Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Оценка производства глюкозы в печени в мышиной модели синдрома поликистозных яичников

Published: March 5, 2022 doi: 10.3791/62991

Summary

Это исследование описывает прямое измерение производства глюкозы в печени в мышиной модели синдрома поликистозных яичников с использованием стабильного изотопного индикатора глюкозы через хвостовую вену как натощак, так и в богатых глюкозой состояниях в тандеме.

Abstract

Синдром поликистозных яичников (СПКЯ) является распространенным заболеванием, которое приводит к нарушениям метаболизма глюкозы, таким как резистентность к инсулину и непереносимость глюкозы. Дисрегулируемый метаболизм глюкозы является важным проявлением заболевания и является залогом его патогенеза. Поэтому исследования, включающие оценку метаболизма глюкозы при СПКЯ, имеют первостепенное значение. Очень немногие исследования количественно оценивали производство глюкозы в печени непосредственно в моделях СПКЯ с использованием нерадиоактивных индикаторов глюкозы. В этом исследовании мы обсудим пошаговые инструкции по количественной оценке скорости производства глюкозы в печени в мышиной модели СПКЯ путем измерения обогащения M+2 [6,6-2H2]глюкозы, стабильного изотопного индикатора глюкозы, с помощью газовой хроматографии - масс-спектрометрии (GCMS). Эта процедура включает в себя создание стабильного изотопного раствора индикатора глюкозы, использование катетера хвостовой вены и инфузию индикатора глюкозы как в состоянии натощак, так и в состояниях, богатых глюкозой, у одной и той же мыши в тандеме. Обогащение [6,6-2H2]глюкозы измеряют с использованием производного пентаацетата в GCMS. Этот метод может быть применен к широкому спектру исследований, включающих прямое измерение скорости производства глюкозы в печени.

Introduction

Синдром поликистозных яичников (СПКЯ) является распространенным расстройством, встречающимся у 12%-20% женщин репродуктивного возраста1,2. Это сложное заболевание, приводящее к переменным фенотипам, включающим поликистоз яичников, нерегулярные менструации и клинические или лабораторные доказательства гиперандрогении, и обычно диагностируется, когда женщина соответствует двум из трех критериев3. Преобладающим аспектом СПКЯ и ключевым фактором его патогенеза являются метаболические нарушения, которые обнаруживаются у женщин, страдающих этим заболеванием. Женщины с СПКЯ имеют более высокие показатели резистентности к инсулину, непереносимости глюкозы, ожирения и метаболического синдрома3,4,5,6. Инсулинорезистентность является не только проявлением заболевания, но и, как полагают, способствует его патогенезу, потенцируя действие лютеинизирующего гормона в яичнике, что приводит к увеличению выработки андрогенов7,8. Считается, что резистентность к инсулину имеет несколько возможных истоков, но исследования показывают, что это может быть связано с аномальными паттернами передачи сигналов рецепторов инсулина9,10. Исследования оценивали резистентность к инсулину у пациентов с СПКЯ с использованием метода золотого стандарта гиперинсулинемико-эугликемического зажима11,12,13,14,15. Женщины с СПКЯ, независимо от ИМТ, имеют более высокие уровни резистентности к инсулину по сравнению с контрольной группой. Инсулиновый контроль над выработкой глюкозы нарушается при нарушениях инсулинорезистентности, приводящих к избыточной выработке глюкозы. Например, у больных сахарным диабетом повышены показатели глюконеогенеза и нарушено подавление гликогенолиза16. Кроме того, нарушение подавления выработки глюкозы наблюдалось у крыс с диабетом17. Хотя исследования зажима могут дать измерение резистентности к инсулину, немногие исследования при СПКЯ сосредоточены на прямом измерении производства глюкозы в состоянии голодания и кормления. Это требует использования нерадиоактивного изотопного индикатора глюкозы и инфузии и измерения с помощью масс-спектрометрии.

Животные модели широко используются в исследованиях СПКЯ. Как худые, так и тучные модели СПКЯ были созданы путем введения андрогенов пренатально, препубертально или постпубертально18. Модели Грызунов СПКЯ также демонстрируют метаболические различия по сравнению с их соответствующими контрольными группами. Предыдущие данные из нашей лаборатории продемонстрировали аномальные тесты на толерантность к глюкозе (ГТТ) в моделях мышей с СПКЯ (худые и тучные), что согласуется с литературой по СПКЯ человека19. Использование модели бережливого и тучного животного позволяет дополнительно исследовать метаболические различия. В частности, эта модель позволяет оценить скорость производства глюкозы непосредственно с использованием изотопных индикаторов глюкозы. Одним из наиболее часто используемых стабильных изотопных индикаторов глюкозы является [6,6-2H2]глюкоза. Обогащение [6,6-2H2] глюкозой может быть измерено с использованием производного пентаацетата, как описано ранее20.

В этом исследовании наша цель состояла в том, чтобы измерить скорость производства глюкозы в печени при голодании и богатом глюкозой состоянии у мышей с СПКЯ с использованием изотопной инфузии глюкозы. Эти методы могут быть применены к широкому спектру экспериментов, связанных с кинетикой глюкозы.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Все процедуры для животных были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Медицинского колледжа Бейлора.

1. Получение [6,6-2H2] глюкозы

  1. За день до процедуры приготовьте индикатор стабильного изотопа глюкозы в обычном физиологическом растворе. Для этого эксперимента [6,6-2H2] глюкоза использовалась в качестве индикатора для измерения скорости появления глюкозы в плазме.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом эксперименте измеряли выработку глюкозы во время голодания и условия, богатые глюкозой, поэтому изотоп глюкозы готовили в двух разных препаратах. Готовят растворы таким образом, чтобы конечная инфузионная доза была близка к 1 мг/(кг·мин) и 2 мг/(кг·мин) соответственно. Эти концентрации были оптимизированы несколькими предыдущими пилотными исследованиями.
  2. Готовят первый инфусат только с [6,6-2H2]глюкозой в качестве индикатора, чтобы представить состояние голодания, растворяя стерильную и свободную от пирогена [6,6-2H2]глюкозу в стерильном 0,9% растворе натрия хлорида.
  3. Готовят второй инфусат, растворяя оба [6,6-2H2]индикатора глюкозы вместе с неизотопной глюкозой (~20 мг/кг·мин) в стерильном 0,9% растворе хлорида натрия для имитации исходного состояния.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В настоящем эксперименте использовалась загрунтованная постоянная скорость инфузии [6,6-2H2] глюкозы при (~) 1,08 мг/(кг·мин) (состояние натощак) и (~) 1,9 мг/кг·мин (состояние, богатое глюкозой). Чтобы имитировать «состояние, богатое глюкозой», скорость инфузии D-глюкозы была установлена на уровне (~) 18,8 мг / (кг · мин).
  4. После приготовления растворов стерильно фильтруют растворы фильтром 0,22 мкм и хранят при 4 °C. Прогрейте растворы до комнатной температуры перед инфузией. Загрузите растворы на предварительно маркированные шприцы объемом 1 мл.
  5. Настройте насос для облегчения загрунтованной постоянной скорости инфузии первого инфузии (для базального состояния), содержащего только индикатор, и запрограммируйте насос для постоянной скорости инфузии изотопа при 150 мкл/ч в течение 3 ч.
  6. В конце 3-часового голодания заменить первый инфузионный шприц вторым инфузионным шприцем, содержащим изотопный индикатор и D-глюкозу (для моделируемого состояния кормления), и загрунтовать инфузию на интиальный 15 мин со скоростью 600 мкл/ч. Установите насос на постоянную скорость инфузии при 150 мкл/ч в течение дополнительных 3 ч.

2. Постановка инфузионных экспериментов

  1. Выньте мышей из их домашних клеток и поместите их в клетки для голодания за 3 часа до начала эксперимента. Для этого эксперимента была использована 4-месячная самка мышей из штамма C57BL/6J.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта процедура не требует анестезии до или во время процедуры, учитывая ее минимально инвазивный характер.
  2. Соберите оборудование для клетки, сгруппировав мышей в определенное количество мышей на инсулиновую помпу. Поместите перегородки поверх плоского, стабильного основания, чтобы сделать отдельные стойла для мышей. Важно иметь доступ к катетеру хвостовой вены для проведения инфузии, поэтому убедитесь, что в нижней части дверцы клетки есть выемка.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Клетки, показанные на видео, были сделаны специально для этого эксперимента. Клетки прозрачные и сделаны из оргстекла. Имеется плоское, стабильное основание (стандартное цеховое оборудование), на котором сидят перегородки. Эта установка состоит из нескольких частей, чтобы упростить настройку в нескольких различных средах в зависимости от высоты стола и потребностей экспериментатора. Дверь в клетку скользит, чтобы закрыться, и имеет выемку внизу, чтобы позволить хвосту пройти.
  3. Соберите шприцы объемом 1 мл, содержащие 1 мл базального инфузизата, а затем подключите к трубке инфузионного насоса с помощью полиэтиленовой трубки 0,28 мм ID x 0,61 мм.
  4. Подготовьте инфузионный насос, установив скорость до 150 мкл/ч, что является базальной скоростью.
  5. Нагрейте водяную баню до 48 °C.
  6. Подготовьте станцию введения катетера, прилегающую к водяной бане, содержащую 30 G 0,5-дюймовых игл, 0,3 мм ID x 0,64 мм силастическую трубку и 1-дюймовую прозрачную транспорную ленту.
  7. После 3 ч голодания начинают процесс введения катетера, который подробно описан ниже.

3. Установка катетера

  1. Выберите одну мышь и поместите ее в защищенный держатель с доступом к хвосту. Примером того, что использовать, является бутылка, разрезанная пополам с выемкой для хвоста. Поместите держатель на плоское основание. Поместите кусочную ленту на проксимальную часть хвоста, чтобы освободить место для введения катетера более дистально.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тип ленты, выбранный для этой задачи, должен иметь умеренную прочность и адгезионность. В этом эксперименте была использована многоцелевая бумажная этикетировочная лента, так как она мягкая и легко отслаивается.
  2. Подготовьте катетер (иглу 30 г, прикрепленную к 0,3 мм силастической трубке, и PE-10 стерилизовали газом), прикрепив его к шприцу объемом 1 мл, состерильным гепаринизированным физиологическим раствором. Аккуратно промыть катетер.
  3. Подведите мышь к водяной бане и вставьте хвост на водяную баню примерно на 30-45 с. Это помогает расширить сосудистую систему хвоста для установки катетера.
  4. Выполните установку катетера в стерильных условиях. Как только хвост прогреется, очистите хвост бензалконием и поместите небольшой медный, беззубый зажим аллигатора, который ранее был контурирован по форме хвоста, в виде жгута на проксимальном конце хвоста. Визуализируйте боковую хвостовую вену под увеличительным стеклом, а затем осторожно вставьте катетер в хвостовую вену и выведите иглу. Осторожно промойте раствор, чтобы обеспечить проходимость катетера.
  5. Оберните кусок 1-дюймовой транспорной ленты вокруг места введения, чтобы закрепить катетер. Снимите небольшой жгут с хвоста.

4. Инфузионная установка и первая инфузия

  1. Поместите мышь в ее индивидуальную клетку и закройте раздвижную дверь, убедившись, что хвост выступает через выемку и остается за пределами клетки.
  2. Поместите дополнительный кусок ленты на весь катетер и хвост, чтобы закрепить его на опорной пластине клетки. Для этого шага использовалась многоцелевая цветная этикеточная лента.
  3. Отсоедините смыв от катетера хвостовой вены и поместите небольшой зажим на силастическую трубку катетера, чтобы предотвратить обратный поток при подключении инфузионной линии от насоса.
  4. После надежного соединения снимите зажим и промывайте грунтовочным раствором, который состоит из настоя. Убедитесь, что раствор прозрачен в трубке и не окрашен кровью.
  5. Запишите время начала инфузии, чтобы убедиться, что она длится в течение общего времени примерно 3 ч. Если несколько клеток используются одновременно, их следует расположить в шахматном порядке, чтобы эффективно управлять временем инфузии.
  6. Как только линии инфузии будут отмечены, что они функционируют должным образом, снимите крышку с мыши. Разместите стандартную постельную принадлежность вокруг мыши.
  7. Начните инфузию с первого инфузии, содержащего индикатор, и запускайте его в течение 3 ч непрерывно. В течение всей инфузии продолжайте проверять самочувствие мышей, а также линии инфузии. Убедитесь, что инфузионная трубка надежно закреплена и что нет утечек из точек подключения линии.

5. Забор крови

  1. После того, как первая инфузия завершена, остановите инфузию, поместите зажим на силастическую трубку на катетере, чтобы предотвратить обратный поток. Осторожно извлеките мышей из их вольеров, не нарушая катетер, чтобы собрать кровь. Поместите их в место рядом с клетками для забора крови. Для этого эксперимента мыши подверглись венипунктуре щек с использованием 4-миллиметрового ланцета.
  2. Соберите ~75 мкл крови в нужном флаконе. Для депротеинизации образцов при подготовке к масс-спектрометрии добавляют примерно 15 мкл крови к 500 мкл ацетона. Оставшаяся кровь может быть использована для проверки уровня глюкозы в крови с помощью глюкометра и / или центрифугирована для разделения плазмы для будущих гормональных анализов.

6. Второй настой

  1. Удалите инфузии из шприцевых насосов, отсоединив трубку от шприцев, и замените ее вторым инфузитом, содержащим индикатор вместе с глюкозой. Повторите шаги с 4.2 по 4.7, используя богатую глюкозой изотопную инфузию глюкозы.
    1. Чтобы достичь устойчивого состояния, запускают болюс второго инфузии со скоростью 600 мкл/ч в течение 15 мин. Обратите внимание на время начала для каждой группы клеток. Уменьшите скорость инфузии до 150 мкл/ч до завершения 3 ч общего времени инфузии.
  2. Повторите шаги 5.1 и 5.2.
  3. Остановите инфузионный насос и аккуратно удалите катетер хвостовой вены, надавите на участки катетера до тех пор, пока кровотечение не прекратится, и верните мышей в их домашние клетки.
  4. Тщательно продезинфицируйте и продезинфицируйте клетку стандартным мылом и водой.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это процедура выживания. Мышей можно вернуть в клетки и содержать для дальнейших переживаний, если это необходимо. Рекомендуется, чтобы дальнейшее переживание не проводилось в течение по крайней мере недели после этой процедуры, чтобы обеспечить адекватное благополучие животных.

7. Масс-спектрометрия

  1. Отправьте образцы для масс-спектрометрии.
  2. Анализировать
    1. Измеряют изотопное обогащение [6,6-2Н2]глюкозы методом газхроматографии - масс-спектрометрии (ГКМС) с использованием производного пентаацетата21,22. Вкратце, этот метод включает в себя получение пентаацетатного производного глюкозы с последующим анализом образца с использованием GCMS 20,22.
  3. Расчеты
    1. Выполняйте все кинетические измерения в установившихся условиях. Общая скорость появления глюкозы в плазме (глюкоза Ra) была рассчитана на основе обогащения M+2 [6,6-2H2]глюкозы в плазме с использованием установленных уравнений разбавления изотопов21. В установившихся условиях предполагается, что скорость появления глюкозы равна скорости исчезновения глюкозы. Скорость эндогенной выработки глюкозы (мг/(кг·мин)) (GPR) = глюкозаRa - экзогенная глюкоза.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Используя ранее описанные уравнения разбавления изотопов, общая скорость глюкозы в плазме (глюкозаRa) была рассчитана из обогащения M+2 [6,6-2H2]глюкозой в условиях голодания и богатых глюкозой состояний с использованием производного пентаацетата21. В стационарных условиях предполагается, что скорость появления глюкозы равна скорости исчезновения глюкозы. В контрольной группе общая глюкозаRa составляла 19,98 ± 2,53 мг / (кг · мин) после 6 ч натощак и 25,80 ± 1,76 мг / (кг · мин) в условиях, богатых глюкозой. Используя расчет, приведенный выше, георадар составлял 19,08 ± 2,53 мг/(кг·мин) после 6 ч натощак и 8,56 ± 1,40 мг/(кг·мин)) в условиях, богатых глюкозой (таблица 1 и рисунок 1).

Figure 1
Рисунок 1: Скорость производства глюкозы в условиях голодания и богатых глюкозой Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Пост Богатый глюкозой
(среднее ± SD) (среднее ± SD)
Глюкоза Ra, мг/(кг.мин) 19.98 ± 2.53 25.80 ± 1.76
Георадар, мг/ (кг.мин) 19.08 ± 2.53 8.56 ± 1.40
РА, норма появления глюкозы; Георадар, скорость производства глюкозы

Таблица 1: Ра и георадар в условиях голодания и богатых глюкозой состояний

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Гипергликемия и аномальный метаболизм глюкозы / гомеостаз являются особенностями СПКЯ. Уровень глюкозы в крови поддерживается комбинацией глюкозы из рациона и производства глюкозы посредством гликогенолиза и глюконеогенеза и гликогенеза под контролем гормонов и ферментов. Производство глюкозы в печени подавляется наличием повышенного уровня циркулирующей глюкозы. При нарушениях аномального метаболизма глюкозы нарушается регуляция подавления выработки глюкозы, что приводит к гипергликемии. В то время как многие исследования продемонстрировали косвенные измерения производства глюкозы в печени на животной модели СПКЯ, немногие измеряли производство глюкозы в печени напрямую. В этом исследовании мы описываем простой способ измерения скорости производства глюкозы в печени у нескольких мышей одновременно. Этот метод может быть применен ко многим исследованиям, связанным с метаболизмом глюкозы в различных моделях мышей. Кроме того, этот метод может служить основой, на которой могут быть применены дополнительные измерения, такие как измерение глюконеогенеза и гликогенолиза20,23.

Важнейшими компонентами этого эксперимента являются введение катетера и определение точных измерений [6,6-2H2] глюкозы и естественной глюкозы при создании инфузионных растворов для адекватного выполнения GCMS. Используемая техника введения катетера описана Marini et al. 200624. Хотя существуют инвазивные методы введения инфузий и отбора проб с помощью катетеров сонной артерии и яремной вены25,26,27, введение минимально инвазивного катетера хвостовой вены достигает тех же целей менее инвазивным и менее трудоемким способом. Хотя в каждую хвостовую вену могут быть помещены два катетера, один для инфузии и один для отбора проб, мы использовали один катетер для инфузии, а затем выполнили отбор проб с помощью венипункции щек, поскольку было только две временные точки для отбора проб. Однако, если исследование включало несколько временных точек для отбора проб, введение второго катетера хвостовой вены может помочь облегчить это28.

Точные измерения имеют решающее значение для расчетов, включающих масс-спектрометрию, для обеспечения точных результатов. Мы использовали индикатор глюкозы для измерения внешнего вида глюкозы [6,6-2H2]глюкозы21. Хотя другие нерадиоактивные индикаторы были использованы в других исследованиях, это стабильный изотоп, который обычно используется в нашей лаборатории20. Стабильные индикаторы глюкозы предпочтительнее радиоактивных индикаторов глюкозы из-за улучшенного профиля безопасности, естественного присутствия, отсутствия периода полураспада, влияющего на время исследования, и способности комбинировать различные индикаторы29. Выбор трассировщика зависит от усмотрения и опыта исследователей, выполняющих исследование.

Существуют некоторые ограничения этого исследования, в том числе техническая потребность в процедуре. Однако, по сравнению с более инвазивными методами катетеризации (то есть катеринизацией сонной артерии и наружной яремной вены), этот метод является простым, эффективным и менее болезненным. При использовании двух катетеров для задних вен поступали сообщения об ошибочных значениях обогащения от инфузии, мешающих катетеру для отбора проб24. Однако в большинстве исследований необходимость в нескольких образцах не оправдана, поскольку известно стационарное состояние. Наконец, хотя масс-спектрометрия дает точные измерения, она требует дополнительных навыков, опыта и затрат.

В этом исследовании мы описываем простой и точный способ измерения скорости общего производства глюкозы в печени в модели мыши с СПКЯ. Этот метод должен служить основой для многочисленных исследований с участием метаболизма глюкозы мышиных моделей.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторам нечего раскрывать.

Acknowledgments

Эта работа была поддержана учебными грантами Департамента акушерства и гинекологии Медицинского колледжа Бейлора (ALG) и исследовательским грантом R-01 (грант No DK114689) для CSB, SC и JM от Национальных институтов здравоохранения.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% sodium chloride solution McKesson 275595
10 mL BD Luer-Lok tip syringe VWR 75846-756 Two syringes per animal (one for isotopic glucose solution, one for glucose-rich isotopic solution)
1-inch clear transpore tape 3M 70200400169
1-inch Labeling tape Fisher GS07F161BA Brand is example
5 mL syringe containing heparanized saline flush McKesson 191-MIH-2235 One can also prepare a heparin flush solution (10 units/mL heparin in 0.9% sodium chloride)
5 mm Medipoint Goldenrod animal lancets Fisher Scientific NC9891620 5 mm if animal is between 2 and 6 months
Acetone Sigma-Aldrich 650501
Advanced hot plate stirrer VWR 97042-602 Brand is example
BD 27 gauge 0.5 inch needles Health Warehouse A283952
BD 30 gauge 0.5 inch needles Medvet 305106
BD Intramedic Polyethylene (PE) tubing 0.28 mm ID x 0.61 mm VWR 63019-004
BD Intramedic Polyethylene (PE) tubing 0.28 mm ID x 0.61 mm VWR 63019-004
Beaker, 1000 mL Any brand
Caging pellets
Clear VOA glass vials with closed-top cap Fisher Scientific 05-719-120 For storage of acetone and blood draw samples
Copper toothless alligator clamp for tourniquet Amazon Any Brand; smooth toothless alligator clips made of solid copper
D-(+)-glucose >99.5% Sigma-Aldrich G8270
D-glucose (6,6-D2, 99%) Cambridge Isotope Laboratories, Inc. DLM-349-PK
Dow Corning silastic tubing 0.3 mm ID x 0.64 mm OD VWR 62999-042
Magnifying glass Amazon Any brand; similar to LANCOSC Magnifying Glass with Light and Stand
Microbalance Ohaus Adventurer Pro AV264C Any similar model with 0.0001g accuracy can be used
Nalgene bottle, 500 mL Sigma-Aldrich B0158-12EA Or any Similar brand; saw in half (including lid) and cut tail-sized notch in the bottom
PHD Ultra multi-syringe pump Harvard Apparatus 70-3024A
Plexiglass sheet Any brand; to stabalize mouse during catheter insertion
Plexiglass sheets and dividers Any brand; used to cage mice during infusion

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. March, W. A., et al. The prevalence of polycystic ovary syndrome in a community sample assessed under contrasting diagnostic criteria. Human Reproduction. 25 (2), 544-551 (2009).
  2. Yildiz, B. O., et al. Prevalence, phenotype and cardiometabolic risk of polycystic ovary syndrome under different diagnostic criteria. Human Reproduction. 27 (10), 3067-3073 (2012).
  3. Rotterdam ESHRE/ASRM-Sponsored PCOS Consensus Workshop Group . Revised 2003 consensus on diagnostic criteria and long-term health risks related to polycystic ovary syndrome. Fertility and Sterility. 81 (1), 19-25 (2004).
  4. Goodarzi, M. O., et al. Polycystic ovary syndrome: etiology, pathogenesis and diagnosis. Nature Reviews. Endocrinology. 7 (4), 219-231 (2011).
  5. Azziz, R. Introduction: Determinants of polycystic ovary syndrome. Fertility and Sterility. 106 (1), 4-5 (2016).
  6. Baskind, N. E., Balen, A. H. Hypothalamic-pituitary, ovarian and adrenal contributions to polycystic ovary syndrome. Best Practice and Research. Clinical Obstetrics & Gynaecology. 37, 80-97 (2016).
  7. Burghen, G. A., Givens, J. R., Kitabchi, A. E. Correlation of hyperandrogenism with hyperinsulinism in polycystic ovarian disease. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 50 (1), 113-116 (1980).
  8. Bremer, A. A. Polycystic ovary syndrome in the pediatric population. Metabolic Syndrome and Related Disorders. 8 (5), 375-394 (2010).
  9. Dunaif, A., et al. Excessive insulin receptor serine phosphorylation in cultured fibroblasts and in skeletal muscle. A potential mechanism for insulin resistance in the polycystic ovary syndrome. The Journal of Clinical Investigation. 96 (2), 801-810 (1995).
  10. Højlund, K., et al. Impaired insulin-stimulated phosphorylation of Akt and AS160 in skeletal muscle of women with polycystic ovary syndrome is reversed by pioglitazone treatment. Diabetes. 57 (2), 357-366 (2008).
  11. Moghetti, P., et al. Divergences in insulin resistance between the different phenotypes of the polycystic ovary syndrome. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 98 (4), 628-637 (2013).
  12. Ovalle, F., Azziz, R. Insulin resistance, polycystic ovary syndrome, and type 2 diabetes mellitus. Fertility and Sterility. 77 (6), 1095-1105 (2002).
  13. Dunaif, A., et al. Profound peripheral insulin resistance, independent of obesity, in polycystic ovary syndrome. Diabetes. 38 (9), 1165-1174 (1989).
  14. Hutchison, S. K., et al. Effects of exercise on insulin resistance and body composition in overweight and obese women with and without polycystic ovary syndrome. The Journal of Clinical Endocrinology Metabolism. 96 (1), 48-56 (2011).
  15. Stepto, N. K., et al. Women with polycystic ovary syndrome have intrinsic insulin resistance on euglycaemic-hyperinsulaemic clamp. Human Reproduction. 28 (3), 777-784 (2013).
  16. Basu, R., Schwenk, W. F., Rizza, R. A. Both fasting glucose production and disappearance are abnormal in people with "mild" and "severe" type 2 diabetes. American Journal of Physiology, Endocrinology and Metabolism. 287 (1), 55-62 (2004).
  17. Blesson, C. S., et al. Sex dependent dysregulation of hepatic glucose production in lean Type 2 diabetic rats. Frontiers in Endocrinology. 10, Lausanne. 538 (2019).
  18. Caldwell, A. S., et al. Characterization of reproductive, metabolic, and endocrine features of polycystic ovary syndrome in female hyperandrogenic mouse models. Endocrinology. 155 (8), 3146-3159 (2014).
  19. Chappell, N. R., et al. Prenatal androgen induced lean PCOS impairs mitochondria and mRNA profiles in oocytes. Endocrine Connections. 9 (3), 261-270 (2020).
  20. Chacko, S. K., et al. Measurement of gluconeogenesis using glucose fragments and mass spectrometry after ingestion of deuterium oxide. Journal of Applied Physiology. 104 (4), 944-951 (2008).
  21. Bier, D. M., et al. Measurement of "true" glucose production rates in infancy and childhood with 6,6-dideuteroglucose. Diabetes. 26 (11), 1016-1023 (1977).
  22. Chacko, S. K., Sunehag, A. L. Gluconeogenesis continues in premature infants receiving total parenteral nutrition. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 95 (6), 413-418 (2010).
  23. Chacko, S. K., et al. Effect of ghrelin on glucose regulation in mice. American Journal of Physiology, Endocrinology and Metabolism. 302 (9), 1055-1062 (2012).
  24. Marini, J. C., Lee, B., Garlick, P. J. Non-surgical alternatives to invasive procedures in mice. Laboratory Animals. 40 (3), 275-281 (2006).
  25. Jacobs, J. D., Hopper-Borge, E. A. Carotid artery infusions for pharmacokinetic and pharmacodynamic analysis of taxanes in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51917 (2014).
  26. Ayala, J. E., et al. Hyperinsulinemic-euglycemic clamps in conscious, unrestrained mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (57), e3188 (2011).
  27. Kmiotek, E. K., Baimel, C., Gill, K. J. Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (70), e3739 (2012).
  28. Marini, J. C., Lee, B., Garlick, P. J. In vivo urea kinetic studies in conscious mice. The Journal of Nutrition. 136 (1), 202-206 (2006).
  29. Choukem, S. -P., Gautier, J. -F. How to measure hepatic insulin resistance. Diabetes Metabolism. 34 (6), Pt 2 664-673 (2008).

Tags

Медицина Выпуск 181 Производство глюкозы в печени СПКЯ Изотопная инфузия глюкозы Резистентность к инсулину Инфузия хвостовых вен
Оценка производства глюкозы в печени в мышиной модели синдрома поликистозных яичников
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Gannon, A. L., Chacko, S. K.,More

Gannon, A. L., Chacko, S. K., Didelija, I. C., Marini, J. C., Blesson, C. S. Evaluation of Hepatic Glucose Production in a Polycystic Ovary Syndrome Mouse Model. J. Vis. Exp. (181), e62991, doi:10.3791/62991 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter