Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Местное применение Биоанализ для количественной оценки токсичности инсектицидов для комаров и плодовых мух

Published: January 19, 2022 doi: 10.3791/63391
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 2, 1
1Center for Evolution and Medicine, School of Life Sciences, Arizona State University, 2United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Center for Medical, Agricultural and Veterinary Entomology

Summary

Мы описываем методологию и важность местного применения биоанализа для измерения восприимчивости к инсектицидам у комаров и плодовых мух. Представленный анализ является высокопроизводительным, использует массу насекомых, что позволяет рассчитать массу релятивизированной смертельной дозы вместо концентрации и, вероятно, имеет более низкую изменчивость, чем другие подобные методы.

Abstract

Продолжающееся использование инсектицидов для общественного здравоохранения и сельского хозяйства привело к широкому распространению устойчивости к инсектицидам и затруднению методов борьбы. Эпиднадзор за устойчивостью к инсектицидам популяций комаров обычно осуществляется с помощью центров по контролю и профилактике заболеваний (CDC) бутылочных биоанализов или пробных тестов Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ). Однако эти методы могут привести к высокой степени изменчивости данных о смертности из-за переменного контакта инсектицидов с насекомым, относительно небольшого числа протестированных организмов, обширных колебаний массы между популяциями и постоянно меняющихся условий окружающей среды, что приводит к переменным результатам. В этой статье представлен актуальный прикладной биоанализ, адаптированный в качестве высокопроизводительного фенотипического биоанализа как для комаров, так и для плодовых мух, для тестирования большого количества насекомых в диапазоне концентраций инсектицидов.

Этот анализ 1) обеспечивает постоянную обработку и контакт инсектицидов с каждым организмом, 2) дает высокоспецифичные кривые «доза-реакция», которые учитывают различия в средней массе между штаммами и полами (что особенно важно для организмов, собранных в полевых условиях), и 3) позволяет рассчитывать статистически строгие средние смертельные дозы (LD50). ), которые необходимы для сравнения соотношения резистентности - альтернативный подход к эпиднадзору за смертностью от диагностических доз, который также используется для эпиднадзора за устойчивостью к ларвицидам. Этот анализ будет дополнительным инструментом для точного фенотипирования популяций комаров и, как показано на примере плодовых мушек, легко адаптируется для использования с другими насекомыми. Мы утверждаем, что этот анализ поможет заполнить пробел между генотипической и фенотипической устойчивостью к инсектицидам у нескольких видов насекомых.

Introduction

Комары несут ответственность за более чем 700 000 смертей каждый год из-за болезней, которые они передают людям, причем более половины этих смертей вызваны только малярией1. Основным профилактическим методом против передачи малярии и других трансмиссивных болезней является использование инсектицидов, часто в форме инсектицидных сеток длительного пользования или остаточного распыления внутри помещений2. Однако устойчивость к инсектицидам широко распространена среди комаров и других насекомых-переносчиков, а также сельскохозяйственных вредителей 3,4. Для эффективного управления сопротивлением эпиднадзор имеет ключевое значение5. Для этого необходимы высокоточные и высокопроизводительные методы обнаружения сопротивления. В настоящее время наиболее распространенными инструментами эпиднадзора за устойчивостью комаров к инсектицидам являются тест6 в трубке ВОЗ и биоанализ из бутылок CDC7. Для плодовых мушек метод остаточного контактного применения (аналогичный биоанализу бутылки CDC) представляет собой широко используемый биоанализ инсектицидов 8,9,10. Тем не менее, вариабельность данных этих методов, как правило, высока, причем измерения одного и того же лабораторного штамма комаров варьируются от ~ 20-70% смертности в анализах бутылок CDC и 0-50% в пробных тестах ВОЗ при воздействии сублетальных доз11. Такая вариация удивительна, поскольку ожидается, что ограниченная генетическая изменчивость большинства лабораторных штаммов приведет к ограниченной изменчивости восприимчивости к инсектицидам в популяции. Тем не менее, по-прежнему наблюдается высокий уровень вариаций в результатах биоанализа.

Потенциальные источники этой изменчивости могут быть результатом гетерогенного воздействия инсектицидов между образцами в рамках биоанализа из-за косвенного воздействия инсектицидов через поверхность, гетерогенного воздействия окружающей среды, нормальной биологической изменчивости между особями одного и того же генотипа и изменения массы образцов одной и той же популяции12. . Редко используемым методом с более высокой воспроизводимостью является топический прикладной биоанализ. В этом анализе инсектицид наносится непосредственно на каждое насекомое13,14, устраняя фактор гетерогенного воздействия различных образцов в пределах одного и того же анализа. Однако из-за медленной пропускной способности этого метода он обычно не используется в качестве инструмента наблюдения за восприимчивостью к инсектицидам для популяций комаров. В данной работе представлен модифицированный протокол для местного применения биоанализа, который позволяет проводить воздействия с более высокой пропускной способностью, а также корректирует изменение массы насекомых, параметр, который коррелирует с изменениями восприимчивости к инсектицидам12. Снижение уровня шума и связанных с массой колебаний данных о смертности в результате переменного воздействия инсектицидов позволило бы обеспечить более точный технический эпиднадзор за устойчивостью 11,15. Такие данные могут быть использованы для более точного связывания фенотипической резистентности с генетическими маркерами, параметрами приспособленности и/или векторной компетентностью. Кроме того, мы демонстрируем, как этот анализ может быть легко адаптирован к другим видам насекомых, используя биоанализ местного применения на плодовых мухах, видах насекомых с меньшим телом.

Основным ограничением вышеупомянутых применений остаточного контакта является то, что воздействие инсектицидов может варьироваться от образца к образцу в пределах одного и того же анализа. В случае биоанализов в бутылках CDC и контактного метода воздействие инсектицидов может варьироваться между репликами одного и того же анализа. Насекомые подвергаются воздействию инсектицида, который либо распределяется на внутренней стороне стеклянной бутылки (метод биоанализа и контакта с бутылками CDC), либо на пропитанной бумаге (тест пробирки ВОЗ). Концентрация инсектицида на обеих поверхностях (стеклянной и бумажной) известна и предопределена путем скрининга различных видов известных генотипов. Однако количество, потенциально поглощаемое насекомым, может сильно варьироваться в зависимости от используемой поверхности, компонентов смеси инсектицидов и того, насколько однородно инсектицид распределен по поверхностному материалу16,17. В биоанализе бутылки CDC инсектицидное покрытие на внутренней стороне бутылки зависит от процедур, используемых каждой лабораторией и пользователем. В пробирке ВОЗ обработанные инсектицидами бумаги производятся централизованно и, таким образом, скорее всего, довольно однородны в разных лабораториях. Однако в пробке ВОЗ экспозиционная трубка позволяет образцам приземляться и опираться на металлическую сетку, не подвергающуюся воздействию инсектицидов, что приводит к потенциальному воздействию гетерогенных инсектицидов среди образцов в рамках каждого теста. Фактическое количество инсектицида, собранного и поглощенного образцами с помощью каждого метода, еще предстоит изучить18.

Кроме того, биоанализ бутылки CDC, тест ВОЗ в пробирке и контактный метод чаще всего используются в качестве пороговых анализов, проверяющих только одну заранее определенную концентрацию инсектицида. Этот подход может точно обнаружить наличие резистентности и полезен для наблюдения за устойчивостью (особенно когда устойчивость распространяется). Тем не менее, пороговые анализы не могут количественно оценить силу сопротивления, что может быть более прогностическим для эффективности инструментов вмешательства. Если с этими методами используются множественные концентрации инсектицидов, то они могут быть использованы в качестве анализов интенсивности. Анализ интенсивности для биоанализа в бутылке CDC и теста ВОЗ в пробирке был введен путем тестирования в 5 и 10 раз больше предопределенных дискриминирующих дозировок для устранения этого разрыва в эпиднадзоре 6,19. Обеспечивая большую способность дифференцировать резистентные популяции, 3-5 (предопределенные) дозы обеспечивают ограниченное разрешение для расчета летальных концентраций. Кроме того, в таких анализах используются комары различных размеров. Тем не менее, массу важно измерить, поскольку более крупным образцам может потребоваться более высокая доза для уничтожения, поскольку эффективная доза на единицу массы будет намного ниже, чем у меньшего организма12. Расчет релятивизированной массы смертельной дозы (количество инсектицида на массу насекомого) был бы более полезным показателем, чем более распространенная смертельная концентрация (например, количество инсектицида на площадь поверхности), поскольку он учитывает различия массы насекомых между полами, популяциями и генотипами. Такие данные помогут заполнить пробел между генотипической и фенотипической устойчивостью в лаборатории и на местах, а также могут обеспечить простой способ расчета необходимой концентрации для обработки популяции насекомых известной средней массы.

Использование массово-релятивизированных смертельных доз, которые убивают 50% образцов (LD50), также включает в себя несколько других преимуществ. Оценка токсичности конкретного соединения в мг/кг (= нг/мг) является стандартной в токсикологии человека и ветеринарии14, а значения LD50 указаны в паспортах безопасности материалов. Смертельные дозы также позволяют напрямую сравнивать токсичность различных химических веществ по отношению к определенному виду или одного и того же химического вещества к различным видам20, а также высококачественную оценку новых инсектицидов и химических веществ13. Кроме того, LD50 может обеспечить более значимые и точные соотношения резистентности, чем те, которые получены из результатов смертности от диагностических доз, что может привести к переоценке уровня резистентности, присутствующего в популяции. Таким образом, этот анализ будет подходить для рутинных программ эпиднадзора, обеспечивая более строгий мониторинг резистентности на основе массовых релятивизированных смертельных доз, полученных из большего количества образцов, чем рекомендовано для других биоанализов21.

Метод местного применения был использован в эпиднадзоре за восприимчивостью к инсектицидам у комаров и мух в качестве альтернативы стандартным биоанализам на восприимчивость к инсектицидам, когда устойчивость уже известна или подозревается22,23, а также для наблюдения за некоторыми насекомыми-вредителями24 для более точной оценки профилей устойчивости и внутренней токсичности инсектицидов21 . При местном применении биоанализа инсектицид наносится на каждый организм, что приводит к минимальным изменениям в воздействии инсектицидов. В настоящем документе представлен слегка адаптированный и улучшенный метод, который позволяет применять инсектицидное воздействие на большое количество насекомых в течение короткого периода времени, а также контролировать массу насекомых22. Этот высокопроизводительный метод с хорошими уровнями воспроизводимости может стать полезным дополнительным инструментом для рутинного эпиднадзора за восприимчивостью к инсектицидам.

Protocol

ПРИМЕЧАНИЕ: Инсектициды могут вызывать опасность для человека, животных и окружающей среды25. Осторожность, обучение и средства индивидуальной защиты настоятельно рекомендуются. Обязательно следуйте паспортам безопасности материалов для всех используемых инсектицидов и растворителей.

1. Задние образцы

  1. Задние 3-5-дневные взрослые комары.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В приведенном ниже протоколе отражены условия выращивания Aedes aegypti в строгом соответствии с руководящими принципами26 Продовольственной и сельскохозяйственной организации Объединенных Наций.
    1. Задние комары всех стадий жизни при 27 ± 1 °C и 75 ± 5% относительной влажности при 12:12 ч при светлом и темном круговороте.
    2. Вылупляйте яйца комаров, погружая их в деионизированную воду и добавляя дрожжи26, или поместите погруженные яйца в вакуумную камеру на 30 минут.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Оба метода уменьшают содержание кислорода в воде и увеличивают вылупление27.
    3. Кормите только что вылупившихся личинок рыбной пищей (или эквивалентной диетой, такой как земляной кошачий киббл) в лотках и поддерживайте плотность личинок как можно более одинаковой между лотками, поскольку плотность личинок влияет на развитие12 (например, 200-250 личинок на лоток, содержащий в общей сложности 1,5 л воды).
    4. Кормите личинок через день до тех пор, пока они не достигнут стадии куколки (примерно 7-10 дней), увеличивая количество пищи по мере необходимости.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Когда их кормят слишком мало, рост личинок будет замедлен, и личинки могут есть друг друга. При слишком большом кормлении личинки могут погибнуть, в результате чего вода загрязнится.
    5. Как только куколки разовьются, ежедневно переносите их в миску для воды во взрослых клетках от комаров и введите 10% раствор сахарозы ad libitum.
    6. Запишите первый день появления взрослых особей. Удалите оставшихся куколок из клетки через 2 дня после начала всходов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Самцы комаров появляются быстрее. Обратите внимание на появление самцов и самок отдельно и убедитесь, что для каждого теста доступно достаточное количество самцов и самок.
    7. Подождите 3 дня после удаления куколок, чтобы достичь 3-5-дневных комаров для тестирования.
  2. Задние плодовые мухи (свободно следуя протоколам Цюрихского университета28).
    1. Задние штаммы дрозофилы в стандартных бутылках при 23 ± 1 ° C и 60 ± относительной влажности 5% при светлом и темном цикле 12:12 ч.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Бутылки с запасами дрозофилы должны содержать 75 мл стандартной мучной среды, которую сначала выливают в виде жидкости на дно бутылок, а затем дают затвердеть в течение ночи.
    2. Перемещайте колонии в новые бутылки со свежими продуктами каждые две недели, чтобы предотвратить перенаселение и рост плесени. Для этого сбивайте мух с помощью ручного дозатора углекислого газа (CO2), перекладывайте обезболенных мух в бумагу для взвешивания на пакете со льдом или охлаждающем столе и смачивайте мух в свежую бутылку с бульоном, используя кисть с мелким наконечником. Обязательно держите бутылки на боках во время этого процесса, чтобы мухи не упали в пищу и не утонули.

2. Подготовка составов инсектицидов с использованием гравиметрического подхода

  1. Сделайте первый запасной раствор в соответствии с гравиметрическим подходом, используя аналитическую шкалу с точностью 0,1 мг внутри вытяжного шкафа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Гравиметрический подход использует массу для измерения количества добавленных инсектицидов и растворителей. Стандартная практика (объемный подход) потребует аналитической шкалы для измерения количества (твердого) инсектицида, добавляемого при приготовлении первого запасного раствора; однако количество добавленного растворителя и все последующие разбавления измеряются только по объему. Гравиметрический подход имеет более высокий уровень точности и поэтому является предпочтительным.
    1. Определите целевую концентрацию инсектицида и целевой объем (максимум 10 мл рекомендуется при использовании конических трубок 15 мл для предотвращения разлива при хранении в морозильной камере) для первого запасного раствора и рассчитайте, сколько инсектицидного активного ингредиента (AI) добавить с помощью Eq (1):
       Equation 1 (1)
    2. Подготовьте трубку для хранения (коническая трубка 15 мл рекомендуется для больших объемов, 1,5 мл микроцентрифуги для винтовых колпачковых трубок рекомендуется для объемов 1 мл или менее) и этикетку с названием инсектицида и растворителя, целевой концентрацией и датой приготовления. Поместите трубку и крышку на весы в стойку или держатель и нанесите на весы.
    3. Взвесьте желаемое количество твердого или жидкого инсектицида AI, определенное из шага 2.1.1. (например, дельтаметрин, используемый для репрезентативных данных) в трубку и записывают массу.
    4. Нанесите накипь и добавьте желаемый объем растворителя (эквивалентный целевому объему) в трубку, немедленно закройте крышку и запишите массу. Закройте крышку трубки сразу после добавления растворителя (здесь используется ацетон), чтобы избежать испарения, и перемешайте раствор.
    5. Запишите температуру в помещении. Некоторые растворители, такие как ацетон, могут иметь значительные изменения в объеме (и, следовательно, плотности) в зависимости от температуры.
    6. При немедленном хранении заверните крышку трубки в парапленку (чтобы уменьшить испарение), поместите ее в стойку / держатель для трубок (чтобы сохранить в вертикальном положении и предотвратить утечку), накройте фольгой (чтобы предотвратить воздействие ультрафиолета), поместите ее в запечатываемый пластиковый пакет (чтобы уменьшить испарение) и поместите пакет в морозильную камеру при температуре -20 ° C. Если крышка не хранится немедленно, убедитесь, что крышка закреплена и покрыта фольгой или легким контейнером.
    7. Рассчитайте фактическую концентрацию исходного раствора (мг/мл) путем деления массы инсектицида AI, добавленного на объем добавленного растворителя (и объем инсектицида, добавленного в жидкой форме). Чтобы рассчитать объем добавленного растворителя (или жидкого инсектицида), разделите добавленную массу на известную плотность, соответствующую зарегистрированной температуре.
    8. Рассчитать плотность (г/мл) исходного раствора путем деления общей добавленной массы (инсектицида и растворителя) на общий добавленный объем (растворитель и инсектицид, если он находится в жидкой форме). См. шаг 2.1.7 для преобразования массы жидкости в объем.
  2. Последовательно разбавляйте исходный раствор стоковым путем 10% разведения. При необходимости используйте эти последовательные разведения для создания начальной кривой доза-реакция для определения целевого диапазона концентраций инсектицидов для биоанализа.
    1. Рассчитать объем раствора инсектицида и растворителя, добавляемого в каждую пробирку (например, 1 мл раствора инсектицида, разведенного в 9 мл растворителя для разбавления 10 мл на 10% от предыдущей концентрации).
    2. Вихрь стокового раствора в течение 10 с. Нанесите на весы предварительно маркированную первую разбавляющую трубку. Добавьте необходимый объем бульонного раствора в первую разбавляющую трубку с помощью пипетки. Немедленно закройте крышку обеих трубок и запишите массу в первую разбавляющую трубку.
    3. Снова проделайте первую разбавляющую трубку и добавьте необходимый объем растворителя. Немедленно закройте крышку, запишите массу добавленного растворителя и вихрь первого разбавления в течение 10 с.
    4. Повторите шаги 2.2.2 и 2.2.3 для остальных разбавлений.
    5. Хранить все разбавления, как описано выше на этапе 2.1.6.
    6. Рассчитать фактические концентрации разбавлений, выполнив этап 2.1.7.
    7. Рассчитать плотность каждого разбавления инсектицида, разделив общую добавленную массу (раствор инсектицида и растворитель) на общий добавленный объем (раствор инсектицида и растворитель). Для каждого последовательного разбавления используйте плотность предыдущего разбавления запасов инсектицидов для расчета плотности нового разбавления в соответствии с Eq (2):
      Equation 2 (2)
  3. Необязательно: Создание инсектицидных разведений с меньшими приращениями путем последовательного разбавления.
    1. Выберите концентрации и объемы каждого нового раствора для получения с помощью кривой доза-реакция начальных серийных разведений, предыдущих испытаний или опубликованной литературы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Выбранные концентрации должны приводить к диапазону смертности 0-100%, с минимум тремя концентрациями из этого диапазона, чтобы можно было провести анализ Пробита.
    2. Используйте серийные разбавления в качестве растворов для приготовления каждого нового разбавления и следуйте шагу 2.2 для создания новых разбавлений между 10-кратными разведениями.
  4. Необязательно: Аликвот раствор инсектицида. Если производятся большие объемы растворов инсектицидов, распределите растворы в трубки с винтовой крышкой 1,5 мл, чтобы избежать загрязнения, испарения и деградации исходных растворов от частого обращения и воздействия света.
    1. Aliquot растворы, начиная с самой низкой концентрации и работая в направлении самой высокой концентрации, чтобы уменьшить потенциальное загрязнение. Смешайте каждый раствор бульона, вихря в течение 10 с перед открытием и пипеткой нужного объема (например, 0,5 мл) в предварительно маркированную трубку с винтовой крышкой.
    2. Храните аликвоты в светостойком контейнере в морозильной камере при температуре -20 °C.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется регулярно (ежемесячно) заменять аликвоты небольшими новыми аликвотами, взятыми непосредственно из исходных разведений пестицидов. Это ограничит возможность переноса загрязнения на другие эксперименты или изменения из-за испарения или УФ-деградации во время использования образцов на стенде. Протокол может быть приостановлен здесь и перезапущен даже спустя годы, если растворы инсектицидов хранятся должным образом (см. шаг 2.1.6) и хранятся в морозильной камере -20 °C.
  5. Используйте постоянную маркерную ручку, чтобы пометить мениск перед хранением, чтобы контролировать испарение растворителя. При удалении раствора инсектицида для получения аликвот отмечают мениск каждый раз, когда раствор удаляется.

3. Подготовьте рабочее пространство для тематического применения биоанализа

ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется работать в настольной палатке для обработки насекомых для облегчения отлова убегающих комаров или мух. Смотрите дополнительный рисунок S1 для изображений палатки для обработки насекомых.

  1. Извлеките необходимые растворы инсектицидов из морозильной камеры, немедленно вихрь и поместите их в светостойкий контейнер при комнатной температуре, чтобы инсектициды нагрелись до комнатной температуры перед использованием.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Инсектицидные ИИ могут отделяться от растворителя при более низких температурах. Кроме того, объем ацетона изменяется с температурой, что может изменить применяемую дозу инсектицида. Смешивание растворов и предоставление им тепла до комнатной температуры помогает обеспечить консистенцию при использовании растворов инсектицидов.
  2. Изложите все необходимые инструменты и материалы для местного анализа применения в палатке для обработки насекомых, как указано в Таблице материалов.
  3. Очистите ствол шприца и иглу ацетоном аналитического класса, выполнив 5 промывок на ацетон аликвоту. Дополните это 5 отдельными аликвотами в общей сложности 25 стирок. См. дополнительный рисунок S2 для деталей шприца и ретранслятора.
    1. Установите 5 микроцентрифужных пробирок с 0,5 мл ацетона каждая.
    2. Наполните бочку шприца 0,025 мл ацетона из первой трубки, а затем выбросьте ацетон в контейнер для отходов, быстро надавливая на поршень. Повторите еще четыре раза, чтобы завершить в общей сложности пять промывок ацетона из той же ацетоновой аликвоты. Затем заполните ствол шприца полностью воздухом и выбросьте воздух и потенциальные остатки ацетона в контейнер для отходов. Повторите еще два раза, чтобы завершить три «промывки» воздухом.
    3. Повторите шаг 3.3.2 для оставшихся 4 пробирок с ацетоном.
    4. Создайте воздушный карман внутри ствола между шприцевым поршенем и верхней частью иглы, немного подтянув плунжер в ствол (~5 мм).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот воздушный карман защищает плунжер от контакта с растворами инсектицидов и уменьшает перенос инсектицидов.
    5. Отложите шприц в сторону до готовности к использованию для местного применения.
  4. Создайте ключ, содержащий применяемые дозы, и назначьте случайные идентификаторы после генераторов случайных чисел или букв (см. Дополнительный файл 1).
  5. Пометьте пластиковые стаканчики случайным идентификатором для оценки смертности слепых.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости протокол может быть приостановлен здесь и перезапущен позже. Если во время паузы проходит более нескольких часов, рекомендуется повторить шаг 3.3, чтобы убедиться, что шприц чист, и поместить растворы инсектицидов обратно в морозильную камеру примерно за час до дозирования насекомых, а затем повторить шаг 3.1.

4. Подготовьте образцы для местного биоанализа. Процедурный обзор см. на рисунке 1

  1. Сортировка и взвешивание комаров
    1. Используя аспиратор, приводимый в действие всасыванием от вдыхания, аспирируйте желаемое количество 3-5-дневных взрослых комаров, необходимых для анализа, включая избыток для учета поврежденных особей. Перенесите комаров в коническую трубку (до 100 комаров на трубку), поместив кончик аспиратора в трубку с хлопком, обернутым вокруг кончика, и осторожно выдохните и постучите по аспиратору. Используйте хлопок, чтобы заткнуть трубку, когда наконечник аспиратора удален, а затем крышка с крышкой. Избегайте заполнения аспиратора и трубок слишком большим количеством комаров одновременно, так как это добавляет дополнительную нагрузку на комаров и может привести к смерти.
    2. Ненадолго сбивайте комаров в трубках, помещая их минимум на 10 минут при 4 °C или закапывая подо льдом в лоток для льда.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Комары могут удерживаться при 2 °C в течение нескольких часов с минимальной смертностью29; однако лучше всего свести к минимуму продолжительность пребывания комаров на льду, чтобы уменьшить потенциальные негативные последствия.
    3. Переложите сбитых комаров в палатку для обработки насекомых и осторожно выложите комаров на пластиковый лоток (например, чашку Петри), размещенный на льду. Налейте только около 50 комаров за раз, чтобы убедиться, что каждый из них касается прохладного лотка под ним и остается сбитым с ног.
    4. Сортируйте комаров по полу, осторожно подбирая их за ногу (ноги) (или крылья) щипцами и помещайте каждый пол в отдельную чашку. Подсчитайте количество комаров каждого пола во время сортировки и остановитесь, когда будет достигнуто нужное количество. Во время сортировки удалите всех комаров, которые травмированы (например, отсутствующие ноги) или являются очень большими (например, аномально увеличенное брюшко) или маленькими (легко различимыми невооруженным глазом как меньшие, чем средний размер комаров этой популяции).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Обращение с комарами с помощью придатков уменьшает структурные повреждения их мягких первичных тел (например, брюшной полости).
    5. Запишите вес каждой чашки комаров с помощью аналитической шкалы с точностью 0,1 мг.
      1. Поместите пустую чашку с чашкой Петри в качестве крышки на весы и нанесите на весы тару. Вылейте комаров в контейнер, поместите крышку сверху и поместите контейнер на весы.
      2. Запишите совокупный вес и количество образцов в оценочном листе (см. Дополнительный файл 2). Немедленно поместите чашку образцов обратно на лед, чтобы держать их обездвиженными.
      3. Повторяйте этапы 4.1.5.1-4.1.5.2 до тех пор, пока не будут взвешены все чашки образцов.
    6. Разделите подготовленных комаров на группы по 20-25 особей в отдельных стаканчиках, помещенных на лед со случайными идентификаторами. При переносе комаров стремитесь уменьшить стресс и физический ущерб, вызванный щипцами. В идеале, подбирайте комаров с помощью щипцов только 1-2 раза: один раз для сортировки / взвешивания и потенциальный второй раз для переноса в экспериментальные чашки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Идеальное количество комаров на чашку составляет 20-25, что достаточно для репликации, разумно для оценки смертности и не должно приводить к стрессу / смерти в чашке, вызванной плотностью.
  2. Сортировка и взвешивание плодовых мушек
    1. Обезболивайте мух с помощью CO2 в течение 7 с.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если мухи подвергаются воздействию CO2 более 7 с, у них могут возникнуть проблемы с ползанием и полетом, когда они просыпаютсяв 30 лет.
    2. Вылейте мух на пакет со льдом, завернутый в бумагу для скамейки, и используйте кисть с мелким наконечником, чтобы отделить и подсчитать самцов и самок.
    3. Используйте кисть, чтобы аккуратно подобрать выбранных мух и поместить их в чистую, пустую бутылку. Выберите равное количество самцов и самок плодовых мушек (например, 15 самцов и 15 самок) и пометьте бутылки с названием штамма и общим количеством плодовых мух (например, Canton-S, 30 мух).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Важно иметь равное количество самок и самцов плодовых мушек, потому что самцы плодовых мушек могут испытывать повышенную агрессию по отношению друг к другу после удаления из присутствия самок31. Поэтому, чтобы избежать неинсектицидной смертности или травм, лучше всего иметь равное количество самцов и самок (или полностью опустить самцов плодовых мушек).
    4. Запишите вес каждой бутылки плодовых мушек с помощью аналитической шкалы.
      1. Поместите пустой флакон (помеченный случайным идентификатором, см. шаг 3.4) с чашкой Петри в качестве крышки на шкале и нанесите на весы тару.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Стеклянные флаконы рекомендуются для использования с плодовыми мухами, так как они значительно уменьшают статичность.
      2. Обезболить бутылку плодовых мушек, соответствующую случайной идентификации флакона, используя CO2 в течение 7 с.
      3. Вылейте плодовых мушек на бумагу для взвешивания и используйте бумагу в качестве воронки, чтобы ввести мух во флакон. Поместите крышку чашки Петри поверх флакона плодовых мушек и поместите его на весы.
      4. Запишите общий вес и количество образцов на оценочном листе, а затем немедленно поместите флакон плодовых мушек в лоток со льдом, крышкой все еще сверху, чтобы мухи не могли убежать.
      5. Повторите шаги 4.2.4.1-4.2.4.4 для каждой бутылки плодовых мушек.
  3. Когда описанные выше шаги будут выполнены, немедленно перейдите к следующему разделу.

5. Образцы доз

  1. Загрузите шприц с правильной концентрацией инсектицидов. Начните с наименее концентрированной дозы и работайте в направлении наиболее концентрированной дозы с каждой группой организмов. Чтобы предотвратить отходы, загружайте шприц только необходимым объемом инсектицида плюс рекомендуемые дополнительные 2 мкл.
  2. Опрокидывайте образцы на весовую бумагу (бумаги), помещенную поверх лотка на льду. Отделите образцы, которые находятся близко друг к другу, используя чистую, не содержащую инсектицидов кисть или ватный тампон, чтобы обеспечить легкий доступ к каждому образцу для дозирования. Для комаров используйте кисть также, чтобы убедиться, что каждый образец лежит на их спинке, а их вентральная поверхность обращена вверх.
  3. Используя шприц, нанесите одну каплю раствора инсектицида (или ацетона для контроля) на вентральную грудную клетку и область брюшка для комаров и спинку для плодовых мушек. Примените каплю 0,2 мкл (для чего требуется шприц 10 мкл) для насекомых меньшего размера, таких как плодовые мухи, и каплю 0,5 мкл (для чего требуется шприц 25 мкл) для комаров.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чувствительность к инсектицидам существенно не различается между первичными частями тела (такими как голова, грудная клетка и брюшко) по сравнению с придатками (такими как крылья, ноги или хоботок)32. Поэтому место применения не обязательно должно быть точным до тех пор, пока капля дозы наносится на первичный орган. Вентральная грудная клетка и область брюшка выбраны для комаров, потому что они часто лежат на спинной стороне при сбитии, тогда как спинная часть выбирается для плодовых мушек, потому что они часто лежат на своей вентральной стороне при сбитии. Снижение специфичности сайта приложения помогает увеличить пропускную способность этого метода.
  4. Немедленно перелейте образцы обратно в маркированный пластиковый стаканчик и накройте его сеткой и резинкой. Поместите чашку в лоток для хранения и отметьте на чашке любые образцы, которые были убиты, повреждены или спасены в этом процессе (чтобы исключить их при окончательном подсчете образцов в этой чашке). Для первой чашки запишите время, когда дозировка завершена.
  5. Заменить бумагу (бумаги) для взвешивания, на которую помещены образцы, чтобы избежать загрязнения инсектицидами между дозами.
  6. Повторяйте дозирование для каждой чашки до тех пор, пока все образцы не будут дозированы с надлежащими концентрациями инсектицидов, и запишите время окончания, когда все образцы были дозированы.
  7. Введите 10% раствор сахарозы в каждую чашку с помощью смоченного ватный тампон и отложите чашки в сторону до тех пор, пока на следующий день не будет оценена смертность. Хранить комаров при температуре 27 ± 1 °C при относительной влажности 75 ± 5%5 , а плодовых мушек при температуре 23 ± 1 °C при относительной влажности 60 ± 5%.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны при сжатии ватных шариков, чтобы избежать перенасыщения или недоедания. Ватные шарики должны быть влажными, но не капающими. Капание сахарной воды в чашку может привести к гибели образцов и, таким образом, повлиять на оценку смертности инсектицида.

6. Оценка смертности

  1. Рекордная смертность образца через 24 ч после начала воздействия инсектицидов. Классифицировать комаров как живых, если они могут летать и держать себя в вертикальном положении; как мертвые, если они неподвижны или атаксические (не могут стоять или взлетать для полета), как описано в ВОЗ6. Следуйте той же оценке смертности плодовых мушек 8,33.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для оценки отсроченной смертности смертность может быть дополнительно оценена через 48 и 72 ч с ежедневной заменой сахарной воды.
  2. После регистрации смертности поместите все чашки образцов в содержащийся в нем пакет в морозильную камеру на срок не менее 1 ч, чтобы убедиться, что все образцы мертвы перед удалением или последующим использованием (например, молекулярный или химический анализ).

7. Выполнение реплик

  1. Повторите шаги 3-6 на новом наборе образцов, заботясь о том, чтобы выполнять реплики в одно и то же время каждый день, так как восприимчивость к инсектицидам может меняться в зависимости от времени34-го дня.
  2. Обеспечьте минимум 3 реплики для каждой концентрации для точной оценки смертельной дозы, которая убивает 50% образцов (LD50). Включите больше реплик, если наблюдается высокий уровень изменчивости.
  3. Завершите анализ после сбора всех данных.

8. Проанализируйте результаты

  1. Запишите данные в программу для работы с электронными таблицами и используйте случайный идентификационный ключ для снятия маскировки данных (см. шаг 3.4). Сохраните данные в виде текстового файла (см. пример данных в дополнительном файле 3) для анализа в статистической программе R35 (см. пример кода R в дополнительном файле 4) или другом программном обеспечении выбора36.
  2. В программном обеспечении выполните следующий анализ. Пример кода R см. в дополнительном файле 4 .
    1. Рассчитайте дозу инсектицида (нг) на массу образца (мг) в соответствии с Eq (3) ниже:
      Equation 3 (3)
    2. Рассчитайте смертность и примените формулу37 Эбботта для коррекции смертности относительно смертности, наблюдаемой в каждой контрольнойгруппе 37. В качестве альтернативы используйте формулу Шнайдера-Орелли (1947) для коррекции смертности38. С помощью любой формулы применяйте коррекцию ко всем данным независимо от смертности в каждом контроле, как описано ранее37 и реализовано39, если только контрольные данные не являются необычно высокими (см. обсуждение ниже).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Формула Эбботта и эквивалентные альтернативы, такие как формула Шнайдера-Орелли, корректируют значения смертности пропорционально степени смертности, не наблюдаемой в контрольной группе, и не вызовут снижения смертности для чашек, которые имели 100% смертность. Дополнительные сведения см. в приведенных ссылках на эти формулы.
    3. Преобразовать скорректированные данные о смертности в значения пробита (единицы вероятности)40 и выполнить линейную регрессию между дозой инсектицида и преобразованными данными о смертности. Используйте тест хи-квадрат для оценки соответствия линейной модели (моделей).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Значения смертности 0 (0% смертности) или 1 (100% смертности) удаляются из данных до завершения преобразования пробита. Это необходимо из-за природы преобразования пробита. Таким образом, графические данные не будут включать положительный или отрицательный контроль или любые другие данные, которые привели к 0% или 100% смертности (после того, как была применена коррекция Эбботта).
    4. Рассчитайте доверительные интервалы LD50 и 95% (CI) на штамм образца, популяцию и/или пол в соответствии с ранее опубликованными методами 39,41,42.
    5. ПРИМЕЧАНИЕ: Если 95% КИ двух штаммов не перекрываются, штаммы имеют значительно разные дозовые реакции.
    6. Если применимо, рассчитайте коэффициенты сопротивления (РР) путем деления LD50 интересующей деформации на LD50 контрольной/контрольной деформации.

Figure 1
Рисунок 1: Схема протокола тематического анализа приложений. Протокол тематического применения начинается с (А) сортировки образцов на льду, за которыми следует (В) взвешивание образцов на аналитических весах, (В) дозирование образцов раствором (растворами) инсектицида и (D) 24-часовой период ожидания после воздействия инсектицида с доступом к 10% раствору сахарозы ad libitum (через пропитанный ватный тампон), с последующей оценкой смертности. Красными стрелками обозначено целевое место применения инсектицидов для комаров (слева) и плодовых мушек (справа). Обратите внимание, что изображение не масштабируется. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Representative Results

Эти репрезентативные результаты показывают два различных штамма Ae. aegypti, Rockefeller (ROCK) и изолированный полевой штамм из Флориды с известными мутациями нокдаун-резистентности F1534C и V1016I (генотип IICC). Кроме того, представлена Drosophila melanogaster (кантон: штамм S).

Рисунки 2 и 3 иллюстрируют дозовую реакцию каждого организма по штаммам и полу, протестированным в соответствии с вышеуказанным протоколом. Поскольку не наблюдалось различий между кривыми «доза-реакция» самцов и самок комаров в пределах каждого штамма (t = 1,70, p = 0,098 для ROCK и t = 0,64, p = 0,527 для IICC), данные от обоих полов в пределах каждого штамма комаров были объединены. Массовая релятивизированнаяLD 50 для ROCK и IICC составляет 0,008 нг/мг (95% ДИ: 0-0,104) и 0,336 нг/мг (95% ДИ: 0,235-0,438), соответственно. 95% QI этих значений не перекрываются, что указывает на значительно отличающиеся дозовые реакции штаммов. ОР штамма IICC (относительно штамма ROCK) составляет 41,7, что по данным ВОЗ, считается высокоустойчивым5. Для плодовых мушек Кантон-S массовая релятивизированная LD50 составляет 0,213 нг/мг (95% ДИ: 0-0,490).

Figure 2
Рисунок 2: Репрезентативные данные о комарах с использованием биоанализа местного применения. Репрезентативные данные о дозе-ответе от местного применения биоанализа в соответствии с вышеуказанным протоколом с использованием дельтаметрина и комаров: (A) женские штаммы Ae. aegypti ROCK (n = 880) и IICC (n = 550), (B) мужские штаммы Ae. aegypti ROCK (n = 880) и IICC (n = 569). Концентрации тестирования дельтаметрина варьировались от 0,00075 нг/мкл до 9,68705 нг/мкл, а доза примененного дельтаметрина (нг) на среднюю массу комара (мг) отражается на оси х. Смертность показана в пропорции по оси Y. Черная линия, проходящая через каждый кластер точек данных, представляет собой линейную регрессию, специфичную для деформации и пола. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Репрезентативные данные плодовых мушек с использованием местного применения биоанализа. Репрезентативные данные о дозе-ответе от местного применения биоанализа в соответствии с вышеуказанным протоколом с использованием дельтаметрина и плодовых мушек: штамм D. melanogaster Canton-S (n = 1014). Концентрации в ходе испытаний дельтаметрина варьировались от 0,00499 до 5,02876 нг/мкл, а доза примененного дельтаметрина (нг) на среднюю массу плодовой мухи (мг) отражается на оси X. Смертность показана в пропорции по оси Y. Черная линия представляет линейную регрессию. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Дополнительный рисунок S1: Настольная палатка для обработки насекомых. Настольная палатка для обработки насекомых используется для более легкого отлова убегающих комаров или мух во время местного анализа применения. Структура закрыта в А и открыта в В. Эта конструкция была построена из трубы ПВХ и тонкоячеистой ткани. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Дополнительный рисунок S2: Аппликатор шприца и ретранслятора. Шприц и ретранслятор аппликатора используются для дозирования насекомых. Основные части включают в себя 1) иглу, 2) шприц-ствол, 3) плунжер, 4) ретранслятор и 5) кнопку ретранслятора. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Дополнительный файл 1: Скрипт рандомизации: Скрипт рандомизации для создания непредвзятых меток для всех чашек каждого эксперимента. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Дополнительный файл 2: Оценочный лист смертности: Оценочный лист смертности для облегчения оценки смертности. Лист также включает в себя места для записи всей другой важной информации для записи, как указано в протоколе, такой как время начала и окончания применения инсектицидов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Дополнительный файл 3: Пример данных о смертности: Пример файла данных, использованного для создания рисунок 2. Описания заголовков столбцов являются следующими: "id" = идентификационный код каждой точки данных; "вид" = видовое название (например, Aedes aegypti); "инсектицид" = наименование инсектицида, применяемого местно (например, дельтаметрин); "штамм" = название штамма комаров (например, ROCK); "date" = дата начала актуальной заявки; "пол" = пол комаров; «возраст» = возраст комаров (детеныш = 3-5-дневный; старый = 4 недели); "total.mosq" = общее количество комаров, взвешенных партиями; "вес" = вес (мг) всех комаров в партии; "концентрация" = концентрация инсектицида (мкг/мл); "шприц" = объем капель (мл) шприца; "доза" = количество инсектицидного активного ингредиента, применяемого к каждому комару (нг); "всего" = количество комаров в каждой чашке; "dead" = количество мертвых комаров в каждой чашке. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Дополнительный файл 4: Код анализа R: Пример кода R, который можно использовать для завершения анализа Probit (как описано в шаге 8 протокола). Репрезентативные результаты (доступные через дополнительный файл данных примера) могут быть использованы с этим кодом R. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Discussion

В этой статье представлен адаптированный протокол для местного анализа применения комаров и плодовых мух. Эта процедура может быть легко адаптирована для использования в полевых условиях и с другими организмами, поскольку она требует минимального специализированного оборудования. Ниже рассматриваются критические шаги этого протокола, потенциальные изменения, советы по устранению неполадок, ограничения метода и значение этого метода.

Критические шаги в протоколе: В протоколе есть три критических шага, которые, если они заполнены неправильно, могут резко повлиять на результаты биоанализа: точность концентрации инсектицидов, нокдаун образца и оценка смертности.

Точность концентрации инсектицидов:
Чрезвычайно важно иметь точные растворы инсектицидов для получения воспроизводимых кривых «доза-реакция» и значимых результатов. Объемный подход к приготовлению раствора инсектицида более распространен в литературе как для биоанализа для бутылок CDC7, так и для местных применений 13,14,43. Однако гравиметрический подход, описанный здесь, по своей сути является более точным из-за учета температуры путем включения (температурно-специфической) плотности, что приводит к более точной подготовке состава.

Нокдаун образца:
Сбивание образцов является критическим компонентом этого метода и позволяет точно вводить инсектицид и измерять вес. Однако уничтожение организмов неизбежно содержит риск физического стресса и повреждения, как ранее продемонстрировано30. Поэтому будьте осторожны и внимательны при сбивании образцов, чтобы убедиться, что i) каждый экземпляр сбит в течение одинаковой продолжительности, ii) длина нокдауна сведена к минимуму и iii) метод нокдауна поддерживается последовательным для всех образцов. Кроме того, рекомендуется протестировать метод нокдауна отдельно, перед применением инсектицидов, чтобы убедиться, что метод является успешным и не вызывает контрольную смертность более 10%. Первоначальный тест может занять больше времени для неопытного пользователя, что приведет к увеличению времени нокдауна. Поэтому будьте осторожны при интерпретации результатов первых анализов.

Оценка смертности:
Оценка смертности может быть сложной задачей, особенно когда инсектицид не убивает полностью, а только сбивает с ног или калечит комара или муху. Поэтому важно знать, как инсектицид влияет на целевой организм, и иметь четкое определение «мертвых» (или сбитых) организмов перед началом. Кроме того, рекомендуется, чтобы один и тот же человек оценивал смертность между дозами и репликами, чтобы уменьшить вариации.

Изменения протокола: Несколько модификаций, описанных ниже, могут быть применены к этому протоколу для улучшения его универсальности и доступности.

Адаптация анализа к насекомым меньшего или большего размера:
При использовании меньших или более крупных образцов рекомендуется применять меньший или больший объем дозы инсектицида соответственно. Например, мы адаптировали протокол комаров к плодовым мухам, уменьшив дозу 0,5 мкл до дозы 0,2 мкл. Убедитесь, что выбран правильный размер шприца для выбранного объема дозы.

Адаптация анализа к полевым насекомым:
При использовании полевых насекомых может быть больше различий в размере насекомых. Поэтому взвешивание насекомых в меньших группах (например, на чашку) будет рекомендовано, а не как большая группа (например, все насекомые, используемые для одного эксперимента). Это может помочь уловить потенциальные вариации восприимчивости к инсектицидам, связанные с различиями в массе полевых насекомых.

Модификации оборудования:
Палатка для обработки насекомых: Дозирование образца может быть завершено под палаткой для обработки насекомых, которая просто построена из трубы из ПВХ и москитной сетки. Это может быть альтернативой закрытому помещению (например, инсектарному) и помочь устранить потенциальное загрязнение инсектицидами в районах, где может происходить выращивание насекомых. Эта палатка для обработки насекомых проста в строительстве и недорога (~ 70 долларов). В качестве альтернативы можно приобрести клетку для обработки насекомых (~ 425 долларов США).

Холодный стол: Пакеты со льдом или лотки со льдом могут быть использованы для сбивания образца и / или удержания образца в сбитом состоянии.

Инкубатор: Инкубаторы рекомендуются для выращивания образца и хранения образца в течение 24 ч после обработки инсектицидами. Если инкубатор недоступен, его можно построить. Оборудование, необходимое для строительства инкубатора, включает в себя изолированный контейнер, увлажнитель воздуха, тепловые кабели, регулятор влажности и температуры, а также свет, который должен составить общую стоимость ~ 170 долларов США, следуя и расширяя предыдущие методы44.

Хотя пластиковые стаканчики используются для сортировки и хранения обработанного образца, бумажные стаканчики с восковой подкладкой или стеклянные контейнеры будут подходящими альтернативами.

Модификация организма и стадии жизни:
Этот метод очень адаптируется для использования с другими переносчиками, насекомыми и / или членистоногими, такими как комары Culex quinquefasciatus 32, комнатные мухи32 и тараканы45, а также невзрачные стадии жизни, такие как личинки комаров46.

Изменение местоположения тематического приложения:
Этот метод описывает нанесение инсектицида на вентральную грудную клетку и область брюшка для комаров (и спинку для плодовых мушек). Тем не менее, другие места применения могут быть использованы, если место воздействия является согласованным. Консистенция важна, поскольку чувствительность к инсектицидам может варьироваться в зависимости от места применения32.

Советы по устранению неполадок: Этот метод имеет несколько шагов, которые изначально являются сложными. Ниже описаны некоторые из наиболее распространенных проблем, с которыми можно столкнуться.

Протекающие/испаряющиеся растворы инсектицидов:
Инсектициды обычно растворяются в ацетоне, высоколетутом соединении. Это означает, что ацетон быстро испаряется при комнатной температуре, увеличивая концентрацию инсектицидов с течением времени. Если растворы инсектицидов обнаруживают утечку или испарение, переделайте растворы, убедитесь, что крышка трубки плотно закреплена, и дважды проверьте, что протоколы хранения соблюдаются должным образом (например, используется парапленка, а трубки хранятся в вертикальном положении). Если утечка сохраняется, попробуйте заполнить трубки меньшим объемом, чтобы обеспечить больше места для изменения объема, которое ацетон испытывает при разных температурах. Кроме того, при использовании ацетона в качестве растворителя убедитесь, что трубки рассчитаны на хранение ацетона (например, пластмассы FEP, TFE и PFA). При использовании гидрофобных инсектицидов храните растворы в стеклянных флаконах (так как гидрофобные инсектициды прилипают к стеклу меньше, чем к пластику). Также рекомендуется маркировать мениск раствора перед хранением для контроля испарения.

Вес дрейфующих по микровесам при взвешивании организмов:
Если показания веса на весах дрейфуют (медленно поднимаются или опускаются), это может быть связано со статикой. Дрейф чаще всего происходит при взвешивании организмов в пластиковых предметах, так как пластик может легко удерживать статический заряд. Чтобы избежать этого, бумагу для взвешивания можно поместить под взвешиваемый пластиковый контейнер или использовать непластиковый контейнер, такой как стекло.

Результаты аномальной смертности:
Существует много способов, с помощью которых результаты смертности могут показаться ненормальными, например, наблюдение за высокой смертностью в контрольной группе или высокой/низкой смертностью во всех дозах инсектицидов. Рассмотрим следующие случаи устранения неполадок в каждом сценарии.

Высокий уровень контрольной смертности
Если в контрольной группе высокая смертность (10% и более), оцените метод нокдауна и продолжительность сбивания образцов. Если возможно, сократите продолжительность времени, в течение которого образцы сбиваются. Другие потенциальные факторы, которые следует учитывать для высокой смертности в контрольной группе, включают i) проверку правильности настроек инкубатора - аномальные температуры и / или влажность могут привести к увеличению смертности. Температура и влажность должны проверяться с помощью независимого регистратора данных. ii) Оценка обращения с насекомыми. Обращение с насекомыми слишком много или слишком грубо может привести к высокой смертности. iii) Проверка отсутствия инсектицидного загрязнения в 100% ацетоне, используемом для обработки контрольной группы или на приборах. Замените ацетон и очистите все инструменты ацетоном или этанолом. Избегайте загрязнения, часто заменяя перчатки, предотвращая просыпание и очищая инструменты. Обратите внимание, что в дополнительном файле 3 максимум два комара погибли в контрольных чашках (только для ацетона). Такой уровень смертности не считается высоким (он составляет менее 10%), а значит, поводов для беспокойства не было.

Высокая смертность во всех облученных группах (но не в контрольных группах)
Используйте более низкие концентрации инсектицидов или меньшие объемы доз для тестирования. Используемые дозы могут быть выше минимальной дозы, которая не будет вызывать смертность. Используйте несколько 10-кратных разведений, чтобы определить правильный диапазон доз и исключить загрязнение. Чтобы избежать загрязнения, начните дозировать с самой низкой концентрацией и работайте в направлении самой высокой концентрации. Кроме того, убедитесь, что все используемое оборудование регулярно очищается ацетоном и / или этанолом, дозы, применяемые к образцу, очень малы, и даже малейшее перекрестное загрязнение может повлиять на результаты.

Низкий уровень смертности во всех подверженных воздействию группах
Используйте более высокие концентрации инсектицидов. Используемые дозы могут быть слишком низкими, чтобы вызвать смертность среди населения. Чтобы определить правильный диапазон доз, подвергайте образцы еще нескольким 10-кратным концентрированным дозировкам. Убедитесь, что растворы инсектицидов не истекли и не разлагались (потенциально из-за высокой температуры или воздействия света). Если срок годности растворов истек или есть подозрения в их деградации, переделайте решения и обеспечьте соблюдение надлежащих условий хранения.

Непоследовательная смертность между репликами/днями
Время суток, когда насекомые подвергаются воздействию инсектицида, может влиять на уровень выраженной резистентности, особенно к метаболической резистентности34. Повторяйте этот протокол в течение одного и того же периода времени каждый день, чтобы избежать времени суток в качестве потенциальной переменной, способствующей изменениям смертности. Другие потенциальные факторы, способствующие непоследовательной смертности между репликами, включают i) образцы, дифференцированно выращенные между экспериментами. Убедитесь, что все образцы имеют одинаковый возрастной диапазон, выращиваются при одинаковой температуре и одинаковой плотности и доступности пищи. ii) концентрации инсектицидов, разлагающиеся с течением времени или становящиеся более концентрированными в результате испарения ацетона. Переделайте решения и обеспечьте надлежащие условия хранения. iii) Непоследовательная оценка смертности. Убедитесь, что один и тот же человек оценивает смертность или разработайте четкий протокол, который будет последовательно использоваться во всей команде. Используйте слепой балл, чтобы уменьшить предвзятость в оценке смертности.

Насекомые, прилипшие к поверхности сортировочного лотка:
Ацетон реагирует на пластмассы, используемые в этом протоколе, такие как чашки Петри. Образец, скорее всего, будет прилипать к поверхности, если использовать ацетон на чашках Петри или аналогичных пластиковых поверхностях. Этой адгезии можно избежать, выстилав сортировочный лоток бумагой для взвешивания или используя непластиковый сортировочный лоток. Кроме того, конденсация на поверхности пластика в сортировочном лотке или чашках для хранения может привести к тому, что насекомые прилипнут к конденсации, или образец может быть слишком холодным и потенциально замерзнуть на поверхности. Отрегулируйте метод нокдауна, чтобы уменьшить конденсацию, предотвращая при этом слишком холодное/замороженное изображение образцов (например, поместите бумагу для взвешивания между образцами и пластиковым сортировочным лотком).

Ошибки анализа R:
Как только данные о смертности собраны, во время анализа могут возникнуть различные осложнения. Наиболее распространенная причина, по которой код R не может выполнить действия для файла данных, заключается в том, что формат данных не соответствует коду (например, заголовки столбцов и/или пустые ячейки). Если возникают более серьезные осложнения, обратитесь к страницам справки R, встроенным в Rstudio35.

Ограничения вышеописанного метода местного применения:
Абсорбция инсектицидов методом местного применения не имитирует естественное воздействие:
Местное нанесение на первичный орган не является естественным путем всасывания инсектицидов. В полевых условиях насекомые в основном поглощают инсектициды через ноги в течение периода времени, в течение которого они контактируют с обработанной инсектицидами поверхностью или на крыльях через мелкие аэрозольные частицы 47,48, а не при быстром воздействии на вентральную поверхность. Однако прямое применение известной дозы инсектицидов позволит точно установить фенотипический ответ на инсектициды, необходимый для генетических и эволюционных исследований или сравнения восприимчивости к инсектицидам в пространстве или времени. Таким образом, этот подход полезен для тестирования технического сопротивления, но не будет непосредственно измерять практическое сопротивление (эффективность фактического инструмента вмешательства в полевых условиях15). Однако важно отметить, что нынешние стандартные методы (например, пробные тесты ВОЗ и биоанализы в бутылках CDC) также не могут захватывать или имитировать воздействие аэрозольных (т.е. путем запотевания) инсектицидов в полевых условиях.

Анализы местного применения могут оценить только контактные абсорбционные инсектициды:
Этот способ предназначен для инсектицидов, которые работают через контакт и поглощение инсектицида, а не для использования с оральными инсектицидами, такими как борная кислота, обычно используемая в привлекательных токсичных сахарных приманках49.

Значение метода:
Метод местного применения расширяет устоявшиеся стандарты для биоанализов инсектицидов путем расчета смертельной дозы (а не концентрации) и измерения технической (не практической) резистентности15. Ниже приведены преимущества и недостатки этого метода по сравнению с существующими анализами чувствительности к инсектицидам.

Расчет летальной дозы:
Этот метод определяет смертельную дозу инсектицида, а не смертельную концентрацию, которую биоанализы CDC и ВОЗ используют для установления дискриминирующей дозы11. Смертельная доза более значима, потому что это количественное количество инсектицида, которое, как известно, вызывает смертность. Напротив, смертельная концентрация не учитывает, сколько инсектицида организм фактически приобретает. При использовании расчета летальной дозы различия между профилями восприимчивости, зависящими от пола или размера, могут быть более точно наблюдаемыми и количественно оцененными, что делает это измерение еще более универсальным.

Техническое сопротивление:
Этот метод оценивает техническое сопротивление, которое представляет собой сопротивление, измеренное в стандартизированных контролируемых средах. Такие измерения подходят для наблюдения за распространением устойчивости к инсектицидам и связывания фенотипической резистентности с потенциальными маркерами15. Из-за снижения вариаций смертности в результате местного применения биоанализа он позволяет лучше идентифицировать новые маркеры резистентности. Однако из-за неестественного воздействия инсектицидов на комара этот анализ не подходит для оценки эффективности конкретного вмешательства в конкретной популяции. Другие анализы необходимы для измерения такого практического сопротивления15.

Адаптивность образца:
Этот метод может быть применен на других важных членистоногих, таких как вредители сельскохозяйственных культур (например, колорадский жук), домашние вредители (например, тараканы и постельные клопы) или опылители (например, пчелы) с простыми изменениями в подходе нокдауна и/или дозе инсектицида, объеме и/или концентрации (как описано выше). Легкость адаптации может помочь аналогить исследования устойчивости к инсектицидам в различных областях исследований. Использование значения LD50 вместо смертельной концентрации, которая убивает 50% образцов (LC50), позволяет проводить точное сравнение между видами.

Стоить:
Подобно биоанализам в бутылках CDC и пробным тестам ВОЗ, затраты на проведение анализа местного применения минимальны (см. Таблицу материалов). Основными элементами оборудования являются шприц (около 70 долларов США) и дозатор (около 100 долларов США), которые можно повторно использовать в анализах.

Количество необходимых образцов:
Минимум 20-25 образцов должны быть использованы на чашку для местного применения. Рекомендуется тестировать не менее пяти концентраций инсектицидов в каждом эксперименте, при этом для процедуры рекомендуется не менее трех реплик. В целом, это приводит к минимуму 300-375 образцов, необходимых для полного тестирования, что сопоставимо с количеством образцов, необходимых для выполнения тестов на интенсивность резистентности с использованием пробных тестов ВОЗ или биоанализов бутылок CDC. Однако, если снижение изменчивости достигается с помощью местного применения биоанализа, то такое же количество образцов может привести к большей статистической способности сравнивать данные о восприимчивости в пространстве или времени.

Disclosures

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Acknowledgments

Это исследование было поддержано премией CAREER Национального научного фонда SH под номером 2047572. Мы благодарим Дэмиена Риверу за его помощь в выращивании плодовой мухи и подготовке к местному анализу применения, доктора Ганецки из Университета Висконсин-Мэдисон за то, что он поделился своим штаммом плодовой мухи Кантон-S, Центры по контролю и профилактике заболеваний за совместное использование штамма Рокфеллера и Центр медицинской сельскохозяйственной и ветеринарной энтомологии Министерства сельского хозяйства США за совместное использование изолинового штамма IICC. Рисунок 1 был создан с помощью BioRender.com.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.5 mL microcentrifuge tubes Thomas Scientific 20A00L068 Acetone aliquot storage
1.5 mL screw cap tubes Thomas Scientific 1182K23 Insecticide dilution storage
15 mL conical tubes VWR 339651 Insecticide dilution storage
20 mL glass scintillation vials Fisher Scientific 0334125D Fruit fly weighing
25 μL syringe Fisher Scientific 14815288 Topical applicator
Acetone Fisher Scientific AC423240040 ACS 99.6%, 4 L
Aedes aegypti (IICC strain) USDA CMAVE NA Insecticide resistant
Aedes aegypti (Rockefeller strain) CDC NA Insecticide susceptible
Analytical scale Fisher Scientific 14-557-409 Precision up to 0.1 mg
Aspirator Amazon 6.49986E+11 Mosquito collection device
Bench paper VWR 89126-794 Place under workspace
Cotton swabs Amazon B092S8JVQN Use for sorting insects
Cotton wool balls Amazon B0769MKZWT Use for sucrose solution
Dispenser Fisher Scientific 1482225 Repeater pipettor
Drosophila melanogaster (Canton-S strain) University of Wisconsin-Madison NA Insecticide susceptible
Fine-tipped paint brushes Amazon B07KT2X1BK Use for sorting insects
Fruit fly stock bottles Fisher Scientific AS355 Use for rearing and sorting fruit flies
Hand-held CO2 dispenser Fisher Scientific NC1710679 Use for knocking down insects
Holding cups Amazon B08DXG7V1S Clear plastic
Ice pack Amazon B08QDWMMW5 Use for knocking down fruit flies
Ice trays Amazon 9301085269 Use for knocking down insects
Insect forceps Amazon B07B4767WR Insect forceps
Insecticide Sigma-Aldrich Inc 45423-250MG Deltamethrin
Labeling stickers Amazon B07Q4X9GWX 3/4" Color dot stickers
Labeling tape Amazon B00X6A1GYK White tape
Netting Amazon B07F2PHHWV Use for covering holding cups and insect handling tent
Petri dishes Fisher Scientific FB0875712H371 100 mm x 15 mm
PVC Pipe Lowe’s 23971 Insect handling tent materials
Rubber bands Amazon B00006IBRU Use for securing mesh/net on cups
Sucrose Amazon B01J78INO0 Granulated White Sugar
Weighing paper VWR 12578-165 4" x 4"

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. World Health Organization. Vector-borne diseases. World Health Organization. , https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/vector-borne-diseases (2020).
  2. World Health Organization. Global plan for insecticide resistance management in malaria vectors. World Health Organization. , https://apps.who.int/iris/handle/10665/44846 (2012).
  3. Liu, N. Insecticide resistance in mosquitoes: impact, mechanisms, and research directions. Annual Review of Entomology. 60 (1), 537-559 (2015).
  4. Hemingway, J., Ranson, H. Insecticide resistance in insect vectors of human disease. Annual Review of Entomology. 45 (1), 371-391 (2000).
  5. World Health Organization. Monitoring and managing insecticide resistance in Aedes mosquito populations. World Health Organization. , https://apps.who.int/iris/handle/10665/204588 (2016).
  6. World Health Organization. Test procedures for insecticide resistance monitoring in malaria vector mosquitoes (Second edition). World Health Organization. , http://www.who.int/malaria/publications/atoz/9789241511575/en/ (2016).
  7. McAllister, J. C., Scott, M. CONUS manual for evaluating insecticide resistance in mosquitoes using the CDC bottle bioassay kit. Centers for Disease Control and Prevention. , https://www.cdc.gov/zika/pdfs/CONUS-508.pdf (2020).
  8. Duneau, D., et al. Signatures of insecticide selection in the genome of Drosophila melanogaster. G3: Genes, Genomes, Genetics. 8 (11), 3469-3480 (2018).
  9. Pittendrigh, B., Reenan, R., ffrench-Constant, R. H., Ganetzky, B. Point mutations in the Drosophila sodium channel gene para associated with resistance to DDT and pyrethroid insecticides. Molecular & General Genetics: MGG. 256 (6), 602-610 (1997).
  10. Rinkevich, F. D., Du, Y., Dong, K. Diversity and convergence of sodium channel mutations involved in resistance to pyrethroids. Pesticide Biochemistry and Physiology. 106 (3), 93-100 (2013).
  11. Lissenden, N., et al. Review and meta-analysis of the evidence for choosing between specific pyrethroids for programmatic purposes. Insects. 12 (9), 826 (2021).
  12. Owusu, H. F., Chitnis, N., Müller, P. Insecticide susceptibility of Anopheles mosquitoes changes in response to variations in the larval environment. Scientific Reports. 7 (1), 3667 (2017).
  13. Brito-Sierra, C. A., Kaur, J., Hill, C. A. Protocols for testing the toxicity of novel insecticidal chemistries to mosquitoes. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (144), e57768 (2019).
  14. Burgess, E. R., King, B. H., Geden, C. J. Oral and topical insecticide response bioassays and associated statistical analyses used commonly in veterinary and medical entomology. Journal of Insect Science. 20 (6), 1-9 (2020).
  15. Namias, A., Jobe, N. B., Paaijmans, K. P., Huijben, S. The need for practical insecticide-resistance guidelines to effectively inform mosquito-borne disease control programs. eLife. 10 (1), 65655 (2021).
  16. Zhu, X., et al. Manipulating solid forms of contact insecticides for infectious disease prevention. Journal of the American Chemical Society. 141 (1), 16858-16864 (2019).
  17. Dang, K., Singham, G. V., Doggett, S. L., Lilly, D. G., Lee, C. Y. Effects of different surfaces and insecticide carriers on residual insecticide bioassays against bed bugs, Cimex spp. (Hemiptera: Cimicidae). Journal of Economic Entomology. 110 (2), 558-566 (2017).
  18. Spielmeyer, A., Schetelig, M. F., Etang, J. High-throughput analysis of insecticides on malaria vectors using liquid chromatography tandem mass spectrometry. PLoS ONE. 14 (2), 0211064 (2019).
  19. Bagi, J., et al. When a discriminating dose assay is not enough: measuring the intensity of insecticide resistance in malaria vectors. Malaria Journal. 14 (1), 210 (2015).
  20. Pridgeon, J. W., Becnel, J. J., Clark, G. G., Linthicum, K. J. Permethrin induces overexpression of multiple genes in Aedes aegypti. Journal of Medical Entomology. 46 (3), 1-8 (2009).
  21. World Health Organization. Guidelines for efficacy testing of insecticides for indoor and outdoor ground-applied space spray applications. World Health Organization. , https://apps.who.int/iris/handle/10665/70070 (2009).
  22. Estep, A. S., et al. Quantification of permethrin resistance and kdr alleles in Florida strains of Aedes aegypti (L.) and Aedes albopictus (Skuse). PLoS Neglected Tropical Diseases. 12 (10), 0006544 (2018).
  23. Waits, C. M., et al. A comparative analysis of resistance testing methods in Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) from St. Johns County, Florida. Florida Entomologist. 100 (3), 571-577 (2017).
  24. Kostromytska, O. S., Wu, S., Koppenhöfer, A. M. Diagnostic dose assays for the detection and monitoring of resistance in adults from Listronotus maculicollis (Coleoptera: Curculionidae) populations. Journal of Economic Entomology. 111 (5), 2329-2339 (2018).
  25. Aktar, W., Sengupta, D., Chowdhury, A. Impact of pesticides use in agriculture: their benefits and hazards. Interdisciplinary Toxicology. 2 (1), 1-12 (2009).
  26. Maïga, H., et al. Guidelines for routine colony maintenance of Aedes mosquito species. IAEA Physical and Chemical Sciences. , http://www-naweb.iaea.org/nafa/ipc/public/guidelines-for-routine-colony-maintenance-of-Aedes-mosquito-species-v1.0.pdf (2017).
  27. Gjullin, C. M., Hegarty, C. P., Bollen, W. B. The necessity of a low oxygen concentration for the hatching of aedes mosquito eggs. Journal of Cellular Physiology. 17 (2), 193-202 (1941).
  28. Stocker, H., Gallant, P. Getting started: an overview on raising and handling Drosophila. Methods in Molecular Biology. 420 (1), 27-44 (2008).
  29. Jass, A., Yerushalmi, G. Y., Davis, H. E., Donini, A., MacMillan, H. A. An impressive capacity for cold tolerance plasticity protects against ionoregulatory collapse in the disease vector Aedes aegypti. Journal of Experimental Biology. 222 (1), 214056 (2019).
  30. Bartholomew, N. R., Burdett, J. M., Vandenbrooks, J. M., Quinlan, M. C., Call, G. B. Impaired climbing and flight behaviour in Drosophila melanogaster following carbon dioxide anaesthesia. Scientific Reports. 5 (1), 15298 (2015).
  31. Jung, Y., Kennedy, A., Chiu, H., Mohammad, F., Claridge-Chang, A., Anderson, D. J. Neurons that function within an integrator to promote a persistent behavioral state in Drosophila. Neuron. 105 (2), 322-333 (2020).
  32. Aldridge, R. L., Kaufman, P. E., Bloomquist, J. R., Gezan, S. A., Linthicum, K. J. Impact of topical application site on the efficacy of permethrin and malathion to Culex quinquefasciatus. Journal of the American Mosquito Control Association. 32 (4), 300-307 (2016).
  33. Rinkevich, F. D., et al. Distinct roles of the DmNav and DSC1 channels in the action of DDT and pyrethroids. Neuro Toxicology. 47 (1), 99-106 (2015).
  34. Balmert, N. J., Rund, S. S. C., Ghazi, J. P., Zhou, P., Duffield, G. E. Time-of-day specific changes in metabolic detoxification and insecticide resistance in the malaria mosquito Anopheles gambiae. Journal of Insect Physiology. 64 (1), 30-39 (2014).
  35. R Core Team. R: a language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing. R Core Team. , https://www.r-project.org/ (2021).
  36. Ritz, C., Baty, F., Streibig, J. C., Gerhard, D. Dose-response analysis using R. PLoS ONE. 10 (12), 0146021 (2015).
  37. Abbott, W. S. A method of computing the effectiveness of an insecticide. Journal of the American Mosquito Control Association. 3 (2), 302-303 (1987).
  38. Ravichandran, S. Data analysis through SAS with special emphasis on Probit analysis. National Academy of Agricultural Research Management (NAARM). , https://naarm.org.in/VirtualLearning/vic/e-chapters/Probit_Analysis-ravichandran.pdf (2021).
  39. Smith, L. B., et al. CYP-mediated resistance and cross-resistance to pyrethroids and organophosphates in Aedes aegypti in the presence and absence of kdr. Pesticide Biochemistry and Physiology. 160 (1), 119-126 (2019).
  40. Finney, D. J. Probit Analysis. , Cambridge University Press. Cambridge, England. (1971).
  41. Silva, J. J., Kouam, C. N., Scott, J. G. Levels of cross-resistance to pyrethroids conferred by the Vssc knockdown resistance allele 410L+1016I+1534C in Aedes aegypti. PLOS Neglected Tropical Diseases. 15 (7), 0009549 (2021).
  42. Fan, Y., Scott, J. G. The F1534C voltage-sensitive sodium channel mutation confers 7- to 16-fold resistance to pyrethroid insecticides in Aedes aegypti. Pest Management Science. 76 (1), 2251-2259 (2020).
  43. Miller, A. L. E., Tindall, K., Leonard, B. R. Bioassays for monitoring insecticide resistance. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (46), e2129 (2010).
  44. Glunt, K. D., et al. Long-lasting insecticidal nets no longer effectively kill the highly resistant Anopheles funestus of southern Mozambique. Malaria Journal. 14 (1), 298 (2015).
  45. ffrench-Constant, R. H., Roush, R. T. Resistance detection and documentation: the relative roles of pesticidal and biochemical assays. Pesticide Resistance in Arthropods. Roush, R. T., Tabashnik, B. E. , Springer. Boston, MA. (1990).
  46. Akdag, K., et al. Synthesis and larvicidal and adult topical activity of some hydrazide-hydrazone derivatives against Aedes aegypti. Marmara Pharmaceutical Journal. 18 (1), 120-125 (2014).
  47. Richards, S. L., Byrd, B. D., Reiskind, M. H., White, A. V. Assessing insecticide resistance in adult mosquitoes: perspectives on current methods. Environmental Health Insights. 14 (1), (2020).
  48. Cooperband, M., Golden, F., Clark, G., Jany, W., Allan, S. Prallethrin-induced excitation increases contact between sprayed ultra-low volume droplets and flying mosquitoes (Diptera: Culicidae) in a wind tunnel. Journal of Medical Entomology. 47 (1), 1099-1106 (2010).
  49. Barbosa, D. S., Rodrigues, M. M. S., Silva, A. A. E. Evaluation of attractive toxic sugar baits (ATSB) against Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) in laboratory. Tropical Biomedicine. 36 (2), 578-586 (2019).

Tags

Биология выпуск 179
Местное применение Биоанализ для количественной оценки токсичности инсектицидов для комаров и плодовых мух
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Jensen, B. M., Althoff, R. A.,… More

Jensen, B. M., Althoff, R. A., Rydberg, S. E., Royster, E. N., Estep, A., Huijben, S. Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies. J. Vis. Exp. (179), e63391, doi:10.3791/63391 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter