Summary
Una combinación de lavado con surfactante con solución salina al 0,9% (35 ml/kg de peso corporal, 37 °C) y ventilación de alto volumen corriente con PEEP baja para causar lesión pulmonar inducida por ventilador moderado (VILI) da como resultado un síndrome experimental de dificultad respiratoria aguda (SDRA). Este método proporciona un modelo de lesión pulmonar con capacidad de reclutamiento baja / limitada para estudiar el efecto de varias estrategias de ventilación durante períodos prolongados.
Abstract
Existen varios modelos animales para estudiar los complejos mecanismos pathomenísmos del síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA). Estos modelos incluyen infusión pulmo-arterial de ácido oleico, infusión de endotoxinas o bacterias, ligadura y punción cecal, varios modelos de neumonía, modelos de isquemia/reperfusión pulmonar y, por supuesto, modelos de agotamiento de surfactantes, entre otros. El agotamiento del surfactante produce un deterioro rápido y reproducible del intercambio gaseoso pulmonar y la hemodinámica y puede inducirse en cerdos anestesiados mediante lavados pulmonares repetidos con solución salina al 0,9% (35 ml/kg de peso corporal, 37 °C). El modelo de agotamiento de surfactantes apoya las investigaciones con monitoreo respiratorio y hemodinámico estándar con dispositivos aplicados clínicamente. Pero el modelo sufre de una capacidad de reclutamiento relativamente alta y la ventilación con altas presiones en las vías respiratorias puede reducir inmediatamente la gravedad de la lesión al reabrir las áreas pulmonares atelectáticas. Por lo tanto, este modelo no es adecuado para investigaciones de regímenes de ventiladores que utilizan altas presiones en las vías respiratorias. Una combinación de agotamiento del surfactante y ventilación perjudicial con alto volumen corriente / baja presión positiva al final de la espiración (TV alta / PEEP baja) para causar lesión pulmonar inducida por el ventilador (VILI) reducirá la capacidad de reclutamiento de la lesión pulmonar resultante. Se preservan las ventajas de una inducción oportuna y la posibilidad de realizar investigaciones experimentales en un entorno comparable a una unidad de cuidados intensivos.
Introduction
La mortalidad del síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA) sigue siendo alta con valores superiores al 40%1 a pesar de la intensa investigación desde su primera descripción por Ashbough y Petty en 19672. Naturalmente, la investigación de nuevos enfoques terapéuticos es limitada en la clínica debido a preocupaciones éticas y la falta de estandarización de las patologías subyacentes, las condiciones ambientales y los comedicadores, mientras que los modelos animales permiten la investigación sistemática en condiciones estandarizadas.
Por lo tanto, el SDRA experimental se ha inducido en animales grandes (por ejemplo, cerdos) o animales pequeños (por ejemplo, roedores) utilizando varios métodos como la infusión pulmoarterial de ácido oleico, la infusión intravenosa (i.v.) de bacterias y endotoxinas, o los modelos de ligadura cecal y punción (CLP) que causan SDRA inducido por sepsis. Además, se utilizan lesiones pulmonares directas causadas por quemaduras e inhalación de humo o isquemia/reperfusión pulmonar (I/R)3. Un modelo de lesión pulmonar directa utilizado con frecuencia es el agotamiento del surfactante con lavados pulmonares como lo describieron por primera vez Lachmann et al. en conejillos de indias4.
El agotamiento del surfactante es un método altamente reproducible que resulta rápidamente en compromisos en el intercambio gaseoso y la hemodinámica5. Una ventaja importante es la posibilidad de aplicar el agotamiento del surfactante en especies grandes que permiten apoyar la investigación con ventiladores mecánicos, catéteres y monitores utilizados clínicamente. Sin embargo, una desventaja importante del modelo de agotamiento del surfactante es el reclutamiento instantáneo de áreas pulmonares atelectáticas cada vez que se aplican altas presiones en las vías respiratorias o maniobras de reclutamiento, como el posicionamiento prono. Por lo tanto, el modelo no es adecuado para investigar, por ejemplo, ventilación automatizada con altos niveles de PEEP para tiempos prolongados6. Yoshida et al. describieron una combinación de agotamiento y ventilación de surfactantes con altas presiones inspiratorias en las vías respiratorias para inducir el SDRA7experimental, pero su modelo requiere un mantenimiento elaborado de la presión parcial de oxígeno(Pa O2)en un corredor predefinido a través de muestreo repetido de gases en sangre y ajuste de la presión de conducción de acuerdo con una tabla deslizante de presión inspiratoria y PEEP.
En general, un modelo con una ventilación perjudicial demasiado agresiva o un ajuste laborioso y repetido del régimen de ventilación puede provocar daños estructurales en los pulmones, que son demasiado graves y dan lugar a una posterior insuficiencia orgánica múltiple. Por lo tanto, este artículo proporciona una descripción detallada de un modelo fácilmente factible de agotamiento de surfactante más ventilación perjudicial con TV alta / PEEP baja para la inducción de SDRA experimental, que apoya la investigación con parámetros de ventilación clínicamente utilizados durante períodos prolongados.
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Protocol
Los experimentos se llevaron a cabo en el Departamento de Medicina Experimental, Charité - University Medicine, Berlín, Alemania (certificado según la norma EN DIN ISO 9001:2000) y fueron aprobados por las autoridades federales para la investigación con animales en Berlín, Alemania, antes de los experimentos (G0229/18). Los principios del cuidado de los animales de laboratorio se utilizaron en todos los experimentos y están de acuerdo con las directrices de la Sociedad Europea y Alemana de Ciencias de Animales de Laboratorio.
1. Animales de laboratorio y bienestar animal
- Realizar todos los experimentos en cerdos machos profundamente anestesiados (Landrace alemán × Large White) de 3-4 meses de edad con un peso corporal (bw) de 30-40 kg.
2. Anestesia, intubación y ventilación mecánica
- No proporcione alimentos secos durante 12 h antes de la anestesia para evitar un estómago lleno de los cerdos. Permita el libre acceso al agua y paja / heno para minimizar el estrés.
- Premedicarse con una inyección intramuscular de una combinación de azaperona (3 mg/kg de peso al baño), atropina (0,03 mg/kg de peso al baño), ketamina (25 mg/kg de peso de los animales) y xilazina (3,5 mg/kg de peso de los hombres) en la musculatura del cuello del cerdo, mientras que los animales aún se mantienen en su centro de alojamiento para minimizar el estrés.
NOTA: El entrenamiento diario de acariciar el cuello del animal mientras alimenta algunos cubos de azúcar antes del experimento y aplicar la inyección mientras alimenta cubos de azúcar de la manera entrenada facilitará una premedicación suave y reducirá aún más el estrés.- Coloque al animal en una camilla y cubra los ojos con un paño para su transporte una vez que se alcance un nivel adecuado de anestesia.
- Transfiera el cerdo al quirófano y siempre asegure una respiración espontánea suficiente.
- Tome un cilindro de oxígeno, un tubo de ajuste y una máscara para proporcionar oxígeno suplementario mientras transporta a los cerdos, si las instalaciones de alojamiento no están adyacentes al laboratorio.
- Coloque al cerdo en la posición prona y preoxigene con una máscara que se ajuste al hocico del animal utilizando un alto flujo de oxígeno (por ejemplo, 10 L / min).
- Use un catéter venoso periférico (generalmente 18 o 20 G) para obtener acceso venoso. Coloque el catéter de vena periférica en una de las venas del oído después de un procedimiento de limpieza con intercambios de alcohol.
- Iniciar una perfusión con una solución cristaloide equilibrada y asegurar la correcta colocación del catéter para la posterior perfusión de anestésicos.
- Infundir 500 ml de una solución cristaloide equilibrada como bolo i.v. seguido de una infusión continua de 4 ml/kg/h para soporte de líquidos.
- Comience a monitorear la saturación periférica de oxígeno (SpO2)asegurando el sensor SpO2en una de las orejas o la cola.
- Inducir anestesia inyectando propofol (alrededor de 5-10 mg / kg - la dosis exacta depende del efecto de la premedicación y difiere de un animal a animal) para la intubación orotraqueal.
NOTA: La inyección previa de un opioide facilitará aún más la intubación, pero requiere una amplia experiencia para evitar una apnea prematura del animal. Se puede repetir una inyección de 100 μg de fentanilo (citrato de fentanilo, 100 μg/ml) hasta que la frecuencia respiratoria espontánea disminuya a aproximadamente 20/min antes de inyectar propofol. - Intubar al animal con un tubo endotraqueal con manguito (7,5 - 8,0 mm ID) y un laringoscopio diseñado para animales grandes (hoja recta de unos 25 cm de longitud).
NOTA: La intubación es más fácil en la posición prona como se describe en detalle por Theisen et al.8.- Verifique la colocación del tubo endotraqueal observando la forma de onda típica de CO2 durante la espiración en el monitor de CO2(capnógrafo).
- Use la auscultación para verificar si hay sonidos respiratorios bilaterales iguales.
NOTA: Los cerdos pueden ser ventilados mecánicamente con compresión manual de la caja torácica desde ambos lados mientras suministran oxígeno con un alto flujo en caso de intubación fallida o retrasada.
- Ajuste la fracción de oxígeno inspirado (FIO2) a 1.0, la frecuencia del respirador a 15-20 / min, el volumen corriente a 8-9 ml / kg de peso al usuario, la relación inspiración-espiración (I: E) a 1: 1.5, y aplique una presión positiva de extremo espiratorio (PEEP) de 5 cmH2O para iniciar la ventilación mecánica. Ajuste los ajustes para apuntar a una presión parcial de dióxido de carbono (PetCO2)de 35-40 mmHg al final de la espiración y una SpO2 superior al 95%.
- Utilice una infusión intravenosa continua de tiopentona (20 mg/kg/h) y fentanilo (7 μg/kg/h) para mantener la anestesia.
NOTA: La dosis necesaria puede variar de un animal a otro y entre entornos experimentales. Es esencial mantener una profundidad suficiente de anestesia durante el curso del experimento por razones científicas y de bienestar animal. - Controle al animal de cerca para ver si hay reacciones de estrés/dolor (por ejemplo, un aumento de la frecuencia cardíaca, la presión arterial o la frecuencia respiratoria) durante la instrumentación.
NOTA: La instrumentación debe ser posible sin administrar un relajante muscular si la profundidad de la anestesia es suficiente. - Administrar un relajante muscular, por ejemplo, bromuro de pancuronio (bolo i.v. de 0,15 mg/kg de peso corporal, seguido de una infusión continua de 0,15 mg/kg de peso corporal/h o inyecciones repetidas en bolo), si la relajación muscular es necesaria para el experimento (por ejemplo, antes de un agotamiento del surfactante, antes de las mediciones de la conformidad pulmonar por ventilación perjudicial).
- Utilice una infusión intravenosa continua de tiopentona (20 mg/kg/h) y fentanilo (7 μg/kg/h) para mantener la anestesia.
- Técnicas de instrumentación
- Convierta al animal en posición supina.
- Asegure el tubo endotraqueal y la línea i.v. mientras gira el animal.
- Retraiga las piernas usando vendajes para estirar la piel por encima de los sitios de incisión planificados.
- Esterilizar las áreas de operación con un desinfectante adecuado para la piel, como una solución de alcohol y yodo al 1%.
- Cannular la vena yugular externa con un catéter venoso central y, además, introducir la vaila introductora del catéter arterial pulmonar (PAC) en la misma vena.
- Realice una incisión cutánea de 10 cm en la línea que conecta la mandíbula y el esternón (posible el lado izquierdo o derecho).
- Siempre reevalúe la profundidad de la anestesia y ajuste la dosis, si es necesario.
- Separe el tejido subcutáneo y el platisma con fórceps tisulares y tijeras quirúrgicas hasta que los músculos braquiocefálico y esternocefálico sean visibles.
- Continúe con un procedimiento de corte contundente para separar la fascia entre los músculos hasta que la vena yugular externa sea visible.
- Utilice la técnica de Seldinger9 para cannular la vena yugular externa con el catéter venoso central y la vaia introductora para la posterior inserción del PAC.
NOTA: No dilate la vena con un dilatador como se hace en caso de un abordaje percutáneo. Esto desgarraría la vena. Cierre con suturas estándar. Los tamaños de lava dependen del tamaño del PAC elegido. Normalmente se utiliza una vasa introductora 6F (10 cm de longitud) y una PAC 5F de 75 cm de longitud en cerdos de 30-40 kg de peso corporal.
- Cannulate la arteria femoral para un monitoreo invasivo de la presión arterial.
- Identificar el pliegue entre el músculo gracilis y sartorio de la pata trasera (es posible a la izquierda o a la derecha) para colocar una línea arterial.
NOTA: La pulsación de la arteria femoral debe ser fácilmente palpable. - Cannular la arteria percutáneamente con la técnica de Seldinger9.
- Use un enfoque directo si la arteria no se palpa fácilmente.
- Cortar a través de la piel con una incisión de 5 cm de largo y separar el tejido subcutáneo con fórceps de tejido y tijeras quirúrgicas.
- Use un procedimiento de corte contundente que separe la fascia entre los músculos al nivel de la arteria femoral.
NOTA :D no lesionar los vasos safenos realizando el procedimiento de corte craneal de los mismos. - Lazo una ligadura alrededor de la arteria femoral para que el vaso pueda cerrarse en caso de sangrado en el sitio de la punción. Evite este paso siempre que sea posible, ya que compromete el flujo sanguíneo a la pata trasera.
- Cannular la arteria con la técnica de Seldinger9.
- Identificar el pliegue entre el músculo gracilis y sartorio de la pata trasera (es posible a la izquierda o a la derecha) para colocar una línea arterial.
- Calibrar los transductores contra la atmósfera (cero) y 200 mmHg (línea arterial) o 50 mmHg (línea venosa central) y conectarlos al catéter arterial y a la línea venosa central para comenzar la monitorización.
- Coloque los transductores de presión aproximadamente la mitad de la altura del tórax en la posición estimada de la aurícula derecha.
- Realice una pequeña incisión (4-5 cm) cortando a través de la piel por encima de la vejiga para la cateterización de la vejiga urinaria.
- Separe el tejido subcutáneo con instrumentos contundentes.
- Coloque una sutura de cuerda de bolso (1-2 cm de diámetro) en la pared de la vejiga.
NOTA: Las suturas no deben penetrar a través de todas las capas de la pared de la vejiga, lo que resultaría en la pérdida de orina a través de las punciones. - Realice una pequeña incisión en el centro de la sutura e introduzca el catéter urinario.
- Inmediatamente, bloquee el balón con 10 ml de agua destilada y tire del catéter hacia la pared de la vejiga hasta que se sienta una resistencia ligera.
- Cierre la sutura de la cuerda del bolso alrededor del catéter. Cierre la piel con suturas estándar.
3. Introducción del catéter de la arteria pulmonar (PAC)
- Compruebe la permeabilidad del balón del PAC con 0,5-1 ml de aire dependiendo del tamaño del catéter y desinfle el balón de nuevo.
- Conecte el PAC al sistema de transductor de presión y calibre el transductor contra la atmósfera (cero) y 100 mmHg.
- Introduzca el PAC a través de la muestra introductora con un globo desinflado durante 10-15 cm (dependiendo de la longitud de la enfundada).
- Infle el globo después de que haya salido de la vainástrico y avance el PAC aún más mientras monitorea la presión y las formas de onda típicas en el monitor de presión.
- Empuje el PAC hacia adelante mientras aparecen las formas de onda típicas de la aurícula derecha, el ventrículo derecho y la arteria pulmonar y deje de avanzar el PAC cuando se vea la forma de onda de presión de cuña capilar pulmonar (PCWP).
- Registre el PCWP al final de la expiración y desinfle el globo (consulte la Figura 1 para las curvas respectivas).
NOTA: Después de la deflación del balón, la forma de onda PCWP debe desaparecer y la forma de onda de presión arterial pulmonar debe ser visible. Si no se puede ver la forma de onda de la presión arterial pulmonar, lo más probable es que el catéter se inserte demasiado lejos en una arteria pulmonar y haya alcanzado una posición de cuña automática. Esto da como resultado una oclusión permanente de un vaso pulmonar y debe corregirse tirando del catéter hacia atrás hasta que la forma de onda de la presión arterial pulmonar reaparezca, evitando así complicaciones, por ejemplo, la ruptura del vaso pulmonar10. Los catéteres PAC a menudo se avanzan accidentalmente en las venas hepáticas a través de la vena cava inferior en cerdos. Por lo tanto, si la señal de presión del ventrículo derecho no se alcanza después de unos 30 a 50 cm, tire del catéter hacia atrás y comience de nuevo.
4. Técnica de termodilución de la arteria pulmonar para mediciones hemodinámicas
- Medir el gasto cardíaco (CO) con la técnica de termodilución11.
- Conecte el termistor y un flujo a través de la carcasa al lumen respectivo del PAC.
- A continuación, conecte el monitor hemodinámico con el puerto de temperatura distal del PAC (tapa roja).
- Ajuste el monitor hemodinámico al modo necesario para compensar el tamaño del catéter, la longitud del catéter, el volumen inyectado y la temperatura de la solución salina inyectada.
- Inyecte el volumen apropiado de solución salina al 0,9% lo más rápido posible (generalmente 5 o 10 ml de solución salina al 0,9% con una temperatura de 4 °C).
- Espere hasta que se complete la medición.
- Aleatorizar cinco mediciones en rápida sucesión a lo largo del ciclo respiratorio del ventilador.
- Elimine los valores más altos y más bajos y utilice los tres valores restantes para calcular la media.
- Tenga en cuenta este valor medio como el gasto cardíaco.
- Mida el PCWP después inflando el balón del catéter y desinfle después de la medición.
- Utilice la presión arterial media (PAM), la presión arterial pulmonar (PAP), la presión venosa central (CVP), la PCWP y el CO para todos los cálculos hemodinámicos adicionales.
NOTA: El volumen de solución salina, así como la temperatura, deben introducirse en el monitor antes de las mediciones. La solución salina normal debe mantenerse a la misma temperatura (generalmente <5 ° C) para mediciones correctas. También se debe ingresar el tamaño y la longitud del catéter. Algunos monitores requieren la entrada de un factor de corrección. - Para los estudios que involucran mediciones exactas del equilibrio electrolítico, use solución de glucosa al 5% en lugar de solución salina al 0.9%.
- Asegúrese de registrar todos los parámetros. Tome muestras simultáneas de sangre arterial y venosa mixta poco antes o después de las mediciones de CO para permitir el cálculo de la derivación intrapulmonar de derecha a izquierda.
- Registre todos los ajustes respiratorios y las mediciones necesarias para completar el conjunto de datos, por ejemplo, presión máxima, meseta y espiratoria final.
NOTA: La inducción de anestesia, intubación e instrumentación completa puede requerir 1,5 h dependiendo de la experiencia y el número de investigadores.
- Registre todos los ajustes respiratorios y las mediciones necesarias para completar el conjunto de datos, por ejemplo, presión máxima, meseta y espiratoria final.
5. Agotamiento del surfactante
- Ventilar al animal con un FIO2 de 1.0.
- Desconecte al animal del ventilador.
- Llene los pulmones con solución salina al 0,9% precalenada (37 °C, 35 ml/kg) con un embudo conectado al tubo endotraqueal.
- Para esto, levante el embudo aproximadamente 1 m por encima del animal.
NOTA: La presión hidrostática asignará la solución salina en todas las secciones pulmonares. - Deje de llenar inmediatamente cuando el MAP disminuya por debajo de <50 mmHg.
- Para esto, levante el embudo aproximadamente 1 m por encima del animal.
- Baje el embudo al nivel del suelo para drenar el líquido de lavado. Vuelva a conectar al animal al ventilador para la oxigenación.
- Espere hasta que el animal se recupere y repita el lavado lo antes posible, si es necesario.
NOTA: La necesidad de un lavado adicional está definida por la relación PaO2/ FIO2.- Tome una muestra de gasomos en sangre arterial después de 5 minutos después de cada lavado.
- Repetir los lavados hasta que la relaciónPa O2/FIO2 (índice de Horowitz) disminuya por debajo de 100 mmHg durante al menos 5 min a FIO2 1.0 y PEEP > 5 cmH2O.
NOTA: La frecuencia respiratoria debe ajustarse durante el período de lavados para mantener el pH arterial por encima de 7.25 con el fin de prevenir la descompensación hemodinámica.
- Tenga en cuenta que este modelo animal se basa en una combinación de agotamiento de surfactante y VILI.
NOTA: Los lavados se detendrán después de que la relaciónPa O2/ FIO2 permanezca por debajo de 100 durante 5 min NO después de 60 min como se publicó anteriormente para un modelo de lavado de surfactante sin VILI5.- Comience conventilaciónalta de TV / PEEP baja después de que se haya alcanzado el objetivo P a O2/ FIO2.
NOTA: De lo contrario, un agotamiento de surfactante demasiado agresivo combinado con VILI dará como resultado una falla orgánica múltiple y comprometerá el experimento. La duración del agotamiento del surfactante varía entre los animales, ya que se apunta aunP a O2/ FIO2 definido. Puede tardar de 45 min a 1,5 h.
- Comience conventilaciónalta de TV / PEEP baja después de que se haya alcanzado el objetivo P a O2/ FIO2.
6. Ventilación perjudicial con alto volumen corriente / PEEP bajo (TV alta / PEEP baja)
- Mantener una FIO2 de 1.0.
- Configure el ventilador en un modo de ventilación de volumen garantizado y controlado por presión.
- Aumente el umbral de alarma para la presión inspiratoria máxima a 60 mbar.
NOTA: El ventilador debe aplicar una presión inspiratoria de hasta 60 mbar, pero no superior. - Reduzca la frecuencia respiratoria a 12 /min y establezca la relación inspiración-espiración (I: E) en 1: 1.5 (lo que resulta en un tiempo de inspiración de 2 s y un tiempo de expiración de 3 s).
- Aumente el volumen corriente lentamente hasta 17 ml / kg de peso medio durante al menos 2 minutos.
- No aumente más el volumen corriente si se alcanza una presión inspiratoria de 60 mbar.
NOTA: La presión inspiratoria limitada puede resultar en un volumen corriente por debajo de 17 ml / kg de peso corporal dependiendo de la lesión pulmonar después del lavado con surfactante. Un aumento repentino en el volumen corriente puede resultar en barotrauma o descompensación hemodinámica. Por lo tanto, es de suma importancia aumentar los volúmenes corrientes lentamente durante varios minutos.
- No aumente más el volumen corriente si se alcanza una presión inspiratoria de 60 mbar.
- Reduzca el PEEP a 2 mbar.
- Ventile al animal hasta 2 h (consulte la Figura 2 para la configuración del ventilador y la curva de flujo).
NOTA: La ventilación con altos volúmenes corrientes dará como resultado una buena oxigenación del animal, pero la inflación y deflación cíclica casi completa resultan en una lesión estructural de los pulmones. El daño estructural no se puede revertir con maniobras de reclutamiento, posicionamiento prono, PEEP alto, etc. El daño resultante debe tolerarse durante toda la investigación. Es posible que se requiera un tiempo de ventilación de TV alta / PEEP más corto dependiendo del siguiente experimento y la duración de la investigación.
7. Fin del experimento y eutanasia
- Asegúrese de que se realicen todas las mediciones del protocolo experimental, que seguirá a la inducción de la lesión pulmonar.
- Inyecte fentanilo (al menos 0,5 mg) adicionalmente a la anestesia continua y espere al menos 5 minutos. Inyecte tiopental (al menos 1000 mg) rápidamente seguido de al menos 60 mmol de potasio utilizando la línea central.
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Representative Results
Larelación Pa O2/ FIO2disminuyó durante el lavado del surfactante en todos los animales (Figura 3). La hipoxemia, hipercapnia y atelectasia resultantes causaron un aumento en la presión de la arteria pulmonar. Los detalles de los lavados pulmonares ya están descritos en otra parte6.
El agotamiento del surfactante se repitió hasta que la relación PaO2/ FIO2 se mantuvo por debajo de 100 mmHg a pesar de la ventilación mecánica con una PEEP de 5 mbar durante al menos 5 min. Posteriormente, se inició la ventilación con altos volúmenes corrientes, peep bajo e inflación/deflación casi completa durante 2 h para causar VILI. Cabe destacar que los parámetros de intercambio gaseoso (saturación de oxígeno,Pa O2)pueden mejorar durante la ventilación con altos volúmenes corrientes debido al reclutamiento cíclico, mientras que mPAP generalmente permanece elevado debido a altas presiones intratorácicas e hipercapnia(Figura 3B). En promedio, la inducción de la anestesia, la instrumentación, el agotamiento del surfactante y la ventilación perjudicial requieren aproximadamente 5 h, dependiendo de la experiencia del investigador y el número de lavados necesarios para lograr la relaciónPa O2/ FIO2 objetivo.
La capacidad de reclutamiento de los pulmones se probó después de cada paso experimental con una maniobra de reclutamiento (presión inspiratoria de 50 mbar y PEEP 24 mbar durante cinco respiraciones). Se tomó una muestra de gasodá sanguínea arterial 5 min después de la maniobra de reclutamiento mientras se iniciaba la ventilación con un volumen corriente de 6 mL/kg de peso natural, una PEEP de 15 mbar y una FIO2 de 1,0. Esta maniobra de reclutamiento resultó en un aumento notable de la oxigenación en todos los animales después del lavado del surfactante(Figura 3a),mientras que 2 h de ventilación perjudicial disminuyeron la capacidad de reclutamiento pulmonar con respecto al intercambio gaseoso y mPAP(Figura 3, Tabla 1). La lesión pulmonar inducida con el protocolo no fue propensa al reclutamiento incluso cuando la ventilación se realizó de acuerdo con la tabla DE PEEP alta de ARDS-Network durante 3 h después de una maniobra de reclutamiento adicional.
Las imágenes tomográficas computarizadas (TC) de un animal mostraron atelectasia de las áreas dependientes del pulmón durante la ventilación con una PEEP de 6 mbar, que se resolvió en gran medida cuando la ventilación se escaló a una PEEP de 15 mbar(Figura 4),mientras que las opacidades de vidrio esmerdido ubicuas sustanciales no se resolvieron. Además, algunos hallazgos de TC como las opacidades alveolares indicaron daño estructural de los pulmones correspondiente con el examen post mortem de los pulmones (Figura 4).
Figura 1: Colocación del catéter de la arteria pulmonar. Boceto del corazón, un catéter de arteria pulmonar correctamente colocado (PAC; catéter amarillo) y las respectivas formas de onda que se pueden ver mientras se avanza un PAC. PCWP significa presión de cuña capilar pulmonar. La forma de onda PCWP solo se puede ver en posición de cuña mientras el globo está inflado. La curva PCWP debe desaparecer y la curva de la arteria pulmonar debe ser visible si el balón se desinfla y el PAC se coloca correctamente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Ajustes del ventilador de ventilación perjudicial. Se muestran los ajustes del ventilador durante la ventilación para provocar una lesión pulmonar inducida por el ventilador (VILI). El volumen corriente corresponde a 17 ml/kg de peso corporal en el animal respectivo. El patrón de flujo disminuye a flujo cero al expirar (estrella roja). El flujo cero se mantiene durante un período relevante del ciclo respiratorio. Por lo tanto, se logra una inflación y deflación casi completa de los pulmones para promover el baro y el atelectrauma. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Oxigenación sistémica y presión arterial pulmonar. (A) Resultados individuales de la presión arterial parcial de oxígeno. (B) La presión arterial pulmonar media de cuatro animales se muestra como valores representativos de la lesión pulmonar inducida. No se realizaron pruebas de significación estadística debido al pequeño número de animales (n = 4). Se realizó una maniobra de reclutamiento después de cada intervención (flechas amarillas) para probar la capacidad de reclutamiento del modelo. Tenga en cuenta quePa O2 aumenta después del lavado pulmonar y después del reclutamiento en al menos 150 mmHg, pero no después de la ventilación perjudicial. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Tomografía computarizada de los pulmones. Tomografía computarizada (TC) representativa de un animal después del lavado del surfactante y ventilación mecánica con altos volúmenes corrientes y peep baja para causar lesión pulmonar inducida por el ventilador (VILI). Las exploraciones se realizaron durante la ventilación con alta presión espiratoria positiva final de 15 mbar (PEEP 15 mbar) y PEEP baja de 6 mbar (PEEP 6 mbar) con un volumen corriente de 6 ml/kg de peso corporal. Los paneles superiores muestran la misma región apical de los pulmones. Los paneles inferiores muestran la misma región del pulmón a la altura del corazón. El # marca las áreas pulmonares dependientes con atelectasia basal; el → marca las áreas pulmonares dependientes/atelectasia anterior, que se reclutan bajo ventilación con una PEEP de 15 mbar; el * marca opacidades extensas de vidrio esmerado con engrosamiento septeal inter e intralobular superpuesto, que no se resuelven durante la ventilación con una PEEP de 15 mbar, las marcas + difunden opacificaciones alveolares, que indican hemorragia alveolar y no son visibles durante la ventilación con una PEEP de 6 mbar debido a la atelectasia extensa. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Examen post mortem de los pulmones. Patología representativa de los pulmones no fijos de un animal justo después del experimento. El área basal de los pulmones mira hacia el lector. El # marca atelectasia; las + marcas de hemorragia alveolar difusa; el → marca espacios peribronquiales distendidos y edematosos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| referencia | después del lavado | MICRÓMETRO | después de la ventilación lesioniuos | MICRÓMETRO | después de ARDS-Net | MICRÓMETRO | |
| PaO2 (mmHg) |
514 ±13 |
87 ±12 |
324 ±78 |
197 ±134 |
147 ±95 |
128 ±37 |
185 ±129 |
| PaCO2 (mmHg) |
48 ±6 |
86 ±10 |
82 ±12 |
66 ±5 |
96 ±4 |
92 ±5 |
123 ±10 |
| pH | 7.39 ±0,09 |
7.14 ±0,05 |
7.17 ±0,08 |
7.26 ±0,06 |
7.11 ±0,04 |
7.14 ±0,04 |
7.04 ±0,03 |
| lactato (mg/dL) |
4 ±3.9 |
6 ±5.0 |
6 ±5.9 |
4 ±3.6 |
4 ±3.5 |
4 ±3.6 |
6 ±5.3 |
| polígrafo (latidos/min) |
86 ±8 |
90 ±11 |
92 ±12 |
104 ±18 |
129 ±30 |
147 ±13 |
149 ±5 |
| CO (L/min) | 4 ±0,8 |
3.7 ±1.4 |
3.6 ±0,8 |
5.2 ±0,8 |
5.1 ±0,8 |
6.9 ±1.0 |
|
| mapa (mmHg) |
93 ±4 |
101 ±21 |
108 ±31 |
78 ±8 |
96 ±31 |
65 ±12 |
72 ±9 |
| SVR (dyn. sec. cm-5) |
1856 ±302 |
2552 ±777 |
1624 ±468 |
1179 ±237 |
903 ±292 |
711 ±166 |
|
| mPAP (mmHg) |
14 ±1 |
27 ±2 |
22 ±2 |
33 ±10 |
33 ±8 |
29 ±3 |
30 ±3 |
| PVR (dyn. sec. cm-5) |
106 ±170 |
267 ±442 |
170 ±258 |
92 ±126 |
108 ±160 |
66 ±88 |
|
| PCWP | 6 ±2 |
10 ±2 |
8 ±2 |
9 ±1 |
10 ±4 |
11 ±5 |
|
| Cdyn (mL/mbar) |
33 ±4 |
12 ±2 |
21 ±4 |
23 ±8 |
20 ±2 |
26 ±8 |
24 ±5 |
Tabla 1: Gasomanía arterial, datos hemodinámicos y cumplimiento pulmonar. La tabla presenta los respectivos gasomos arteriales y datos hemodinámicos. RM: maniobra de reclutamiento,Pa O2: presión arterial parcial de oxígeno, PaCO2: presión arterial parcial de dióxido de carbono, CO: gasto cardíaco, MAP: presión arterial media, SRV: resistencia vascular sistémica, mPAP: presión arterial pulmonar media, PVR: resistencia vascular pulmonar, PCWP: presión de cuña capilar pulmonar. Los datos se presentan como media ± de des.
| referencia | después del lavado | MICRÓMETRO | ||||||
| Yo | PaO2 (mmHg) | 540 | 81.3 | 270 | 21.9 | -la maniobra de reclutamiento después del agotamiento del surfactante se preformó sin inyección previa de un relajante muscular -la maniobra de reclutamiento (RM) dio lugar a un neumotórax tensional con rápido deterioro cardiopulmonar (fondo gris) a pesar de la inserción inmediata del drenaje torácico - los animales siguientes recibieron una inyección en bolo de un relajante muscular antes de una RM y el problema no se volvió a observar |
||
| PaCO2 (mmHg) | 42.6 | 69.4 | 84.9 | 93.9 | ||||
| pH | 7.44 | 7.17 | 7.01 | 6.99 | ||||
| Lactato (mmol/L) | 11 | 17 | 67 | 56 | ||||
| frecuencia cardíaca (latidos/min) | 138 | 155 | 141 | 221 | ||||
| CO (L/min) | 7.7 | 3.6 | 1.6 | |||||
| mAP (mmHg) | 82 | 60 | 143 | 53 | ||||
| mPAP (mmHg) | 26 | 18 | 22 | 22 | ||||
| PCWP (mmHg) | 10 | 12 | 12 | 17 | ||||
| Cdyn (mbar/mL) | 35 | 11 | 19 | 13 | ||||
| PCWP (mmHg) |
10 | 12 | 12 | 17 | ||||
| Cdyn (mbar/mL) | 35 | 11 | 19 | 13 | ||||
| referencia | después del lavado | MICRÓMETRO | después de una ventilación perjudicial | MICRÓMETRO | ||||
| II | PaO2 (mmHg) | 638 | 60 | 84 | 83.2 | 61.4 | 82.7 | -se realizó ventilación lesionada con un volumen de 17 ml/kg de peso corporal durante 3 horas -después de una ventilación perjudicial, el animal se deterioró rápidamente y no pudo estabilizarse con, por ejemplo, inyecciones en bolo de epinefrina -el último análisis de gases en sangre se obtuvo bajo ventilación con PEEP: 20 mbar. Ppeak: 35 mbar. resultando en un volumen corriente de sólo 187 ml (4 ml/kg de peso corporal) - la reducción del período de ventilación perjudicial fue necesaria en los experimentos siguientes |
| PaCO2 (mmHg) | 41 | 78 | 77 | 85.1 | 120 | 183 | ||
| pH | 7.37 | 7.17 | 7.16 | 7.13 | 7.02 | 6.81 | ||
| Lactato (mg/dL) | 16 | 18 | 20 | 17 | 30 | 65 | ||
| frecuencia cardíaca (latidos/min) | 86 | 64 | 109 | 133 | 150 | 185 | ||
| CO (L/min) | 4.3 | 3.3 | 3.7 | 5.6 | 2.4 | |||
| mAP (mmHg) | 77 | 82 | 61 | 53 | 77 | 40 | ||
| mPAP (mmHg) | 15 | 30 | 24 | 35 | 35 | 32 | ||
| PCWP (mmHg) | 7 | 8 | 9 | 8 | 9 | |||
| Cdyn (mbar/mL) | 34 | 9 | 12 | 17 | 14 | 13 | ||
Tabla 2: Gasoteo arterial y datos hemodinámicos durante la implementación del protocolo. La tabla presenta los respectivos gasomos arteriales y datos hemodinámicos de dos animales, que murieron prematuramente durante la implementación del protocolo. El fondo gris resalta los últimos resultados antes de la muerte. RM: maniobra de reclutamiento,Pa O2: presión arterial parcial de oxígeno, PaCO2: presión arterial parcial de dióxido de carbono, CO: gasto cardíaco, mAP: presión arterial media, mPAP: presión arterial pulmonar media, PCWP: presión de cuña capilar pulmonar, PEEP: presión positiva al final de la espiración, Ppeak: presión inspiratoria máxima.
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Discussion
Este artículo describe la inducción del SDRA experimental en cerdos que combina el agotamiento del surfactante por lavados pulmonares repetidos y la ventilación con altos volúmenes corrientes, peep bajo e inflación / deflación completa de los pulmones. Esta combinación provoca un deterioro reproducible y comparable en el intercambio gaseoso y el compromiso hemodinámico resultante, pero limita la capacidad de reclutamiento de los pulmones. Por lo tanto, este modelo imita el SDRA clínico con baja capacidad de reclutamiento y permite la investigación de nuevos regímenes de ventilación.
Hay algunas limitaciones del protocolo. En primer lugar, los lavados repetidos dan como resultado algunas de las propiedades histopatológicas del SDRA clínico (humano), incluida la formación de atelectasia mayor, la formación de edema perivascular y un aumento del grosor de la membrana alveolar-capilar. La ventilación alta de TV / baja PEEP agrega algunas propiedades como la hemorragia alveolar difusa, que no son vulnerables al reclutamiento. Sin embargo, las características importantes del SDRA humano, como la formación de membranas hialinas, no se pueden inducir en cuestión de horas y, por lo tanto, faltan en este modelo2,3. En segundo lugar, el daño estructural de los pulmones es irreversible durante horas o posiblemente días. Pero se debe tener cuidado para evitar un excesivo baro, volu y atelectrauma de los pulmones, lo que haría imposible el siguiente experimento. Utilizando los ajustes del ventilador descritos en el artículo, el protocolo comenzó inicialmente con 3 h de VILI para probar los modos de ventilación automatizados, que integran la evidencia clínica reciente con respecto a la ventilación de los pacientes con SDRA. Desafortunadamente, algunos animales se deterioraron durante el curso del experimento y se observó un caso de neumotórax severo(Tabla 2). La reducción del período VILI a 2 h fue adecuada para el diseño experimental, pero este período de tiempo puede adaptarse en otros entornos experimentales. En tercer lugar, los lavados pulmonares pueden provocar insuficiencia cardíaca derecha abrupta y la muerte del animal. Alrededor del 10% -15% de los animales pueden morir durante el período de inducción. Este número se puede reducir siguiendo las recomendaciones publicadas anteriormente5. Finalmente, el estudio solo presentó los resultados de cuatro animales y dos animales más, que murieron prematuramente durante la implementación del modelo. Las estrictas leyes locales de protección animal no apoyan los experimentos en otros animales una vez que el modelo está suficientemente implementado, pero otros grupos de investigación han utilizado modelos de dos golpes que consisten en el agotamiento del surfactante y la ventilación perjudicial7.
De importancia, el agravamiento de la lesión pulmonar por ventilación con ventilación alta tv / baja PEEP puede resultar en daño estructural incontrolable de los pulmones o descompensación hemodinámica. Por lo tanto, los volúmenes corrientes deben aumentarse en pasos durante varios minutos y se debe establecer un umbral superior para la presión inspiratoria máxima para evitar el neumotórax y la inestabilidad hemodinámica. Se encontró que un umbral superior de 60 mbar era el más adecuado para causar VILI sin perder animales prematuramente.
El reclutamiento cíclico con altos volúmenes corrientes dará como resultado una oxigenación suficiente a pesar de la peep baja. Después de los lavados pulmonares, la PEEP se redujo a 2 mbar de manera gradual paralela al aumento del volumen corriente para evitar una hipoxemia intolerable.
Algunos investigadores utilizan frecuencias respiratorias más altas para generar VILI7 debido a un inicio más rápido de VILI, pero las frecuencias respiratorias altas pueden provocar atrapamiento de aire si la curva de flujo del ventilador no se monitorea de cerca. La captura de aire puede reducir el VILI debido a la deflación incompleta de los pulmones por un lado, mientras que también promueve la inestabilidad hemodinámica causada por altas presiones intratorácicas sostenidas. Por lo tanto, se utilizó una frecuencia respiratoria más lenta con una deflación asegurada de los pulmones y un período VILI más largo en el modelo descrito.
Cabe destacar que no se midieron marcadores de inflamación pulmonar como la interleucina 8 en el líquido brocoalveolar ya que la ventilación prolongada en un modelo reproducible de baja reclutabilidad es la principal aplicación del modelo. Para la investigación sobre patrones inflamatorios específicos (como el subfenotipo hiperinflamatorio del SDRA) un modelo de golpe múltiple que combine un primer golpe inflamatorio como la infusión de lipopolisacáridos i.v. con ventilación perjudicial podría ser favorable12.
La combinación de lavado de surfactante y ventilación alta de TV / baja PEEP da como resultado un modelo reproducible y eficiente en el tiempo del SDRA humano con respecto al intercambio de gases y los cambios hemodinámicos. La lesión pulmonar inducida en este modelo presenta baja capacidad de reclutamiento y permite la investigación experimental de estrategias terapéuticas, incluyendo la ventilación mecánica.
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Disclosures
Todos los autores no revelan ningún conflicto de intereses financiero o de otro tipo.
Acknowledgments
Agradecemos la excelente asistencia técnica de Birgit Brandt. Este estudio fue apoyado por una subvención del Ministerio Federal Alemán de Educación e Investigación (FKZ 13GW0240A-D).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Eve | Fritz Stephan GmbH | emergency ventilator | |
| Flow through chamber thermistor | Baxter | 93-505 | for measuring cardiac output |
| Leader Cath Set | Vygon | 1,15,805 | arterial catheter |
| Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed | Covidien | 107-80 | 8.0 mm ID |
| MultiCath3 | Vygon | 1,57,300 | 3 lumen central venous catheter, 20 cm length |
| Percutaneus Sheath Introducer Set | Arrow | SI-09600 | introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length |
| Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter | Edwards | 132F5 | pulmonary artery catheter, 75 cm length |
| urinary catheter | no specific model requiered | ||
| Vasofix Braunüle 20G | B Braun | 4268113B | peripheral vein catheter |
| Vigilance I | Edwards | monitor |
References
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