Denne publikasjonen beskriver utformingen av laboratoriefotobioreaktorer (PBR) med tilpassbare lysregimer. Veksten av cyanobakterier eller mikroalger, ved bruk av bikarbonat som karbonkilde, overvåkes kontinuerlig ved å måle volumetrisk oksygenproduksjon. Disse PBR-ene muliggjør raske, replikerte laboratorievekstsammenligninger med liten brukerintervensjon under eksperimenter.
Laboratorieundersøkelsen av mikroalger kan være eksperimentelt utfordrende. I tillegg til dyrkingskravene til ikke-fotosyntetiske mikroorganismer, krever fototrofer også belysning. Rutinemessig søker forskere å gi tilpassede lysforsyninger, dvs. variere lysintensiteten og tiden den leveres over. Slik fleksibilitet er vanskelig med standard stasjonære lys. Vanligvis krever dyrkingsstudier også vekstsammenligninger mellom eksperimentelle behandlinger. Ofte vurderes veksten over en lengre varighet, for eksempel flere ganger om dagen i løpet av en ukes prøveperiode. Manuelle målinger kan være tidkrevende og mangle dataoppløsning. Derfor er fotobioreaktorer (PBR) med automatisk vekstovervåking og tilpassbar lysforsyning nyttig for replikerte eksperimenter med flere behandlinger. Det nåværende arbeidet presenterer design, konstruksjon og drift av laboratorie PBRs. Materialene er lett hentet og relativt billig. Designet kan dupliseres med moderat ferdighet. Hver struktur har et fotavtrykk på ~ 40 cm2 og er vert for tre 1 L glassflasker for tre eksemplarisk replikering. Flasker hviler på plattformer som inneholder magnetiske omrørere og er arrangert vertikalt i et 1 m høyt og 15 cm diameter polyvinylklorid (PVC) rør. Rørinteriøret er foret med lysemitterende dioder (LED). Disse lysdiodene produserer kontinuerlige lysintensiteter fra 0-2400 μmol fotoner m-2 s-1 av fotosyntetisk aktiv stråling (PAR). Brukere utformer et tilpasset belysningsprogram. Lysintensiteten kan justeres hvert sekund eller holdes konstant i lengre varighet. Oksygen produsert fra fotosyntese går ut av hver flaske via en enveis volumetrisk gassensor. Programvare brukes til å registrere gassensordata. Mengden oksygen som produseres kan korreleres med biomassevekst. Hvis biomasseprøver er nødvendig, kan en sprøyte brukes til å trekke ut kultur. Metoden er egnet for mikroalger dyrket med bikarbonat som karbonkilde. Disse PBR-ene er verdifulle for et laboratorium som krever replikerte eksperimenter, lett regimefleksibilitet og kontinuerlige vekstdata med høy oppløsning.
Mikroalger og cyanobakterier, kollektivt kalt mikroalger for enkelhet, er forkjempet for sitt potensial i bærekraftig bioteknologi. De er attraktive kandidater på grunn av deres raske vekst, evne til å bli dyrket på ikke-dyrkbar jord, og for deres bruk av sollys for å drive konvertering av karbondioksid til biomasse 1,2,3. Mikroalgalbiomasse kan omdannes til produkter som bioenergi i form av olje eller gass, matfargestoffer og kosttilskudd, og materialer som biopolymerer 1,4,5,6,7. I tillegg kan de brukes til å behandle avløpsvann eller avhjelpe vannforekomster ved å konsumere overflødig næringsstoffer 8,9. Gitt dette er mikroalgalforskning utbredt og etablert. Feltet vokser etter hvert som samfunnet revurderer karbonintensiteten og miljømessig bærekraft i dagens produksjons- og energiproduksjonsmetoder.
Tre grunnleggende krav til laboratoriebaserte mikroalgestudier er et kulturfartøy, lyskilde og metode for å kvantifisere vekst. Begrepet fotobioreaktor (PBR) beskriver et oppsett der kulturfartøy er opplyst10. Vanligvis tar studier av mikroalger sikte på å sammenligne vekst mellom to eller flere behandlinger, for eksempel forskjellige vekstmedier, lysregimer eller art 11,12,13. For statistisk relevans bør hver tilstand, f.eks. behandling og kontroll, replikeres. Hvis kontroll og behandling kjøres samtidig, betyr dette at mange PBR må overvåkes og samples i løpet av et eksperiment. Utfordringen med å drifte flere PBR-er er todelt. For det første er det viktig å levere en jevn lysintensitet til hver PBR for reproduserbarhet, men det kan være vanskelig. Mengden lyshendelse på fartøyets overflate påvirkes av avstanden fra lyskilden, skyggelegging fra tilstøtende fartøy og bakgrunnslysfluktuasjoner14. For det andre må en metode for nøyaktig kvantifisering av vekst velges.
Vekst måles vanligvis ved celletall, optisk tetthet (OD), klorofyll A-innhold, tørrvekt (DW) tetthet og askefri tørrvekt (AFDW) tetthet15. Celletall, klorofyll A-innhold og gravimetriske metoder er manuelle prosesser som produserer diskrete datapunkter. OD kan måles kontinuerlig og ikke-invasivt med et spektrofotometer, forutsatt at det er godt kalibrert mot en annen metode som AFDW tetthet15. OD-målinger og klorofyll A-innhold kan imidlertid være upålitelige ettersom resultatene varierer under forskjellige kulturforhold, for eksempel mellom arter og gjennom vekstsyklusen15,16. For klorofyll A kan ekstraksjonsmetoden også påvirkepigmentutbyttet 17. Klorofyll Et innhold er spesielt nyttig for å spore veksten av mikroalger i mikrobielle samfunn som også inneholder ikke-fotosyntetiske organismer17,18. Når du velger en metode for å bestemme veksten, er det viktig å vurdere suspensjonens morfologi. Når organismer klumper seg og ikke er godt blandet, er OD og celletall ikke mulig15. En enkelt metode er ikke egnet for alle eksperimentelle applikasjoner – forskere må bestemme hvilke metoder som er praktiske og relevante for deres eksperimentelle mål.
AFDW er en pålitelig metode som muliggjør vekstsammenligninger mellom ulike kulturforhold, spesielt mellom arter og kulturmedier 15,19,20. For å beregne AFDW blir en prøve av mikroalgalkultur først konsentrert, enten ved filtrering eller sentrifugering, og tørket. På dette stadiet kan DW bestemmes. Vanligvis inneholder DW-prøven minst 8-10% askeorganisk materiale som salter og partikler15. DW sporer veksttrender, men kan bli skjev hvis bidraget fra uorganiske varierer. For å bestemme AFDW-tetthet forbrennes tørr biomasse ved høy temperatur; dette fordamper den organiske eller nyttige delen mens du etterlater aske (uorganiske) bak19. For å beregne AFDW trekkes vekten av askefraksjonen fra DW-brøken. Vanligvis, i mikroalgal suspensjoner, varierer AFDW fra 0,1-3 g / L 12,21,22. Små mengder fortynnede suspensjoner gir lite tørr biomasse, <10 mg. Etter forbrenning kan aske bare veie 1 mg. Derfor, avhengig av kulturtettheten, krever denne metoden volumer mellom 5-100 ml og analytiske skalaer nøyaktig til 0,1 mg 12,15,19,22. Laboratorie PBR er vanligvis små, maksimalt et par liter, og derfor tømmer hver væskeprøve kulturvolumet. Videre er AFDW-metoden manuell og tar 2-3 dager. For replikerte og repeterende eksperimenter er en automatisert og kontinuerlig prosess å foretrekke.
For mikroalger som bruker bikarbonat som karbonkilde, kan ytterligere to vekstmålinger måles kontinuerlig. Fotosyntese forbruker bikarbonat og produserer oksygen. Bikarbonatforbruket driver opp middels pH23. En nedsenket pH-sonde kan måle denne endringen. Fotosyntetisk oksygenproduksjon øker mediets konsentrasjon av oppløst oksygen (DO) til mediet er mettet. Utover metning eksisterer oksygen som bobler. Oksygenproduksjon måles ved hjelp av mange forskjellige teknikker: sonder måler DO-konsentrasjon, manometriske enheter vurderer headspace-trykk, gasskromatografi måler headspace-sammensetning, og volumetriske sensorer registrerer gassutstrømning 24,25,26,27. Når oksygen brukes som vekstproxy, må kulturbeholdere være helt forseglet eller bare tillate gassutstrømning. For pH- og oksygenmålinger må karbon tilføres i form av bikarbonat, ikke ved CO2-sparging. CO2-sparging reduserer medium pH23 og kan som gass forstyrre oksygenmålinger. En fordel med pH og oksygen fremfor optisk tetthet er at metoden ikke kompromitteres hvis mikroalger danner klumper. Selv om det er indirekte, er både pH og oksygen effektivt for å sammenligne vekst mellom behandlinger.
PBR-er som brukes i dag, varierer i kompleksitet. Laboratorier kan bruke enkle stasjonære flasker, tilpassede prototyper eller kommersielt tilgjengelige produkter. For forskningsgrupper som ønsker å oppgradere fra flasker, kan kostnaden for kommersielle PBR eller teknisk ferdighet og delfabrikasjon som kreves for å bygge mange prototyper, være en barriere. Dette manuskriptet tar sikte på å beskrive trinnvis design, konstruksjon og drift av laboratorie PBRs som bygger bro over dette gapet. Disse PBR-ene har et tilpassbart lysregime og overvåker veksten kontinuerlig ved å registrere volumetrisk oksygenproduksjon. Denne designen huser tre kulturfartøy for tredobbelt replikering og kan bygges med moderat dyktighet og lett tilgjengelige materialer. Denne PBR er et verdifullt tillegg til et laboratorium som ønsker å utvide sin kapasitet for mikroalgalforskning uten å investere i svært tekniske eller dyre produkter. Når forskeren velger å anskaffe eller bygge pbr, må han vurdere om et design er egnet til å utvikle kulturforhold, økonomi og problemstillinger.
Innenfor denne protokollen øker fokus på følgende trinn sannsynligheten for å generere reproduserbare data av høy kvalitet. Ved konstruksjon av reaktorstativet (trinn 1) må basen være solid med godt allignerte vertikale støtter. Slisset stål har skarpe kanter, så tillegg av sikkerhetshetter er viktig. Flaskeplattformens overflater må være helt flate, magnetomrøreren og bolthodene skal begge sitte under den øverste lagoverflaten (trinn 3.2–3.6). I henhold til produsentens instruksjon skal pakkevæsken til gasssensoren fylles til “sporingsskruen for væskenivå” for nøyaktige oksygenmålinger. Dette væskenivået bør kontrolleres regelmessig, da fordampning av pakkevæsken kan kortslutte målecellen. Alle tre gassledninger laget i trinn 5.2 skal være like lange; dette sikrer at replikasjoner har identiske headspace volumer. Før du starter et eksperiment, anbefales det å teste det programmerte lysregimet ved å logge lysintensiteten over en periode på 24 timer (trinn 6.11). Hvis økninger i væsketemperaturen er bekymringsfulle, bør denne testen også inkludere en forseglet flaske med en intern temperatursonde (trinn 6.11). Når du logger, må du ikke gå ut av programvarevinduet for datainnsamling. dette vil avslutte loggingen. Hvis du tar kulturprøver, må du være forsiktig så du ikke slipper ut gass fra headspace ved å åpne ventiler i feil rekkefølge (trinn 8.2-8.8). Når du gjennomgår eksperimentelle data, må du være oppmerksom på at datainnsamlingsprogramvaren automatisk genererer et glidende gjennomsnitt av strømningshastigheten. Dette blåser opp verdien av én eller to strømningshastighetsavlesninger som genereres over natten. Kurater gasssensor logger manuelt for å rette opp dette.
Det vanligste tilbakeslaget med denne metoden er potensialet for å kortslutte gassensoren hvis væskepakningsnivået synker. Det er to måter dette kan skje på. For det første kan fordampning sakte redusere væskenivået. Dette er imidlertid usannsynlig over et kortsiktig (<7 dagers) eksperiment29. For det andre kan høye respirasjonshastigheter trekke oksygen inn i løsningen og generere et hoderom under trykk. Når lysenergi ikke er tilgjengelig, bruker mikroalger aerob respirasjon for å levere energien som kreves for cellulær vedlikehold og reparasjon28. Derfor, i tette kulturer i ikke-opplyste timer, kan oksygenforbruket og det resulterende undertrykket være betydelig. Dette suger pakking av væske fra gassensorene inn i gassledningen. Avstanden pakkevæsken beveger seg er proporsjonal med mengden respirasjon om natten. Hvis pakkevæsken kommer inn i flaskene, genererer dette et oljeflak på væskeoverflaten.
Hvis det forventes høye respirasjonsrater om natten, kan det gjøres endringer i protokollen. Den enkleste måten å unngå undertrykk på er å la flaskehodeplassene stå åpne over natten. Dette har også fordelen av å lette DO-nivåene ved å redusere det delvise headspace-trykket på O2. Høye DO-konsentrasjoner antas å være skadelige for vekst, da O2 kan hindre aktiviteten til Rubisco og kan utløse oksidativt stress30,31. Det er ikke uvanlig at kultursuspensjoner når 4x overmetning selv når de er i kontakt med atmosfæren 25,32. For å åpne headspace, koble gassledningen fra nålen som spenner over gummiproppen. Nattetimer kan tjene som et vindu for å fylle opp gasssensorpakningsvæske eller manipulere kontinuerlige eksperimenter med liten innvirkning på datainnsamlingen. For eksempel kan man endre kulturtettheten, oppdatere næringsstoffer, legge til en endring eller introdusere et patogen. Flaskene må forsegles på nytt, og gasssensorledningen kobles til igjen før lysene slås på igjen. Oksygenmålingene samlet inn fra eksperimenter med lukkede versus åpne nattlige headspaces vil variere.
Når flasker forblir forseglet, reduserer oksygenforbruket om natten antall mol O2 i headspace. Dette fører til at pakkevæske kryper oppover gassensorledningen for å opprettholde headspace-trykket. Når lysene slås på, gjenopptas oksygenproduksjonen. Emballasjevæske må skyves tilbake i gassensoren før strømningshastighetsavlesningene starter. Dette etterslepet er derfor proporsjonalt med graden av respirasjon om natten. På denne måten, når headspace forblir lukket, representerer O2-avlesninger netto O2-produksjon (fotosyntetisk produksjon – respiratorisk forbruk). Omvendt, når headspace er åpent om natten, erstatter atmosfærisk gass hva headspace O2 forbrukes, og ingen pakkevæske kommer inn i gassledningen. Resultatet er at respiratorisk O2-forbruk ikke er regnskapsført i O2-produksjonsdata . Dette kan redusere nøyaktigheten av AFDW biomasse vekst estimater. Det bør imidlertid ikke påvirke nytten av å bruke dagtid O2-produksjon som en beregning for å sammenligne vekst mellom behandlinger.
Alle laboratorie PBR er rammet av samme begrensning; kunstige lys kan ikke gjenskape solspekteret. Mikroalger bruker bølgelengder av lys mellom 400-700 nm for fotosyntese. Denne regionen kalles fotosyntetisk aktiv stråling (PAR)33. Sollys og kunstig lys varierer i deres relative bidrag av bølgelengder innenfor dette området. Dette, sammen med gunstige temperaturer og en konstant lysforsyning, betyr at laboratorievekstdata ofte ikke kan ekstrapoleres pålitelig til utendørsforhold. Disse PBR-ene kan imidlertid adressere en av begrensningene ved laboratorie PBR-lysforsyning. Sollysintensiteten er svært variabel gjennom dagen, med skydekke som genererer forbigående svingninger i hendelsen PAR. Lysstyringsprogramvaren og DMX-lyskontrolleren kan gi lysintensiteter fra 0 til 2400 μmolfotoner m-2 s-1 og utover. Lysregimer kan brytes ned i individuelle trinn så korte som 1 s. Justerbar lysintensitet gjør det mulig for brukeren å etterligne utendørs lysmønstre tettere enn standard PBR-oppsett. Her ble simulerte 30 min daggry og skumringsintervaller sammen dag og natt sykluser sammen (tilleggstabell 1).
Selv om AFDW-tetthet har blitt standardmålet for vekst, kan denne metoden kreve betydelige kulturvolumer, en 2-3-dagers behandlingsperiode, og genererer ett datapunkt om gangen. Videre, hvis forholdene blir ugunstige og celler dør, diskriminerer ikke AFDW-tetthet mellom aktivt fotosyntetiserende celler og de som brytes ned. Kvantifisering av hastigheten på fotosyntetisk oksygenproduksjon fungerer som en alternativ vekstproxy. Denne PBR-designen kan registrere oksygenproduksjon kontinuerlig med liten brukerintervensjon samtidig som kulturvolumet bevares. Dataoppløsningen kan forbedres ved å velge en gassensor med lavere målecellevolum, for eksempel 1 ml. Videre, hvis kulturer er godt blandet, kan brukerne bestemme seg for å installere et spektrofotometer for kontinuerlige optiske tetthetsavlesninger. Hvis temperaturkontroll av mediet er ønskelig, kan en resirkulerende kjøler tilsettes. Disse PBR-ene er et verdifullt tillegg til et laboratorium som ønsker å utvide sin mikroalgeforskningskapasitet uten store økonomiske investeringer. De er spesielt egnet for de som arbeider med høy alkalitet, høy pH-arter som spirulina. Disse PBR-ene gir lett regimefleksibilitet og er gyldige for raske, replikerte, laboratorievekstsammenligninger.
The authors have nothing to disclose.
Denne studien ble støttet av Natural Sciences and Engineering Research Council (NSERC), Canada Foundation for Innovation (CFI), Canada First Research Excellence Fund (CFREF), Alberta Innovates, General Sir John Monash Foundation, Regjeringen i Alberta og University of Calgary. Takk rettes til Toonen for det elektriske arbeidet og William Richardson for løselighetsberegninger.
Aluminum channels Imperial: 0.90” x 39.37” Metric: 2.3 cm x 100 cm Quantity: 4 |
LED World | AC-AR1-1M | Required as a heat sink |
Bungee cords, small Quantity: 5 |
– | – | To secure bottles |
Computer – desktop/laptop Quantity: 1 |
– | – | – |
Data Logger, HOBO U30 USB Weather Station Quantity: 1 |
HOBO, Hoskin | U30-NRC-VIA-10-S100-000 | Records light sensor information |
Digital interface module, Rigamo, 4-channel Quantity: 1 |
Ritter | N/A | This is to transmit gas sensor data to the computer |
DMX decoder, 12~24 VDC, DMX-CV-4X5A Quantity: 1 |
LITECH, LED World | LT-840-6A | Transmit messages which alter the light pattern |
DMX lighting controller, SUSHI-RB-RJ Quantity: 1 |
Arcolis, Nicolaudie America Inc. | SUSHI-RB-RJ DMX | Encodes the lighting program |
Gas sensor packing liquid (Silox) Quantity: 1 L |
Ritter | https://www.ritter.de/en/data-sheets/silox | |
Gas sensor, volumetric Quantity: 3 |
Ritter | MGC-1 V3.4 PMMA (https://www.ritter.de/downloads/mgc-milligascounter-en) | Measures oxygen production |
Glass bottles, round 1 L with GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-1L | Culture vessels |
Hardware – end caps for slotted steel Quantity: 10 |
Paulin, Home Depot | 142-612 | To cover sharp edges of slotted steel |
Hardware – eye hooks Quantity: 6 |
– | – | To secure bottles |
Hardware – metal corner braces (large) Imperial: 4" x 4" Metric: 10 cm x 10 cm Quantity: 8 |
– | – | Larger brackets to construct metal stand |
Hardware – metal corner braces (small) Imperial: 2 1/2" x 2 1/2" Metric: 6.4 cm x 6.4 cm Quantity: 6 |
– | – | Small brackets to connect bottle platforms to PVC pipe |
Hardware – metal corner gussets Imperial: 3" x 3" Metric: 7.6 cm x 7.6 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-616 | Flat brackets to construct metal stand |
Hardware – piano hinge Imperial: 36" Metric: 91 cm Quantity: 1 |
– | – | Connects two halves of PVC pipe |
Hardware – rivets Quantity: 40 |
– | – | To attach piano hinge to PVC tubing |
Hardware – set of bolts, nuts, washers Quantity: 60 |
– | – | Long thin bolts are required to secure bottle platforms around magentic stirrers |
Hardware – set of bolts, nuts, washers Quantity: 30 |
– | – | Larger shorter bolts are required to build the metal stand |
LED driver, constant voltage, 96W 24VDC UL Listed IP65 Driver Class 2 regulated power supply Quantity: 1 |
Magnitude Lighting, LED World | CVN96L24DC | Regulates power to the lights |
LED lights, Cinco Bright LED Flex Strip Quantity: 4 m roll |
EvenBright, LED World | FA128M57-4M-24V-X | Roll is trimmed into 4 x 1 m lengths and secured inside the PVC tube |
Light meter, handheld with submersible sperical probe Quantity: 1 |
LI-COR | LA-250A | Calibrate the reactors light intensity |
Light sensors Photosynthetic Light (PAR) Smart Sensor Quantity: 2 |
HOBO, Hoskin | S-LIA-M003 | Only one is required however two would be good practice in case one malfunctioned |
Magnetic stirrers (MIXdrive 1 XS) with external control units and power supply (MIXcontrol eco) Quantity: 3 |
2Mag, 2MAG USA | MF 40300 | Stirrers sit sandwiched in bottle platforms |
Metal plate Imperial: 24" x 8" Metric: 61 cm x 20.3 cm Quantity: 1 |
– | – | This is a surface on which to secure electronics, it is attached to the back of the reactor |
Pipe, white PVC Imperial: 6" diameter x 42" high Metric: 15.2 cm x 106.7 cm Quantity: 1 |
– | – | Cut lengthwise in two halves, used to house lights and bottles |
Plastic (HDPE) sheets Imperial: 4" x 4" x 1/4" Metric: 10 cm x 10 cm x 1 cm Quantity: 6 |
Inventables | 30291-01 | For bottle platforms which house magentic stirrers |
Rubber stoppers – GL45 size Quantity: 3 |
Duran, VWR | 76289-760 | Seals culture vessels |
Screw caps – with aperture and GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-45HTSC | Generates seal of culture vessels |
Slotted angle steel lengths Imperial: 1-1/2" X 48" x 0.074" Metric: 3.8 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-202 | Makes up the body of the metal stand |
Slotted flat steel lenghts Imperial: 1-3/8" x 48" x 0.074" Metric: 3.5 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 3 |
Paulin, Home Depot | 142-222 | Makes up the body of the metal stand |
Software – Easy Stand Alone (ESA) | https://www.dmxsoft.com/#apps | AKA LED control software | |
Software – Rigamo v3.1 | AKA data acquisition software | ||
Software – Storage Upgrade Tools (SUT) | https://store.dmxsoft.com// | ||
Stir bar Imperial: 1" x 5/16" Metric: 2.5 cm x 0.8 cm Quantity: 3 |
Fisherbrand | 14-513-59 | Stirs culture |
Switch box Quantity: 1 |
– | – | Turns power on/off to reactor |
Syringe, 10 mL Quantity: Multiple |
– | – | Optional if you wish to extract culture |
Tube adaptor fittings, plastic – Stopcock 1-way Quantity: 6 |
Masterflex, Cole Palmer | RK-12023-33 | Close/open culture vessel line |
Tube adaptor fittings, plastic – variety of male and female luer lock fittings Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-30800-16; RK-30800-18; RK-45518-26; RK-45501-00; RK-45501-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
Tube adaptor fittings, plastic – variety of straight connectors Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-40616-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantity: 4 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-02 | Line from culture vessel to gas sensor |
Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 2 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-05 | Gas sensor standard tubing size |
Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantiy: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-27 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-30 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
Zip ties, small Quantity: 1 packet |
Secure tube fittings |