Summary
We hebben het Marmarou-gewichtsverliesmodel voor volwassen zebravissen aangepast om een breed scala aan pathologieën te onderzoeken na traumatisch hersenletsel met stompe kracht (TBI) en de mechanismen die ten grondslag liggen aan de daaropvolgende neuronale regeneratie. Dit Botte kracht TBI-model is schaalbaar, induceert een milde, matige of ernstige TBI en vat heterogeniteit van letsel samen die wordt waargenomen bij menselijke TBI.
Abstract
Stomp-kracht traumatisch hersenletsel (TBI) is de meest voorkomende vorm van hoofdtrauma, die een reeks ernst omvat en resulteert in complexe en heterogene secundaire effecten. Hoewel er geen mechanisme is om de verloren neuronen na een TBI bij mensen te vervangen of te regenereren, bezitten zebravissen het vermogen om neuronen in hun hele lichaam te regenereren, inclusief de hersenen. Om de breedte van de pathologieën te onderzoeken die worden vertoond bij zebravissen na een stompe kracht TBI en om de mechanismen te bestuderen die ten grondslag liggen aan de daaropvolgende neuronale regeneratieve respons, hebben we de veelgebruikte knaagdier Marmarou-gewichtsdaling aangepast voor gebruik bij volwassen zebravissen. Ons eenvoudige TBI-model met stompe kracht is schaalbaar, induceert een milde, matige of ernstige TBI en vat veel van de fenotypen samen die worden waargenomen na menselijke TBI, zoals contact- en posttraumatische aanvallen, oedeem, subdurale en intracerebrale hematomen en cognitieve stoornissen, elk weergegeven op een ernstafhankelijke manier van letsel. TBI-sequelae, die binnen enkele minuten na de verwonding beginnen te verschijnen, verdwijnen en keren binnen 7 dagen na het letsel terug naar bijna onbeschadigde controleniveaus. Het regeneratieve proces begint al 48 uur na het letsel (hpi), waarbij de piekcelproliferatie wordt waargenomen door 60 hpi. Ons TBI-model met stompe kracht van zebravissen produceert dus karakteristieke primaire en secundaire TBI-pathologieën die vergelijkbaar zijn met menselijke TBI, waardoor het begin en de progressie van ziekten kunnen worden onderzocht, samen met de mechanismen van neuronale regeneratie die uniek zijn voor zebravissen.
Introduction
Traumatisch hersenletsel (TBI's) is een wereldwijde gezondheidscrisis en een belangrijke oorzaak van overlijden en invaliditeit. In de Verenigde Staten ervaren ongeveer 2,9 miljoen mensen elk jaar een TBI en tussen 2006-2014 nam de mortaliteit als gevolg van TBI- of TBI-sequelae met meer dan 50% toe 1. TBI's variëren echter in hun etiologie, pathologie en klinische presentatie grotendeels als gevolg van het mechanisme van letsel (MOI), dat ook van invloed is op behandelingsstrategieën en voorspelde prognose2. Hoewel TBI's het gevolg kunnen zijn van verschillende MOI, zijn ze voornamelijk het resultaat van een doordringend of stomp krachttrauma. Penetrerende trauma's vertegenwoordigen een klein percentage TBI's en genereren een ernstig en focal letsel dat is gelokaliseerd in de onmiddellijke en omliggende gespietste hersengebieden3. Daarentegen komen TBI's met stompe kracht vaker voor in de algemene bevolking, omvatten ze een reeks ernst (mild, matig en ernstig) en produceren ze een diffuus, heterogeen en wereldwijd letsel dat meerdere hersengebieden treft1,4,5.
Zebravissen (Danio rerio) zijn gebruikt om een breed scala aan neurologische beledigingen te onderzoeken die het centrale zenuwstelsel (CZS) overspannen 6,7,8,9. Zebravissen bezitten ook, in tegenstelling tot zoogdieren, een aangeboren en robuuste regeneratieve reactie om CNS-schade te herstellen10. Huidige zebravistraumamodellen gebruiken verschillende verwondingsmethoden, waaronder penetratie, excisie, chemische belediging of drukgolven11,12,13,14,15,16. Elk van deze methoden maakt echter gebruik van een MOI die zelden wordt ervaren door de menselijke bevolking, niet schaalbaar is over een reeks ernst van letsels en niet de heterogeniteit of ernstafhankelijke TBI-gevolgen aanpakt die worden gerapporteerd na stompe kracht TBI. Deze factoren beperken het gebruik van het zebravismodel om de onderliggende mechanismen van de pathologieën geassocieerd met de meest voorkomende vorm van TBI in de menselijke populatie (milde stompkrachtletsels) te begrijpen.
We wilden een snel en schaalbaar TBI-zebravismodel met stompe kracht ontwikkelen dat mogelijkheden biedt om letselpathologie, progressie van TBI-sequela en de aangeboren regeneratieve respons te onderzoeken. We pasten het veelgebruikte knaagdier Marmarou17-gewichtsdaling aan en pasten het toe op volwassen zebravissen. Dit model levert een reproduceerbaar bereik van ernst op, variërend van mild, matig tot ernstig. Dit model vat ook meerdere facetten van menselijke TBI-pathologie samen, op een ernstafhankelijke manier, waaronder toevallen, oedeem, subdurale en intracerebrale hematomen, neuronale celdood en cognitieve tekorten, zoals leer- en geheugenstoornissen. Dagen na het letsel verdwijnen pathologieën en tekorten en keren ze terug naar niveaus die lijken op onbeschadigde controles. Bovendien vertoont dit zebravismodel een robuuste proliferatie- en neuronale regeneratierespons over de neuroaxis met betrekking tot de ernst van het letsel.
Hier geven we details over het opzetten en inductie van stompkrachttrauma, het scoren van posttraumatische aanvallen, beoordeling van vasculaire verwondingen, instructies voor het voorbereiden van hersensecties, benaderingen voor het kwantificeren van oedeem en inzicht in de proliferatieve respons na letsel.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Zebravissen werden grootgebracht en onderhouden in de Notre Dame Zebrafish-faciliteit in het Freimann Life Sciences Center. De methoden beschreven in dit manuscript werden goedgekeurd door de University of Notre Dame Animal Care and Use Committee.
1. Traumatisch hersenletsel paradigma
- Voeg 1 ml 2-fenoxyethanol toe aan 1 l systeemwater (60 mg Instant Ocean in 1 l gedeïoniseerd RO-water).
- Bereid een beluchte recuperatietank voor met 2 L systeemwater bij kamertemperatuur.
- Selecteer het gewenste gewicht van de kogellager en een gewenste lengte en diameter van stalen/kunststof buizen en bepaal de energie en slagkracht.
OPMERKING: Buizen moeten een binnendiameter hebben waardoor het kogellager kan passeren zonder het pad of de bewegingssnelheid te veranderen.- Bepaal de kinetische energie bij impact:
Waarbij KE = kinetische energie, m = massa (in kg), g = zwaartekracht, h = hoogte (in m) van valpunt tot vis.
OPMERKING: Dit levert kinetische energie op in J. Vermenigvuldig de waarde met 1.000 om mJ te bepalen. KE is gebaseerd op een versnellend object, dat optreedt wanneer het kogellager vanuit een stationaire positie valt. - Genereer een milde TBI (miTBI) met behulp van 7,62 cm lange stalen/kunststof buizen die 1,5 cm boven de plaat op de zebravisschedel eindigen (totale afstand 9,1 cm) en een kogellager van 1,5 g (6,4 mm diameter). Deze produceren een kinetische energie van 1,33 mJ. Deze schade werd empirisch bepaald als gelijkwaardig aan een miTBI op basis van belangrijke pathofysiologische TBI-markers, zoals vasculaire verwonding, subdurale / intracerebrale hematoomvorming, neuronale celdood en cognitieve stoornissen die grotendeels samenvatten wat werd gerapporteerd in de menselijke populatie op een ernstafhankelijke manier.
- Bereken kinetische energie miTBI =
- Genereer een matige TBI (moTBI) met behulp van 12,7 cm lange stalen/kunststof buizen die 1,5 cm boven de plaat op de schedel van de zebravis eindigen (totale afstand 14,2 cm) en een kogellager van 1,5 g (6,4 mm diameter) dat kinetische energie van 2,08 mJ produceert.
- Bereken kinetische energie moTBI =
- Genereer een ernstige TBI (sTBI) met behulp van 7,62 cm lange stalen /plastic buizen die 1,5 cm boven de plaat op de zebravisschedel eindigen (totale afstand 9,1 cm) en een kogellager van 3,3 g (8,38 mm diameter) dat een kinetische energie van 2,94 mJ produceert.
- Bereken kinetische energie sTBI =
- Bepaal de kinetische energie bij impact:
- Vul een petrischaaltje met boetseerklei (figuur 1, stap 1) en gebruik een stomp instrument (d.w.z. de achterkant van een tang) om een verhoogd platform (5 cm x 1,5 cm) te creëren met extra modelleerklei (figuur 1, stap 2).
- Gebruik een scheermesje om het verhoogde platform in de lengte in twee ongeveer gelijke helften te verdelen (figuur 1, stap 3, rode stippellijn). Vorm de twee helften in een kanaal dat plaats biedt aan de lengte van een volwassen vis (figuur 1, stap 4). Gebruik extra klei om muren te bouwen die ~ 2/3 van het vislichaam beveiligen, waardoor het hoofd bloot komt te liggen.
- Vorm een kleine steun in het blootgestelde hoofdgebied loodrecht op de wanden om het hoofd te ondersteunen om rotatie of terugslag van het hoofd bij verwonding te voorkomen (figuur 1, stap 4).
OPMERKING: Het kanaal moet diep genoeg zijn om de vis in een dorsale positie te ondersteunen, maar moet de kop nog steeds boven de omringende klei laten rusten. Bovendien moet de hoofdondersteuning de natuurlijke kromming van de vis volgen en de onderkaak en kieuwen ondersteunen. - Zorg ervoor dat het verlaagde gewicht niet wordt belemmerd door de zijkanten van het kanaal (figuur 1, stap 4).
- Maak een stalen schijf met een diameter van 3 mm met behulp van een mini-perforator en 22 g stalen knipperen. Elke schijf kan meerdere keren worden gebruikt.
- Verdoof een vis door hem in een bekerglas te plaatsen met 50-100 ml van 1:1000 (1 ml / 1 l, 0,1%) 2-fenoxyethanol totdat het niet reageert op staartknijpen.
- Plaats de vis, dorsale zijde naar boven, op de kleivorm in het kanaal zodat het lichaam aan de zijkanten is bevestigd en plaats een stalen schijf van 3 mm 22 g op de kop, gecentreerd over het gewenste inslagpunt (figuur 1, stap 5).
- Zorg ervoor dat de vis zo loodrecht mogelijk is uitgelijnd om te voorkomen dat zijn kop naar één kant kantelt, wat een ongelijke impact kan veroorzaken.
- Zet de stalen/kunststof buis vast met behulp van een standaard ringstandaard en armklem, zodat de onderkant van de buis 1,5 cm boven de kop van de zebravis ligt (figuur 1, stap 6). Zorg ervoor dat de slang recht is.
- Kijk naar beneden en zorg ervoor dat de buis boven de staalplaat is uitgelijnd.
- Laat het kogellager (1,5 g voor milde en matige TBI en 3,3 g voor ernstige TBI) van een vooraf bepaalde hoogte (beschreven in stap 1.3.3-1.3.5) langs de buis op de stalen plaat die zich boven het gewenste neuroanatomische interessegebied bevindt (bijv. Cerebellum, figuur 1, stap 5) om de stompkracht TBI te produceren voor de gewenste ernst van het letsel. Plaats de gewonde vissen in een hersteltank die moet worden gecontroleerd.
OPMERKING: Afhankelijk van de ernst van het letsel kunnen mortaliteit of tonisch-clonische aanvallen optreden. Als de vis gedurende een langere periode na de TBI niet reageert, gebruik dan een transferpipet of tang om een staartknijp toe te dienen en te evalueren op een pijnreactie.
2. Scoren van aanvallen post-TBI bij de volwassen zebravis
- Verdoodelijk en verwond de vis volgens het verwondingsprotocol beschreven in sectie 1 en plaats de gewonde vis in een belucht hersteltank van 2 L systeemwater.
- Observeer de vis op tekenen van posttraumatische aanvallen die onmiddellijk beginnen nadat ze in de hersteltank zijn geplaatst. Stel een observatietijd in (d.w.z. 1 uur) en registreer alle aanvalsactiviteit, inclusief de aanvalsscore (hieronder beschreven), de duur van elke aanval en het percentage vissen dat aanvallen heeft ervaren (figuur 2A).
OPMERKING: Epileptische aanvallen kunnen onmiddellijk na het letsel optreden, evenals uren of dagen na TBI. Aanvallen kunnen langdurig aanhouden en een enkele vis kan meerdere aanvallen hebben. Het instellen van een observatietijd van 1 uur of meer geeft een goede weergave van de algemene trend van de aanvalspercentages. - Scoor vissen met behulp van de Mussulini18-richtlijnen voor fenotypen voor volwassen zebravissen.
OPMERKING: Zonder de trackingsoftware te gebruiken, is het moeilijk om aanvalsscores onder de 3 onbevooroordeeld te beoordelen. Daarom mogen alleen aanvalsscores van 3 of hoger worden geregistreerd wanneer de beoordeling zonder software wordt uitgevoerd.
3. Hersendissectie
- Euthanaseer vissen in een 1:500 (2 ml / 1 l, 0,2%) oplossing van 2-fenoxyethanol, totdat de kieuwbewegingen stoppen en ze niet reageren op het beknijpen van de vin, op het gewenste eindpunt.
- Vul een petrischaaltje met boetseerklei en maak een kleine holte om het lichaam te ondersteunen tijdens het dissectie.
- Plaats de vis, dorsale kant naar boven, in de kleivorm. Plaats een dissectiepen door de middellijn halverwege het lichaam van de vis en een tweede pin ~ 5 mm achter de basis van de kop.
- Snijd onder een ontleedbare lichtmicroscoop botweg de oogzenuw af met een paar # 5 Dumont-tang en verwijder de ogen (figuur 2A).
- Oriënteer de vis zo dat het rostrale uiteinde het verst is wanneer u door de microscoop kijkt (figuur 2B).
OPMERKING: De volgende stappen zijn voor rechtshandigen. Linkshandige personen kunnen er de voorkeur aan geven om de volgende stappen in een gespiegelde oriëntatie uit te voeren. - Gebruik #5 tang om langzaam het ene uiteinde van de tang onder de rechter pariëtale plaat te plaatsen, maak een opzettelijke schaaractie die naar het rostrale uiteinde beweegt en verwijder de rechter pariëtale en frontale platen (figuur 2C).
- Houd de tang onder een hoek van 45° of lager om te voorkomen dat de hersenen binnendringen tijdens de dissectie.
- Draai de vis 90° met de klok mee. Plaats het ene uiteinde van de #5 tang onder de linker pariëtale plaat en gebruik dezelfde schaarbeweging om de linker pariëtale en frontale platen te verwijderen die het hele dorsale aspect van de hersenen blootleggen (Figuur 2D,E).
- Transect de maxilla botweg met #5 tang. Bewaar de reukbollen en beschadig ze niet als dit de regio van belang is.
- Verwijder de rechter operkel, preopercle, interopercle en subopercle met #5 tang (Figuur 2F).
- Reseceer botweg de musculatuur aan het caudale uiteinde van de calvariumopening met behulp van # 5-tang, waardoor het ruggenmerg wordt blootgesteld.
- Stomp transect het ruggenmerg met # 5 tang. Plaats voorzichtig een tang onder de hersenen en verwijder voorzichtig de hersenen uit het calvarium.
OPMERKING: Knijp nooit in de hersenen. Gebruik een tang om de hersenen te "wiegen" of caudaal te reseceren en gebruik het blootgestelde ruggenmerg als een knijppunt om de hersenen te manoeuvreren. - Fixeer de verwijderde hersenen in 9 delen 100% ethanol tot 1 deel 37% formaldehyde 's nachts bij 4 °C op een rockerplatform.
4. Oedeemstudies in het zebravisbrein
- Verdoodelijk en verwond vissen volgens het verwondingsprotocol beschreven in sectie 1 en laat de vissen herstellen in een hersteltank totdat ze vrij beginnen te zwemmen.
- Plaats de vis na het letsel gedurende 1 dag terug in de normale woonomstandigheden.
- Euthanaseer de vis in 1:500 2-fenoxyethanol, nadat de tijd is verstreken.
- Ontleed de hele hersenen of het gebied van belang volgens het protocol beschreven in sectie 3 en plaats de hersenen onmiddellijk op een kleine weegboot.
OPMERKING: Wees voorzichtig bij het overbrengen van de hersenen, gebruik een fijne tang om deze voorzichtig op de weegboot te plaatsen zonder de hersenen te steken of te schrapen, wat kan resulteren in het verlies van weefsel. - Label (met letselgroep en hersennummer) en tarra een extra kleine droogweegboot op een weegschaal. Gebruik een weegschaal met de mogelijkheid om minimaal 0,001 g te meten om een nauwkeurige meting te krijgen.
- Breng de hersenen over naar de geteerde drogende weegboot en noteer het natte gewicht van de hersenen. Oriënteer de hersenen zo dat ze plat op de weegboot liggen met de dorsale kant naar boven gericht.
- Plaats de droogweegboot en de hersenen gedurende 8 uur in een hybridisatieoven die op 60 °C is ingesteld.
- Na het drogen kunnen de hersenen zich aan de drogende weegboot hechten en kunnen ze moeilijk te verwijderen en over te brengen zijn naar een nieuwe geteerde kleine weegboot. Vermijd het knijpen van de hersenen met een tang, omdat dit kan leiden tot schade aan de droge hersenen en verlies van weefsel. Knijp in plaats daarvan de fijne tang samen en schep, beginnend aan de ventrale kant van de hersenen, in een opwaartse beweging.
- Bepaal het watergehalte van elk brein met behulp van de formule (figuur 4):
5. Het labelen van cellulaire proliferatie over de neuroaxis en het voorbereiden van vast weefsel.
- Bereid 10 mM 5-ethynyl-2'-deoxyuridine (EdU) in 2 ml ddH2O.
- Anesthetiseer 3 tot 4 vissen tegelijk in 50-100 ml van 1:1000 (1 ml / 1 l, 0,1%) 2-fenoxyethanol totdat de vissen niet reageren op staartknijpen, op het gewenste tijdstip na verwonding (met behulp van het protocol beschreven in sectie 1).
- Maak een gedeeltelijke incisie op een natte spons en plaats één vis tegelijk in de opening, ventrale kant naar boven.
- Gebruik een naald van 30 G om ~40 μL van 10 mM EdU in het lichaam van de vis te injecteren. Breng de vis terug naar een vuilwatertank gevuld met systeemwater.
OPMERKING: Herhaalde injecties kunnen op verschillende tijdstippen worden uitgevoerd om een groter aantal prolifererende cellen te labelen en kunnen nodig zijn als een achtervolgingsperiode van meer dan 1 week gewenst is. - Verzamel hersenen zoals beschreven in rubriek 3 en plaats ze als groep in een glazen injectieflacon van 5 ml met 2 ml van 9 delen 100% ethanol tot 1 deel 37% formaldehyde. Fixeer de hersenen op 4 °C op een rockerplatform.
OPMERKING: Een rocker of shaker platform verbiedt de hersenen om op de bodem te rusten en het telencephalon van hele hersenen om te krullen. - Rehydrateer de hersenen, in dezelfde glazen flacon die wordt gebruikt om hersenen te fixeren, in wasbeurten van dalende ethanolreeksen, 75%, 50% en 25%, gedurende 15 minuten elk, gevolgd door een 1,5 uur wassen in 5% sucrose / PBS op een rocker bij kamertemperatuur. Bewaar de hersenen een nacht in een glazen injectieflacon in 30% sucrose/PBS bij 4°C op een rockerplatform.
- Verwijder de hersenen van 30% sucrose/PBS en breng ze met een tang over in een 12-well plaat (één behandelingsgroep per put) met putjes gevuld met een 2:1 oplossing bestaande uit 2 delen weefselbevriezingsmedium en 1 deel 30% sucrose/PBS. Incubeer de hersenen 's nachts bij 4 °C op een rockerplatform.
- Breng hersenen over naar de volgende rij putten in de 12-putplaat die de hersenen onderdompelt in 100% TFM gedurende 2-24 uur bij 4 °C.
- Gebruik een cryostaat om de hersenen in TFM in de gewenste oriëntatie op droogijs in te bedden.
- Voer cryosectie uit (16 μm dikke secties) en verzamel de secties op positief geladen dia's. Droog glijden op een schuifverwarmer gedurende 1 uur en bewaar dan bij -80 °C of ga verder met immunohistochemie.
- Bereid een hydrofobe barrière voor op de glijbaan rond de weefselsecties en laat 20 minuten drogen op een schuifwarmer.
- Was de dia's kort in PBS gedurende 5 minuten en vervolgens tweemaal in PBS-Tween 20 (0,05%) gedurende 10 minuten elk.
- Voer EdU-detectie uit met behulp van de EdU Cell Proliferation Kit en de instructies van de fabrikant.
- Analyseer de dia's en kwantificeer de fluorescerende EdU-gelabelde cellen met behulp van een epifluorescente microscoop of een confocale microscoop. Een minimum van 40x objectief zal nodig zijn om individuele cellen duidelijk te onderscheiden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Het voorbereiden van de letsel-inductie rig zorgt voor een snelle en simplistische manier om een schaalbare blunt-force TBI te leveren aan volwassen zebravissen. De graduele ernst van het letselmodel biedt verschillende gemakkelijk identificeerbare maatstaven voor succesvol letsel, hoewel het vasculaire letsel een van de gemakkelijkste en meest prominente pathologieën is (figuur 3). De belasting van vissen die tijdens het letsel worden gebruikt, kan deze indicator gemakkelijker of moeilijker te identificeren maken. Bij gebruik van wild-type AB-vis (WTAB, figuur 3A-D) kan identificatie van vasculair letsel moeilijk te onderscheiden zijn tussen miTBI of moTBI en onbeschadigde controlevissen vanwege de pigmentatie (figuur 3A-C). Na verwonding vertonen miTBI-vissen minimale schaafwonden aan het oppervlak (figuur 3B), terwijl moTBI beperkte hersenbloedingen vertonen (figuur 3C). Hoewel sTBI nog steeds een uitdaging kan zijn, is de omvang van het letsel vaak duidelijk (figuur 3D). Bij gebruik van albino (figuur 3E-H) of caspervis (figuur 3I-L) is vasculaire verwonding daarentegen gemakkelijk te identificeren. Bovendien worden impactaanvallen vaak waargenomen na letsel en het aantal aanvallen onder de groep is een andere representatieve maatstaf voor letsel (tabel 1). Gewonde vissen vertonen tonisch-clonische aanvallen (ataxie, ZBC 1.9, buigen, ZBC 1.16, cirkelen, ZBC 1.32 en kurkentrekkerzwemmen, ZBC 1.37)19 die gemakkelijk worden waargenomen na letsel, ongeacht de achtergrondbelasting. Epileptische aanvallen zullen worden waargenomen met een toenemende prevalentie in relatie tot de ernst. Na letsel vertoont miTBI geen aanvalsachtig gedrag; moTBI zal echter aanvalsgedrag vertonen (10,66% ± 1,37%, p < 0,0001, tabel 1) en de incidentie is verder verhoogd bij sTBI-vissen (19,93% ± 1,49%, p < 0,0001, tabel 1).
Succesvolle verwijdering van de hersenen is van cruciaal belang voor een groot aantal verdere onderzoeken, zoals oedeem en het beoordelen van celproliferatie. Voer dissecties met de grootste zorg uit om te voorkomen dat hersengebieden worden beschadigd (meestal door onbedoelde punctie) en om alle regio's te behouden (de olfactorische bollen kunnen gemakkelijk verloren gaan). Het volgen van de hersendissectieprocedure en schema (sectie 3, figuur 2A-F) maakt een volledige hersenverwijdering mogelijk (figuur 2G, H). Onderzoekers moeten overwegen of hun analyse de hele hersenen vereist of dat een verzameling specifieke hersengebieden aan hun behoeften kan voldoen. Afhankelijk van de ernst van het letsel en het tijdstip van verzameling, kunnen de hersenen gehechte subdurale bloedingen vertonen, maar deze worden vaak aan de onderkant van de schedel gehecht en verloren tijdens dissectie. Zwelling van het cerebrum is soms duidelijk, maar vanwege anatomische verschillen en variatie in algemene grootte is oedeem de beste methode om zwelling te beoordelen. Volgens het geschetste protocol (paragraaf 4) vertonen onbeschadigde hersenen een vloeistofgehalte van 73,11% ± 0,80%, en miTBI, hoewel licht verhoogd, vertonen geen significante toename van oedeem bij 1, 3 of 5 dpi (1 dpi: 76,33% ± 1,32%, p = 0,36, 3 dpi: 75,33 ± 1,37%, p = 0,84, 5 dpi: 74,14 ± 1,50%, p > 0,99, figuur 4). Daarentegen hadden zowel moTBI als sTBI significant oedeem 1 dpi (moTBI: 80,55 ± 0,94%, p < 0,0001, sTBI: 86% ± 1,05%, p < 0,0001) en 3 dpi (moTBI: 78,11 ± 0,93%, p < 0,018, sTBI: 77,77% ± 1,02%, p < 0,036, figuur 4). Het vloeistofgehalte van zowel moTBI als sTBI keerde echter terug naar niveaus die leken op onbeschadigde controles met 5 dpi (moTBI: 74,42 ± 1,25%, p > 0,99, sTBI: 73,85% ± 1,01%, p > 0,99, figuur 4).
Celproliferatie, na TBI bij zebravissen, is een robuuste beoordeling van de mate van letsel. Hoewel de celproliferatierespons eerder is bestudeerd bij zebravissen na andere vormen van hersenletsel9,12, was het onderzoek in de meeste gevallen beperkt tot de plaats van het letsel. Deze stompe TBI resulteert in een robuuste proliferatierespons die de neuroaxis overspant. Op een ernstafhankelijke manier (sTBI-gegevens getoond) wordt verhoogde EdU-etikettering waargenomen in de ventriculaire en subventriculaire zones van de voorhersenen (telencephalon, figuur 5B) ten opzichte van onbeschadigde controles (figuur 5A). Naarmate secties caudaal in de middenhersenen (mesencephalon en diencephalon) bewogen, vertoonden gewonde hersenen een verhoogde EdU-etikettering in de periventriculaire grijze zone (PGZ), de optische tectale kwabben (TeO) en aspecten van de voorste hypothalamus in vergelijking met onbeschadigde vissen (respectievelijk figuur 5D en figuur 5C). In de achterhersenen vertonen neurogene gebieden die zichtbaar zijn in de onbeschadigde hersenen (figuur 5E,G) een verhoogde celproliferatie na de sTBI (figuur 5F,H).
Samenvattend biedt een gemodificeerde Marmarou-gewichtsdaling toegepast op volwassen zebravissen een reproduceerbare en schaalbare milde, matige of ernstige stompe kracht TBI. Zebravissen vertonen op een ernstafhankelijke manier verschillende pathologieën, waaronder epileptische aanvallen en vasculaire letsels (d.w.z. subdurale en intracerebrale hematomen). Bovendien vertonen gewonde vissen een verminderd herstelpercentage (analoog aan bewustzijnsverlies, cognitieve tekorten in de vorm van leer- en geheugenproblemen en neuronale celdood (gegevens niet weergegeven). De waargenomen pathologieën herstellen snel over een periode van 4-7 dagen, samenvallend met robuuste proliferatieve gebeurtenissen in de neuroaxis.
Figuur 1: Het opzetten van het schaalbare letselapparaat. Grafische weergave van de opstelling, het model en de levering van schaalbare TBI's aan de zebravis. Stappen 1-4 bieden een instructief overzicht van de stappen om de ondersteuningsschimmel te vormen die de vis immobiliseert en het hoofd blootstelt tijdens schade. Stappen 5-7 geven instructies voor het leveren van het letsel met inzicht in aspecten waarmee rekening moet worden gehouden bij het oplossen van problemen met het model. De figuur is gemaakt met BioRender.com. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Schedelverwijdering voor hersendissectie. Schema van een vereenvoudigde zebravisschedel en de stapsgewijze verwijdering van bot (blauwe secties) om het hersenen van volwassen zebravissen bloot te leggen. (A,B) De ogen worden botweg verwijderd met # 5 tang die de oogzenuwen doorbreekt. (C) Een tang wordt in de musculatuur geplaatst die direct caudaal is aan de pariëtale platen (zwarte pijl) om het rechter pariëtale bot en vervolgens het rechter frontale bot te verwijderen. (D,E) Het linker pariëtale bot en het linker voorste bot worden verwijderd. (F) De rechter opercle, preopercle, interopercle en subopercle worden verwijderd, waardoor laterale en dorsale toegang tot de hersenen wordt geboden. (G,H) Onbeschadigde en sTBI-hersenen werden verwijderd. Schaalbalk = 500 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Vasculair letsel in verschillende achtergronden over de ernst van het letsel. Dorsale weergave van onbeschadigde en TBI wild-type AB, albinob4 en casper volwassen zebravis met vasculair letsel. (A-D) Volwassen wild-type AB-vissen zijn sterk gepigmenteerd en schaafwonden na miTBI (B) zijn moeilijk te visualiseren. Vasculaire schade was duidelijker bij moTBI (C) en sTBI (D) vissen in vergelijking met onbeschadigde controles (A). (E-H) albinovissen waren minder gepigmenteerd en de visualisatie van de hersenen was duidelijker. Vasculair letsel na TBI werd duidelijk waargenomen en onderscheiden van alle ernst. (I-L) casper fish bood de meest aanpasbare achtergrond voor beginnende onderzoekers, omdat de transparantie het mogelijk maakte om gewenste neuroanatomische regio's eenvoudig te identificeren en duidelijk te observeren en af te bakenen van vasculair letsel door TBI-ernst. Schaalbalk = 500 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Zebravissen ervaren letsel-geïnduceerd oedeem na TBI. Zebravissen werden blootgesteld aan verschillende ernst van TBI (onbeschadigd, miTBI, moTBI en sTBI) en beoordeeld op verschillende dagen na schade voor procent vochtgehalte (oedeem). Statistische analyses werden uitgevoerd met een Browns-Forsythe en Welch ANOVA gevolgd door een Dunnett's T3 meervoudige vergelijking post-hoc test. n = totaal aantal individuele vissen. Alle statistische analyses werden uitgevoerd met het softwarepakket Prism (Graphpad 9.0). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: TBI-geïnduceerde proliferatie over de neuroaxis. (A-H) Confocale beelden van coronale en sagittale hersensecties van onbeschadigde en sTBI-vissen die ip-geïnjecteerd waren met EdU 12 h voorafgaand aan de verzameling. Verhoogde EdU-integratie werd waargenomen in meerdere neurogene niches na letsel over de voorhersenen (A, B), middenhersenen (C, D) en achterhersenen (E-H). Cerebellum, CCe, Granule Layer, GL, Medial Valvula Cerebelli, Vam, Molecular Layer, ML, Optic Tectum, TeO, Periventricular Grey Zone, PGZ, Telencephalon en Tel. Alle maatstaven zijn 200 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
| Groep | N | n | Gemiddelde aanvallen (%) ± SEM | p |
| Undam | 10 | 74 | 0% | |
| MITBI | 10 | 100 | 0% | >0,99 |
| MoTBI | 10 | 184 | 10,66% ± 1,37% | <0.0001 |
| sTBI | 10 | 237 | 19,93% ± 1,49% | <0.0001 |
Tabel 1. Zebravissen vertonen ernstafhankelijke impactaanvallen na TBI. Kwantificering van tonisch-clonische aanvallen, die werd geregistreerd als het percentage van een experimentele gewonde groep, die binnen 1 uur na het letsel werden waargenomen. Statistische analyses werden uitgevoerd met een eenrichtings-ANOVA gevolgd door tukey's post-hoc test. N = totaal aantal experimentele groepen, n = totaal aantal individuele vissen. Statistische analyses werden uitgevoerd met behulp van het Softwarepakket Prism (Graphpad 9.0).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Onderzoeken naar neurotrauma en bijbehorende gevolgen zijn al lang gericht op traditionele niet-regeneratieve knaagdiermodellen20. Pas onlangs hebben studies verschillende vormen van CZS-schade toegepast op regeneratieve modellen9,11,13,14,21. Hoewel inzichtelijk, worden deze modellen beperkt door hun gebruik van een verwondingsmethode die zelden wordt gezien in de menselijke populatie (doordringende trauma's, chemische ablatie, ontploffing) en / of het letsel is niet schaalbaar en behandelt daarom niet volledig de heterogeniteit van ernstafhankelijke pathologieën waargenomen in de menselijke populatie22,23,24,25 . Hier bieden we een schadeparadigma dat de meest voorkomende vorm van klinisch relevant hoofdtrauma (stompe kracht) toepast4 dat veel van de pathologische maatstaven produceert die zijn vastgesteld in de menselijke diagnose22,23,24,25. Wanneer toegepast op de regeneratieve zebravis, biedt het model mogelijkheden om de progressie en het herstel van door letsel geïnduceerde pathologieën over ernst heen te onderzoeken, zoals oedeem of posttraumatische aanvallen, evenals het ophelderen van de mechanismen achter het aangeboren regeneratieve herstel.
Er zijn twee belangrijke kenmerken van ons model bij het produceren van een stompe TBI in zebravissen. Ten eerste levert ons model een goedkoop en eenvoudig letselparadigma dat snel is, waardoor het opeenvolgende letsel aan een groot aantal personen of herhaald letsel aan een individu mogelijk is om het cumulatieve effect van stompe kracht TBI te onderzoeken. Ten tweede is dit model eenvoudig schaalbaar om de effecten van verschillende krachtinslagen te onderzoeken. Door de lengte van de buis (de hoogte van waaruit het kogellager valt) en het gewicht van het kogellager te veranderen, kunnen de energie die aan de schedel van de vis wordt geleverd en de impactkracht eenvoudig worden gewijzigd en berekend. Deze schaalbaarheid van het letsel maakt meerdere onderzoeksmogelijkheden mogelijk met betrekking tot ernstafhankelijke TBI-sequelaeprogressie en regeneratieve mechanismen van CZS-reparatie.
Met meerdere statistieken om toegang te krijgen tot een succesvolle verwondingsaanvraag, moet er nog steeds zorgvuldig worden nagedacht over de genetische achtergrond van vissen die moeten worden gebruikt. De casper of albino mutant vis zal gunstig zijn voor beginnende onderzoekers om de vis betrouwbaar onder de valschacht te plaatsen, de plaatsing van de stalen schijf over het gewenste neuroanatomische impactpunt en het beoordelen van vasculair letsel. Bovendien wordt zorgvuldige verwijdering van de hersenen vereenvoudigd door de visuele toegankelijkheid van de botten en hersenen in de casper en albino mutant vissen. Gepigmenteerde vissen van het wilde type kunnen echter worden gebruikt, hoewel identificatie van oriëntatiepunten en succesvolle dissectie met opmerkelijke praktijken kan komen. Bovendien kan gepigmenteerde vis worden gebruikt bij het produceren van een moTBI- of sTBI-belediging, omdat de daaropvolgende pathologieën een goede karakterisering van letsel mogelijk maken.
Een belangrijke reden om de effecten van stompe kracht TBI bij zebravissen te bestuderen, is om de bron van door letsel geïnduceerde celproliferatie en de mechanismen die ten grondslag liggen aan neuronale regeneratie te onderzoeken. Ontwikkelings- en basale niveaus van constitutieve proliferatie zijn geïdentificeerd in neurogene niches in de zebravis neuroaxis26,27, en door letsel geïnduceerde regeneratie is gelokaliseerd of grenzend aan de verwondingsplaats waargenomen bij volwassen zebravissen8,12,15. Ons TBI-model met stompe kracht toont echter aan dat de diffuse verwonding ook resulteert in een ernstafhankelijke celproliferatie-gebeurtenis binnen de neurogene niches in de neuroaxis. Identificatie van de bron en omvang van celproliferatie na TBI zal de toepassing van eencellig RNA-Seq mogelijk maken om de veranderingen in genexpressie in de proliferatieve niche te identificeren en de rol van verschillende signaalroutes te testen, door de toepassing van specifieke agonisten en antagonisten, bij het reguleren van deze regeneratierespons. Deze aanpak is nuttig gebleken bij het ophelderen van de mechanismen die ten grondslag liggen aan neuronale regeneratie in het beschadigde zebravis-netvlies28 en zou even nuttig moeten zijn in de hersenen na TBI.
Kortom, ons model biedt een snelle, eenvoudige en kosteneffectieve letselmethode om een schaalbare botkracht-TBI te leveren. Dit model zal nuttig zijn om de effecten van ernstafhankelijke of herhaalde stompe kracht TBI verder te onderzoeken, evenals het ophelderen van therapeutische doelen van genetische regulatie die neuronale bescherming verbeteren of neuronale regeneratie induceren voor functioneel cognitief herstel bij volwassen gewervelde dieren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs willen de Hyde-lableden bedanken voor hun doordachte discussies, de technici van het Freimann Life Sciences Center voor zebravisverzorging en -houderij en de University of Notre Dame Optical Microscopy Core / NDIIF voor het gebruik van instrumenten en hun diensten. Dit werk werd ondersteund door het Center for Zebrafish Research aan de Universiteit van Notre Dame, het Centrum voor Stamcellen en Regeneratieve Geneeskunde aan de Universiteit van Notre Dame, en subsidies van het National Eye Institute of NIH R01-EY018417 (DRH), het National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program (JTH), LTC Neil Hyland Fellowship of Notre Dame (JTH), Sentinels of Freedom Fellowship (JTH) en de Pat Tillman Scholarship (JTH).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-phenoxyethanol | Sigma Alderich | 77699 | |
| #00 buckshot | Remington | RMS23770 | 3.3g weight for sTBI |
| #3 buckshot | Remington | RMS23776 | 1.5g weight for miTBI/moTBI |
| #5 Dumont forceps | WPI | 14098 | |
| 5-ethynyl-2’-deoxyuridine | Life Technologies | A10044 | EdU |
| 5ml glass vial | VWR | 66011-063 | |
| Click-iT EdU Cell Proliferation Kit | Life Technologies | C10340 | |
| CytoOne 12-well plate | USA Scientific | CC7682-7512 | |
| Instant Ocean | Instant Ocean | SS15-10 | |
| Super frost postiviely charged slides | VWR | 48311-703 | |
| Super PAP Pen Liquid Blocker | Ted Pella | 22309 | |
| Tissue freezing medium | VWR | 15148-031 |
References
- Centers for Disease Control and Prevention. Surveillance Report of Traumatic Brain Injury-related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths-United States, 2014. Centers for Disease Control and Prevention, U.S. Department of Health and Human Services. , (2019).
- Galgano, M., et al. Traumatic brain injury: current treatment strategies and future endeavors. Cell transplantation. 26 (7), 1118-1130 (2017).
- Santiago, L. A., Oh, B. C., Dash, P. K., Holcomb, J. B., Wade, C. E. A clinical comparison of penetrating and blunt traumatic brain injuries. Brain injury. 26 (2), 107-125 (2012).
- Korley, F. K., Kelen, G. D., Jones, C. M., Diaz-Arrastia, R. Emergency department evaluation of traumatic brain injury in the United States, 2009-2010. The Journal of Head Trauma Rehabilitation. 31 (6), 379-387 (2016).
- Faul, M., Xu, L., Wald, M., Coronado, V. Traumatic Brain Injury in the United States: Emergency Department Visits, Hospitalizations and Deaths. , (2010).
- Campbell, L. J., et al. Notch3 and DeltaB maintain Müller glia quiescence and act as negative regulators of regeneration in the light-damaged zebrafish retina. Glia. 69 (3), 546-566 (2021).
- Green, L. A., Nebiolo, J. C., Smith, C. J. Microglia exit the CNS in spinal root avulsion. PLoS Biology. 17 (2), 3000159 (2019).
- Hentig, J., Byrd-Jacobs, C. Exposure to zinc sulfate results in differential effects on olfactory sensory neuron subtypes in the adult zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 17 (9), 1445 (2016).
- Ito, Y., Tanaka, H., Okamoto, H., Oshima, T. Characterization of neural stem cells and their progeny in the adult zebrafish optic tectum. Developmental Biology. 342 (1), 26-38 (2010).
- Becker, C., Becker, T. Adult zebrafish as a model for successful central nervous system regeneration. Restorative Neurology and Neuroscience. 26 (2-3), 71-80 (2008).
- Alyenbawwi, H., et al. Seizures are a druggable mechanistic link between TBI and subsequent tauopathy. eLife. 10, 58744 (2021).
- Kaslin, J., Kroehne, V., Ganz, J., Hans, S., Brand, M. Distinct roles of neuroepithelia-like and radial glia-like progenitor cells in cerebellar regeneration. Development. 144 (8), 1462-1471 (2017).
- McCutcheon, V., et al. A novel model of traumatic brain injury in adult zebrafish demonstrates response to injury and treatment comparable with mammalian models. Journal of Neurotrauma. 34 (7), 1382-1393 (2017).
- Skaggs, K., Goldman, D., Parent, J. Excitotoxic brain injury in adult zebrafish stimulates neurogenesis and long-distance neuronal integration. Glia. 62 (12), 2061-2079 (2014).
- Kishimoto, N., Shimizu, K., Sawamoto, K. Neuronal regeneration in a zebrafish model of adult brain injury. Disease Models & Mechanisms. 5 (2), 200-209 (2012).
- Kroehne, V., Freudenreich, D., Hans, S., Kaslin, J., Brand, M. Regeneration of the adult zebrafish brain from neurogenic radial glia-type progenitors. Development. 138 (22), 4831-4841 (2011).
- Marmarou, A., et al. A new model of diffuse brain injury in rats. Part I: Pathophysiology and biomechanics. Journal of Neurosurgery. 80 (2), 291-300 (1994).
- Mussulini, B. H., et al. Seizures induced by pentylenetetrazole in the adult zebrafish: a detailed behavioral characterization. PloS One. 8 (1), 54515 (2013).
- Kalueff, A., et al. Towards a comprehensive catalog of zebrafish behavior 1.0 and beyond. Zebrafish. 10 (1), 70-86 (2013).
- Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injuries. Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).
- Amamoto, R., et al. Adult axolotls can regenerate original neuronal diversity in response to brain injury. eLife. 5, 13998 (2016).
- Yamamoto, S., Levin, H., Prough, D. Mild, moderate and severe: terminology implications for clinical and experimental traumatic brain injury. Current Opinion in Neurology. 31 (6), 672-680 (2008).
- Lund, S., et al. Moderate traumatic brain injury, acute phase course and deviations in physiological variables: an observational study. Scandinavian Journal of Trauma Resuscitation and Emergency Medicine. 24, 77 (2016).
- Levin, H., Arrastia, R. Diagnosis, prognosis, and clinical management of mild traumatic brain injury. The Lancet Neurology. 14 (5), 506-517 (2015).
- Ruff, R. M., et al. Recommendations for diagnosing a mild traumatic brain injury: a National Academy of Neuropsychology education paper. Archives of Clinical Neuropsychology: The Official Journal of the National Academy of Neuropsychologists. 24 (1), 3-10 (2009).
- Ganz, J., Brand, M. Adult neurogenesis in fish. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 8 (7), 019018 (2016).
- Grandel, H., Kaslin, J., Ganz, J., Wenzel, I., Brand, M. Neural stem cells and neurogenesis in the adult zebrafish brain: origin, proliferation dynamics, migration and cell fate. Developmental Biology. 295, 263-277 (2006).
- Lahne, M., Nagashima, M., Hyde, D. R., Hitchcock, P. F. Reprogramming Muller glia to regenerate retinal neurons. Annual Review of Visual Science. 6, 171-193 (2020).
