Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Konstruktion och implementering av kolfibermikroelektrodmatriser för kroniska och akuta in vivo-inspelningar

Published: August 5, 2021 doi: 10.3791/62760
* These authors contributed equally

Summary

Detta protokoll beskriver ett förfarande för att konstruera kolfiber mikroelektrod matriser för kroniska och akut in vivo elektrofysiologiska inspelningar i mus (Mus musculus) och iller(Mustela putorius furo) från flera hjärnregioner. Varje steg, efter inköp av råa kolfibrer till mikroelektrod array implantation, beskrivs i detalj, med tonvikt på mikroelektrod matris konstruktion.

Abstract

Flerkanaliga elektrodmatriser ger insikt i den arbetande hjärnan och tjänar till att klargöra neurala processer på encells- och kretsnivåer. Utveckling av dessa verktyg är avgörande för att förstå komplexa beteenden och kognition och för att främja kliniska tillämpningar. Det är dock fortfarande en utmaning att tätt registrera från cellpopulationer stabilt och kontinuerligt under långa tidsperioder. Många populära elektroder, såsom tetroder och kiselmatriser, har stora tvärdiametrar som orsakar skador vid insättning och framkallar kroniska reaktiva vävnadssvar i samband med neuronal död, vilket hindrar registrering av stabil, kontinuerlig neural aktivitet. Dessutom uppvisar de flesta trådbuntar brett avstånd mellan kanaler, vilket utesluter samtidig registrering från ett stort antal celler grupperade i ett litet område. De kolfibermikroelektrodmatriser som beskrivs i detta protokoll erbjuder en tillgänglig lösning på dessa problem. Studien ger en detaljerad metod för tillverkning av kolfibermikroelektrodmatriser som kan användas för både akuta och kroniska inspelningar in vivo. De fysiska egenskaperna hos dessa elektroder gör dem idealiska för stabila och kontinuerliga långsiktiga inspelningar vid höga celltätheter, vilket gör det möjligt för forskaren att göra robusta, otvetydiga inspelningar från enskilda enheter under månader.

Introduction

Elektroder och elektrodmatriser är värdefulla verktyg för att förstå hur hjärnan bearbetar information på neuronal nivå. Medan elektrofysiologiska inspelningar har varit uppnåeliga i över två århundraden1, är det fortfarande inte möjligt att samtidigt mäta aktiviteten hos hela neurala kretsar vid den rumsliga och tidsmässiga upplösningen som krävs för att fånga spikning av enskilda nervceller. Även om icke-invasiva metoder, såsom elektroencefalografi2, positronutsläpp topografi3och funktionell magnetisk resonanstomografi4 möjliggör helhjärniga mätningar, kan de inte uppnå den rumsliga och tidsmässiga upplösning som krävs för att lösa aktiviteten hos neurala kretsar2,5. Däremot kan avbildningsmetoder som optisk avbildning med spänningskänsliga färgämnen eller genetiskt kodade kalciumindikatorer uppnå rumslig upplösning med en enhet, men de utgör problem som låg temporal upplösning och dålig selektivitet3,4,5,6. Elektriska inspelningar är ett kraftfullt alternativ till dessa metoder. Inspelningselektroder ger oöverträffad temporal upplösning och gör det möjligt för användaren att göra mätningar med spiktidsprecision i någon region i hjärnan7. Dessutom möjliggör kroniskt implanterade multielektrodmatriser (MEA) storskaliga (tiotals till hundratals celler), encellsinspelningar hos betedande djur under en period av dagar till månader8,9. Kiselsonder som registrerar vid högre densiteter har dock ett stort fotavtryck och är mycket invasiva, och kroniskt implanterade matriser genererar ofta ett inflammationssvar, vävnadsinkapsling och neuronal död10,11,12,13.

Begränsningarna hos befintliga elektroder har resulterat i nya innovationer som möjliggör stabila, högupplösta och långsiktiga inspelningar. Typiska elektroder består av en metallledare, såsom volfram eller platina-iridium, eller är kisel- eller polymerbaserade. Medan metallbaserade mikrotrådsmatriser kan upprätthålla långsiktiga, stabila inspelningar, har de ett mycket större fotavtryck, med en enda tråds diameter som sträcker sig från 10-200 μm14. Däremot ger kiselbaserade elektrodmatriser inspelningar med hög rumslig upplösning, men på grund av deras relativt styva design kan de vanligtvis inte upprätthålla signalen och spela in från samma nervceller under många månader15. Den senaste utvecklingen av kiselbaserade matriser har resulterat i elektroder som på ett tillförlitligt sätt kan utföra kroniska inspelningar, men dessa matriser kan inte användas för att spela in från djupa hjärnregioner hos större djur och är avsedda för linjära inspelningar9. Framsteg inom polymermatriser har resulterat i ökad flexibilitet och registreringsstabilitet för enskilda enheter och erbjuder potential för inspelningar med hög densitet inom en snar framtid men med begränsad tillgänglighet för närvarande8,16,17. Kolfibrer möjliggör inspelningar med högdensitetsinspelningar med färdiga material som beskrivs här.

Kolfiberregistrering av mikroelektroder har använts i årtionden, med de första kolfiberelektroderna bestående av en enda kolfiber som sätts in i en glasmikropipett. Dessa mikroelektroder användes för extracellulära inspelningar med en enhet, och även om signal-till-brus-förhållandet var jämförbart med de bästa volfram-i-glasmikrokerna, var de fördelaktiga på grund av deras flexibilitet, lägre impedansvärden och enkelhet att tillverka18,19. Arbetet med att utveckla kolfiberelektrodmatriser har nyligen accelererat på grund av kolfiberns biosensingsförmåga. Förutom deras ökade biokompatibilitet och exceptionella elektriska ledningsförmåga har de en unik uppsättning egenskaper, inklusive högtemperaturbeständighet, låg relativ densitet, hög draghållfasthet, låg böjstyvhet, hög detekteringskänslighet och ett litet tvärsnittsområde10,12. Alla dessa egenskaper har motiverat utvecklingen av kolfibermikroelektrodmatriser (CFEAs) som underlättar kroniska, stabila, högavkastande inspelningar av enstaka nervceller. Sådana CFEAs kan nu tillverkas för hand20,21 ( figur1), vilket ger mikroelektrodmatriser som kan hålla enstaka nervceller under månader. Beskrivs här är en tillgänglig byggprocess för CFEAs som har anpassats på två sätt för akuta och kroniska inspelningar av enskilda nervceller i två arter.

Protocol

Alla experimentella förfaranden godkändes av Brandeis University eller Washington University Animal Care and Use Committee. Data som visades samlades in från en kvinnlig iller och en manlig mus.

1. Beredning av kolfibrer och verktyg

  1. Beredning av kommersiella kolfibrer
    1. Klipp 8 cm remsor från det epoxistora fiberpaketet. Lägg remsorna parallellt i en degel och grädda i en ugn vid 400 °C i 6 timmar för att ta bort epoxiet från kommersiella fibrer. Förvara sedan de bakade fibrerna i en vanlig Petri-maträtt eller ett koniskt rör.
      OBS: Fibrer med en diameter på 7 μm användes. Andra grupper har använt 4 μm fibrer20,21.
    2. Förbered kassetter för att hålla enskilda fibrer. Använd en 3D-skrivare eller laserskärare för att skapa kassetterna och den tillhörande kassetthållaren (se figur 2).
    3. Ladda fibrerna på kassetterna. Börja med att lägga en bit dubbelhäftande tejp på kassettens två långsidor och rikta tejpens kant mot kassettens inre kant. Separera enskilda fibrer från det bakade bunten och lägg dem parallellt med kassettens kortsida och håll 2-3 mm mellan fibrerna. Se till att de får plats med 20-30 fibrer på varje kassett. Försegla fibrerna på plats genom att lägga klar tejp över dubbelstickstejpen. Placera de fyllda kassetterna i kassetthållaren.
      OBS: För en erfaren byggare tar det ~ 1 h att fylla en kassett av fibrer. För nybörjaren kommer denna process sannolikt att ta ~ 1,5-3 h. Det finns tio kassetter till en låda, och två kassetthållare får plats i parylendeponeringskammaren.
    4. Täck de enskilda fibrerna med parylen C med hjälp av en kommersiell vakuumdeponeringskammare. En enda körning behövs för beläggning. Mät ut 2,3 g parylen för varje körning. Två kassetthållare får plats i kammaren åt gången. Beläggningsproceduren tar ~2 timmar per körning.
      OBS: Ett mått på 2,3 g parylen C ger en beläggning på cirka 1 μm. Belagda fibrer kan lagras på obestämd tid.
  2. Förberedelse av verktyg för manipulering av kolfiber
    1. Linda en liten bit flexibel självhäftande film runt en 30 G nål och bilda en skarp men flexibel punkt med limfilmen.
      OBS: Omslag en nålspets med parafilm, och sträck parafilmen på så sätt, skapar en mild limeffekt som gör det möjligt för användaren att plocka upp och manövrera enskilda fibrer.

2. Design och tillverkning

  1. Välj lämplig jiggdesign som krävs baserat på specifikationerna för den elektrod som ska byggas. Detta kommer att baseras på antalet kanaler som behövs, tillsammans med eventuella designtillägg.
    OBS: Jig refererar till det 3D-utskrivna blocket som ger ett ankare för elektroder och elektriska anslutningar.
  2. Skapa eller ändra jiggens specifika design med hjälp av CAD-programvara (Computer-Aided Design).
  3. Använd ett 3D-utskriftsföretag eller det institutionella makerlabbet för att skriva ut jiggarna med en högupplöst SLA 3D-skrivare.

3. Montering av kolfibermikroelektrodmatrisen (CFEA)

OBS: Detta steg tar ~ 2 h för en erfaren byggare och ~ 6 h för en nybörjare byggare. Utför alla CFEA monteringssteg och fiberbundlingssteg under ett 10x stereomikroskop. Slutför monteringen av CFEA i en miljö med minimal luftrörelse, eftersom detta kan störa byggprocessen.

  1. Välj lämplig jigg som behövs för att bygga den önskade elektroden.
  2. Skär två bitar volframtråd med diameter 0,003 i (76,2 μm), ca 7 cm lång.
  3. Mata varje tråd genom lämplig kanal på jiggens anslutningsände (GND och REF). Mata tillräckligt igenom tills de två ändarna är lika långa och vrid dem sedan tillsammans för att säkra dem på jiggen.
    OBS: För den 16-kanaliga akuta designen, se till att metalltråden passar in i åsen i jiggen.
    1. Applicera UV-härdad tandcement för att säkra tråden. Se till att inte få någon tandcement inom den öppna kanal som tråden matas genom.
      OBS: Användaren bör bära UV-filtrering ögonskydd under alla UV-relaterade procedurer för att förhindra potentiella ögonskador. Många UV-härdstavar har inbyggda visningsfilter.
    2. Använd UV-härdstaven och bota tandcementet i 20 s.
    3. Säkra jiggen i smyckesvinet med en av jiggens armar. Orientera jiggen så att en av sidoytorna är parallell med marken.
    4. Orientera jiggen och vise under mikroskopet så att kontaktänden, handfatet och trattspetsen är synliga. Rikta jiggen så att tratten pekar bort från användaren och kopplingsänden är vänd mot användaren.
    5. Samla kolfiberverktygen och en skarpt tippad 25 G nål.
    6. Placera en kassett med parylen-C-belagda fibrer på ett vitt pappersark, tejpsidan uppåt så att fibrerna inte är direkt på papperet.
    7. Använd 25 G-nålen för att skära ut en enda kolfiber ur kassetten. Gör detta genom att skjuta nålens spets mot kassetten där fibern som ska tas bort kommer ut ur.
      1. Om du bygger med halvfibrer, skär ena änden av fibern enligt beskrivningen ovan. Orientera fibern så att den är rak och använd nålen, skär fibern i hälften genom att skära fibern mot papperet. För att skära den andra halvan, som fortfarande är ansluten till kassetten, håll fiberns fria spets med kolfiberverktyget som gjordes tidigare och använd sedan nålen för att klippa fibern som fortfarande är ansluten till kassetten enligt beskrivningen ovan.
      2. Om du bygger med fulla fibrer, skär ena änden av fibern enligt beskrivningen ovan. Använd kolfiberverktyget som tidigare tillverkats och håll den fria änden av fibern som just klipptes. Skär bort den andra änden av fibern från kassetten med nålen.
    8. Plocka upp kolfibern med hjälp av det kolfiberverktyg som tidigare tillverkats. Plocka upp fibern så att ena änden har ca 1 cm längd från verktyget.
    9. Använd kolfiberverktyget med fibern fäst och mata den kortare änden av fibern genom trattbiten från jigens mittbassäng. Använd ett mikroskop för att visualisera.
      1. Fortsätt att mata fibern genom jiggtratten tills större delen av fiberns längd är igenom (se figur 3A).
      2. Mata fiberns baksida genom en tillgänglig kanal med hjälp av det kolfiberverktyg som tidigare tillverkats. Mata fibern genom ryggen tills ca 5 mm fiber sticker ut på baksidan. Kapa till storlek om det behövs (se figur 3B).
        OBS: Mata inte fibrer i kanaler som innehåller metalltrådarna.
    10. Fyll resten av kanalerna med fibrer på ena sidan av jiggen, följ anvisningarna ovan.
      OBS: När du matar fibrer i tratten, mata hälften av fibrerna i varje division av tratten, med den högra halvan av kanalerna i höger division och den vänstra halvan av kanalerna i vänster division. När fibrerna är i nära kontakt inom tratten finns det ogynnsam friktion mellan fibrer som leder till att befintliga fibrer antingen dras loss eller bryts samtidigt som nya fibrer matas in i jiggen. Denna uppdelning i fyra sektioner ger viss lättnad, eftersom fibrerna hålls i mindre buntar tills ett senare steg.
    11. Använd en vanlig tändhjulsändare och för snabbt lågan över de exponerade fibrerna i anslutningsänden. Se till att isoleringen av alla fibrer avlägsnas i ändarna (se figur 3C).
      OBS: Den del av fibrerna som utsattes för lågan bör verka vara något tunnare än resten av fibern.
    12. Mata den flammande fibern genom jiggen så att den del av fibern som utsätts för lågan nu är inom kanalen. Se till att inga fibrer sticker ut på baksidan av jiggen (se figur 3D).
      OBS: Använd kolfiberverktyget för att greppa fibern inifrån bassängen och mata den flammande fibern genom jiggen. Rör inte den del av fibrerna som utsätts för lågan, eftersom denna del är mer ömtålig.
    13. Applicera UV-härdad tandcement på fibrerna i jiggens bassäng. Fyll hela handfatet för att täcka kanalernas öppningar och trattens öppning (se figur 3E).
      1. Använd UV-ljuset och härda tandcementet i 20 s. Härda i ytterligare 20 s om tandcement inte är helt härdat.
        OBS: Se till att tandcementet inte färdas innanför kanalerna.
    14. Ta bort jiggen från visen, vänd den och säkra jiggen i vise som tidigare säkrats. Se till att sidan som innehåller fibrerna nu är vänd nedåt.
    15. Fyll i den tomma sidan av jiggen med kolfibrer exakt som beskrivits ovan.
    16. När alla kanaler har fibrer, och fibrerna är säkrade med dentalcement, ta bort jiggen från visen och orientera jiggen så att tratten pekar ner. Fäst jiggen i vise så att kopplingsänden pekar uppåt.
    17. Samla en skarpt tippad 25 G nål, en 1 mL spruta, silver ledande färg, bomullsspetsade applikatorer, färgförtunnande, vävnadsservetter och lämplig huvudettkontakt.
      OBS: Se till att silverduktivfärgen är väl blandad och är en homogen lösning. Låt inte färgen torka ut.
    18. Dra upp 0,3 ml silverfärg i 1 ml-sprutan och fäst sedan den vassa 25 G-nålen.
    19. För försiktigt in nålen i en kanal tills den stoppas av tandcementet. Tryck långsamt ned sprutan medan du tar bort nålen från kanalen för att fylla kanalen med färg (se figur 3E).
    20. Torka bort eventuell färg från nålen och fortsätt sedan till nästa kanal.
      1. Fyll alla kanaler med färg.
        OBS: Ytterligare passningar till kanalerna kan vara nödvändiga eftersom färguppsättningarna i kanalerna under de första minuterna.
    21. Doppa en bomullsspetsad applikator i färgen tunnare och rengör sedan basen på jiggen på någon färg på ytan. Några bomullsspetsade applikatorer kan vara nödvändiga för detta.
      OBS: Bomullsspetsade applikatorer som inte doppas i färgförtunnande kan också vara användbara för att rengöra jiggen.
    22. Sätt i huvudhuvudständen i rätt riktning genom att justera stiften med kanalerna. Se till att huvudstätningskontakten sitter rakt upprätt och är så slät i jiggen som möjligt (se figur 3F).
    23. Låt jiggen härda i 24 timmar.
    24. Fäst huvudständningskontakten på jiggen med UV-härdad tandcement genom att applicera tandcement längs kanten där huvudständen möter jiggen. UV-härdning med UV-ljus i 20 s.

4. Fiberpaketförpackning

OBS: Det tar cirka 30 minuter att utföra detta steg. Slutför detta steg för elektroderna som används i djurmodeller med ett tjockt lager av pia mater. Förstärk fiberbunten för att minimera böjningen. I musprocedurer kanske det här steget inte är nödvändigt.

  1. Samla bunten med fibrer i en enda axel med hjälp av vattenspänning. Använd en överföringspipett för att köra en droppe vatten från trattspetsen till buntspetsen medan elektroden är ordentligt fastsatt i ett vise.
  2. Börja med att applicera ett lager av tandcement ca 1,5 mm tjockt runt bunten vid trattspetsen. Härda tandcementet med 20 s UV-ljus.
    OBS: För närinspelningar behövs inga ytterligare förpackningar. För djupare hjärnregioner, säkra ett guiderör runt bunten.
  3. Konstruktion av styrrör och införande av bunten i styrröret
    1. Mät och skär önskad längd på polyimidrör. Se till att längden på polyimidslangen lämnar 2 mm kolfiberspetsar fria. Mät och skär en bit av 30 G metallrör 2 mm kortare än polyimidslangen. Använd ett roterande verktyg för att ta bort eventuella vassa kanter på metallslangen. Sätt in polyimidslangen inuti metallslangen.
    2. Placera elektroden i ett vise med kolfiberbunten uppåt. Fäst den monterade slangen på en mikromanipulator och sänk den försiktigt över fiberbunten med hjälp av ett mikromanipulator. Fäst slangen på den befintliga dentalcementbasen med ett extra lager av dentalcement. Härda tandcementet med 20 s UV-ljus.
      OBS: Byggprocessen kan pausas här.

5. Förberedelse av elektrodspets

Det tar ungefär 30 minuter per matris att utföra det här steget.

  1. Skär elektroderna till önskad längd.
    1. Som förberedelse för att skära elektrodspetsen, stapla klisterlappar för att bygga en plattform som är cirka 1,5 mm hög. Mät, från plattformens kant, önskad elektrodlängd och markera detta avstånd. Plattformen kommer att fungera som en guide för skärning.
    2. Sänk elektroden i en bägare av avjoniserat eller destillerat vatten tills trattspetsen är helt nedsänkt, spetsa först och hålls normal till ytan. Sammanför de enskilda kolfibrerna genom att ta bort elektroden från vattnet. Ytspänningen för samman buntarna. Låt elektroden lufttorka i 30 minuter.
    3. Fäst skalpelellbladet #10 på handtaget. Frys skalpellen och elektroden genom att placera dem i en frys på -18 °C i minst 5 minuter.
    4. Lägg elektroden så att fibrerna ligger i jämnhöjd på ledarens yta (beredd i steg 5.1.1). Skär fibrerna till önskad längd med skalpellen med hjälp av en rullande rörelse. Slutför detta steg snabbt för att säkerställa att elektroden och skalpellen fortfarande är frysta (se figur 3G).
  2. Injicera positiv ström för att minska impedansen av elektrodspetsar.
    1. Fäst elektroden på multielektrode impedanstestare med lämplig adapter (se Materialtabell). Sänk elektrodspetsen ~2 mm i ett mikrocentrifugerör med 0,1 M fosfatbuffrad saltlösning (PBS). Sätt in jordningskabeln i mikrocentrifugeröret.
    2. Injicera ström med vald amplitud och varaktighet.
      OBS: Detta steg är avsett att minska impedansvärdena längst ut på CFEA. I denna studie angavs följande parametrar i det grafiska användargränssnittet för elektropläteringsprogram: Aktuell: 0,100 μA; Varaktighet: 10 s; Paus: 1 s. Denna process kan upprepas vid behov, per kanal, tills elektrodimpedanser uppfyller de önskade värdena (se figur 4C).
    3. När impedansvärdena är som önskat, skölj fibrerna i avjoniserat eller destillerat vatten för att rengöra.
  3. Elektroplatta i guldpläteringslösningen.
    OBS: Detta steg bör göras strax före implantation (samma dag).
    VARNING: Några av de kemikalier som används vid beredning av CFEA-tips är frätande, inklusive guldpläteringslösningen. Konsultera SDS före användning och bestäm lämpliga försiktighetsåtgärder för att hantera lösningen på ett säkert sätt.
    OBS: För att ge styvhet till fiberbunten kan användaren skapa en guldpläteringslösning genom att först solubilisera PEG8000 i avjoniserat eller destillerat vatten vid 1 mg/ml. Kombinera sedan 625 μL solubiliserad PEG8000 och 375 μL guldpläteringslösning och virvellösning för 10 s att blanda. PEG8000 kommer att lösas upp efter införandet av fibrer i hjärnan.
    1. Sänk elektrodbuntspetsen ~2 mm i pläteringsblandningens mikrocentrifugerör. För in jordningskabeln i mikrocentrifugeröret.
    2. Ställ in lämpliga parametrar för elektroplätering. I denna studie angavs följande parametrar i det grafiska användargränssnittet för elektropläteringsprogram: Aktuell: -0,05 μA; Varaktighet: 30 s; Paus: 5 s.
    3. Skölj fibrerna noggrant med avjoniserat eller destillerat vatten. Mät för närvarande impedansvärdena igen om så önskas.

6. Insättning i hjärnan: Överlevnadskirurgi, mus (Mus musculus) och icke-överlevnadskirurgi, iller (Mustela putorius furo)

OBS: Kirurgiska ingrepp bör följa standardprotokoll i enlighet med IACUC. För detaljerad information se Ma et al.22 för överlevnad kirurgi protokoll och Popovic et al.23 för icke-överlevnad kirurgi protokoll. Följ de aseptiska kirurgiska ingreppen enligt ASC:s riktlinjer för överlevnadskirurgi hos gnagare. Dessa inkluderar autoklavering av alla kirurgiska verktyg och material vid 135 °C i 15 minuter och behandling av den stereotaxiska apparaten och operationsområdet med 70% etanol. Använd sterila kirurgiska handskar, engångsklänning och ansiktsmask under proceduren.

  1. Överlevnadskirurgi, mus (Mus musculus).
    1. Bedöva mössen med 2,5% isofluran i en induktionslåda i ~1 min, tills andningshastigheten når 55-65 andetag/min. Administrera sedan 2,0% isofluran genom en noskon för att upprätthålla anestesi. Applicera veterinärsalva på båda ögonen för att förhindra hornhinneskador. Utför en toe pinch för att verifiera rätt grad av anestesi.
    2. Efter kontroll, följ överlevnadskirurgiska procedurer som beskrivs i ma m.fl.22. Övervaka andningshastigheten och håll den vid 60 andetag/min. Håll kroppstemperaturen vid 37 °C med en termostatstyrd värmedyna. Se steg 6.3-6.5 (nedan) för instruktioner om hur du förbereder skallen för kraniotomi, durotomi och elektrodimplantation.
    3. Efter operationen, återför mössen till en återhämtningsbur, utrustad med en 37 °C värmeplatta, isolerad från andra djur.
    4. Täck de kirurgiska såren i antibiotikasalvan. Övervaka djuren tills de återfår tillräckligt medvetande för att bibehålla sternal recumbency och låta dem återhämta sig under en 2-5-dagarsperiod. Hys dem ensely och övervaka kontinuerligt för tecken på infektion eller obehag. Ge djuren en dos buprenorfin 72 h ihållande frisättning (0, 5-1,0 mg/kg) på dagen för operationen som smärtstillande medel.
  2. Icke-överlevnad kirurgi, iller (Mustela putorius furo)
    1. Bedöva illern initialt med ketamin (20 mg/kg, i.m.), och ventilera sedan med 1,0%-2,0% isofluran i en 2:1 blandning av lustgas och syre genom en mask. Utför en toe pinch för att verifiera rätt grad av anestesi.
    2. Efter verifiering, följ icke-överlevnad kirurgi förfaranden beskrivs i Popovic et al.23. Utför en trakeostomi och ventilera djuren med 1,0%-2,0% isofluran i en 2:1 blandning av lustgas och syre. Applicera veterinärsalva på båda ögonen för att förhindra hornhinneskador.
    3. Håll kroppstemperaturen vid 37 °C med en termostatstyrd värmedyna. Övervaka hjärtfrekvensen, co2-nivåerna i slutet tidvatten och andningsfrekvensen. Håll andningshastigheten inom lämpligt fysiologiskt intervall (3,5%-4,0%). Se steg 6.3-6.5 (nedan) för instruktioner om hur du förbereder skallen för kraniotomi, durotomi och elektrodimplantation.
    4. Övervaka kontinuerligt djurets EKG för att säkerställa adekvat anestesi och öka andelen isofluran om EKG indikerar någon nöd.
    5. När experimentet är slutfört, administrera 1 ml pentobarbital natrium- och fenytoinnatriumlösning till illern och övervaka tills hjärtfrekvensen och slutstämplad CO2 mäter 0.
  3. Förberedelse av skallen
    1. Borra en enda 4 mm x 4 mm kraniotomi på önskad plats för implantation med hjälp av en borrhåla på 0,8 mm. För mus, borra ett extra borrhål på en kontralateral plats för rostfri markskruvinsättning.
      OBS: Utför inte en durotomi förrän elektroden är klar för implantation.
    2. Upprätta en mark/referens. I akuta illerexperiment, använd en 18 G nål för att genomborra huden och muskelskiktet som omger skallen på sidan av djurets huvud mittemot kraniotomin. För in trådänden på Referenselektroden Ag/Cl i nålens spets och dra sedan tillbaka nålen från muskeln/huden så att pelleten nu sitter säkert mellan muskeln och skallen. Linda den silverfärgade jordtråden runt jordningsskruven i rostfritt stål. Säkra med UV-härdad tandcement.
    3. Fäst elektroden på elektrodhållaren med en tunn remsa av etiketttejp och fäst elektrodhållaren i mikromanipulatorn. Fäst jordkabeln på en jordningskälla via ett alligatorklämma. Fäst referenskabeln på referenselektroden inbäddad i djurets muskel.
  4. Durotomy och pia penetration
    1. Ta bort duran från kraniotomin med en dura-plockning.
    2. Skapa ett litet hål i pia. För att göra detta, sätt in och dra ut en metallmikroktrod (rekommenderas i illern). Alternativt, sänka CFEA ortogonal till ytan av hjärnan för att undvika någon vaskulatur. När denna plats har bestämts, höj elektroden och nicka försiktigt hjärnans yta på den platsen med en dura-plockning, dra uppåt med plockningen (rekommenderas i musen).
  5. Elektrodimplantation
    1. Sänk elektrodspetsen till samma plats och börja i fint läge driva in elektroden i hjärnan med en hastighet av ~2 μm/s. Använd ett mikroskop för att säkerställa att elektroden kommer in smidigt och inte böjs.
      OBS: Om elektroden inte kommer in smidigt, lyft ut den ur hjärnan och justera vinkeln. Om den fortsätter att böja sig utan att komma in smidigt, justera platsen och upprepa processen att nicka hjärnans yta för den nya ingångsplatsen.
    2. Utför den kroniska och akuta implantationen med följande steg.
      1. För kronisk implantation: Cementera elektroden på plats med UV-härdad tandcement.
        1. Stäng snittet med 5-0 kirurgiska suturer och bygg huvudbonaden.
        2. För att bygga upp en huvudbonad tillsätt ytterligare tandcement runt implantatplatsen. Se till att täcka jiggens nos.
        3. Dra upp huden och runt huvudbonader. Suturera snittet bakom huvudbonaden med 5-0 kirurgiska suturer.
        4. Applicera lidokainkräm och antibiotisk salva.
        5. Stoppa bedövningen och följ standardåterställningsförfarandena.
      2. För akut implantation: Efter att ha sänkt elektroden och nått önskat djup, vänta minst 30 min innan du påbörjar elektrofysiologisk inspelning så att elektroden kan sätta sig på plats.

Representative Results

I och med slutförandet av detta protokoll kommer stabila registreringar av en enhet spikning aktivitet att vara möjliga. Dessa mikroelektrodmatriser är anpassningsbara i material, kanalantal och huvuduppsättningsadapter baserat på forskarens behov. Elektroplätering av fibrer i guld resulterar i minskade impedanser som lämpar sig för registrering(figur 4 och figur 5). Om användaren avser att registrera kroniskt kan mätningar göras efter att djuret har återhämtat sig från det kirurgiska ingreppet. Kroniska procedurer har resulterat i stabila enstaka inspelningar i minst 120 dagar. En representativ inspelning visas i figur 6, som illustrerar stabil 64-kanals elektrofysiologisk aktivitet i retrosplenial cortex av en fritt beter sig, vuxen manlig mus. Om ett akut preparat är avsett kan inspelningar börja strax efter implantationen (~ 30 min). Detta ger tid för elektroden att bosätta sig i hjärnan. Figur 7 ger ett representativt exempel på en akut 16-kanals CFEA-inspelning förvärvad från den primära visuella cortex av en vuxen kvinnlig iller. Spike sortering i mus och iller utfördes med spik sortering programvara (se Tabell över material).

Figure 1
Bild 1: Anatomi av 16- och 32-kanals kolfibermikroelektrodmatriser (CFEAs). (A) Schematics av 32-kanals (överst) och 16-kanals (botten) CFEA från tre olika vyer. Den 16-kanaliga CFEA har en utökad design för hanteringsändamål. Den 32-kanaliga designen har ett platt ansikte som gör att två jiggar kan kombineras för en 64-kanals CFEA. Båda diagrammen har identifierande strukturer märkta med dimensioner. Kopplingsänden anger platsen för kontaktens insättningspunkten och GND/REF-kanaler anger var jordningskabeln sätts in. Trattbassängen hänvisar till den plats som fibrerna passerar genom för att överlagras med UV-ljushärdad tandcement, och trattspetsen anger platsen där fibrerna lämnar jiggen. Trattspetsen är uppdelad i kvadranter för att minimera fibrer som klamrar sig fast och skapar skador. Fibrerna dras senare in i ett enda bunt med användning av tandcementet. Jiggar skrivs ut med SLA-hartsskrivare. Diagrammen förstoras för att visa detaljer. b)Konstruerad CFEA. Diagrammet har identifierande strukturer märkta. Den blå buntspetsen representerar segmentet av de kolfibrer som förvärvar inspelningsmätningar. Det gråa i trattbassängen och som omger kontakten är ett tecken på UV-ljushärdad tandcement som håller kolfibrer på plats i trattbassängen och säkrar kontakten till jiggen. Den lila tråden representerar jordningstråden. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 2
Figur 2: Lastning av råa kolfibrer i kassetter för parylen C-beläggning. (A) Kolfibrer laddas på patroner överdragna med två remsor dubbelsidig tejp (blå). Varje kassett är laddad med ~ 25 fibrer. b)Kassetter laddas i en laserskuren hållare (grå) som förberedelse för parylen C-beläggning. Var och en rymmer tio kassetter. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 3
Bild 3: CfeA-bunt (Carbon fiber microelectrode array) bunt konstruktionsschema. (A) 16 enskilda, belagda kolfibrer (svart) träs genom den 32-kanaliga 3D-utskrivna jiggen (grå). (B) Kolfiberspetsar skärs med mikrosax, vilket lämnar överskott av fiber lika med jiggbasens höjd och sträcker sig ut ur jiggbasen. (C) En standard plastgnithjul tändare överförs snabbt över överskottsfibern för att avlägsna parylen C-isolering. Det övre högra schemat visar avlägsnandet av parylen från 9 av de 12 fibrerna. (D) Fibrerna återinförs i jiggen tills fiberänden är i linje med basen. Det övre högra schemat visar återinförandet av 9 fibrer med oisolerade (grå) fiberspetsar som finns inuti jiggbasen. Jiggen vänds sedan över och steg A-D upprepas för att gänga de motsatta 16 kanalerna. (E) Jiggen är fylld med dentalcement för att säkra fibrerna. Silvertryck injiceras i varje brunn i jiggbasen. (F) Hankontakten sätts in i jiggbasen. G)CFEA och skalpell fryses i en frys på -20 °C. Matrisspetsen skärs till önskad längd och lämnar 32 jämna fibrer. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 4
Bild 4: Spetsbehandling och elektroplätering. (A) Elektrodspetsar placeras först i 0,1 M PBS, där strömmen passerar genom varje elektrod. Spetsarna sköljs sedan och överförs till en guldpläteringslösning, där de elektropläteras med strömmen. (B) SEM-bilder av beredd kolfiber visar guldpläteringslösning koncentrerad vid spetsen. Skalstången representerar 4 μm. (C) Impedansvärden från 168 kanaler efter inledande skärning (lila; 3,11 MΩ ± 0,42 MΩ, median ± SE, n = 168 fibrer), positiv ströminjektion (rosa; 1,23 MΩ ± 0,36 MΩ, median ± SE, n = 168 fibrer) och elektroplätering (orange; 0,19 MΩ ± 0,15 MΩ, median ± SE, n = 168 fibrer) och elektroplätering (orange; 0,19 MΩ ± 0,15 MΩ, median ± SE, n = 168 fibrer) och elektroplätering (orange; 0,19 MΩ ± 0,15 MΩ, median ± SE, n = 168 fibrer) och elektroplätering (orange; 0,19 MΩ ± 0,15 MΩ, median ± SE, n = 168 fibrer) och elektroplätering (orange; 0,19 MΩ ± 0,15 MΩ, median ± SE, n = 168 fibrer) och elektroplätering (orange; 0,19 MΩ ± 0,15 MΩ, median ± SE, n = 168 fibrer) och elektroplätering (orange; 0,19 MΩ ± 0,15 MΩ, median ± SE, n = 168 fibrer) och elektroplätering (orange; 0,19 MΩ Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 5
Figur 5: Måttliga elektropläteringslängder i guld ger små rundade avlagringar på kolfiberbuntspetsar. Kolfiberspetsarna på bilden är alla från olika mikroelektrodmatriser, som återspeglar olika varaktigheter av injicerad ström för impedansreduktion eller guldplätering. Bilder visar dessutom parylen C-beläggningen, som isolerar kolfibrerna och förhindrar förvärv av signal från en annan plats än fibrernas spetsar. (A) Scanning elektronmikroskopi bild av kolfiber spetsar efter frysning och göra ett enda snitt med ett rakblad. Skalstänger representerar 10 μm. (B) Samma som A men följde sedan med injektion av positiv ström i 10 s. (C) Samma som B men sedan elektropläterad med guld för 5 s. (D) Samma som B men sedan elektroplated med guld för 15 s. (E) Samma som B men sedan elektropläterad med guld för 30 s. (F) Samma som B men sedan elektroplated med guld för 120 s. Vi fann att elektroplätering för 30 s vid en ström av -0,05 μA var optimalt för elektrofysiologiska inspelningar. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 6
Figur 6: Kroniska extracellulära inspelningar i fritt beter sig mus retrosplenial cortex med kolfiber mikroelektrod matriser visar ihållande, stabil neural aktivitet. (A) Elva bandpassade spänningsspår registrerades samtidigt. Efterföljande spår som spelats in från den första kanalen (översta raden) ritas i B för att visa hållbarhet över tid. De återstående tio raderna visar konsekvensen i inspelningskvaliteten och visar robust aktivitet över hela matrisen. Skalningslist till vänster om varje spår representerar en potential på 200 μV. (B) Bandpassade data från samma fiber som i toppspåret i A, expanderade för att visa robust aktivitet över en 120-dagars kontinuerlig inspelning. (C)Kluster visar robust identifiering av en enhet under månader. Spår representerar den genomsnittliga vågformen hos en kontinuerligt observerbar representativ enda enhet under 120 dagar, extraherad från fibern ritad i B vid varje tidpunkt. (D) Medelvärde, icke-normaliserade spikvågformer från C staplade för att visa konsekvens över tid. (E) Kolfiberinspelningar visar ett stabilt bullergolv under många månader. Standardavvikelsen för bullergolvet (spår minus spikaktivitet) i B visar ingen progressiv förändring i bruset. Galler representerar genomsnittlig förorening. Felstaplar representerar standardavvikelse. (F) Skala ritning av en mus med en kroniskt implanterad CFEA och huvudstage. ( G) Råspänningsspår (överst) 11 månader efter implantationen visar robust LFP. Bandpassed spänningsspårning (botten) visar stadig neural aktivitet. (H) Genomsnittlig spik vågform av neuron som registrerats på fibern från C, underlagd av de första 1000 incidenserna av spiking aktivitet. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Figure 7
Bild 7: CFEA-inspelningar (Carbon fiber microelectrode array) från den primära visuella cortexen i iller. (A) Vågformer av spiksorterade enskilda enheter inspelade från en 16-kanals CFEA. Åtgärdspotentialer från enskilda nervceller var ofta uppenbara på flera kanaler vid något olika amplituder. (B) Riktningsjusteringskurvor från valda nervceller. Färgerna motsvarar inspelade enheter i A. Pilar indikerar riktningen för stimulansrörelsen. Skalningsstaplar anger svarsfrekvensen. Felstaplar anger medelvärdet med standardfel. Den horisontella streckade linjen representerar samma cells spontana avfyrningshastighet under exponering för en tom skärm. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Discussion

Detta protokoll beskriver varje steg som är nödvändigt för att konstruera en funktionell CFEA för både akut och kronisk användning. Den beskrivna processen är anpassningsbar till forskarens behov, vilket gör det till ett tillgängligt och billigt alternativ för övervakning av enskilda neuroner över månader. Protokollet visar möjligheten att registrera både robust en enhet aktivitet inom några minuter efter implantation i ett bedövad djur, och över fyra månader i ett vaken, beter sig djur, illustrerar potentialen hos dessa CFEAs att studera kortsiktiga och långsiktiga förändringar i neurala svar.

Stegen i det beskrivna protokollet har testats noggrant och förbättrats med tiden för att ge ett effektivt förfarande som kan slutföras snabbt, till en låg marginalkostnad (< $ 100.00), med förmågan att registrera otvetydiga enskilda enheter, tätt och stabilt över månader. Konstruktionsstegen kan slutföras på mindre än en dag och kommer att producera elektrofysiologiska signaler som är jämförbara med alla ledande kommersiella matriser. CFEAs har också ett mycket mindre fotavtryck (16-kanals bunt av fibrer har en diameter på ~ 26 μm) än liknande kommersiella matriser, och deras biokompatibilitet gör dem lämpliga för långvarig användning13. Viktigt är att det finns flera kritiska steg och instruktioner som måste följas för att producera en fungerande CFEA med jämförbar prestanda.

På grund av kolfibrernas bräcklighet måste de hanteras med största försiktighet. Hantering av dem med vassa tångar eller andra verktyg kan leda till att fibrerna bryts. Dessutom är det viktigt att konstruera CFEAs i ett utrymme med begränsad luftrörelse så att fibrerna inte blåser bort. Vid flamning av fibrernas bakre del behöver tändaren bara flyttas i en fram och tillbaka rörelse mycket kort, i cirka 1 s. Stegen efter denna borttagning av isolering är avgörande för att konstruera en elektrod med arbetskanaler. De flammande spetsarna ska matas in i jiggen utan ytterligare kontakt. Sedan, när du fyller bassängen med dentalcement, är det viktigt att cementet appliceras noggrant och fyller kanalerna och trattbassängen och stänger av öppningarna utan att fylla dem. Tandcementet ska sedan härdas helt med UV-ljus innan du fortsätter. När detta är klart ska silverfärg injiceras i varje kanal tills den är helt fylld men inte spilla ut. Detta är det mest varierande steget i processen. All överfyllning kan producera korstalk mellan kanaler, och otillräcklig fyllning kan leda till ett anslutningsfel. Om det inte går att injicera silverfärg med en 25 G-nål är det troligt att lösningen är för trögflytande och i detta fall kan en liten mängd färgförtunnande läggas till för att skapa en mer flytande lösning. När alla kanaler är fyllda och huvudtätkontakten är insatt är det viktigt att låta matrisen härda i 24 timmar innan du säkrar kontakten med tandcement. Vi fann att underlåtenhet att göra detta sänkte antalet anslutna kanaler. Att applicera en generös mängd tandcement är också viktigt så att kontakten inte kopplas bort vid gränssnitt med signalförvärvssystemet. Om de lossnar är det möjligt att försöka återansluta med upprepad fyllning av kanaler med silverfärg, men användaren bör testa CFEA: s impedansvärden för att bedöma antalet anslutna kanaler. Att låta tandcementet härda över natten bidrar också till att förhindra potentiell avskildhet.

Mätning av elektrodens impedans ger en korrekt uppskattning av anslutna kanaler. Detta kan göras efter nedsänkning av mark- och referensledningarna och kolfiberspetsarna i PBS. Vi har observerat att en hög impedans (>15 MΩ) tyder på en öppen, oansluten kanal. Innan du injicerar ström och elektroplätering kan en ansluten kanal ha en rad impedansvärden som bör minska avsevärt med denna process. Det genomsnittliga antalet anslutna kanaler (impedans < 4 MΩ efter aktuell injektion) per 16-kanals elektrod var 12,96 ± 2,74 (genomsnittlig ± SD; N = 48 elektroder). Ett antal elektropläteringstider testades och 30 s gav överlägsen signalisolering bland inspelningsplatserna(figur 5). Även om det har varit välkänt att PEDOT-pTS12,24,25,26 och PEDOT-TFB21 ger tillförlitliga alternativ för att förbereda kolfiberinspelningsplatser, fann vi att plätering med guld, en beprövad och pålitlig metod för elektroplätering av elektroder för kronisk implantation27,28 , ökade lättheten i implantationen och hindrade elektrodspetsarna från att klumpa ihop sig. Vid produktion av slutliga impedansvärden på mindre än 0,2 MΩ i genomsnitt visar sig denna metod vara jämförbar med de värden som uppnåtts med PEDOT-TFB21 och PEDOT-pTS26.

Vid implantering av mikroelektrodmatrisen är det viktigt att visuellt följa införandet av kolfiberspetsarna under mikroskopet. Framgångsrik insättning bör vara uppenbar, utan böjning av fibrerna. Om fibrerna verkar buckling, är det osannolikt att de framgångsrikt kommer in i hjärnan. I detta fall bör sondens vinkel justeras för ett andra försök. Den här processen kan fortsätta tills införandet av avsökningen lyckas. När elektroden är på önskat djup har vi funnit att vänta minst 30 min gör det möjligt för sonden att nöja sig med optimal signalförvärv (akuta inspelningar).

CFEAs som beskrivs, förutom deras lilla fotavtryck och biokompatibilitet, erbjuder ett robust, anpassningsbart alternativ till kommersiella matriser på grund av deras enkla konstruktion och låga kostnad. Den största begränsningen för CFEAs som beskrivs i detta protokoll är deras skalbarhet. På grund av den manuella karaktären hos deras konstruktion kan det inte vara praktiskt att skala upp till mönster med hundratals inspelningsplatser. Dessutom kommer framsteg inom mikroelektrodmatristillverkning med hjälp av nanoteknik att möjliggöra storskaliga befolkningsregistreringar än de metoder som beskrivs här. Detta protokoll ger dock CFEA tillgänglighet till laboratorier som är intresserade av bänkskiva tillverkning av kolfiber elektroder. Vi observerade ingen förlust av stabilitet eller minskad robusthet i spik amplitud under varaktigheten av 120-dagars kroniska experiment, vilket indikeras av en representativ enda kanal som är typisk för våra observationer på den tidsskalan (figur 6A-E). Dessutom visar CFEA kapaciteten för ihållande enenhetsaktivitet, eftersom fyra enskilda enheter förblev urskiljbara 11 månader efter implantation i musen(figur 6G, H). Det är också möjligt att få stabila enenhetsinspelningar akut (figur 7), vilket ger en fördel jämfört med många andra kommersiella elektroder för studier av enskilda neuroner under korta tidsperioder. I framtiden kommer utvecklingen av sådana flexibla, biokompatibla sonder med minimala diametrar att möjliggöra studier av komplexa processer. Dessa verktyg kommer att ge betydande nytta i utvecklingen av neural teknik, inklusive applikationer i brain-machine interfaces (BMI), som kräver kontinuerlig, långsiktig stabilitet29.

Disclosures

Författarna förklarar inga ekonomiska intressekonflikter.

Acknowledgments

Vi vill tacka Greg Guitchounts för vägledning med elektroddesign och konstruktion och Tim Gardner för att ha öppnat sitt labb och anläggningar för oss. Vi vill tacka Christos Michas för hans hjälp med PDS-användning vid kärnanläggningen Bio-Interface and Technology och Neil Ritter, Jon Spyreas och David Landesman för deras hjälp med att utforma tidiga versioner av den 16-kanaliga jiggen. Vi vill tacka Tim Cavanaugh för hans hjälp med SEM-avbildning vid Center for Harvard Nanoscale Systems vid Harvard.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
#10 scalpel blade Fisher Scientific 14-840-15 Building tool
16-channel CFEA Jig Realize Inc. CFMA component
16-channel Omnetics connector Omnetics A79014-001 CFMA component
25 G needle Fisher Scientific 14-840-84 Building tool - sharp-tipped
30 G needle Fisher Scientific 14-841-03 Building tool
31 G stainless steel 304 hypodermic round tubing Small Parts Inc B000FMYN38 For guide tube
32-channel CFEA jig Realize Inc. CFMA component
32-channel Omnetics connector Omnetics A79022-001 CFMA component
6 in cotton tip applicators Fisher Scientific 22-363-156 Building tool
Acetone Fisher Scientific A16P4 Building tool
AutoCad 3D printing software Autodesk Computer-aided design tool/ 3D modeling software
Autodesk Fusion 360 Autodesk Computer-aided design tool/ 3D modeling software
BD disposable syringes Fisher Scientific 14-823-30 1 mL
Carbon fibers Good Fellow USA C 005725 7 μm epoxy sized
Cassettes and cassette holder For coating fibers
Clear tape Scotch For coating raw fibers
Deionized water Electroplating component
Double-sided tape Scotch For coating raw fibers
Flowable Dental Composite Pentron Flow-It ALC CFMA component/ UV cured dental cement
Gold plating solution Sifco ASC 5355 10.0-20.0% glycerol, 1.0-5.0% ethylenediamine, 1.0-5.0% acetic acid (ethylenedinitrilo)tetra-, dipotassium salt, 5.0-10.0% butanoic acid, mercapto-monogold(1+) sodium salt, 1.0–5.0% potassium metabisulfite, 55.0-82.0% water
Jewelry clamp Amazon B00GRABH9K Building tool
JRClust Ferret spike sorting software
Lighter BIC LCP62DC Building tool
Micromanipulator Scientifica PS-7000C For guide tube
Microscissors Fisher Scientific 08-953-1B Building tool
MountainSort Mouse spike sorting software
NanoZ 16-channel adapter Multi-channel systems ADPT-nanoZ-NN-16 Electroplating component
NanoZ 32-channel adapter White Matter NZA-OMN-32 rev A Electroplating component
NanoZ multi-electrode impedance tester White Matter Electroplating component
Parafilm Fisher Stockroom 13-374-10 Semi-transparent, flexible film with adhesive properties
Parylene 'C' Dimer Specialty Coating Systems 980130-C-01LBE For coating raw fibers
PEG 8000 Fisher Scientific 25322-68-3 Electroplating component
Phosphate-buffered saline Electroplating component
Polyimide tubing MicroLumen BRAUNI001 For guide tube
Rotary tool Dremel 300124 For guide tube
Scalpel handle Fine Science Tools 10003-12 Building tool
Silver conductive coating MG Chemicals 842AR Super Shield CFMA component
Stereo microscope with range 6.7:1 Motic SMZ-168 Building tool
Sticky notes Post-it Building tool
Tissue wipes Kimtech Science 34155 Building tool
Tungsten wire A-M Systems 797550 CFMA component
UV curing wand Woodpecker Building tool
Vacuum deposition chamber Specialty Coating Systems Labcoter 2 (PDS 2010)

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Galvani, L. De viribus electricitatis in motu musculari commentarius. , Academy of Sciences. Bologna. (1791).
  2. Buzsaki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature reviews. Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).
  3. Ledochowitsch, P., et al. On the correspondence of electrical and optical physiology in in vivo population-scale two-photon calcium imaging. bioRxiv. , 800102 (2019).
  4. Lin, M. Z., Schnitzer, M. J. Genetically encoded indicators of neuronal activity. Nature Neuroscience. 19 (9), 1142-1153 (2016).
  5. Seymour, J. P., Wu, F., Wise, K. D., Yoon, E. State-of-the-art MEMS and microsystem tools for brain research. Microsystems and Nanoengineering. 3 (1), 16066 (2017).
  6. Kerr, J. N., Denk, W. Imaging in vivo: watching the brain in action. Nature reviews. Neuroscience. 9 (3), 195-205 (2008).
  7. Hong, G., Lieber, C. M. Novel electrode technologies for neural recordings. Nature reviews. Neuroscience. 20 (6), 330-345 (2019).
  8. Chung, J. E., et al. High-density, long-lasting, and multi-region electrophysiological recordings using polymer electrode arrays. Neuron. 101 (1), 21-31 (2019).
  9. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  10. Kozai, T. D., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 48-67 (2015).
  11. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  12. Kozai, T. D., et al. Ultrasmall implantable composite microelectrodes with bioactive surfaces for chronic neural interfaces. Nature Materials. 11 (12), 1065-1073 (2012).
  13. Chen, R., Canales, A., Anikeeva, P. Neural recording and modulation technologies. Nature Reviews Materials. 2 (2), 16093 (2017).
  14. Szostak, K. M., Grand, L., Constandinou, T. G. Neural interfaces for intracortical recording: requirements, fabrication methods, and characteristics. Frontiers in Neuroscience. 11, 665 (2017).
  15. Subbaroyan, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. A finite-element model of the mechanical effects of implantable microelectrodes in the cerebral cortex. Journal of Neural Engineering. 2 (4), 103-113 (2005).
  16. Park, S., et al. One-step optogenetics with multifunctional flexible polymer fibers. Nature Neuroscience. 20 (4), 612-619 (2017).
  17. Guo, Y., et al. Polymer composite with carbon nanofibers aligned during thermal drawing as a microelectrode for chronic neural interfaces. ACS Nano. 11 (7), 6574-6585 (2017).
  18. Armstrong-James, M., Millar, J. Carbon fibre microelectrodes. Journal of Neuroscience Methods. 1 (3), 279-287 (1979).
  19. Garris, P. A., Ciolkowski, E. L., Pastore, P., Wightman, R. M. Efflux of dopamine from the synaptic cleft in the nucleus accumbens of the rat brain. Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society of Neuroscience. 14 (10), 6084-6093 (1994).
  20. Guitchounts, G., Markowitz, J. E., Liberti, W. A., Gardner, T. J. A carbon-fiber electrode array for long-term neural recording. Journal of Neural Engineering. 10 (4), 046016 (2013).
  21. Guitchounts, G., Cox, D. 64-channel carbon fiber electrode arrays for chronic electrophysiology. Scientific Reports. 10 (1), 3830 (2020).
  22. Ma, Z., Turrigiano, G. G., Wessel, R., Hengen, K. B. Cortical circuit dynamics are homeostatically tuned to criticality in vivo. Neuron. 104 (4), 655-664 (2019).
  23. Popovic, M., et al. Development of cross-orientation suppression and size tuning and the role of experience. Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society of Neuroscience. 38 (11), 2656-2670 (2018).
  24. Patel, P. R., et al. Chronic in vivo stability assessment of carbon fiber microelectrode arrays. Journal of Neural Engineering. 13 (6), 066002 (2016).
  25. Welle, E. J., et al. Ultra-small carbon fiber electrode recording site optimization and improved in vivo chronic recording yield. Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026037 (2020).
  26. Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 µm diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046009 (2015).
  27. Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. Creating low-impedance tetrodes by electroplating with additives. Sensors and Actuators. A, Physical. 156 (2), 388-393 (2009).
  28. Vafaiee, M., Vossoughi, M., Mohammadpour, R., Sasanpour, P. Gold-plated electrode with high scratch strength for electrophysiological recordings. Scientific Reports. 9 (1), 2985 (2019).
  29. Lebedev, M. A., Nicolelis, M. A. Brain-machine interfaces: From basic science to neuroprostheses and neurorehabilitation. Physiological Reviews. 97 (2), 767-837 (2017).

Tags

Neurovetenskap nummer 174
Konstruktion och implementering av kolfibermikroelektrodmatriser för kroniska och akuta <em>in vivo-inspelningar</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Reikersdorfer, K. N., Stacy, A. K.,More

Reikersdorfer, K. N., Stacy, A. K., Bressler, D. A., Hayashi, L. S., Hengen, K. B., Van Hooser, S. D. Construction and Implementation of Carbon Fiber Microelectrode Arrays for Chronic and Acute In Vivo Recordings. J. Vis. Exp. (174), e62760, doi:10.3791/62760 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter