Summary
Het orthotopische niertransplantatiemodel bij ratten draagt bij aan het onderzoek naar het mechanisme van renale allograftafstoting. Het huidige model verhoogt de overleving van de ontvangers zonder interferentie met de bloedtoevoer en veneuze reflux van het onderlichaam met behulp van een end-to-end anastomose van nierimplantatie en een end-to-side "tunnel" -methode van ureter-blaasanastomose.
Abstract
Nierafstoting van allograft beperkt de overleving op lange termijn van patiënten na niertransplantatie. Orthotopische niertransplantatie bij ratten is een essentieel model om het mechanisme van renale allograftafstoting in preklinische studies te onderzoeken en kan helpen bij de ontwikkeling van nieuwe benaderingen om de overleving op lange termijn van niertransplantaten te verbeteren. Donornierimplantatie bij orthotopische niertransplantatie bij ratten wordt vaak uitgevoerd door end-to-side anastomose naar de aorta van ontvangers en inferieure vena cava. In dit model werd de nier van de donor geïmplanteerd met behulp van end-to-end anastomose in de nierslagader en nierader van de ontvangers. De urineleider van de donor werd in een end-to-side 'tunnel'-methode naar de blaas van de ontvanger geanastomoseerd. Dit model draagt bij aan een betere genezing van ureter-blaas anastomose en verhoogt de overleving van de ontvangers door interferentie met de bloedtoevoer en veneuze reflux van het onderlichaam te voorkomen. Dit model kan worden gebruikt om de mechanismen van acute en chronische immuun- en pathologische afstoting van renale allografts te onderzoeken. Hier beschrijft de studie de gedetailleerde protocollen van deze orthotopische niertransplantatie tussen ratten.
Introduction
Niertransplantatie is de meest effectieve therapeutische aanpak geworden voor patiënten met nierfunctiefalen in het eindstadium. T-cel-gemedieerde acute afstoting en alloantilichaam-gemedieerde humorale immuunafstoting resulteren echter in de pathologische schade van renale allografts en beperken de overleving op korte en lange termijn van patiënten na niertransplantatie 1,2,3. Helaas ontbreken de effectieve geneesmiddelen die de afstoting van renale allografts voorkomen nog steeds, omdat de exacte mechanismen van immuun- en pathologische afstoting van renale allografts niet duidelijk zijn. Bijgevolg dragen de preklinische studies die de mechanismen van immuun- en pathologische afstoting van renale allografts ophelderen bij aan het vinden van nieuwe doelwitten en het ontwikkelen van relevante effectieve geneesmiddelen om de afstoting van renale allografts te voorkomen en uiteindelijk de overleving van patiënten te verlengen.
Veel potentiële immunologische en pathofysiologische mechanismen van renale allograftafstoting zijn onlangs voorgesteld in rattenmodelstudies van orthotopische niertransplantatie 4,5,6,7,8. Deze bevindingen stellen verschillende nieuwe doelen en relevante interfererende benaderingen voor als veelbelovende therapieën om renale allograftafstoting te onderdrukken, zoals complementregulerende factoren en anti-CD59-antilichamen6, immunoproteasoom en epoxyketonremmers 7,8. Orthotopische niertransplantatie bij ratten is dus een ideaal preklinisch model om de mechanismen van immuunafstoting en pathologisch letsel van niertransplantaten na niertransplantatie te onderzoeken.
Niertransplantatie bij ratten is geleidelijk verschoven van heterotope implantatie van donornieren9 naar orthotopische nierimplantatie met behulp van end-to-side anastomose van bloedvaten of met behulp van end-to-end anastomose van de urineleider met behulp van een manchetmethode 10,11,12. De huidige studie beschrijft gedetailleerde protocollen van de orthotopische niertransplantatie tussen ratten met behulp van end-to-end anastomose naar de nierslagader en nierader van ontvangers, en een end-to-side "tunnel" -methode van ureter-blaasanastomose, die de ischemie van het onderlichaam en de trombose van inferieure vena cava vermijdt en postoperatieve urinelekkage en de draaiing van de urineleider vermindert.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Inteelt 8-10 weken oude mannelijke F344 en Lewis ratten (200 g tot 250 g) werden commercieel verkregen. Allogene linker niertransplantatie werd uitgevoerd tussen mannelijke F344 en Lewis ratten. F344-ratten werden gebruikt als donoren en syngenetische ontvangers en Lewis-ratten dienden als allogene ontvangers. Alle procedures voor het hanteren van dieren werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren gepubliceerd door NIH, en alle dierproefprotocollen werden goedgekeurd door de Animal Care and Use Committee van het Chongqing University Cancer Hospital. Alle benodigdheden die tijdens de operatie worden gebruikt, inclusief chirurgische instrumenten en oplossingen, zijn steriel. Een schema van het protocol is weergegeven in figuur 1.
1. Donorprocedure
- Induceer algemene anesthesie bij de rat door 5% isofluraaninhalatie met behulp van een inductiekamer. Injecteer vervolgens subcutaan buprenorfine met 0,1 mg /kg om gelijktijdige preventieve analgesie uit te voeren.
- Plaats de rat op zijn rug en handhaaf de anesthesie met 2% isofluraaninhalatie met behulp van een mondkapje over zijn neus en mond. Breng oogglijmiddel aan op de ogen om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen. Langzame ademhalingsfrequentie en ritme, het verdwijnen van hoornvliesreflex en gebrek aan reactie op de teenknijper wijzen op de effectiviteit van anesthesie.
- Scheer het buikhaar met een elektrisch scheermes en steriliseer de huid met 0,5% jodium en 70% alcohol.
- Injecteer subcutaan 0,5% lidocaïne langs de middellijn van de symphysis pubis naar subxiphoid voor lokale analgetica, en snijd vervolgens in de buik en trek de incisie open met behulp van een retractor.
- Haal de darmen uit de rechterkant van de incisie en wikkel ze in met bevochtigd gaas om te voorkomen dat ze uitdrogen. Stel vervolgens de linker nier bloot.
- Scheid vetweefsels van de linker nier en urineleider met behulp van wattenstaafjes en dissocieer vervolgens de linker nierslagader en ader met behulp van de micro-tang onder een operatiemicroscoop met 20x vergroting. Stollen eventuele bloedingen met behulp van elektrocoagulatie, indien nodig.
- Voer ligatie van de aorta uit ongeveer 5 mm boven de linker nierslagader met een 4-0 polyamide monofilament hechtdraad. Transect vervolgens de linker nierader distal naar de conjunctie van de linker genitale ader en bijnierader.
- Spoel de nier met ijskoude UW-oplossing aangevuld met heparine (100 E / ml) met behulp van een 24 G hoofdhuidnaald van de aorta onder de linker nierslagader totdat het bloed in kleur vervaagt. Warme ischemie tijd is gemiddeld 5 min.
- Na het transeciëren van de linker nierslagader ongeveer 2 mm naast de aorta, dissocieer de nier en urineleider met behulp van een micro-tang (behoud de perifere bindweefsels om de bloedtoevoer naar de urineleider te garanderen). Transecteer vervolgens de urineleider naast de blaas en bewaar de linker nier van de donor in ijskoude UW-oplossing.
- Offer de donorrat met bloedverlies door de aorta door te snijden en vervolgens in een CO2-doos te plaatsen om de dood te garanderen.
2. Procedure voor de ontvanger
- Herhaal de procedure beschreven in stappen 1.1-1.5 voor de ontvangende rat.
- Dissocieer de linker nier en urineleider, evenals de linker nierslagader en nierader van de ontvangende rat met behulp van wattenstaafjes en micro-tang onder een operatiemicroscoop met 20x vergroting.
- Clip de linker nierslagader en nierader bij de wortel door niet-invasieve micro-vasculaire klemmen. Ligate de linker urineleider ongeveer 2-3 cm onder de nier met een 8-0 polyamide monofilament hechting en transect het bij ligatie.
- Reseceer de oorspronkelijke linkernier van de ontvanger door de linker nierslagader op 2 mm afstand van de microvaatklem te transecteren en de nierader proximaal te transeceren naar de conjunctie van de linker genitale ader en bijnierader. Stolt de bijnierader indien nodig met behulp van elektrocoagulatie.
- Implanteer de donornier in de linker renale fossa van de ontvangende rat en plaats ijs rond de geïmplanteerde donornier. Anastomose de nierslagader en nierader van de donor naar de nierslagader en nierader van de ontvanger in een end-to-end patroon met behulp van 10-0 polyamide monofilament hechtingen onder een operatiemicroscoop met 45x vergroting, als volgt.
- Anastomose de nierslagader met onderbroken hechtingen.
- Plaats de verblijfsnaden op respectievelijk 12 en 6 uur van anastomose. Hecht direct één kant van de anastomose tussen de twee blijfnaden met 2-3 hechtingen met behulp van een 10-0 Polyamide Monofilament hechtdraad.
- Draai de verblijfsnaden om en hecht op dezelfde manier de andere kant van de anastomose tussen de twee stay-hechtingen met 2-3 hechtingen.
- Anastomose de nierader met continue hechtingen.
- Plaats de verblijfsnaden op respectievelijk 6 en 12 uur posities van anastomose. Hecht één kant van de anastomose vanuit de 12 uur positie met 4-5 hechtingen met behulp van de lopende hechtingen, en bind vervolgens de lopende hechting aan de blijfnaad op de 6 uur positie met een 10-0 polyamide monofilament hechtdraad.
- Draai de verblijfsnaden om en hecht op dezelfde manier de andere kant van de anastomose vanuit de 6 uur-positie en bind ten slotte de lopende hechting aan de verblijfsnaad op de 12-uurspositie.
- Perfuseer de donornier opnieuw door eerst de niet-invasieve micro-vasculaire klem van de nierader vrij te geven; identificeer vervolgens de bloedingsplaatsen en maak extra hechtingen.
- Laat de niet-invasieve micro-vasculaire klem van de nierslagader los, identificeer de bloedingsplaatsen en maak extra hechtingen. Koude ischemie tijd is gemiddeld 45 min.
- Steek het uiteinde van de donorureter met een 4-0 polyamide monofilament hechtdraad als een sleep om het uiteinde door de "tunnel" van de blaas van de ontvanger te slepen onder een operatiemicroscoop met 20x vergroting. Transect daarna het uiteinde van de donorureter met de hechting buiten de blaas van de ontvanger. Laat de donorureter terug krimpen in de blaas van de ontvanger.
- Fixeer de donorureter met de blaas van de ontvanger door de adventitia van de donorureter te hechten met de spierlaag van de blaas van de ontvanger buiten op vier gelijke posities met behulp van een 8-0 polyamide monofilament hechting onder een operatiemicroscoop met 45x vergroting.
- Plaats de darmen terug in de buikholte en sluit eerst de abdominale incisie met continue hechtingen in de spierlaag en daarna de huidlaag met een 4-0 polyamide monofilament hechting.
- Plaats de ontvangende rat op een verwarmingskussen van 37°C in een droge en schone kooi. Wacht tot de rat herstelt van de anesthesie.
- Injecteer buprenorfine (0,05 mg/kg) subcutaan elke 6 uur gedurende 48 uur in de ontvangende rat voor postoperatieve analgesie. Injecteer intramusculair penicilline (50.000 E/kg) eenmaal daags gedurende 3 dagen in de ontvangende rat ter voorkoming van infectie. De ontvangende rat wordt geofferd door het in een CO2-doos te plaatsen om de chronische afstoting van niertransplantaat na 10 weken transplantatie te observeren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
In dit orthotopische niertransplantatiemodel bij ratten bewegen de ontvangende ratten normaal na de operatie. Om de chronische afstoting van niertransplantaat te observeren, worden ontvangende ratten gedurende 10 weken na transplantatie opgevoed en de totale overlevingskans van ontvangende ratten op dit moment is ongeveer 90%. De belangrijkste doodsoorzaken zijn bloedingen en urineverlies na de operatie. De andere belangrijke complicaties zijn bloedingen tijdens de operatie, trombose in niervaten en hydronefrose, waarvan de respectieve incidentie ongeveer 15%, 25% en 20% is. Het grootste deel van de bloeding tijdens de operatie kan worden gestopt en heeft geen invloed op de overleving van ontvangende ratten. Niertransplantaten met embolisatie van bloedvaten en hydronefrose moeten worden uitgesloten van de daaropvolgende onderzoeken.
In dit model zijn F344-ratten van de rat MHC (RT1) haplotype RT1lv1 en Lewis-ratten van het haplotype RT1l. Deze twee stammen verschillen in de MHC-klasse Ib locus C/E/M13, wat geen acute T-cel-gemedieerde afstoting veroorzaakt, maar leidt tot een daaropvolgende chronische antilichaam-gemedieerde afstoting 4,5. Chronische allograft nefropathie wordt gekenmerkt door glomerulaire sclerose, interstitiële fibrose, tubulaire atrofie en interstitiële arteriosclerose14. Na 10 weken na transplantatie onthullen hematoxyline- en eosine (HE)-kleuring en periodieke zuur-Schiff (PAS)-kleuring glomerulaire sclerose, interstitiële fibrose en tubulaire atrofie (figuur 2A en 2B) en interstitiële arteriosclerose (figuur 2C) in renale allograft in tegenstelling tot de isotransplantaatnier. Als een ander kenmerk van chronische glomerulopathie in het renale allograft, toont zilverkleuring de verdikking van het glomerulaire keldermembraan in allograftnier in vergelijking met isograftnier (figuur 2D), wat wijst op het succes van het huidige orthotopische niertransplantatiemodel bij ratten.
Figuur 1: Schema van het orthotopische niertransplantatiemodel bij ratten. (A) Resectie van de nier van de donor. Ligate de aorta boven de linker nierslagader en transect de linker nierader distal naar de conjunctie van de genitale ader en de bijnierader. Na perfusie met ijskoude UW-oplossing wordt de linker nier van de donor vervolgens gereseceerd door de linker nierslagader ongeveer 2 mm naast de aorta te transecteren en de urineleider naast de blaas te transecteren. (B) Resectie van de nier van de ontvanger. Na het klemmen van de linker nierslagader en nierader bij de wortel, wordt de urineleider na ligatie doorgesneden. De linker nier van de ontvanger wordt vervolgens gereseceerd door de linker nierslagader 2 mm van de micro-vasculaire klem te transecteren en de nierader proximaal te transecteren naar de conjunctie van de linker genitale ader en bijnierader. (C) Implantatie van de nier van de donor. De nierslagader en nierader van de donor worden geanalyseerd naar respectievelijk de nierslagader en de nierader van de ontvanger door onderbreking van de hechting en continue hechting in een end-to-end patroon. De donorureter wordt vervolgens naar de blaas van de ontvanger geanastomoseerd met behulp van een end-to-side "tunnel" -methode. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Pathologische kleuring van niertransplantaten. Chronische graftnefropathie gekenmerkt door glomerulaire sclerose, interstitiële fibrose, tubulaire atrofie en interstitiële arteriosclerose zoals aangetoond in renale allografts na 10 weken niertransplantatie van F344-donoren aan Lewis-rattenontvangers. (A,B) Glomerulaire sclerose, interstitiële fibrose en tubulaire atrofie, evenals (C) interstitiële arteriosclerose in renale allograft worden aangetoond door hematoxyline- en eosinekleuring en periodieke zuur-Schiff-kleuring. Schaalbalk: 50 μm. (D) Verdikking van glomerulaire keldermembranen (GBM) in nierallograft in vergelijking met renale isograft wordt aangetoond door zilverkleuring. De onderbroken vierkanten schetsen de hogere vergrotingsafbeelding van GBM. Schaalbalk: 50 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Niertransplantatie bij de rat is een uitdagend werk dat een hoog niveau van microchirurgische technieken vereist en de operatietechnieken zijn meerdere malen geoptimaliseerd. Vanaf het begin implanteerden Gonzalez et al. de donornier in de nek van de ontvanger en anastomoseerden de donorureter naar de huid9. Vanwege de hoge incidentie van urineweginfectie en stenose van de donorureter, werd de operatie echter in korte tijd gestaakt. Vervolgens werd de implantaatoperatie van de rechternier van de donor verbeterd door anastomose van de nierslagader en nierader van de donor naar de ontvangende aorta en inferieure vena cava15, of door anastomose van de nierslagader en nierader van de donor naar de ontvangende nierslagader en inferieure vena cava11. Niettemin zijn de rechter nierslagader en nierader dun en kort, waardoor de moeilijkheden en het faalpercentage van de operatie toenemen. Bovendien moest deze operatie de aorta en inferieure vena cava van de ontvanger worden geblokkeerd. Daarom resulteerden ischemie van het onderlichaam en de trombose van inferieure vena cava in hoge incidenties van invaliditeit en dood van ontvangende ratten. De andere verbeterde implantaatoperaties omvatten anastomose van donoraorta en nierader naar de nierslagader en nierader van de ontvanger met behulp van een manchetmethode16. Weer anderen anastomeren de urineleider met behulp van de manchetmethode12. De dunheid van de nierslagader en urineleider verhoogt echter de moeilijkheid bij het produceren van de manchet en anastomose, waardoor de toepassing van deze implantaatoperaties wordt beperkt.
Momenteel wordt het veelgebruikte orthotopische niertransplantatiemodel bij ratten uitgevoerd in de linker nier door anastomose van de linker donor nierslagader en nierader naar de ontvangende aorta en inferieure vena cava, en anastomose van de donorblaaspleister naar de ontvangende blaas10. De linker nierslagader en nierader zijn lang genoeg om anastomose te vergemakkelijken. Niettemin kan de anastomose voor de ontvangende aorta en inferieure vena cava nog steeds niet voorkomen dat de ischemie van het onderlichaam en de trombose van inferieure vena cava, waardoor een hoog niveau van microchirurgische ervaring nodig is om de operatietijd te verkorten. Het huidige orthotopische niertransplantatiemodel bij ratten wordt gewijzigd van Reuter S. et al.17 via end-to-end anastomose van de linker donor nierslagader en nierader naar de nierslagader en nierader van de ontvanger, en anastomose van de donorureter naar de blaas van de ontvanger met behulp van een "tunnel" -methode. In dit model is het niet nodig om de ontvangende aorta en inferieure vena cava te knippen, zodat de fysiologische systemische circulatie van de ontvangende rat niet wordt onderbroken en de overlevingskans wordt verbeterd zonder te verlammen (meer dan 90%). Bovendien is de "tunnel" -methode van anastomose van de donorureter naar de blaas van de ontvanger eenvoudig te bedienen en vermindert de incidentie van urineverlies na de operatie door de donorblaaspleister te hechten.
Sommige details in dit model moeten echter nog worden opgemerkt. Eerst moeten de darmen buiten vochtig worden gehouden door ze te bedekken met bevochtigd gaas. Anders zou de ontvanger na de operatie sterven aan darmnecrose. Ten tweede mogen de bindweefsels van de donorureter niet volledig worden verwijderd om de bloedtoevoer ernaartoe te garanderen. Ten derde moeten vergelijkbare gewichten van donor- en ontvangerratten worden toegekend om ervoor te zorgen dat de donor- en ontvangervaten van hetzelfde kaliber zijn. Een significant ander kaliber van donor- en ontvangervaten zou de bloeding of trombose na anastomose verhogen. Ten vierde moet een geschikte lengte van de anastomosische vaten worden aangehouden, met name voor de aderen door het donor renale aderdistale te transecteren uit de conjunctie van de genitale ader en de bijnierader en de recipiënte nierader proximaal te transeceren met de conjunctie van de genitale ader en bijnierader. Anastomosische vaten die te lang of te kort zijn, kunnen leiden tot verdraaiing van bloedvaten, slechte bloedstroom en bloedlekkage. Ten vijfde moet het anastomoseproces worden uitgevoerd onder een hoog vergrotingsveld, zoals x45-plooi, als gevolg van dunne wanden van de nierslagader en nierader. Een slecht opgelost veld zou verkeerde hechtingen van vaatwanden veroorzaken. Ten zesde, om de trombose na de operatie te verminderen, moet heparine-oplossing (100 E / ml) tijdens het anastomoseproces op de anastomosische bloedvaten worden gedropt. Ten zevende mag de hele laag van de donorureter niet worden gehecht bij het fixeren aan de blaas van de ontvanger, omdat de stenose van de urineleider en hydronefrose zou toenemen.
De beperkingen van dit model zijn een hoge vereiste van microchirurgische vaardigheden en een bepaalde kans op complicaties, waaronder bloedingen, urineverlies, trombose en hydronefrose. De belangrijkste postoperatieve complicaties zijn vergelijkbaar tussen verschillende orthotopische niertransplantatietechnieken bij ratten, waaronder bloedingen, urineverlies, trombose en hydronefrose als gevolg van ureter anastomose stenose. In tegenstelling tot de anastomose van de nierslagader en nierader van de donor naar de nierslagader van de ontvanger en inferieure vena cava11, verhoogt de huidige techniek echter de trombose in niervaten mild vanwege de dunheid van anastomose, maar vermijdt de interferentie met de circulatie van de onderste ledematen. In tegenstelling tot de anastomose van de nierslagader en nierader met behulp van een manchetmethode16, vermindert de huidige techniek de draaiing van bloedvaten. In vergelijking met end-to-end anastomose van de urineleider met behulp van de manchetmethode12, verhoogt de huidige techniek de stenose van ureteranastomose mild, maar vermindert de moeilijkheid in de werking. De verbetering van de microchirurgische technieken door continue oefening kan de complicaties verminderen, de overlevingskans van ontvangende ratten verhogen en de bezettingsgraad van de modellen in de daaropvolgende experimenten verhogen. Het huidige model biedt een verwijzing naar wetenschappers die niertransplantatie bestuderen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (81870304) aan Jun Li en door de Else Kröner-Fresenius-Stiftung (Nr. 2017_A28) aan Marcus Groettrup.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | G0090781 | |
| 4-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C1048451 | |
| 8-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C2090880 | |
| Buprenorphine | US Biological life Sciences | 352004 | |
| Electrocoagulator | Electrocoagulator | ZJ1099 | |
| F344 and Lewis rats | Center of Experimental Animals (Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, China) | NA | |
| Gauze | Henan piaoan group Co., LTD | 10210402 | |
| Heating pad | Guangzhou Dewei Biological Technology Co., LTD | DK0032 | |
| Heparin | North China Pharmaceutical Co., LTD | 2101131-2 | |
| Injection syringe (1 ml and 10 ml) | Shandong weigao group medical polymer Co., LTD | 20211001 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., LTD | 21070201 | |
| Penicillin G Sodium | Wuhan HongDe Yuexin pharmatech co.,Ltd | 69-57-8 | |
| Scalp needle (24 G) | Hongyu Medical Group | 20183150210 | |
| Shaver | Beyotime | FS600 | |
| Small animal anesthesia machine | RWD Life Science | R500 | |
| Small Animal Surgery Kit | Beyotime | FS500 | |
| Sodium chloride injection | Southwest pharmaceutical Co., LTD | H50021610 | |
| Surgical operation microscope | Tiannuoxiang Scientific Instrument Co. , Ltd, Beijing, China | SZX-6745 | |
| Swab | Yubei Medical Materials Co., LTD | 21080274 | |
| Tape | Minnesota Mining Manufacturing Medical Equipment (Shanghai) Co., LTD | 1911N68 | |
| UW solution | Bristol-Myers Squibb Company | 17HB0002 |
References
- Cooper, J. E., Wiseman, A. C. Novel immunosuppressive agents in kidney transplantation. Clinical Nephrology. 73 (5), 333-343 (2010).
- Colaneri, J. An overview of transplant immunosuppression--history, principles, and current practices in kidney transplantation. Nephrology Nursing Journal. 41 (6), 549-560 (2014).
- Colvin, R. B., Smith, R. N. Antibody-mediated organ-allograft rejection. Nature Reviews Immunology. 5 (10), 807-817 (2005).
- Joosten, S. A., et al. Antibody response against perlecan and collagen types IV and VI in chronic renal allograft rejection in the rat. American Journal of Pathology. 160 (4), 1301-1310 (2002).
- Joosten, S. A., van Ham, V., Borrias, M. C., van Kooten, C., Paul, L. C. Antibodies against mesangial cells in a rat model of chronic renal allograft rejection. Nephrology Dialysis Transplantation. 20 (4), 692-698 (2005).
- Yamanaka, K., et al. Depression of complement regulatory factors in rat and human renal grafts is associated with the progress of acute T-cell mediated rejection. PLoS One. 11 (2), 0148881 (2016).
- Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition prevents chronic antibody-mediated allograft rejection in renal transplantation. Kidney International. 93 (3), 670-680 (2018).
- Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition induces plasma cell apoptosis and preserves kidney allografts by activating the unfolded protein response and suppressing plasma cell survival factors. Kidney International. 95 (3), 611-623 (2019).
- Miller, B. F., Gonzalez, E., Wilchins, L. J., Nathan, P. Kidney transplantation in the rat. Nature. 194, 309-310 (1962).
- Tillou, X., Howden, B. O., Kanellis, J., Nikolic-Paterson, D. J., Ma, F. Y. Methods in renal research: kidney transplantation in the rat. Nephrology. 21 (6), 451-456 (2016).
- Daniller, A., Buchholz, R., Chase, R. A. Renal transplantation in rats with the use of microsurgical techniques: a new method. Surgery. 63 (6), 956-961 (1968).
- Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: A novel and simplified surgical approach. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (147), e59403 (2019).
- Günther, E., Walter, L. The major histocompatibility complex of the rat (Rattus norvegicus). Immunogenetics. 53 (7), 520-542 (2001).
- Loupy, A., et al. The Banff 2015 Kidney Meeting Report: Current challenges in rejection classification and prospects for adopting molecular pathology. American Journal of Transplantation. 17 (1), 28-41 (2017).
- Fisher, B., Sun, L. Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat. Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).
- Kamada, N. A description of cuff techniques for renal transplantation in the rat. Use in studies of tolerance induction during combined liver grafting. Transplantation. 39 (1), 93-95 (1985).
- Grabner, A., et al. Non-invasive imaging of acute allograft rejection after rat renal transplantation using 18F-FDG PET. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (74), e4240 (2013).
