Summary
Um neuartige therapeutische Interventionen zur Prävention und Behandlung von Rückenschmerzen zu entwickeln, sind Tiermodelle erforderlich, um die Mechanismen und die Wirksamkeit dieser Therapien aus einer translationalen Perspektive zu untersuchen. Das vorliegende Protokoll beschreibt den BMS-Test, eine standardisierte Methode zur Beurteilung der mechanischen Empfindlichkeit des Rückens bei der Ratte.
Abstract
Rückenschmerzen sind weltweit die Hauptursache für Behinderungen mit dramatischen persönlichen, wirtschaftlichen und sozialen Folgen. Um neuartige Therapeutika zu entwickeln, werden Tiermodelle benötigt, um die Mechanismen und die Wirksamkeit neuartiger Therapien aus einer translationalen Perspektive zu untersuchen. In aktuellen Untersuchungen werden mehrere Nagetiermodelle für Rückenschmerzen verwendet. Überraschenderweise wurde jedoch kein standardisierter Verhaltenstest validiert, um die mechanische Empfindlichkeit in Rückenschmerzmodellen zu bewerten. Dies ist entscheidend, um zu bestätigen, dass Tiere mit vermuteten Rückenschmerzen eine lokale Überempfindlichkeit gegenüber nozizeptiven Reizen aufweisen, und um die Empfindlichkeit bei Eingriffen zur Linderung von Rückenschmerzen zu überwachen. Das Ziel dieser Studie ist es, einen einfachen und zugänglichen Test zur Beurteilung der mechanischen Empfindlichkeit im Rücken von Ratten zu entwickeln. Ein Testkäfig wurde speziell für diese Methode hergestellt; Länge x Breite x Höhe: 50 x 20 x 7 cm, mit einem Edelstahlgitter auf der Oberseite. Dieser Prüfkäfig ermöglicht die Anwendung mechanischer Reize auf den Rücken. Um den Test durchzuführen, wird der Rücken des Tieres in der interessierenden Region rasiert und der Testbereich wird markiert, um den Test je nach Bedarf an verschiedenen Tagen zu wiederholen. Die mechanische Schwelle wird mit Von-Frey-Filamenten bestimmt, die auf die paraspinalen Muskeln aufgebracht werden, wobei die zuvor beschriebene Auf-Ab-Methode verwendet wird. Zu den positiven Reaktionen gehören (1) Muskelzuckungen, (2) Wölbung (Rückenstreckung), (3) Rotation des Nackens, (4) Kratzen oder Lecken des Rückens und (5) Flucht. Dieser Verhaltenstest (Back Mechanical Sensitivity (BMS) Test) ist nützlich für die mechanistische Forschung mit Nagetiermodellen von Rückenschmerzen für die Entwicklung von therapeutischen Interventionen zur Prävention und Behandlung von Rückenschmerzen.
Introduction
Rückenschmerzen sind weltweit die häufigste Ursache für Behinderungen, die dramatische persönliche, wirtschaftliche und soziale Folgen haben 1,2,3,4. Jedes Jahr sind ca. 37% der Bevölkerung von LBP5 betroffen. LBP verschwindet in der Regel innerhalb weniger Wochen, tritt jedoch bei 24 % bis 33 % der Personen wieder auf und wird in 5 % bis 10 % der Fälle chronisch2. Um die Mechanismen und Auswirkungen von LBP sowie die Auswirkungen verschiedener therapeutischer Interventionen zu verstehen, wurden mehrere Tiermodelle von LBP verwendet, die klinische Bedingungen oder einige Komponenten von LBP6 nachahmen. Diese Maus- und Rattenmodelle können in eine oder mehrere der folgenden Kategorien eingeteilt werden: (1) diskogener LBP7,8,, (2) radikulärer LBP 8,9,10,11, (3) Facettengelenksarthrose 12 und (4) muskelinduzierter LBP13,14 . Da der Schmerz bei nicht-menschlichen Spezies nicht direkt gemessen werden kann, wurden zahlreiche Tests entwickelt, um schmerzähnliche Verhaltensweisen in diesen Modellen zu quantifizieren8. Diese Tests bewerten Verhaltensweisen, die durch einen schädlichen Reiz hervorgerufen werden (mechanische Kraft 15,16,17, thermische Stimulation 18,19,20,21,22,23,24,25) oder spontan erzeugt werden 26,27,28,29.
Zu den Methoden, bei denen mechanische Reize verwendet werden, gehören der Von-Frey-Test 15,16 und der Randall-Selitto-Test17. Zu den Methoden, die Wärmereize verwenden, gehören der Tail-Flick-Test18, der Heizplattentest19, der Hargreaves-Test20 und der Thermosondentest21. Zu den Methoden, die kalte Stimuli verwenden, gehören der Cold-Plate-Test22, der Aceton-Verdampfungstest 23 und der kalte Plantar-Assay24. Methoden für spontane Verhaltensweisen umfassen die Grimassenskala 26, das Graben27, die Gewichts- und Ganganalyse 28 sowie eine automatisierte Verhaltensanalyse29. Trotz dieser zahlreichen verfügbaren Tests ist keiner von ihnen speziell für Rückenschmerzmodelle konzipiert.
Das Ziel dieser Studie ist es, einen einfachen und zugänglichen Test zur Beurteilung der mechanischen Empfindlichkeit im Rücken von Ratten zu entwickeln. Die Technik basiert weitgehend auf dem Von-Frey-Test, der auf die Plantaroberfläche der Hinterpfoteangewendet wird 15,16. Das Grundprinzip des Von-Frey-Tests besteht darin, eine Reihe von Monofilamenten in der interessierenden Region zu verwenden, die konstante vorbestimmte Kräfte liefern. Eine Reaktion gilt als positiv, wenn die Ratte ein nozifensives Verhalten zeigt. Der mechanische Schwellenwert kann dann basierend auf den Filamenten berechnet werden, die Reaktionen hervorgerufen haben. In der vorliegenden Studie wird eine einfache und zugängliche Methode zur Verfügung gestellt, die vom Von-Frey-Test adaptiert wurde, um die mechanische Empfindlichkeit im Rücken von Ratten zu bestimmen.
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Protocol
Das Versuchsprotokoll wurde vom Tierpflegeausschuss der Université du Québec à Trois-Rivières genehmigt und entsprach den Richtlinien des Canadian Council on Animal Care und den Richtlinien des Ausschusses für Forschung und ethische Fragen der International Association for the Study of Pain (IASP). In der vorliegenden Studie wurden sechs männliche Wistar-Ratten (Körpergewicht: 320-450 g; Alter: 18-22 Wochen) verwendet. Die Tiere stammen aus einer kommerziellen Quelle (siehe Materialtabelle). Die Daten dieser Ratten stammen aus der größeren Stichprobe einer früheren Studie30.
1. Experimentelle Vorbereitung
- Unterbringung der Tiere in einem temperaturkontrollierten Raum in Standard-Tiereinrichtungen mit Zugang zu Futter und Wasser ad libitum und einem Hell-Dunkel-Zyklus von 14 h bis 10 h. Stellen Sie sicher, dass alle Tiere am Tag der Versuche bei guter Gesundheit sind.
- Generieren Sie das Tiermodell für chronische Rückenschmerzen, indem Sie die folgenden Schritte ausführen.
- Um chronische Rückenschmerzen zu induzieren, führen Sie eine intramuskuläre Injektion von Complete Freund Adjuvant (CFA) in die Rückenmuskulatur gemäß den vorherigen Berichten 14,30,31 durch.
- Betäuben Sie das Tier mit Isofluran (4% für die Induktion und 2%-2,5% für die Erhaltung).
- Injizieren Sie mit einer 27-G-Nadel 150 μl einer gebrauchsfertigen Wasser-in-Öl-Emulsion von CFA (siehe Materialtabelle) je nach Protokollanforderungen einseitig oder bilateral in die paraspinalen Muskeln.
- Halten Sie die Injektionsnadel nach Abschluss der Injektion mindestens 3 Minuten lang an Ort und Stelle. Verwenden Sie für Tiere in der Kontrollgruppe die gleichen Verfahren30, injizieren Sie jedoch eine Lösung steriler physiologischer Kochsalzlösung (150 μl, 0,9%) anstelle von CFA.
- Stellen Sie den Testkäfig her.
- Stellen Sie einen Testkäfig für zwei Tiere her, der für jedes Tier eine Kammer umfasst.
ANMERKUNG: Für die vorliegende Studie hat jede Kammer die folgenden Abmessungen: Länge x Breite x Höhe: 50 x 20 x 7 cm (siehe Materialtabelle). - Montieren Sie die beiden zusammenhängenden Kammern auf vier 33 cm langen Plexiglasbeinen. Verwenden Sie transparentes Plexiglas für die Wände der Kammern, aber verwenden Sie schwarzes Plexiglas, um die Kammern zu trennen, um zu verhindern, dass sich die Tiere sehen.
- Verwenden Sie ein Edelstahlgitter aus 1 mm Draht mit einem Abstand von 8 mm zwischen den Drähten, um den Boden und die Decke des Prüfkäfigs herzustellen (Abbildung 1).
- Stellen Sie einen Testkäfig für zwei Tiere her, der für jedes Tier eine Kammer umfasst.
2. Test der mechanischen Empfindlichkeit (BMS)
- Machen Sie das Tier vor dem ersten Test 30 min/Tag an 5-7 aufeinanderfolgenden Tagen mit dem Testkäfig vertraut. Wiederholen Sie den Test nach Bedarf.
- Betäuben Sie die Tiere mit 2% Isofluran31 (siehe Materialtabelle).
- Rasieren Sie in Bauchlage unter Isofluran-Anästhesie das Rückenhaar des interessierenden Bereichs (von T6 bis L6 Wirbelebene) mit einem Tierhaarschneider (siehe Materialtabelle). Rasieren Sie bei wiederholten Messungen die Rückenhaare alle 3 Tage an einem Tag ohne Verhaltensbewertung, um sicherzustellen, dass die Reize immer direkt auf die Haut aufgetragen werden. Zeichnen Sie mit einem Permanentmarker eine schwarze Markierung auf die Haut, um sicherzustellen, dass die Filamente immer auf die gleiche Stelle aufgetragen werden, wenn der Test an verschiedenen Tagen wiederholt wird.
- Setzen Sie die Tiere am Testtag vor dem Test für 15 bis 30 Minuten in den Testkäfig, bis sich das Tier beruhigt hat.
- Tragen Sie während des Tests Von-Frey-Filamente (0,07, 0,16, 0,4, 0,6, 1, 2, 4, 6, 10, 15 und 26 g) senkrecht auf den Rücken auf, wobei immer mit dem 2-g-Filament beginnen und die Up-Down-Methode15 verwendet wird (siehe Materialtabelle). Nähern Sie sich dem Rücken des Tieres langsam mit dem Filament hinter dem Tier.
- Tragen Sie das Filament nur auf, wenn das Tier wach ist, auf seinen vier Pfoten steht und sich nicht bewegt. Tragen Sie das Filament alle 15-30 s beidseitig für 2 s auf den interessierenden Bereich auf, 10 mm vom Dornfortsatz entfernt (Abbildung 2).
HINWEIS: Eine Reaktion gilt als positiv, wenn das Tier während oder unmittelbar nach dem Auftragen des Filaments eines oder mehrere der folgenden Verhaltensweisen zeigt: (1) Muskelzuckungen, (2) Wölbung (Rückenstreckung), (3) Drehung des Halses, um auf den Rücken zu schauen, (4) Kratzen oder Lecken des Rückens und (5) Flucht.
- Tragen Sie das Filament nur auf, wenn das Tier wach ist, auf seinen vier Pfoten steht und sich nicht bewegt. Tragen Sie das Filament alle 15-30 s beidseitig für 2 s auf den interessierenden Bereich auf, 10 mm vom Dornfortsatz entfernt (Abbildung 2).
- Wie zuvor beschrieben15, wenn beim Anlegen eines Filaments keine Reaktion beobachtet wird, wird das nächste Filament mit einer höheren Kraft in der Reihe angewendet. Wenn eine Reaktion beobachtet wird, verwenden Sie das nächste Filament mit einer geringeren Kraft in der Reihe. Setzen Sie diesen Vorgang fort, bis nach der ersten Verhaltensänderung vier Messwerte erhalten werden (Antwort nach einer Reihe von "keine Antwort" oder keine Antwort nach einer Reihe von "Reaktionen").
- Sobald die Datenerfassung abgeschlossen ist, berechnen Sie den Wert, der 50% des mechanischen Schwellenwerts entspricht, wie von Chaplan et al.15 beschrieben, mit dieser Formel:
50%-Schwellenwert (g) = 10(Xf+kδ)/10 000
HINWEIS: In dieser Formel ist "Xf" die Griffmarke des letzten von Frey-Filaments, das verwendet wurde. "k" ist der tabellarische Wert, der auf dem Antwortmuster15 des Tieres basiert, und "δ" ist der Mittelwert der Handle-Mark-Inkremente zwischen den Von-Frey-Filamenten. Abhängig vom Versuchsdesign und den experimentellen Anforderungen kann nur eine Seite der Wirbelsäule bewertet werden, um einen Schwellenwert zu melden, oder es können zwei Seiten bewertet werden, und die Schwellenwerte werden separat oder als Mittelwert angegeben. Siehe Ergänzende Tabelle 1 für die Berechnungsvorlage32.
3. Verwertung der Tiere
- Nachdem die intramuskuläre Injektion abgeschlossen ist, brechen Sie die Anästhesie ab und legen Sie das Tier zur Genesung allein in einen Standardkäfig.
- Untersuchen Sie während der Erholungsphase das Verhalten des Tieres und lassen Sie es nicht unbeaufsichtigt.
- Vergewissern Sie sich, dass sich das Tier von der Narkose erholt und sich innerhalb von 5 Minuten normal bewegt. Bringen Sie das Tier dann mit den anderen Tieren in seinen gewohnten Käfig zurück.
HINWEIS: Am Ende des Experiments wird das Tier unter tiefer Isofluran-Anästhesie (5%) mit einer 10% igen Formalinlösung durch das Herz perfundiert. Die Rückenmuskulatur im injizierten Bereich wird dann zur Histologie und Bestätigung von entzündlichen Veränderungen extrahiert.
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Representative Results
Die Methode wurde in einer früheren Studie verwendet, in der vollständige Daten und Statistiken vorgelegt wurden, um die mechanische Empfindlichkeit zwischen CFA und Kontrollrattenzu vergleichen 30. Repräsentative Einzeldaten (Mittelwert der linken und rechten Schwellenwerte) von sechs Ratten, die in die vorherige Studie eingeschlossen wurden, sind in Abbildung 3 und Tabelle 1 dargestellt. Zu Studienbeginn war die mechanische Empfindlichkeit zwischen den Gruppen ähnlich. Die intramuskuläre Injektion von CFA in die Lendenmuskulatur führte zu einem deutlichen Anstieg der mechanischen Empfindlichkeit (verringerte Schwelle) von 7 Tagen auf 28 Tage nach der CFA-Injektion. Im Gegensatz dazu zeigten die Kontrollratten (CTL) diese Veränderung nicht. Wie in Abbildung 3 gezeigt, wurde eine Variabilität innerhalb und zwischen den Tieren beobachtet, wie es bei dieser Art der Verhaltensbewertung zu erwarten war. Überempfindliche CFA-Ratten zeigten jedoch eine verminderte Variabilität. Basierend auf der vorherigen Studie 30 reichen 16 Tiere (8 CFA und 8 CTL) aus, um einen signifikanten Effekt zwischen den Gruppen über die Zeit (η2p = 0,38) für 5 Zeitpunkte zu erkennen.
In dieser Studie wurde das Vorliegen chronisch entzündlicher Veränderungen in den Muskeln, denen CFA injiziert wurde, durch eine histologische Untersuchung bestätigt (Abbildung 4)30. Außerdem wurde neben dem Rücken auch eine mechanische Überempfindlichkeit an der Hinterpfote mit einem Standard-Von-Frey-Test beobachtet (Abbildung 5)30. In früheren Studien mit dem gleichen Rückenschmerzmodell zeigten wir ein erhöhtes spontanes Schmerzverhalten und neuroinflammatorische und neurophysiologische Veränderungen14,31. Tatsächlich war das Leckverhalten bei CFA im Vergleich zu Kontrollratten während des Formalintests erhöht, und die Reaktionen einzelner Einheiten auf eine schädliche Stimulation des Ischiasnervs waren in der rechten Amygdala verändert31. Darüber hinaus war die NF-kB-Proteinexpression im Rückenmark von CFA im Vergleich zu Kontrollratten erhöht14. Zusammen validieren die Ergebnisse dieser Studien dieses Modell für chronische Rückenschmerzen, und die vorliegende Studie zeigt visuell, wie das Vorhandensein einer mechanischen Überempfindlichkeit im Rücken dieses Rattenmodells bestätigt werden kann.
Abbildung 1: Prüfkäfig mit mechanischer Empfindlichkeit (BMS) zurück. (A) Schematische Darstellung des Prüfkäfigs. b) Maßgefertigter Versuchskäfig mit zwei Kammern, eine für jedes Tier. (C) Seitenansicht des Prüfkäfigs mit einer Ratte in einer der Kammern. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Bewertung der mechanischen Empfindlichkeit des Rückens. Der Experimentator nähert sich dem Tier von hinten und appliziert das Von-Frey-Filament auf den interessierenden Bereich, 10 mm seitlich vom Dornfortsatz entfernt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Einzelne Beispiele für die mechanische Empfindlichkeit des Rückens. Mechanische Rückenempfindlichkeit bei CFA- und Kontrollratten (CTL) zu Studienbeginn und 7, 14, 21 bzw. 28 Tage nach der intramuskulären Injektion von CFA bzw. Kochsalzlösung. Einzelne Daten werden durch graue (CTL) und schwarze (CFA) gefüllte Kreise dargestellt. Horizontale Balken zeigen die Mittelwerte an. Fehlerbalken bezeichnen den Standardfehler des Mittelwerts. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Histologische Bestätigung einer chronischen Muskelentzündung. Einzelbeispiele für Rückenmuskeln von CFA-Ratten und Kontrollen30. (A) Gesunder Rückenmuskel von einer Kontrollratte 14 Tage nach intramuskulärer Injektion von Kochsalzlösung. (B-C) Die Rückenmuskulatur von zwei CFA-behandelten Ratten zeigte 14 Tage nach der intramuskulären CFA-Injektion eine chronische Entzündung mit einer deutlichen Leukozyteninfiltration. Die Hämatoxylin-Eosin-Färbung wurde zum Färben der Muskelscheiben verwendet. Maßstabsbalken = 250 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 5: Mechanische Überempfindlichkeit bei CFA-Ratten30. Zeitlicher Verlauf der mechanischen Empfindlichkeit über 4 Wochen, entweder nach CFA (n = 8) oder Kochsalzlösung (n = 8) Injektion in die Rückenmuskulatur (L5-L6-Spiegel). (A-B) Mechanische Empfindlichkeit unter den linken und rechten Hinterpfoten. Die mechanischen Schwellenwerte reduzierten sich im Vergleich zu Kontrollratten (P < 0,01) im Laufe der Zeit signifikant. Dieser Effekt unterschied sich nicht signifikant zwischen linken und rechten Hinterpfoten (P = 0,7). Für beide Hinterpfoten zusammen zeigte der Tukey-HSD-Test niedrigere mechanische Schwellenwerte bei CFA im Vergleich zu Kontrollratten, von 1 Woche bis 4 Wochen nach der Injektion (alle P < 0,03). Zeitverläufe für einzelne Hinterpfoten werden nur zur Veranschaulichung dargestellt (Interaktion nicht signifikant, siehe Ergebnisse für Details). (C-D) Mechanische Empfindlichkeit im Rücken. Die mechanischen Schwellenwerte reduzierten sich bei CFA im Vergleich zu Kontrollratten (P < 0,001) im Laufe der Zeit signifikant. Dieser Effekt unterschied sich nicht signifikant zwischen den linken und rechten Beurteilungsstellen (P = 0,3). Für die linke und rechte Bewertungsstelle zusammen zeigte der Tukey-HSD-Test einen niedrigeren mechanischen Schwellenwert bei CFA im Vergleich zu Kontrollratten von 1 Woche bis 4 Wochen nach der Injektion (alle P's < 0,05). Zeitverläufe für einzelne Hinterpfoten werden nur zur Veranschaulichung dargestellt (Interaktion nicht signifikant, siehe Ergebnisse für Details). In Panel (D) sind die individuellen Daten einer CFA-Ratte zu Illustrationszwecken nicht zu Illustrationszwecken am Ausgangswert (9,6 g) dargestellt. Schattierte Bereiche stellen die Basisbewertung dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
| Ratte | Gruppe | Grundlinie | Tag 7 | Tag 14 | Tag 21 | Tag 28 |
| 1 | 2.34 | 0.29 | 0.12 | 0.29 | 0.29 | |
| 2 | CFA | 1 | 0.48 | 0.05 | 0.48 | 0.08 |
| 3 | 1.26 | 0.05 | 0.05 | 0.05 | 0.19 | |
| Mittelwert ± SD | 1,53 ± 0,58 | 0,27 ± 0,18 | 0,07 ± 0,03 | 0,27 ± 0,18 | 0,19 ± 0,09 | |
| 4 | 1.59 | 2.61 | 0.64 | 3.26 | 2.45 | |
| 5 | CTL (Begriffsklärung | 1.15 | 0.63 | 3.41 | 2.3 | 1.29 |
| 6 | 0.43 | 1.26 | 0.77 | 0.32 | 2.09 | |
| Mittelwert ± SD | 1,06 ± 0,48 | 1,50 ± 0,83 | 1,61 ± 1,28 | 1,96 ± 1,22 | 1,94 ± 0,48 |
Tabelle 1: Einzelne Beispiele für die mechanische Empfindlichkeit des Rückens bei CFA- und Kontrollratten.
Ergänzende Tabelle 1: Bestimmung der mechanischen Schwelle. Diese Vorlagentabelle wird verwendet, um den mechanischen Schwellenwert zu berechnen. Das Muster der Antworten (X/O) wird notiert, und die für die Berechnung erforderlichen Werte werden nur für Xf und k eingegeben, entsprechend der Griffmarkierung des letzten Filaments, das für den Test verwendet wurde, und dem k-Wert, der dem Antwortmuster zugeordnet ist, in diesem Fall XX gefolgt von OOXXO. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
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Discussion
Kritische Schritte
Der BMS-Test ist eine einfache Methode zur Beurteilung der mechanischen Empfindlichkeit im Rücken von Ratten, entweder zu einem bestimmten Zeitpunkt oder wiederholt über Tage oder Wochen, wenn Veränderungen zu erwarten sind (Schmerzmodelle) oder nach pharmakologischen oder nicht-pharmakologischen Eingriffen. Zu den kritischen Aspekten der Methode gehört der Testkäfig, dessen Abmessungen sicherstellen müssen, dass sich die Ratte wohl fühlt, sich aber nicht zu viel bewegt. Der Rücken des Tieres muss durch die Netzdecke zugänglich bleiben, um eine reproduzierbare mechanische Stimulation zu ermöglichen. Um die Variabilität bei der Schwellenwertbeurteilung zu begrenzen, muss der zu untersuchende Rückenbereich rasiert werden, so dass mechanische Reize direkt auf die Haut ausgeübt werden. Darüber hinaus muss die Haut markiert werden, damit mechanische Reize auf denselben Bereich angewendet werden können. Schließlich muss sich der Experimentator dem Filament von hinten an die Haut nähern, um nicht vom Tier gesehen zu werden.
Verglichen mit dem Von-Frey-Test, der zur Beurteilung der mechanischen Empfindlichkeit an der Hinterpfote15,16 verwendet wird, ist die mechanische Kraft, die erforderlich ist, um eine positive Reaktion im BMS-Test zu erzeugen, geringer. Die für den Test verwendeten Filamente sollten sorgfältig ausgewählt werden. Die Verwendung der folgenden Filamente sollte die meisten experimentellen Anforderungen abdecken (0,07, 0,16, 0,4, 0,6, 1, 2, 4, 6, 10, 15 und 26 g) und eine Decken- oder Bodenwirkung verhindern. In diesem Fall wird das 2 g Filament für die erste Anwendung verwendet. Dies kann an experimentelle Bedürfnisse angepasst werden, solange die Berechnung entsprechend angepasst wird.
Modifikationen und Fehlerbehebung
In einem Pilotversuch wurde der ideale Bereich für den Test ermittelt. Aufgrund der Form des Rattenkörpers ist die thorakolumbale Region der am besten zugängliche Bereich im Testkäfig. Wenn es keinen Grund gibt, den Test in anderen Regionen der Wirbelsäule durchzuführen, ist dies der Bereich der Wahl für die Anwendung mechanischer Reize. Auch der Lendenbereich ist leicht zugänglich. Bei der Entscheidung, welcher Bereich geprüft werden soll, muss berücksichtigt werden, dass das Filament senkrecht zur Oberfläche aufgebracht werden und sich richtig biegen muss, um die vorgegebene kalibrierte Kraft zu liefern.
Begrenzungen
Der Experimentator muss geschult werden, um die mit dem Test verbundenen Verhaltensweisen zu beobachten. Zu den fünf positiven Reaktionen gehören Muskelzuckungen, Wölbungen, Nackenrotation, um auf den Rücken zu schauen, Lecken oder Kratzen des Rückens und Flucht30. Während die meisten dieser Reaktionen leicht zu beobachten sind, ist das Zucken der Muskeln manchmal subtil bei Reizen mit geringerer Kraft. Außerdem kann sich die Ratte spontan im Käfig bewegen, so dass dies nicht mit dem Entkommen verwechselt werden darf, das speziell beim Anlegen des Filaments auftritt. Um zu vermeiden, dass beide Verhaltensweisen verwechselt werden, muss der Experimentator mindestens einige Sekunden warten, bis das Tier ruhig ist.
Bedeutung und Anwendungsmöglichkeiten
In aktuellen Untersuchungen werden mehrere Nagetiermodelle für Rückenschmerzen verwendet8. Überraschenderweise wurde jedoch kein standardisierter Verhaltenstest validiert, um die mechanische Empfindlichkeit in Rückenschmerzmodellen zu bewerten. Dies ist entscheidend, um zu bestätigen, dass Tiere mit vermuteten Rückenschmerzen eine lokale Überempfindlichkeit gegenüber nozizeptiven Reizen aufweisen, und um die Empfindlichkeit bei Eingriffen zur Linderung von Rückenschmerzen zu überwachen. Der hier vorgestellte BMS-Test bietet eine einfache und zugängliche Lösung für diese Zwecke. Obwohl es für Ratten30 entwickelt wurde, kann es in Zukunft an andere Versuchstiere angepasst werden.
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Disclosures
Die Autoren erklären, dass keine konkurrierenden Interessen oder Beziehungen bestehen, die zu Interessenkonflikten führen können.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium der Fondation Chiropratique du Québec und des Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada unterstützt (MP: Grant #06659). Der Beitrag von HK wurde von der Université du Québec à Trois-Rivières (PAIR-Programm) unterstützt. Der Beitrag von BP wurde vom Fonds de recherche du Québec en Santé (FRQS) und der Fondation Chiropratique du Québec unterstützt. Der Beitrag von TP wurde vom Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada unterstützt. Der Beitrag von NE und EK wurde von der Fondation Chiropratique du Québec unterstützt. Der Beitrag von MP wurde von der FRQS unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aerrane (isoflurane, USP) - Veterinary Use Only | Baxter | NDC 10019-773-60 | Inhalation Anaesthetic ; DIN 02225875, for inducing anasthesia |
| Complete Freund Adjuvant (CFA) | Fisher Scientific | #77140 | Water-in-oil emulsion of Complete Freund Adjuvant (CFA) with killed cells of Mycobacterium butyricum. |
| Male Wistar Rats | Charles River Laboratories | body weight: 320–450 g; age: 18-22 weeks. | |
| Penlon Sigma Delta Vaporizer | Penlon | 990-VI5K-SVEEK | Penlon Sigma Delta Vaporizer used for anasthesia |
| Sharpie Permanent Marker | Sharpie | BC23636 | Permanent Marker, Fine Point, Black |
| Test cage | Custom-made | Width: 20 cm; Length: 50 cm; Height from the bottom to the top: 40 cm; Height from the bottom mesh to the top of the cage: 7 cm; Wall thickness: 5 mm; Mesh: 1 mm wire with an 8 mm inter-wire distance | |
| Von Frey Filaments | Aesthesio, Precise Tactile Sensory Evaluator | 514000-20C | Filaments from 0.07 g to 26 g |
| Wahl Professional Animal, ARCO Cordless Pet Clipper, Trimmer Grooming | Wahl | Kit #8786-1201 | Animal hair trimmer, for shaving purposes, zero blade |
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