintenir l’anesthésie avec 1,5% d’isoflurane et 40%d’O2 à l’aide d’un masque d’anesthésie tout au long de la procédure.

3. Détermination des vitesses de flux sanguin des artères carotides internes intracrânienne avec échographie duplex transcrânienne à haute fréquence

  1. Placez la souris en position couchée sur la plaque chauffante du système à ultrasons pour maintenir une température corporelle de 37 °C.
  2. Enrobez les quatre extrémités de l’animal de pâte conductrice et fixez-les avec du ruban adhésif sur les électrodes ECG intégrées dans la carte. Vérifiez si les paramètres physiologiques (ECG, signal respiratoire) sont affichés correctement sur l’écran du système d’imagerie (p. ex. Vevo3100). Si nécessaire, ajustez le niveau d’anesthésie pour obtenir la fréquence cardiaque cible de 400-500 battements par minute (bpm).
  3. Placez du lubrifiant sur une sonde de température rectale et insérez-la soigneusement pour surveiller la température corporelle. Utilisez une lampe chauffante supplémentaire si nécessaire.
  4. Avant le premier examen, retirez chimiquement la fourrure à l’occiput à l’aide de crème d’épilation. Utilisez un coton-tige pour étaler et frotter la crème pendant 2 min jusqu’à ce que les poils commencent à tomber.
    1. Après 2 minutes supplémentaires, retirez la crème et les poils avec une spatule et désinfectez la peau avec un antiseptique alcoolique. Enrobez-le de gel à ultrasons réchauffé à 37 °C.
  5. Utilisez un transducteur linéaire à réseau de 38 MHz et une fréquence d’images supérieure à 200 images/s pour acquérir des images ultrasonores et fixer la sonde dans le bras mécanique. Placez le transducteur sur l’occiput incliné vers l’arrière de 30°.
  6. Utilisez le mode Doppler de luminosité(B) et le mode Doppler d’onde-(CW) pour visualiser l’artère carotide interne intracrânienne droite et déplacez le transducteur avec l’unité de commande en arrière et en avant, jusqu’à ce que l’écoulement maximal des artères soit trouvé.
  7. Pour collecter des informations anatomiques, utilisez les modes B et Doppler traditionnels et commencez l’acquisition en cliquant sur le bouton Acquérir.
    1. Pour enregistrer des informations sur les caractéristiques d’écoulement des vaisseaux intracrâniens, cliquez sur le bouton Doppler Pulse-Wave (PW), placez le volume de l’échantillon au centre du vaisseau et acquérez une boucle de cinéma de plus de 3 s.
  8. Procédez de la même manière que le côté gauche.
  9. Procédez avec les artères carotides extracrâniennes.

4. Détermination des vitesses de flux sanguin des artères carotides internes extracrâniennes avec échographie duplex à haute fréquence

  1. Placez la souris en décubitus dorsal sur la plaque chauffante du système à ultrasons pour maintenir une température corporelle de 37 °C.
  2. Enrobez les quatre extrémités de l’animal de pâte conductrice et fixez-les avec du ruban adhésif sur les électrodes ECG intégrées dans la carte. Vérifiez à nouveau l’affichage correct des paramètres physiologiques à l’écran.
  3. Avant le premier examen, retirez chimiquement les cheveux au niveau du cou avant en utilisant une crème d’épilation comme décrit ci-dessus. Enrobez le cou avant de gel à ultrasons réchauffé à 37 °C.
  4. Utilisez un transducteur linéaire à matrice de 38 MHz et une fréquence d’images supérieure à 200 images/s pour acquérir des images ultrasonores. Placez le transducteur parallèlement à l’animal et ajustez la position afin d’obtenir des images longitudinales de l’artère carotide droite.
  5. Utilisez le mode Doppler de luminosité (B) et le mode Doppler d’onde de couleur (CW) pour visualiser l’artère carotide droite. L’image devrait contenir l’artère carotide commune droite (RCC), l’artère carotide interne droite (RICA) et l’artère carotide externe droite (RECA).
  6. Pour collecter des informations anatomiques, utilisez les modes B et Doppler traditionnels et commencez l’acquisition en cliquant sur le bouton Acquérir.
    1. Pour enregistrer des informations sur les caractéristiques d’écoulement de l’artère carotide extracrânienne, cliquez sur le bouton Doppler Pulse-Wave (PW), placez le volume d’échantillon au centre du milieu de l’artère carotide commune, de l’artère carotide interne et de l’artère carotide externe et acquérez une boucle ciné de plus de 3 s.
  7. Procédez de la même manière que le côté gauche.
  8. Terminez l’anesthésie et retirez l’animal de la plaque chauffante. Ramener l’animal dans une cage placée dans un incubateur chauffé à 37 °C pendant 1 heure pour prévenir l’hypothermie et vérifier la récupération complète.

5. Traitement des données d’échographie

  1. Utilisez un poste de travail externe pour le post-traitement des données ultrasonores à haute fréquence. Exportez les images et les boucles de cinéma en mode B, CW-Doppler et PW-Doppler.
  2. Ouvrez l’étude d’échographie exportée. Sélectionnez un animal et ouvrez la boucle de cinéma PW-Doppler de l’artère carotide intracrânienne. Dans ce protocole typiquement 7 à 8 battements de coeur et les courbes d’écoulement-vitesse correspondantes sont enregistrés.
  3. Mettez en pause la boucle de cinéma et cliquez sur le bouton Mesure. Choisissez le paquet vasculaire et cliquez sur RICA PSV pour mesurer la pression systolique maximale (PSV). Maintenant, cliquez à gauche sur le pic d’une courbe de vitesse et tirez la ligne droite à la ligne zéro. Déterminez la mesure en cliquant avec le bouton droit de la souris.
  4. Choisissez maintenant RICA EDV pour mesurer la vitesse enddiastolique (EDV). Cliquez à gauche sur éruption minimale de la courbe de vitesse à la fin de la diastole. Tirez la ligne directement à la ligne zéro et déterminez la mesure en cliquant avec le bouton droit de la souris.
  5. Choisissez RICA VTI pour mesurer l’intégrale de temps de vitesse (VTI). Cliquez à gauche au début d’une courbe de vitesse et suivez la courbe avec la souris jusqu’à la fin du plateau diastolique. Cliquez ensuite à nouveau à droite pour déterminer la mesure.
  6. Exportez les données des artères carotides internes intracérébrales à l’aide du bouton rapport. Appuyez sur Exporter et enregistrez les données en tant que fichier de rapport VSI.
  7. Utilisez la même approche pour mesurer le PSV, l’EDV et le VTI des artères carotides internes extracrânienne droites et exportez les données en conséquence.
  8. Procédez de la même manière que le côté gauche.

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Representative Results

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Chez 6 souris, dans 3 dont SAH a été induit utilisant le modèle endovascular de perforation de filament tandis que 3 ont obtenu la chirurgie feinte, les vitesses de flux sanguin de l’artère carotide interne intra-crânienne (AIC) et de l’AIC extracranial ont été déterminées un jour avant chirurgie, et 1, 3, et 7 jours après chirurgie. Les mesures ont été réalisées dans le cadre des examens d’échocardiographie d’une autre étude sous anesthésie à l’isoflurane tout en maintenant la température corporelle à 37°C19.

Avant chirurgie, les vitesses de flux sanguin extra- et intra-crâniennes, aussi bien que les quotients du flux sanguin intra- et extracranial étaient semblables entre SAH et animaux de feinte. Le premier jour après induction de SAH il n’y avait aucun changement important des vitesses intra- ou extracranial de flux sanguin ou des rapports du flux sanguin intra- et extracranial.

Les jours 3 et 7 les vitesses intra-crâniennes de flux sanguin de l’AIC ont augmenté nettement dans 2 des animaux de SAH, indiquant le vasospasm cérébral après SAH. Car les vitesses extracranial de flux sanguin sont demeurées presque inchangées, le rapport des vitesses intra-/extracranial de flux sanguin a également augmenté de manière significative le jour 7 chez les animaux de SAH, indiquant le vasospasm cérébral.

Des enregistrements représentatifs de l’échographie duplex de l’ICA intra- et extracrânienne sont montrés à la figure 1. L’évolution des vitesses de flux sanguin est illustrée à la figure 2.

Figure 1
Figure 1 Résultats représentatifs de l’échographie duplex de l’AIC intra- et extracrânienne. (A) montre des résultats représentatifs de l’AIC intra-crânien au jour 7 après induction de SAH ou chirurgie simulée. Notez la vitesse accélérée du flux sanguin après SAH. (B) montre des résultats représentatifs de l’AIC extracranial au jour 7 après induction de SAH ou chirurgie simulée. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 2
Figure 2Vitessesde flux sanguin chez les souris à commande SAH et feinte Vitesses de flux sanguin dans l’ICA intracrânienne (A, D) et extracrânienne droite (B, E). (C) Et (F) montrent les rapports des vitesses intra- et extracrânienne de flux sanguin. Le panneau supérieur (A-C) montre les vitesses moyennes du flux sanguin, le panneau inférieur (D-F) montre les vitesses de flux sanguin de pointe. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. 

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Discussion

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Au meilleur de notre connaissance, cette étude est la première à présenter un protocole pour la surveillance du vasospasm cérébral dans un modèle murin de SAH avec l’ultrason duplex couleur-codé par couleur transcranial à haute fréquence. Nous montrons que cette méthode peut mesurer une augmentation des vitesses de flux sanguin intracrânien après induction de SAH chez la souris. En médecine humaine ce phénomène est bien connu3,15. Plusieurs études cliniques ont montré que les vitesses élevées du flux sanguin des grandes artères intracrâniennes et un quotient élevé de vitesses de flux sanguin intra- et extracrânien sont une conséquence fonctionnelle du rétrécissement des vaisseaux et sont en corrélation avec le vasospasme angiographique (examiné dans15). En pratique clinique, il est donc courant d’utiliser tcd ou tccd pour la surveillance de chevet non invasive du vasospasme cérébral après SAH3,15.

L’ICD est un facteur important influençant les résultats neurologiques après un SAH non traumatique2,3. Comme la physiopathologie de l’ICD n’est pas encore claire et que les stratégies efficaces pour prévenir et traiter l’ICD font défaut, elle est au centre de la recherche clinique et expérimentale. Parce que le vasospasme des artères cérébrales contribue à la DCI, de nombreuses études évaluent le vasospasme cérébral comme un critère d’évaluation5,6,7,8,9,11,12,20. Alors qu’autrefois les grands animaux étaient fréquemment utilisés dans les études expérimentales sur l’HSA, il y a eu un glissement vers les modèles de petits animaux au cours des dernières années, en particulier vers les modèles murins21. Cependant, un problème est que les méthodes d’imagerie pour le vasospasme cérébral utilisé en médecine humaine ne peuvent pas être directement transférées aux souris et autres petits animaux. L’équipement d’échographie clinique ne donne pas une résolution suffisante pour surveiller le vasospasm cérébral chez la souris. Il y a la possibilité d’IRM pour petits animaux ou de tomodensitométrie22. Cependant, ces méthodes sont coûteuses et prennent beaucoup de temps. En outre, ils induisent une détresse chez les animaux en raison de la durée des protocoles d’imagerie et de l’application du contraste. D’ailleurs, une mesure précise des diamètres ou des volumes des segments intracrâniens de navire est également limitée avec ces méthodes in vivo. Dans les études SAH utilisant des souris, il est donc courant de déterminer le degré de vasospasme cérébral ex vivo5,6,7,8,9,11,12,20. La méthode présentée ici est rapide, réduisant le temps d’anesthésie pour l’examen à moins de 10 minutes, et n’induit donc probablement que peu de détresse chez les animaux. L’examen est non envahissant et présente une résolution suffisante pour visualiser et déterminer les vitesses de flux sanguin des grands vaisseaux intracrâniens (AIC et artère cérébrale moyenne). Il serait donc bien adapté à la surveillance fonctionnelle du vasospasme cérébral dans des études longitudinales, en examinant les mêmes animaux à des moments différents. Dans les études ne nécessitant pas d’histologie ou d’autres examens tissulaires ainsi que les examens sur le vasospasme, un plan d’étude longitudinal pourrait être utilisé pour réduire le nombre d’animaux. Pour de futures études se concentrant sur la modulation du vasospasm après SAH, la détermination des gaz sanguins devrait être exécutée au moment des déterminations ultrasonographic des vitesses cérébrales de flux sanguin.

La méthode présentée ici contient plusieurs étapes critiques, qui doivent être revues en cas de problèmes méthodologiques. Il est essentiel que la température corporelle de l’animal soit maintenue constante pendant toute la procédure. Les souris développent rapidement une hypothermie après l’induction de l’anesthésie si elles ne sont pas réchauffées (p. ex. avec une plaque chauffante). L’hypothermie peut modifier les résultats des mesures. Pour cette raison, le gel à ultrasons doit également être chauffé à 37 °C au bain-marie avant l’application. Deuxièmement, afin de normaliser les mesures, il est nécessaire que l’angle dans lequel la sonde à ultrasons est appliquée soit constant entre les examens. Il est donc nécessaire de positionner l’animal avec soin. La sonde à ultrasons ne doit pas être utilisée à main levée mais être montée sur un support avec un micromanipulateur pour permettre l’insonation à une position et un angle définis. En outre, il est essentiel d’utiliser des réglages techniques constants de l’appareil à ultrasons dans une série expérimentale pour réduire les variations techniques. Troisièmement, il convient de noter que l’examen duplex n’est pas réalisable dans le délai immédiatement après l’induction de SAH. Au cours de cette période, une pression intra-crânienne élevée mène au hypoperfusion cérébral, qui limite l’application de l’échographie duplex transcranial. L’examen duplex de l’artère carotide extracranial exposée pendant l’opération pour l’induction de SAH peut en outre être altéré par des objets façonnés chirurgicaux.

Enfin, nous voulons discuter des limites et des orientations futures de la méthode présentée ici. À l’instar de la TCD ou du TCCD dans la pratique clinique, nous ne pouvons pas mesurer directement le diamètre du vaisseau. Une accélération des vitesses de flux sanguin des artères cérébrales pourrait donc également être provoquée par hyperperfusion cérébral. Cependant, les études cliniques ont montré une corrélation entre une vitesse accélérée de flux sanguin et le vasospasm angiographique15. En outre, nous n’avons pas observé l’hyperperfusion corticale cérébrale après induction de SAH dans le modèle murin utilisé ici19,et l’augmentation des vitesses de flux sanguin intracrânien a été accompagnée d’une augmentation des quotients des vitesses intra- et extracranial de flux sanguin de l’AIC, qui a été rapporté pour indiquer le vasospasm dans une étude clinique23. Nous supposons donc que les vitesses accélérées de flux sanguin indiquent également le vasospasm dans le modèle de souris de SAH, bien que, comme dans l’application clinique de l’échographie de Doppler, il ne soit pas possible de distinguer entre le vasospasm et le hyperperfusion cérébral avec l’écoulement hyperdynamic. Deuxièmement, la surveillance fonctionnelle des vitesses cérébrales de flux sanguin permet seulement des conclusions sur le vasospasm cérébral. La formation image directe et la quantification de la perfusion cérébrale dans le cadre de DCI n’est pas possible. Néanmoins, il convient de noter que la détermination de la perfusion cérébrale avec échographie a été rapportée dans une application clinique24. Nous spéculons donc que la quantification ultrasonographic de la perfusion cérébrale chez les souris deviendra disponible à l’avenir. Une modification de la méthode à cet égard permettrait alors de tirer des conclusions non seulement sur le vasospasme des grands vaisseaux, mais aussi sur les perturbations microcirculatoires. Troisièmement, des études cliniques ont rapporté une forte dépendance de l’investigateur des études d’échographie transcrânienne de chevet17,25. Cependant, ce n’est vraisemblablement pas le cas pour l’application expérimentale montrée ici, en raison des paramètres hautement normalisés et contrôlés dans les études expérimentales, et parce que chez la souris la résolution d’imagerie a permis une identification claire des segments de vaisseau à analyser. Enfin, c’est un inconvénient que le vasospasme soit déterminé à des positions anatomiques définies. Le vasospasme des segments voisins pourrait donc échapper à l’évaluation. Il convient de noter, cependant, que ce problème se pose également avec d’autres méthodes de détermination du vasospasme. Une mesure pour réduire des erreurs de cette source dans de futures études expérimentales serait de déterminer les vitesses cérébrales de flux sanguin de plusieurs segments intracrâniens de navire.

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Disclosures

Les auteurs ne déclarent pas d’intérêts concurrents.

Acknowledgments

Les auteurs tiennent à remercier Stefan Kindel pour la préparation des illustrations de la vidéo. PW, MM et SHK ont été soutenus par le ministère fédéral allemand de l’Éducation et de la Recherche (BMBF 01EO1503). Les travaux ont été soutenus par une grande subvention d’instrumentation de la Fondation allemande pour la recherche (DFG INST 371/47-1 FUGG). MM a bénéficié d’une subvention de la Else Kröner-Fresenius-Stiftung (2020_EKEA.144).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Balea hair removal creme Balea; Germany ASIN B0759XM39V hair removal creme
C57BL/6N mice Janvier; Saint-Berthevin Cedex, France n.a. mice
Corneregel Bausch&Lomb; Rochester, NY, USA REF 81552983 eye ointment, lube
cotton swabs Hecht Assistent; Sondenheim vor der Röhn, Germany REF 44302010 cotton swabs
Ecco-XS razor Tondeo; Soligen, Germany DE 28693396 razor
Electrode cream GE; Boston, MA, USA REF 21708318 conductive paste
Heating plate Medax; Kiel, Germany 2005-205-01
Isoflurane Abvie; Wiesbaden, Germany n.a. volatile anesthetic
Leukofix BSN medical; Hamburg, Germany REF 02137-00 tape
Mechanical arm + micromanipulator VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA P/N 11277
Microbac tissues Paul Hartmann AG; Hamburg, Germany REF 981387 antimicrobial tissues
MZ400, 38 MHz linear array transducer VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA REF 51068-30 ultrasound transducer
Sonosid ASID Bonz GmbH; Herrenberg, Germany REF 782010 ultrasonography gel
Ultrasound platform with heating plate and ECG-recording VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA P/N 11179
UniVet-Porta Groppler; Oberperasberg, Germany S/N BKGM0437 isoflurane vaporizer
Vevo3100 VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA REF 51073-45 ultrasonography device
VevoLab software VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA n.a. evaluation software

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References

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Analyse du vasospasme cérébral dans un modèle murin d’hémorragie sous-arachnoïdienne avec ultrason duplex transcrânien à haute fréquence
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Neulen, A., Molitor, M., Kosterhon, M., Pantel, T., Karbach, S. H., Wenzel, P., Gaul, T., Ringel, F., Thal, S. C. Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound. J. Vis. Exp. (172), e62186, doi:10.3791/62186 (2021).More

Neulen, A., Molitor, M., Kosterhon, M., Pantel, T., Karbach, S. H., Wenzel, P., Gaul, T., Ringel, F., Thal, S. C. Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound. J. Vis. Exp. (172), e62186, doi:10.3791/62186 (2021).

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