Summary
Per sviluppare nuovi interventi terapeutici per la prevenzione e la gestione del mal di schiena, sono necessari modelli animali per esaminare i meccanismi e l'efficacia di queste terapie da una prospettiva traslazionale. Il presente protocollo descrive il test BMS, un metodo standardizzato per valutare la sensibilità meccanica posteriore nel ratto.
Abstract
La lombalgia è la principale causa di disabilità in tutto il mondo, con drammatiche conseguenze personali, economiche e sociali. Per sviluppare nuove terapie, sono necessari modelli animali per esaminare i meccanismi e l'efficacia delle nuove terapie da una prospettiva traslazionale. Diversi modelli di roditori di mal di schiena sono utilizzati nelle indagini attuali. Sorprendentemente, tuttavia, nessun test comportamentale standardizzato è stato convalidato per valutare la sensibilità meccanica nei modelli di mal di schiena. Questo è fondamentale per confermare che gli animali con presunto mal di schiena presentano ipersensibilità locale agli stimoli nocicettivi e per monitorare la sensibilità durante gli interventi progettati per alleviare il mal di schiena. L'obiettivo di questo studio è quello di stabilire un test semplice e accessibile per valutare la sensibilità meccanica nella parte posteriore dei ratti. Una gabbia di prova è stata fabbricata appositamente per questo metodo; lunghezza x larghezza x altezza: 50 x 20 x 7 cm, con una rete in acciaio inossidabile sulla parte superiore. Questa gabbia di prova consente l'applicazione di stimoli meccanici sulla schiena. Per eseguire il test, la parte posteriore dell'animale viene rasata nella regione di interesse e l'area di test è contrassegnata per ripetere il test in giorni diversi, se necessario. La soglia meccanica viene determinata con filamenti di Von Frey applicati ai muscoli paraspinali, utilizzando il metodo up-down descritto in precedenza. Le risposte positive includono (1) contrazioni muscolari, (2) inarcamento (estensione della schiena), (3) rotazione del collo (4) grattarsi o leccare la schiena e (5) fuggire. Questo test comportamentale (Back Mechanical Sensitivity (BMS) test) è utile per la ricerca meccanicistica con modelli di roditori di mal di schiena per lo sviluppo di interventi terapeutici per la prevenzione e la gestione del mal di schiena.
Introduction
La lombalgia (LBP) è la principale causa di disabilità in tutto il mondo, che ha conseguenze personali, economiche e sociali drammatiche 1,2,3,4. Ogni anno, circa il 37% della popolazione è affetta da LBP5. Il LBP di solito si risolve entro poche settimane, ma si ripresenta nel 24% -33% degli individui, diventando cronico nel 5% -10% dei casi2. Per comprendere i meccanismi e gli impatti del LBP e gli effetti di diversi interventi terapeutici, sono stati utilizzati diversi modelli animali di LBP, imitando condizioni cliniche o alcuni componenti del LBP6. Questi modelli murini e di ratto possono essere classificati in una o più delle seguenti categorie: (1) LBP discogenico7,8,, (2) LBP radicolare 8,9,10,11, (3) osteoartrosi articolare12 e (4) LBP13,14 indotto dal muscolo . Poiché il dolore non può essere misurato direttamente nelle specie non umane, sono stati sviluppati numerosi test per quantificare i comportamenti simili al dolore in questi modelli8. Questi test valutano comportamenti evocati da uno stimolo nocivo (forza meccanica 15,16,17, stimolazione termica 18,19,20,21,22,23,24,25) o prodotti spontaneamente26,27,28,29.
I metodi che utilizzano stimoli meccanici includono il test di Von Frey 15,16 e il test di Randall-Selitto17. I metodi che utilizzano gli stimoli termici includono il test di flick di coda18, il test della piastra calda19, il test di Hargreaves20 e il test della sonda termica21. I metodi che utilizzano stimoli freddi includono il test della piastra fredda22, il test di evaporazione dell'acetone 23 e il saggio plantare freddo24. I metodi per i comportamenti spontanei includono la bilancia delle smorfie 26, la scavatura 27, l'analisi del peso e dell'andatura28, nonché un'analisi comportamentale automatizzata29. Nonostante questi numerosi test disponibili, nessuno di essi è progettato specificamente per i modelli di mal di schiena.
L'obiettivo di questo studio è quello di stabilire un test semplice e accessibile per valutare la sensibilità meccanica nella parte posteriore dei ratti. La tecnica si basa in gran parte sul test di Von Frey applicato alla superficie plantare della zampa posteriore15,16. Il principio di base del test di Von Frey è quello di utilizzare una serie di monofilamenti nella regione di interesse, fornendo forze predeterminate costanti. Una risposta è considerata positiva se il ratto mostra un comportamento nocifensivo. La soglia meccanica può quindi essere calcolata in base ai filamenti che hanno evocato le risposte. Nel presente studio, viene fornito un metodo semplice e accessibile adattato dal test di Von Frey per determinare la sensibilità meccanica nella parte posteriore dei ratti.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Il protocollo sperimentale è stato approvato dal comitato per la cura degli animali dell'Université du Québec à Trois-Rivières ed è conforme alle linee guida del Canadian Council on Animal Care e alle linee guida del Committee for Research and Ethical Issues dell'International Association for the Study of Pain (IASP). Il presente studio ha utilizzato sei ratti Wistar maschi (peso corporeo: 320-450 g; età: 18-22 settimane). Gli animali sono stati ottenuti da una fonte commerciale (vedi Tabella dei materiali). I dati di questi ratti provengono dal campione più ampio di uno studio precedente30.
1. Preparazione sperimentale
- Ospitare gli animali in una stanza a temperatura controllata in strutture standard per animali con accesso a cibo e acqua ad libitum e un ciclo luce-buio di 14 h-10 h. Assicurarsi che tutti gli animali siano in buona salute il giorno degli esperimenti.
- Generare il modello animale per il mal di schiena cronico seguendo i passaggi seguenti.
- Per indurre mal di schiena cronico, eseguire un'iniezione intramuscolare di Complete Freund Adjuvant (CFA) nei muscoli della schiena seguendo i precedenti rapporti 14,30,31.
- Anestetizzare l'animale usando l'isoflurano (4% per l'induzione e 2% -2,5% per il mantenimento).
- Utilizzando un ago da 27 G, iniettare 150 μL di un'emulsione acqua-in-olio pronta all'uso di CFA (vedi Tabella dei materiali) nei muscoli paraspinali unilateralmente o bilateralmente, a seconda delle esigenze del protocollo.
- Tenere l'ago per iniezione in posizione per almeno 3 minuti dopo aver completato l'iniezione. Per gli animali del gruppo di controllo, utilizzare le stesse procedure30, ma iniettare una soluzione di soluzione salina fisiologica sterile (150 μL, 0,9%) invece di CFA.
- Fabbricare la gabbia di prova.
- Crea una gabbia di prova per due animali che comprende una camera per ciascun animale.
NOTA: Per il presente studio, ogni camera ha le seguenti dimensioni: lunghezza x larghezza x altezza: 50 x 20 x 7 cm (vedi Tabella dei materiali). - Montare le due camere contigue su quattro gambe in plexiglass lunghe 33 cm. Usa plexiglass trasparente per le pareti delle camere, ma usa plexiglass nero per separare le camere per impedire agli animali di vedersi.
- Utilizzare una rete in acciaio inossidabile di filo di 1 mm con una distanza di interfilo di 8 mm per realizzare il pavimento e il soffitto della gabbia di prova (Figura 1).
- Crea una gabbia di prova per due animali che comprende una camera per ciascun animale.
2. Test di sensibilità meccanica posteriore (BMS)
- Familiarizzare l'animale con la gabbia di prova 30 minuti / giorno per 5-7 giorni consecutivi prima del primo test. Ripetere il test secondo necessità.
- Anestetizzare gli animali usando il 2% di isoflurano31 (vedi tabella dei materiali).
- In posizione prona in anestesia con isoflurano, radere i peli posteriori dell'area di interesse (da T6 a L6 livelli vertebrali) utilizzando un tagliacapelli animale (vedi Tabella dei materiali). Per misure ripetute, radersi i peli posteriori ogni 3 giorni in un giorno senza valutazione comportamentale per garantire che gli stimoli vengano sempre applicati direttamente sulla pelle. Disegna un segno nero sulla pelle con un pennarello permanente per assicurarti che i filamenti vengano sempre applicati alla stessa area quando si ripete il test in giorni diversi.
- Il giorno del test, mettere gli animali nella gabbia di prova per 15-30 minuti prima del test fino a quando l'animale non è calmo.
- Durante la prova, applicare i filamenti di Von Frey (0,07, 0,16, 0,4, 0,6, 1, 2, 4, 6, 10, 15 e 26 g) perpendicolarmente sul retro, iniziando sempre con il filamento da 2 g e utilizzando il metodo up-down15 (vedi Tabella dei materiali). Avvicinati lentamente alla parte posteriore dell'animale con il filamento da dietro l'animale.
- Applicare il filamento solo quando l'animale è sveglio, in piedi sulle sue quattro zampe e non si muove. Applicare il filamento per 2 s bilateralmente all'area di interesse, a 10 mm dal processo spinoso (Figura 2), ogni 15-30 s.
NOTA: Una risposta è considerata positiva se l'animale mostra uno o più dei seguenti comportamenti durante o immediatamente dopo l'applicazione del filamento: (1) contrazioni muscolari, (2) inarcamento (estensione della schiena), (3) rotazione del collo per guardare la schiena, (4) grattarsi o leccare la schiena e (5) fuggire.
- Applicare il filamento solo quando l'animale è sveglio, in piedi sulle sue quattro zampe e non si muove. Applicare il filamento per 2 s bilateralmente all'area di interesse, a 10 mm dal processo spinoso (Figura 2), ogni 15-30 s.
- Come descritto in precedenza15, se non si osserva alcuna risposta con l'applicazione di un filamento, applicare il filamento successivo con una forza maggiore nella serie. Se si osserva una risposta, utilizzare il filamento successivo con una forza inferiore nella serie. Continuare questa procedura fino a quando non si ottengono quattro letture dopo il primo cambiamento comportamentale (risposta dopo una serie di "nessuna risposta" o nessuna risposta dopo una serie di "risposta").
- Una volta completata la raccolta dei dati, calcolare il valore che rappresenta il 50% della soglia meccanica, come descritto da Chaplan et al.15, utilizzando questa formula:
Soglia del 50% (g) = 10(Xf+kδ)/10 000
NOTA: In questa formula, "Xf" è il marchio di maniglia dell'ultimo filamento di von Frey utilizzato. "k" è il valore tabellare basato sul modello di risposta dell'animale15 e "δ" è la media degli incrementi di Handle Mark tra i filamenti di Von Frey. A seconda del disegno sperimentale e delle esigenze sperimentali, solo un lato della colonna vertebrale può essere valutato per segnalare una soglia, o due lati possono essere valutati, e le soglie sono riportate separatamente o come media. Fare riferimento alla tabella supplementare 1 per il modello di calcolo32.
3. Recupero degli animali
- Dopo aver completato l'iniezione intramuscolare, interrompere l'anestesia e posizionare l'animale da solo in una gabbia standard per il recupero.
- Durante il periodo di recupero, esaminare il comportamento dell'animale e non lasciarlo incustodito.
- Confermare che l'animale si riprenda dall'anestesia e si muova normalmente entro 5 minuti. Quindi, riporta l'animale nella sua solita gabbia abitativa con gli altri animali.
NOTA: Alla fine dell'esperimento, l'animale viene perfuso attraverso il cuore con una soluzione di formalina al 10%, in anestesia profonda con isoflurano (5%). I muscoli della schiena nell'area iniettata vengono quindi estratti per l'istologia e la conferma dei cambiamenti infiammatori.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Il metodo è stato utilizzato in uno studio precedente, in cui sono stati presentati dati completi e statistiche per confrontare la sensibilità meccanica tra CFA e ratti di controllo30. I dati individuali rappresentativi (media delle soglie sinistra e destra) di sei ratti inclusi nello studio precedente sono presentati nella Figura 3 e nella Tabella 1. Al basale, la sensibilità meccanica era simile tra i gruppi. L'iniezione intramuscolare di CFA nei muscoli lombari ha causato un marcato aumento della sensibilità meccanica (soglia ridotta) da 7 giorni a 28 giorni dopo l'iniezione di CFA. Al contrario, i ratti di controllo (CTL) non hanno mostrato questo cambiamento. Come mostrato nella Figura 3, la variabilità è stata osservata all'interno e tra gli animali, come previsto con questo tipo di valutazione comportamentale. Tuttavia, i ratti CFA ipersensibili hanno mostrato una ridotta variabilità. Sulla base dello studio precedente 30, 16 animali (8 CFA e 8 CTL) sono sufficienti per rilevare un effetto significativo tra i gruppi nel tempo (η2p =0,38) per 5 punti temporali.
In questo studio, la presenza di alterazioni infiammatorie croniche nei muscoli iniettati con CFA è stata confermata dall'esame istologico (Figura 4) 30. Inoltre, l'ipersensibilità meccanica è stata osservata alla zampa posteriore con un test di Von Frey standard, oltre alla schiena (Figura 5) 30. In studi precedenti con lo stesso modello di mal di schiena, abbiamo mostrato un aumento del comportamento spontaneo del dolore e cambiamenti neuroinfiammatori e neurofisiologici14,31. Infatti, i comportamenti di leccamento sono aumentati nel CFA rispetto ai ratti di controllo durante il test di formalina e le risposte di una singola unità alla stimolazione nociva del nervo sciatico sono state alterate nell'amigdala destra31. Inoltre, l'espressione della proteina NF-kB è aumentata nel midollo spinale del CFA rispetto ai ratti di controllo14. Insieme, i risultati di questi studi convalidano questo modello di mal di schiena cronico e il presente studio dimostra visivamente come confermare la presenza di ipersensibilità meccanica nella parte posteriore di questo modello di ratto.
Figura 1: Gabbia di prova a sensibilità meccanica posteriore (BMS). (A) Disegno schematico della gabbia di prova. B) Gabbia di prova su misura comprendente due camere, una per ciascun animale. C) Vista laterale della gabbia di prova con un topo in una delle camere. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 2: Valutazione della sensibilità meccanica posteriore. Lo sperimentatore si avvicina all'animale da dietro e applica il filamento di Von Frey all'area di interesse, 10 mm lateralmente dal processo spinoso. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 3: Singoli esempi di sensibilità meccanica posteriore. Sensibilità meccanica posteriore nei ratti CFA e di controllo (CTL), al basale e 7, 14, 21 e 28 giorni dopo l'iniezione intramuscolare di CFA o soluzione salina, rispettivamente. I singoli dati sono mostrati da cerchi riempiti di grigio (CTL) e nero (CFA). Le barre orizzontali indicano i mezzi. Le barre di errore indicano l'errore standard della media. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 4: Conferma istologica dell'infiammazione muscolare cronica. Esempi individuali di muscoli della schiena da ratti CFA e controlli30. (A) Muscolo della schiena sano da un ratto di controllo 14 giorni dopo l'iniezione intramuscolare di soluzione salina. (B-C) I muscoli della schiena di due ratti trattati con CFA hanno mostrato infiammazione cronica 14 giorni dopo l'iniezione intramuscolare di CFA, con una chiara infiltrazione leucocitaria. La colorazione dell'eossina-eosina è stata utilizzata per colorare le fette muscolari. Barra di scala = 250 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 5: Ipersensibilità meccanica nei ratti CFA30. Ciclo temporale della sensibilità meccanica nell'arco di 4 settimane, dopo iniezione di CFA (n = 8) o soluzione salina (n = 8) nei muscoli della schiena (livello L5-L6). (A-B) Sensibilità meccanica sotto le zampe posteriori sinistra e destra. Le soglie meccaniche si sono ridotte significativamente nel CFA rispetto ai ratti di controllo (P < 0,01) nel tempo. Questo effetto non era significativamente diverso tra le zampe posteriori sinistra e destra (P = 0,7). Per entrambe le zampe posteriori combinate, il test Tukey HSD ha rivelato soglie meccaniche più basse nel CFA rispetto ai ratti di controllo, da 1 settimana a 4 settimane dopo l'iniezione (tutte le P < 0,03). I corsi temporali per le zampe posteriori separate sono mostrati solo a scopo illustrativo (interazione non significativa, vedere i risultati per i dettagli). (C-D) Sensibilità meccanica nella parte posteriore. Le soglie meccaniche si sono ridotte significativamente nel CFA rispetto ai ratti di controllo (P < 0,001) nel tempo. Questo effetto non era significativamente diverso tra i siti di valutazione sinistro e destro (P = 0,3). Per i siti di valutazione sinistro e destro combinati, il test Tukey HSD ha rivelato una soglia meccanica inferiore nel CFA rispetto ai ratti di controllo, da 1 settimana a 4 settimane dopo l'iniezione (tutti i P < 0,05). I corsi temporali per le zampe posteriori separate sono mostrati solo a scopo illustrativo (interazione non significativa, vedere i risultati per i dettagli). Nel pannello (D), i dati individuali di un ratto CFA non sono mostrati al basale (9,6 g) a scopo illustrativo. Le aree ombreggiate rappresentano la valutazione di base. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
| Ratto | Gruppo | Riferimento | Giorno 7 | Giorno 14 | Giorno 21 | Giorno 28 |
| 1 | 2.34 | 0.29 | 0.12 | 0.29 | 0.29 | |
| 2 | CFA | 1 | 0.48 | 0.05 | 0.48 | 0.08 |
| 3 | 1.26 | 0.05 | 0.05 | 0.05 | 0.19 | |
| Media ± SD | 1,53 ± 0,58 | 0,27 ± 0,18 | 0,07 ± 0,03 | 0,27 ± 0,18 | 0.19 ± 0.09 | |
| 4 | 1.59 | 2.61 | 0.64 | 3.26 | 2.45 | |
| 5 | CTL | 1.15 | 0.63 | 3.41 | 2.3 | 1.29 |
| 6 | 0.43 | 1.26 | 0.77 | 0.32 | 2.09 | |
| Media ± SD | 1,06 ± 0,48 | 1,50 ± 0,83 | 1,61 ± 1,28 | 1,96 ± 1,22 | 1,94 ± 0,48 |
Tabella 1: Esempi individuali di sensibilità meccanica posteriore in CFA e ratti di controllo.
Tabella supplementare 1: Determinazione della soglia meccanica. Questa tabella modello viene utilizzata per calcolare la soglia meccanica. Viene annotato il modello di risposte (X/O) e i valori necessari per il calcolo vengono inseriti solo per Xf e k, corrispondenti all'Handle Marking dell'ultimo filamento utilizzato per il test e al valore k associato al modello di risposta, in questo caso, XX seguito da OOXXO. Clicca qui per scaricare questo file.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Passaggi critici
Il test BMS è un metodo semplice per valutare la sensibilità meccanica nella parte posteriore dei ratti, in un momento o ripetutamente nel corso di giorni o settimane, quando si prevedono cambiamenti (modelli di dolore) o dopo un intervento farmacologico o non farmacologico. I problemi critici del metodo includono la gabbia di prova, le cui dimensioni devono garantire che il ratto sia comodo ma non si muova troppo. La schiena dell'animale deve rimanere accessibile attraverso il soffitto a rete per una stimolazione meccanica riproducibile. Per limitare la variabilità nella valutazione della soglia, la zona posteriore in esame deve essere rasata in modo che gli stimoli meccanici vengano applicati direttamente sulla pelle. Inoltre, la pelle deve essere contrassegnata per gli stimoli meccanici da applicare alla stessa area. Infine, lo sperimentatore deve avvicinare il filamento alla pelle da dietro l'animale per evitare di essere visto dall'animale.
Rispetto al test di Von Frey utilizzato per valutare la sensibilità meccanica alla zampa posteriore15,16, la forza meccanica necessaria per produrre una risposta positiva nel test BMS è inferiore. I filamenti utilizzati per il test devono essere selezionati con cura. L'uso dei seguenti filamenti dovrebbe coprire la maggior parte delle esigenze sperimentali (0,07, 0,16, 0,4, 0,6, 1, 2, 4, 6, 10, 15 e 26 g) e prevenire l'effetto soffitto o pavimento. In questo caso, il filamento da 2 g viene utilizzato per la prima applicazione. Questo può essere adattato alle esigenze sperimentali purché il calcolo sia adattato di conseguenza.
Modifiche e risoluzione dei problemi
Durante un esperimento pilota, è stata determinata l'area ideale per il test. A causa della forma del corpo del ratto, la regione toracolombare è l'area più accessibile nella gabbia di prova. Se non vi è alcun motivo per cui il test debba essere eseguito in altre regioni della colonna vertebrale, questa è l'area di scelta per l'applicazione di stimoli meccanici. Anche la zona lombare è facilmente accessibile. Al momento di decidere quale area testare, si deve tenere presente che il filamento deve essere applicato perpendicolarmente alla superficie e piegato correttamente per fornire la forza calibrata predeterminata.
Limitazioni
Lo sperimentatore deve essere addestrato ad osservare i comportamenti associati al test. Le cinque risposte positive includono contrazioni muscolari, inarcamento, rotazione del collo per guardare la schiena, leccare o grattarsi la schiena e fuggire30. Mentre la maggior parte di queste risposte sono facilmente osservabili, le contrazioni muscolari sono talvolta sottili per gli stimoli di una forza inferiore. Inoltre, il ratto può muoversi spontaneamente nella gabbia, quindi questo non deve essere confuso con la fuga, che si verifica specificamente quando viene applicato il filamento. Per evitare di confondere entrambi i comportamenti, lo sperimentatore deve attendere che l'animale sia calmo per almeno alcuni secondi.
Significato e potenziali applicazioni
Diversi modelli di roditori di mal di schiena sono utilizzati nelle indagini attuali8. Sorprendentemente, tuttavia, nessun test comportamentale standardizzato è stato convalidato per valutare la sensibilità meccanica nei modelli di mal di schiena. Questo è fondamentale per confermare che gli animali con presunto mal di schiena presentano ipersensibilità locale agli stimoli nocicettivi e per monitorare la sensibilità durante gli interventi progettati per alleviare il mal di schiena. Il test BMS qui presentato fornisce una soluzione semplice e accessibile per questi scopi. Sebbene sia stato sviluppato per ratti30, potrebbe essere adattato ad altri animali da laboratorio in futuro.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori non dichiarano interessi o relazioni concorrenti che possano portare a conflitti di interesse.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto da una sovvenzione della Fondation Chiropratique du Québec e del Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (MP: grant #06659). Il contributo di HK è stato sostenuto dall'Université du Québec à Trois-Rivières (programma PAIR). Il contributo di BP è stato sostenuto dal Fonds de recherche du Québec en Santé (FRQS) e dalla Fondation Chiropratique du Québec. Il contributo di TP è stato sostenuto dal Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada. Il contributo di NE ed EK è stato sostenuto dalla Fondation Chiropratique du Québec. Il contributo di MP è stato sostenuto dalla FRQS.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aerrane (isoflurane, USP) - Veterinary Use Only | Baxter | NDC 10019-773-60 | Inhalation Anaesthetic ; DIN 02225875, for inducing anasthesia |
| Complete Freund Adjuvant (CFA) | Fisher Scientific | #77140 | Water-in-oil emulsion of Complete Freund Adjuvant (CFA) with killed cells of Mycobacterium butyricum. |
| Male Wistar Rats | Charles River Laboratories | body weight: 320–450 g; age: 18-22 weeks. | |
| Penlon Sigma Delta Vaporizer | Penlon | 990-VI5K-SVEEK | Penlon Sigma Delta Vaporizer used for anasthesia |
| Sharpie Permanent Marker | Sharpie | BC23636 | Permanent Marker, Fine Point, Black |
| Test cage | Custom-made | Width: 20 cm; Length: 50 cm; Height from the bottom to the top: 40 cm; Height from the bottom mesh to the top of the cage: 7 cm; Wall thickness: 5 mm; Mesh: 1 mm wire with an 8 mm inter-wire distance | |
| Von Frey Filaments | Aesthesio, Precise Tactile Sensory Evaluator | 514000-20C | Filaments from 0.07 g to 26 g |
| Wahl Professional Animal, ARCO Cordless Pet Clipper, Trimmer Grooming | Wahl | Kit #8786-1201 | Animal hair trimmer, for shaving purposes, zero blade |
References
- Hartvigsen, J., et al. What low back pain is and why we need to pay attention. Lancet. 391 (10137), 2356-2367 (2018).
- Manchikanti, L., Singh, V., Falco, F. J., Benyamin, R. M., Hirsch, J. A. Epidemiology of low back pain in adults. Neuromodulation. 17, Suppl 2 3-10 (2014).
- Urits, I., et al. Low back pain, a comprehensive review: Pathophysiology, diagnosis, and treatment. Current Pain and Headache Reports. 23 (3), 23 (2019).
- James, S. L., et al. Global, regional, and national incidence, prevalence, and years lived with disability for 354 diseases and injuries for 195 countries and territories, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. 392 (10159), 1789-1858 (2018).
- Hoy, D., et al. A systematic review of the global prevalence of low back pain. Arthritis & Rheumatology. 64 (6), 2028-2037 (2012).
- Shi, C., et al. Animal models for studying the etiology and treatment of low back pain. Journal of Orthopaedic Research. 36 (5), 1305-1312 (2018).
- Olmarker, K. Puncture of a lumbar intervertebral disc induces changes in spontaneous pain behavior: An experimental study in rats. Spine. 33 (8), 850-855 (2008).
- Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284 (2017).
- Kawakami, M., et al. Pathomechanism of pain-related behavior produced by allografts of intervertebral disc in the rat. Spine. 21 (18), 2101-2107 (1996).
- Hu, S. -J., Xing, J. -L. An experimental model for chronic compression of dorsal root ganglion produced by intervertebral foramen stenosis in the rat. Pain. 77 (1), 15-23 (1998).
- Xie, W. R., et al. Robust increase of cutaneous sensitivity, cytokine production and sympathetic sprouting in rats with localized inflammatory irritation of the spinal ganglia. Neuroscience. 142 (3), 809-822 (2006).
- Arthritis and Rheumatism. Characterization of a new animal model for evaluation and treatment of back pain due to lumbar facet joint osteoarthritis. Arthritis and Rheumatism. 63 (10), 2966-2973 (2011).
- Kobayashi, Y., Sekiguchi, M., Konno, S. -I., Kikuchi, S. -I. Increased intramuscular pressure in lumbar paraspinal muscles and low back pain: Model development and expression of substance P in the dorsal root ganglion. Spine. 35 (15), 1423-1428 (2010).
- Touj, S., et al. Sympathetic regulation and anterior cingulate cortex volume are altered in a rat model of chronic back pain. Neuroscience. 352, 9-18 (2017).
- Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
- Deuis, J. R., et al. Analgesic effects of clinically used compounds in novel mouse models of polyneuropathy induced by oxaliplatin and cisplatin. Neuro-Oncology. 16 (10), 1324-1332 (2014).
- Randall, L. O., Selitto, J. J. A method for measurement of analgesic activity on inflamed tissue. Archives Internationales de Pharmacodynamie et de Therapie. 111 (4), 409-419 (1957).
- D'Amour, F. E., Smith, D. L. A method for determining loss of pain sensation. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 72 (1), 74-79 (1941).
- Woolfe, G. The evaluation of the analgesic actions of pethidine hydrochlodide (Demerol). Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 80 (3), 300-307 (1944).
- Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
- Deuis, J. R., Vetter, I. The thermal probe test: A novel behavioral assay to quantify thermal paw withdrawal thresholds in mice. Temperature. 3 (2), 199-207 (2016).
- Allchorne, A. J., Broom, D. C., Woolf, C. J. Detection of cold pain, cold allodynia and cold hyperalgesia in freely behaving rats. Molecular Pain. 1, 36 (2005).
- Carlton, S. M., Lekan, H. A., Kim, S. H., Chung, J. M. Behavioral manifestations of an experimental model for peripheral neuropathy produced by spinal nerve ligation in the primate. Pain. 56 (2), 155-166 (1994).
- Brenner, D. S., Golden, J. P., Gereau, R. W. I. V. A novel behavioral assay for measuring cold sensation in mice. PLoS One. 7 (6), 39765 (2012).
- Moqrich, A., et al. Impaired thermosensation in mice lacking TRPV3, a heat and camphor sensor in the skin. Science. 307 (5714), 1468-1472 (2005).
- Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nature Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
- Deacon, R. M. J. Burrowing in rodents: a sensitive method for detecting behavioral dysfunction. Nature Protocols. 1 (1), 118-121 (2006).
- Griffioen, M. A., et al. Evaluation of dynamic weight bearing for measuring nonevoked inflammatory hyperalgesia in mice. Nursing Research. 64 (2), 81-87 (2015).
- Brodkin, J., et al. Validation and implementation of a novel high-throughput behavioral phenotyping instrument for mice. Journal of Neuroscience Methods. 224, 48-57 (2014).
- Paquette, T., Eskandari, N., Leblond, H., Piché, M. Spinal neurovascular coupling is preserved despite time dependent alterations of spinal cord blood flow responses in a rat model of chronic back pain: implications for functional spinal cord imaging. Pain. , (2022).
- Tokunaga, R., et al. Attenuation of widespread hypersensitivity to noxious mechanical stimuli by inhibition of GABAergic neurons of the right amygdala in a rat model of chronic back pain. European Journal of Pain. 26 (4), 911-928 (2022).
- Dixon, W. J. Efficient analysis of experimental observations. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 20, 441-462 (1980).
