Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

En forenklet model til heterotopisk hjerteventiltransplantation hos gnavere

Published: September 21, 2021 doi: 10.3791/62948
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, *1, *1
1Department of Surgery, Medical University of South Carolina
* These authors contributed equally

Summary

Denne protokol beskriver en enkel og effektiv metode til transplantation af aortaklappere under nyrekapslen for at muliggøre undersøgelse af alloreaktivitet af hjerteklapper.

Abstract

Der er et presserende klinisk behov for udskiftning af hjerteklappen, der kan vokse hos børn. Hjerteventiltransplantation foreslås som en ny type transplantation med potentiale til at levere holdbare hjerteklapper, der er i stand til somatisk vækst uden krav om antikoagulation. Imidlertid forbliver immunbiologien af hjerteventiltransplantationer uudforsket, hvilket fremhæver behovet for dyremodeller til at studere denne nye type transplantation. Tidligere rottemodeller til heterotopisk aortaklaptransplantation i abdominal aorta er blevet beskrevet, selvom de er teknisk udfordrende og dyre. For at løse denne udfordring blev der udviklet en renal subkapsulær transplantationsmodel hos gnavere som en praktisk og mere ligetil metode til undersøgelse af hjerteklaptransplantationsimmunbiologi. I denne model høstes en enkelt aortaklapper og indsættes i det renale subkapsulære rum. Nyren er let tilgængelig, og det transplanterede væv er sikkert indeholdt i et subkapsulært rum, der er godt vaskulariseret og kan rumme en række vævsstørrelser. Da en enkelt rotte kan give tre donor-aortablade, og en enkelt nyre kan give flere steder til transplanteret væv, kræves der desuden færre rotter til en given undersøgelse. Her beskrives transplantationsteknikken, hvilket giver et væsentligt skridt fremad i studiet af transplantationsimmunologien ved hjerteklaptransplantation.

Introduction

Medfødte hjertefejl er den mest almindelige medfødte handicap hos mennesker og påvirker 7 ud af 1.000 levendefødte børn hvert år1. I modsætning til voksne patienter, hvor forskellige mekaniske og bioprostetiske ventiler rutinemæssigt implanteres, har pædiatriske patienter i øjeblikket ingen gode muligheder for udskiftning af ventilen. Disse konventionelle implantater har ikke potentiale til at vokse hos modtagerbørn. Som følge heraf kræves sygelige genoperationer for at udskifte hjerteklapimplantaterne til successivt større versioner, når børnene vokser, hvor berørte børn ofte kræver op til fem eller flere åbne hjerteoperationer i deres levetid 2,3. Undersøgelser har vist, at frihed fra intervention eller død er signifikant dårlig for spædbørn end ældre børn, hvor 60% af spædbørn med protetiske hjerteklapper står over for reoperation eller død inden for 3 år efter deres første operation4. Derfor er der et presserende behov for at levere en hjerteklap, der kan vokse og opretholde funktion hos pædiatriske patienter.

I årtier har forsøg på at levere voksende udskiftninger af hjerteklapper været centreret om vævsteknik og stamceller. Forsøg på at oversætte disse ventiler til klinikken har dog hidtil været forgæves 5,6,7,8. For at løse dette foreslås en hjerteventiltransplantation som en mere kreativ operation til levering af voksende udskiftninger af hjerteklappen, der har evnen til selvreparation og undgå trombogenese. I stedet for at transplantere hele hjertet transplanteres kun hjerteklappen og vil derefter vokse med modtagerbarnet, svarende til konventionelle hjertetransplantationer eller en Ross lungeautograf 9,10,11. Postoperativt vil modtagerbørn modtage immunsuppression, indtil den transplanterede ventil kan udskiftes med en mekanisk protese i voksenstørrelse, når ventilens vækst ikke længere er nødvendig. Transplantationsbiologien af hjerteventiltransplantationstransplantater forbliver imidlertid uudforsket. Derfor er dyremodeller nødvendige for at studere denne nye type transplantation.

Flere rottemodeller er tidligere beskrevet til heterotopisk transplantation af aortaklappen i abdominal aorta 12,13,14,15,16,17,18. Disse modeller er imidlertid uoverkommeligt vanskelige og kræver ofte, at uddannede kirurger opererer med succes. Derudover er de dyre og tidskrævende19. En ny rottemodel blev udviklet for at skabe en enklere dyremodel til undersøgelse af immunbiologien af hjerteklaptransplantationer. Enkelt aortaklappere udskæres og indsættes i det renale subkapsulære rum. Nyren er specielt velegnet til at studere transplantationsafstødning, da den er stærkt vaskulariseret med adgang til cirkulerende immunceller20,21. Mens flere andre har brugt en renal subkapsulær model til at studere transplantationsbiologien af andre allografttransplantationer såsom bugspytkirtel, lever, nyre og hornhinde 22,23,24,25,26,27, er dette den første beskrivelse af transplantation af hjertevæv i denne position. Her beskrives transplantationsteknikken, hvilket giver et væsentligt skridt fremad i studiet af transplantationsimmunologien ved hjerteklaptransplantation.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Undersøgelsen blev godkendt af Komitéen for Dyreforsøg efter National Institutes of Health Guide for Care and Use of Laboratory Animals.

1. Oplysninger om dyremodellen (rotter)

  1. Brug et operationsmikroskop (se materialetabel) med op til 20x forstørrelse til alle kirurgiske procedurer.
  2. Brug syngeneiske (såsom Lewis-Lewis) eller allogene (såsom Lewis-Brown Norway) stammer til transplantationerne efter behov for eksperimentet.
  3. Brug rotter i alderen mellem 5-7 uger og kropsvægt på 100-200 g, der passer til det eksperimentelle spørgsmål.

2. Fjernelse af pels, forberedelse af huden og anæstesi

  1. Udfør alle operationer under sterile forhold.
    BEMÆRK: Trinnet udføres i et dedikeret kirurgisk rum og under sterile forhold.
  2. Placer rotterne i et bedøvelses induktionskammer og inducer anæstesi med 5% isofluran i ilt. Oprethold anæstesi med 3,5% isofluran i ilt under hele proceduren.
  3. Til donoroperationen skal du fjerne rottens pels fra navlestrengen til brysthakket ved hjælp af pelsklippere. Til modtageroperationen skal du klippe håret over det kirurgiske felt ved den bageste aksillære linje fra ribbenene til bækkenet. Forbered derefter huden med et kirurgisk desinfektionsmiddel.
  4. Få et kirurgisk anæstesiplan, inden proceduren påbegyndes. Bekræft tilstrækkelig dybde af anæstesi ved at komprimere rottens tæer med tang. Hvis rotten trækker sig tilbage til smerte, skal du titrere bedøvelsen efter behov.
  5. Overvåg respirationsfrekvensen og dybden af anæstesi klinisk under hele proceduren; isofluranniveauet justeres efter behov for at opretholde en vejrtrækningshastighed på 55-65 vejrtrækninger / min.

3. Donor operation

  1. Klargør og bedøv katten som angivet i trin 2. Incise huden fra xiphoid til sternal hak ved hjælp af dissekering saks. Udfør en sternektomi ved at skære ribbenene på hver side lateralt til brystbenet, indtil optimal adgang til hjertet er opnået.
  2. Hepariniser rotten med en 100 U/100 g injektion i venstre atrium.
  3. Ofre donoren via exsanguination.
  4. Skær thymus for at forbedre visualiseringen af de store kar. Fjern derefter hjertet en bloc med den stigende aorta indtil niveauet af den innominerede arterie.

4. Fremstilling af aortaklappere

  1. Anbring donorhjertet i en steril petriskål umiddelbart efter kardektomi. Disseker donorhjertet i en iskold kølepude (se materialetabel).
  2. Brug pincet og Vannas fjedersaks til at dissekere donorhjertet, indtil kun aortaroten forbliver med en 1 mm ventrikulær manchet, der er proximal til aortaklappen.
  3. Åbn aortaklappen ved at lave et langsgående snit for at åbne Sinus of Valsalva mellem venstre og ikke-koronar bihuler for at visualisere alle tre foldere.
    BEMÆRK: Snittet skal være hele længden af Sinus af Valsalva. De faktiske dimensioner afhænger af rottens størrelse.
  4. Skær hver aortaklapper individuelt. Brug specifikt stumpe tang til at gribe fat i kanten af indlægssedlen og brug Vannas fjedersaks til at skære folderen ved at skære fra en kommission ned til ringmusklen og derefter mod den næste kommission.
    BEMÆRK: Vær særlig opmærksom på kun at gribe fat i kanten af indlægssedlen for at minimere forstyrrelse af de valvulære endotelceller.
  5. Prøverne opbevares efter udskæring af indlægsseddel i iskold opbevaringsbufferopløsning, indtil de er klar til at blive implanteret i recipientrotten. Implanter alle foldere inden for 4 timer efter kold opbevaring.

5. Betjening af modtager

  1. Klargør og bedøv katten som angivet i trin 2. Brug en varmepude, der holdes ved 36-38 ° C, til at udføre operationen.
  2. Buprenorphin (0,03 mg/kg subkutant) administreres til alle recipientrotter før operationen og hver 6-12 timer postoperativt efter behov for at lindre smerten.
  3. Placer rotten i en højre lateral liggende stilling for at få adgang til venstre nyre.
    BEMÆRK: Den venstre nyre foretrækkes på grund af dens mere kaudale position i forhold til højre nyre.
  4. Hæld huden over flanken i længderetningen over 1 tommer ved hjælp af en saks.
    BEMÆRK: Snittet skal forblive mindre end nyrernes størrelse for at give tilstrækkelig spænding til at forhindre nyren i at trække sig tilbage i bughulen under proceduren.
  5. På samme måde skæres den underliggende abdominalvæg.
  6. Eksternaliser nyren
    1. Brug tommelfingeren og pegefingeren til at anvende let tryk dorsalt og ventralt, mens du bruger buede pincet til at løfte nyrens kaudale pol gennem mave- og hudsnittet. Eksternaliser den kraniale ende af nyren på samme måde.
    2. Alternativt kan nyren eksternaliseres ved at gribe perirenalfedtet og trække opad med let spænding.
      BEMÆRK: Pas på ikke at gribe nyren eller nyrekarrene direkte.
    3. Når nyren er eksternaliseret, skal du holde den fugtig med varm saltvand dryppet på nyren.
  7. Opret en subcapsular lomme.
    1. Påfør let tryk på nyrekapslen ved hjælp af et sæt stumpe tang, så nyrekapslen tydeligt kan skelnes fra den underliggende parenchyma. Brug samtidig et andet sæt stumpe tang, tag forsigtigt fat i kapslen og træk forsigtigt opad for at skabe et hul i kapslen.
      BEMÆRK: På grund af kapslens sarte natur kræves minimal kraft for at etablere dette snit.
    2. Fortsæt med at bruge stumpe tang til at forlænge snittet, indtil der er skabt et ~ 2 mm mellemrum for at rumme aortaklappens folder.
    3. Udvikle en lav underkapsellomme, der er lidt større end ventilfolderen, mens du løfter kanten af snittet med et sæt tang og fremmer en stump sonde under nyrekapslen.
  8. Transplanter aortaklappen i den subkapsulære lomme.
    1. Hent aortabrochuren fra kold opbevaring og læg den i det kirurgiske felt.
    2. Mens du løfter kanten fibrøse kapsel, skal du føre aortabrochuret ind i den subkapsulære lomme med stumpe tang.
      BEMÆRK: Sørg for, at vævet er langt nok væk fra snittet, så det er fastgjort under kapslen. Der skal udvises forsigtighed for at undgå beskadigelse af det underliggende parenchyma eller yderligere ripping af den fibrøse kapsel.
    3. Snittet i nyrekapslen kan stå åbent.
  9. Skub nyren forsigtigt tilbage til sin anatomiske position ved hjælp af modtræk på snitkanterne.
  10. Luk abdominal snit med en løbende steril kirurgisk sutur. Luk huden med hæfteklammer.
  11. Postoperativ pleje
    1. Efter operationen skal du placere rotten i et rent bur på en varmepude med adgang til mad og vand.
    2. Overvåg dyret dagligt for at vurdere for rutinemæssig sårheling og tegn på smerte eller nød. Fjern hæfteklammerne efter 7-10 dage.

6. Indsamling af væv til analyse

  1. Ved udvalgte endepunkter efter transplantation aflives dyret ved ekssanguination. Udfør specifikt en median laparotomi og transekt abdominal aorta under 5% isofluran i ilt.
  2. Mobiliser nyren og skær den ved at skære nyrearterien, venen og urinlederen med en saks.
    BEMÆRK: Pas på ikke at gribe fat i det område, der indeholder den transplanterede folder.
  3. Placer nyren i formalin natten over, integrer den i paraffin, og sektion den til den ønskede farvning. Orienter prøven med nyrekapslen vendt anteriort og nyreparenchymen vender bagud.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

En grafisk skildring af det eksperimentelle design er tilvejebragt for rottemodellen (figur 1). Derudover er en aortarod dissekeret fra donorens hjerte og en individuel aortaklapper fremstillet til implantation også vist i figur 2. Dernæst vises et repræsentativt billede af placeringen af aortaklappens folder under nyrekapslen til implantation i figur 3A og efter 3, 7 og 28 dage inden for modtagerrotten (figur 3B-D), hvilket viser, hvor let det er at lokalisere og genvinde det transplanterede væv.

Aortaklapperne bevarer deres oprindelige arkitektur efter heterotopisk transplantation hos syngeneiske dyr, hvilket viser nytten af denne model som en basislinje til sammenligning af immunresponset i allogene transplantationer. Specifikt afslørede histologi med hæmatoxylin og eosin (H&E) farvning, at ventilblade i syngeneiske transplantationer efter 7 dage var strukturelt intakte uden tegn på edematøs hævelse (figur 4A). Den strukturelle integritet af ventilfolderen blev yderligere bekræftet af immunohistokemi for Alpha Smooth Muscle Actin (aSMA) og CD31 (figur 4B).

Figure 1
Figur 1: Eksperimentelt design af den heterotopiske transplantation af aortaklappen under nyrekapslen hos rotter. Hjertet opsamles fra donorsrotten (A). Aortaklappens foldere dissekeres og opbevares i køleopbevaring (B) indtil implantationsprocessen under nyrekapslen i modtagerrotten (C). Folderne udplantes derefter på bestemte tidspunkter og analyseres mikroskopisk (D). Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Forberedelse af aortaklappens folder til implantation. Eksempel på en aortarod dissekeret fra donorhjertet (A) og yderligere dissektion af en aortaklapper til implantation (B). Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 3
Figur 3: Visualisering af aortaklappens folder under nyrekapslen. Aortaklappens folder visualiseres under nyrekapslen ved implantation (A), efter 3 (B), 7 (C) og 28 dage (D) hos syngeneiske dyr og efter 3 (E), 7 (F) og 28 dage (G) hos allogene dyr. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 4
Figur 4: Aortaklappere forbliver strukturelt intakte efter transplantation under nyrekapslen i 7 dage hos syngeneiske dyr. Den øverste række viser H&E-farvning og immunostaining for DAPI, aSMA og CD31 til kontrol af hjerteklapper, der blev anskaffet, men ikke transplanteret. Den nederste række viser H&E-farvning og immunostaining for DAPI, aSMA og CD31 i en syngeneisk ventilfolder, der er udplantet efter 7 dage. Klik her for at se en større version af denne figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Betydning og potentielle anvendelser
Mens mekaniske og bioprostetiske hjerteklapper rutinemæssigt anvendes til voksne patienter, der kræver udskiftning af ventilen, mangler disse ventiler potentialet til at vokse og er derfor suboptimale for pædiatriske patienter. Hjerteventiltransplantation er en eksperimentel operation designet til at levere voksende hjerteventiludskiftninger til nyfødte og spædbørn med medfødt hjertesygdom. I modsætning til transplantationsimmunobiologien ved konventionelle hjertetransplantationer forbliver transplantationsimmunobiologien af denne nye type transplantation imidlertid dårligt udforsket. Her beskrives en unik rottemodel til subkapsulær nyretransplantation af aortaklappere, hvilket giver et betydeligt skridt fremad i studiet af transplantationsimmunologien ved hjerteklaptransplantation.

Det renale subkapsulære rum giver et optimalt miljø til at studere transplantationsimmunbiologi af hjerteventiler. Det transplanterede væv er sikkert indeholdt i et godt vaskulariseret sted med adgang til cirkulerende immunceller20. Derudover er subkapsulære modeller tidligere blevet anvendt med succes til at teste allograftafstødning i mange væv såsom bugspytkirtlen, leveren, nyrerne og de andre celletyper 22,23,24,25,26,27, hvilket indikerer, at denne model er berettiget til at studere immunogeniciteten af aortaklappere.

Denne model har flere protentional applikationer til undersøgelse af transplantationsimmunologi af aortaklapper. For det første kan modellen bruges til at bestemme niveauet af systemisk immunundertrykkelse, der kræves til hjerteventiltransplantation for at forhindre transplantatafstødning, såsom tacrolimus, mycophenolat og steroider. Desuden har flere undersøgelser vist, at ventilvæv kan være immunologisk adskilt fra andet hjertevæv, da ventilerne er relativt skånet under fulminantafstødning af konventionelle hjertetransplantationer 28,29,30. Denne model giver mulighed for udforskning af dette koncept, da det subkapsulære rum kan rumme forskellige vævstyper, såsom ventilfolder og myokardium, for at sammenligne immunogeniciteten af disse væv.

Denne model er fordelagtig, fordi den er teknisk ligetil, hurtig og har en høj overlevelsesrate med lav risiko for komplikationer. Fordi hver donor kan give tre aortaklappere, kan en rotte tjene som donor for tre forskellige modtagere. I gennemsnit var donoroperationens længde 27,2 min (n = 12), og varigheden af modtageroperationen var 29,7 min (n = 36). Overlevelsesraten for modtageroperationen var 97,2% (n = 35/36) med en intraoperativ død på grund af respirationsdepression. Minimal blødning på grund af traumer i nyreparenchymen under oprettelse af den subkapsulære lomme blev noteret i 11,1% af modtageroperationerne. Blødningen blev dog let kontrolleret i alle tilfælde med kompression fra en bomuldsspidsapplikator. En prøve blev fjernet fra det subkapsulære rum og ikke genoprettet efter forklaring selv efter 7 dage.

Tidligere blev ventilbladene udplantet ved at fjerne dem fra det subkapsulære rum og indlejret, snittet og farvet uden noget vedhæftet aortavæv. Denne metode er imidlertid ikke optimal, da brochurerne selv er ekstremt små, tynde og gennemsigtige, hvilket resulterer i tab af flere prøver under forarbejdning. I stedet anbefales det at fjerne nyren en bloc og indlejre og sektionere vævet, mens det stadig er sikret under nyrekapslen for at sikre, at ingen prøver går tabt. Derudover minimerer denne tilgang traumet og manipulationen af brochuren.

Kritiske trin
De kritiske trin i proceduren er at etablere et kirurgisk anæstesiplan, skære abdominalvæggen over nyrerne, fjerne nyrerne, hæve den subkapsulære klap, indsætte det heterotopiske transplantationsvæv, opnå hæmostase, returnere nyren til den anatomiske position og lukke huden.

Ændringer og fejlfinding
Mens dette er den første beskrivelse af transplantation af hjertevæv under nyrekapslen, har flere andre beskrevet transplantation af andre vævstyper i det renale subkapsulære rum 20,22,23,24,25,26,27. I denne protokol blev der foretaget mindre justeringer af tidligere subkapsulære modeller for at optimere teknikken og minimere komplikationer. Specifikt, mens andre har anbefalet at bruge Vannas fjedersaks til at gøre det indledende snit i nyrekapslen20,26, er denne metode mere tilbøjelig til at forårsage traumer i det underliggende parenchyma og resultere i dannelse af subkapsulær hæmatom. For meget blødning vil resultere i udspiling af kapslen og kompromittere sikkerheden for den transplanterede26. Derfor bør stump tang bruges til at åbne kapslen. Derudover, mens nogle protokoller går ind for placering af kommercielle produkter med homostatisk egenskab over det kapsulære snit26,31, er dette trin unødvendigt, så længe vævet er avanceret langt nok ind i den subkapsulære lomme.

Hos større rotter kan nyren være dækket af perirenalt fedt, og eksternalisering af nyren via løft med buede tang er muligvis ikke mulig. I disse tilfælde er det bedst at eksternalisere nyrerne ved forsigtigt at trække perirenalfedtet med tang og trække nyren ud af bukhulen uden at forårsage skade eller blødning.

Sammenligning med eksisterende heterotopiske transplantationsmodeller
Mens flere andre dyremodeller til heterotopisk aortaklaptransplantation tidligere er blevet beskrevet 12,13,14,15,16,17,18, giver den nuværende protokol et ligetil og mere praktisk alternativ, der forbedrer tidligere modeller på flere måder. For det første kræves der på grund af procedurens teknisk enkle karakter meget lidt træning for at fungere med succes. Dette står i skarp kontrast til tidligere beskrevne heterotopiske aortaklaptransplantationer i abdominal aorta. Derfor giver denne model et mere praktisk og omkostningseffektivt alternativ til at studere aortaklaptransplantation, samtidig med at rotternes sygelighed, smerte og dødelighed minimeres. Da der kun er behov for en aortaklappens folder til recipientoperationen, og hver donorsotte giver tre foldere, kræves der desuden færre donorrotter til et givet forsøg. Desuden kan implantering af væv i den kontralaterale nyre eller en separat subkapsulær lomme muliggøre intern kontrol eller sammenligning af immunrespons på varierende væv hos en enkelt rotte. I dette tilfælde er den bedste tilgang via et midterlinje laparotomi snit.

Ud over de dyremodeller, der beskriver heterotopisk aortaklaptransplantation i abdominal aorta, har andre undersøgelser anvendt en subkutan model til at studere immunogeniciteten af aortaklapper32. Mens denne tilgang utvivlsomt er mere ligetil end transplantation i abdominal aorta, tyder eksisterende beviser på, at subkutan implantation er en mindre effektiv metode til antigenpræsentation33,34. Den implanterede prøve er også udfordrende at finde og analysere. Derfor foreslås det renale subkapsulære rum som et implantationssted, der både er forenklet, men alligevel optimalt til at studere aortaklaptransplantationsbiologi.

Sammenfattende tjener den nyligt foreslåede model som et supplement til forskernes armamentarium for at studere hjerteventiltransplantation og supplerer de tidligere beskrevne modeller.

Begrænsninger
Selvom transplantation af aortaklappere under nyrekapslen er en effektiv metode til undersøgelse af alloimmunitet in vivo, findes der nogle begrænsninger ved denne model. Mens det subkapsulære rum er godt vaskulariseret, tilbyder det ikke det samme hæmodynamiske miljø som den sub-koronar position. Dette kan påvirke immunresponset på transplanteret væv. Nogle har antaget, at de forskellige immunegenskaber, der observeres i ventilvæv, kan skyldes højtryksblodstrømmen over aortaklappen i subkros koronar position, hvilket ophæver det kemotaktiske respons28,35. Desuden er denne model utilstrækkelig til at studere effekten af alloreaktivitet på ventilfunktionen, da folderne ikke udfører deres fysiologiske funktion under nyrekapslen. Der findes imidlertid lignende begrænsninger for de heterotopiske abdominale aortatransplantationsmodeller, da disse modellers succes afhænger af at gøre ventilfolderne inkompetente for at undgå grafttrombose 15,36.

Begrænsninger i protokollen omfatter muligheden for, at væv løsnes fra det renale subkapsulære rum og ikke kan genvindes (1 ud af 36 dyr). En anden begrænsning er dyrets død under operationen (1 ud af 36 dyr); Dødsfaldet skyldtes imidlertid overdosering af buprenorphin, og andre metoder til dosering af analgesi kan anvendes.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne erklærer, at forskningen blev udført i mangel af kommercielle eller økonomiske forhold, der kunne fortolkes som en potentiel interessekonflikt.

Acknowledgments

Figur 1 blev oprettet med biorender.com. Dette arbejde blev delvist støttet af AATS Foundation Surgical Investigator Program til TKR, Children's Excellence Fund afholdt af Department of Pediatrics ved Medical University of South Carolina til TKR, et Emerson Rose Heart Foundation-tilskud til TKR, Filantropi af senator Paul Campbell til TKR, NIH-NHLBI Institutional Postdoctoral Training Grants (T32 HL-007260) til JHK og BG, og Medical University of South Carolina College of Medicine Pre-clerkship FLEX Research Fund til MAH.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% Sodium Chlordie, USP Baxter NDC 0338-0048-04
4-0 Polyglactin 910 Ethicon J415H
7.5% Povidone-Iodine CareFusion 29904-004
70% ETOH Fisher Scientific BP82031GAL
Anesthesia induction chamber Harvard Apparatus 75-2030 Air-tight inducton chamber for rats
Anesthesia machine Harvard Apparatus 75-0238 Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging
Anesthesia Mask Harvard Apparatus 59-8255 Rat anesthesia mask
Brown Norway Rats (BN/Crl) Charles River Strain Code 091 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL PAR Pharmaceutical NDC 42023-179-05 0.03 mg/kg, administered subcutaneously
Electric hair clippers WAHL 79434
Electric Heating Pad Harvard Apparatus 72-0492 Maintained at 36-38 °C
Heparin Sagent Pharmaceuticals NDC 25021-400-10 100U/100g injection into the left atrium
Insulin Syringe, 1 mL Fisher Scientific 14-841-33
Iris forceps curved World Precision Instruments 15917
Iris forceps straight World Precision Instruments 15916
Isoflurane, USP Piramal Critical Care NDC 66794-017-25 Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen
Lewis Rats (LEW/ Crl) Charles River Strain Code 004 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Micro forceps World Precision Instruments 500233 Dumont #5
Micro scissors World Precision Instruments 501930 Spring-loaded Vannas Scissors
Needle Driver World Precision Instruments 500226 Ryder Needle Driver
Operating microscope AmScope SM-3BZ-80S 3.5x - 90x Stereo Microscope
Petri Dish Fisher Scientific FB0875714
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra NDC 17033-211-38
Skin staples Ethicon PXR35 Proximate 35
Sterile cotton swabs Puritan 25-806 1WC
Sterile gauze sponges Fisher Scientific 22-037-902
Surgical Scissors World Precision Instruments 1962C Metzenbaum Scissors
University of Wisconsin Buffer (Servator B) S.A.L.F S.p.A. 6484A1 Stored at 4 °C

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
  2. Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
  3. Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
  4. Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
  5. Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
  6. Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
  7. Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271 (2017).
  8. Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
  9. Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
  10. Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
  11. Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
  12. Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
  13. Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, SUPPL. 1 (2000).
  14. El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
  15. Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
  16. Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
  17. Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
  18. Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, Clifton, N.J. 257-273 (2021).
  21. Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
  22. Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
  23. Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
  24. Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
  25. Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
  26. Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
  27. Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
  28. Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
  29. Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, SUPPL. 2 (1995).
  30. O'Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
  31. Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
  32. Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
  33. Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
  34. Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
  35. Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
  36. Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).

Tags

Medicin udgave 175
En forenklet model til heterotopisk hjerteventiltransplantation hos gnavere
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Hill, M. A., Kwon, J. H., Gerry, B., … More

Hill, M. A., Kwon, J. H., Gerry, B., Kavarana, M., Nadig, S. N., Rajab, T. K. A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents. J. Vis. Exp. (175), e62948, doi:10.3791/62948 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter