Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Een retrograde implantatiebenadering voor peritoneale dialysekatheterplaatsing bij muizen

Published: July 20, 2022 doi: 10.3791/63689
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 2, 1, 1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine, 2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine, 3Veterans Affairs Boston Healthcare System, 4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

ERRATUM NOTICE

Summary

Dit artikel beschrijft wijzigingen van een procedure om een peritoneale dialysekatheter in een muizenmodel te implanteren om grote technische problemen te voorkomen die met de conventionele technieken worden waargenomen.

Abstract

Muizenmodellen worden gebruikt om verschillende aspecten van peritoneale dialyse (PD) te onderzoeken, zoals peritoneale ontsteking en fibrose. Deze gebeurtenissen veroorzaken peritoneaal membraanfalen bij mensen, wat een gebied van intensief onderzoek blijft vanwege de diepgaande klinische implicaties bij het beheer van patiënten met eindstadium nierziekte (ESKD). Ondanks het klinische belang van PD en de bijbehorende complicaties, lijden de huidige experimentele muizenmodellen aan belangrijke technische uitdagingen die de prestaties van de modellen in gevaar brengen. Deze omvatten PD-kathetermigratie en knikken en rechtvaardigen meestal eerdere verwijdering van de katheter. Deze beperkingen zorgen er ook voor dat een groter aantal dieren een studie moet voltooien. Om deze nadelen aan te pakken, introduceert deze studie technische verbeteringen en chirurgische nuances om vaak waargenomen PD-kathetercomplicaties in een muizenmodel te voorkomen. Bovendien wordt dit aangepaste model gevalideerd door peritoneale ontsteking en fibrose te induceren met behulp van lipopolysaccharide-injecties. In essentie beschrijft dit artikel een verbeterde methode om een experimenteel model van PD te maken.

Introduction

Eindstadium nierziektelast
Chronische nierziekte (CKD) is een wereldwijd gezondheidsprobleem1. Huidige schattingen suggereren dat meer dan 850 miljoen mensen wereldwijd een nierziekte hebben. De prevalentie van nierziekte verdubbelt bijna het aantal mensen met diabetes (422 miljoen) en is meer dan 20 keer de prevalentie van kanker (42 miljoen) of HIV / AIDS (36,7 miljoen) patiënten wereldwijd2. Ongeveer een op de zeven Amerikanen heeft CKD en twee op de 1.000 Amerikanen hebben ESKD die een niertransplantatie of dialyseondersteuning vereisen3. Gezien de escalerende last van ESKD wereldwijd, is het optimaliseren van dialysetechnologie cruciaal3.

Peritoneale dialyse
PD is een aanzienlijk onderbenutte modaliteit voor de behandeling van ESKD in de Verenigde Staten. Volgens het Renal Data System (USRDS) van de Verenigde Staten was het percentage prevalente PD-patiënten slechts 11% in 2020 4,5. PD biedt verschillende voordelen ten opzichte van in-center hemodialyse (HD), waaronder een betere kwaliteit van leven, minder kliniekbezoeken en een daling van de Medicare-uitgaven 6,7. Bovendien is PD een thuistherapie en wordt het geassocieerd met een veel lager risico op ernstige infecties zoals bacteriëmie en endocarditis die vaak verband houden met hemodialysekatheters. Bovendien kan PD snel worden gestart met een dringend startprotocol, waardoor de noodzaak voor dialyse-initiatie met inwonende vasculaire kathetersafneemt 8. PD wordt beschouwd als de voorkeursmethode voor dialyse in de pediatrische ESKD-populatie9.

Peritoneale stoornis geïnduceerd door peritoneale dialyse
PD omvat het introduceren van PD-vloeistof (dialysaat) in het peritoneum, wat resulteert in ontsteking en remodellering van het peritoneale membraan in de loop van de tijd. Peritoneale ontsteking veroorzaakt fibrose, culminerend in het potentiële verlies van ultrafiltratiemogelijkheden van het membraan in de loop van de tijd. Behoud van het peritoneale membraan is een belangrijke uitdaging bij PD, en verder onderzoek is van cruciaal belang om ervoor te zorgen dat de beste klinische praktijken beschikbaar zijn voor beoefenaars. Er zijn gevestigde muizenmodellen om het begrip van pathofysiologische mechanismen van peritoneale infectie en ontsteking, opgeloste stof, watertransportkinetiek en membraanfalen te helpen bevorderen; toch beperken technische problemen met de katheter deze modellen vaak10.

Analyseren van de peritoneale membraanveranderingen
Bij ESKD-patiënten wordt dialysaat traditioneel in de peritoneale holte geïntroduceerd via een Tenkhoff-katheter met een diepe en oppervlakkige manchet. De patiënten kunnen mogelijk kathetergerelateerde complicaties ervaren, waaronder kathetermigratie, infusiepijn en slechte drainage van het dialysaat 11,12,13. Twee belangrijke soorten peritoneale katheters zijn geïntroduceerd voor mensen, opgerold of recht, om deze complicaties te minimaliseren12. Verschillende wijzigingen, waaronder een extra manchet aan de conventionele katheters met twee manchetten, zijn toegevoegd aan de oorspronkelijke katheters om de overleving van de PD-katheter te verlengen11. De inbrengtechniek varieert afhankelijk van verschillende factoren door te voorkomen dat kathetermigratie na overleving wordt toegevoegd, waaronder de beschikbaarheid van de middelen en het expertiseniveau14.

Daarentegen hebben de muizenmodellen van peritoneale dialyse fundamentele verschillen in technieken en doel in vergelijking met menselijke peritoneale katheters. Peritoneale katheters in muizenmodellen worden bijvoorbeeld voornamelijk gebruikt om membraanveranderingen te bestuderen en zijn minder bedoeld voor bidirectionele drainagefuncties. De huidige techniek lijdt onder mogelijke port loslating en kathetermigratie als gevolg van de omgang met de dieren. In de conventionele muizenmodellen waren de toegangspoorten niet op de huid bevestigd. Dit aspect creëerde een onstabiele toegangspoort, die bij wakkere dieren los zou kunnen raken, wat resulteert in kathetermigratie. Gezien het belang van muizenmodellen in peritoneaal membraanonderzoek, is het noodzakelijk om effectieve chirurgische technieken te creëren om betrouwbare modellen te genereren. Daarom hebben we het conventionele model van PD-katheterplaatsing geoptimaliseerd. Het is belangrijk op te merken dat de katheter zelf histopathologische veranderingen in het peritoneale membraan veroorzaakt, en daarom moeten alle conclusies met betrekking tot het effect van PD-oplossingen in dierstudies in de context van de PD-katheter worden geïnterpreteerd als een vreemd lichaam 15,16,17.

Peritoneale membraan histopathologie
PD-falen is voornamelijk gerelateerd aan fibrose en overmatige angiogenese, wat resulteert in het verlies van een osmolaire concentratiegradiënt. Bovendien kan de peritoneale membraanfiltratiecapaciteit worden beïnvloed door peritonitis. Bovendien is infectieuze peritonitis een gevestigde oorzaak voor verandering in de dialysemodaliteit van peritoneale dialyse naar hemodialyse. 18.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Voor deze studie werden acht vrouwelijke C57BL/6J-muizen van 8-12 weken oud en een gemiddeld gewicht van 20 g gebruikt. De muizen werden onder standaardomstandigheden gehuisvest en werden ad libitum gevoed met chow en water. Deze studie werd uitgevoerd met de goedkeuring van de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), Boston University Medical Center (AN-1549). De hier beschreven procedures werden uitgevoerd onder steriele omstandigheden.

1. Verdoof de muis in een Isofluraankamer en injecteer het pijnstillende middel subcutaan

  1. Houd het dier vanaf de basis van de staart vast. Houd het dier op het dorsumoppervlak van de niet-dominante hand.
  2. Breng het dier over naar de continue inductiekamer van het anestheticum gevuld met 3% -4% isofluraan. Bevestig adequate algemene anesthesie door de afwezigheid van een teen-knijpreflex in de rechter- en linkerachterpoten. Houd het onderhoud van de algemene anesthesie met Isofluraan 1% -3%.
  3. Breng oogheelkundige zalf aan op beide ogen.
  4. Dien een subcutane injectie van Buprenorfine toe.
    1. Los de bouillon van Buprenorfine op in een concentratie van 0,3 mg/ml in natriumchloride (NaCl) 0,9% om de uiteindelijke concentratie van 0,03 mg/ml te bereiken.
    2. Injecteer een dosering van 0,05-0,1 mg/kg 0,03 mg/ml buprenorfine, samen met 500 μl steriele NaCl 0,9%, 20 minuten voor de operatie in een muis van 20 g (2 μg of 66 μl van 0,03 mg/ml buprenorfine per muis).

2. Huidvoorbereiding

  1. Plaats de volledig verdoofde muis in een linker laterale positie en stel de rechterflank bloot aan de verwarmingsdeken. Scheer de rechterkant van de buik, net dicht bij de middellijn naar het paraspinale gebied en naar beneden naar de staart van het dier.
  2. Desinfecteer het geschoren gebied drie keer met behulp van een wattenstaafje met de afwisselende toepassing van de antiseptische oplossing of scrub en ofwel 70% alcohol of steriele zoutoplossing in een cirkelvormige beweging, beginnend bij de chirurgische incisieplaats en naar buiten bewegend. Gooi het wattenstaafje na elk gebruik weg. Zorg ervoor dat u niet overmatig natte niet-chirurgische delen van het dier met alcohol of antisepticum, omdat dit onderkoeling kan verergeren.
    OPMERKING: Het is belangrijk om antiseptische oplossingen goed te verdunnen en geen chirurgische scrubs op de huid achter te laten tijdens de operatie, omdat ze irriterend kunnen zijn en moeten worden afgespoeld. Controleer regelmatig de temperatuur van de verwarmingsdeken tijdens de procedure om ervoor te zorgen dat de temperatuur niet daalt.

3. Meet de lengte van de katheter en markeer het inbrengpunt in de buik en het buiskanaal over de voorbereide huid

  1. Wijs het toegangspoortvak 1 cm boven de staart van het dier toe. Houd het installatiesegment met de niet-dominante wijs- en duimvinger over het toegewezen gebied in de buurt van de staart.
  2. Plaats de katheter boven de huid en schat de plaats voor het inbrengen van de buis van de katheter in de buikholte. Markeer de toegewezen plaats voor het inbrengen van de buis, met inachtneming van de minimale buiging van de buis in de buurt van de voorste middellijn.
    OPMERKING: Alle procedures moeten worden uitgevoerd met steriele handschoenen en de katheter moet steriel worden gehouden tijdens de meting. Chirurgische gereedschappen moeten vóór gebruik bij 121 °C worden geautoclaveerd. Raadpleeg aanvullend figuur S1 voor de instrumenten die nodig zijn voor de procedure.

4. Pas het peritoneale katheterreservoirgedeelte aan

  1. Pons een zijgat over het frame van het reservoirgedeelte met de muisoorband (figuur 1 en figuur 2). Opgemerkt moet worden dat de oorpons een chirurgisch hulpmiddel is en steriel moet zijn.

5. Plaats de instillatiepoort

  1. Maak een horizontale 1 cm brede huidincisie 1 cm boven de staart. Ontleed botweg het onderhuidse vlak van de onderliggende spierlaag om een zakje te maken voor de plaatsing van de katheter om ervoor te zorgen dat de instillatiepoort zich vrij in de ideale poortzak bevindt.
  2. Houd de punt van de irisschaar naar de middellijn om een schuine tunnel te maken voor de plaatsing van de buis (figuur 3A).
  3. Haal de 3.0-hechting uit het aangepaste zijgat. Bevestig de toegangspoort tot het gespierde bed door de gepasseerde hechting aan te spannen, waardoor de slang cephalad blijft lopen.

6. Maak de incisie van de katheterpuntinjectie

  1. Maak een incisie van 1 cm over het voorheen gemarkeerde gebied in de buurt van de middellijn. Bevestig het goed ontwikkelde traktaat door een schaar door het traktaat te halen.
  2. Kies de katheterpunt voorzichtig met een tang om de katheter in een retrograde koers te plaatsen.
    OPMERKING: Vermijd het knijpen van de zijgaten van de buis.
  3. Laat de katheterbuis door het voorbereide kanaal lopen (figuur 3B). Maak een incisie van 1 cm over de spierlaag dicht bij de rechter middellijn.

7. Bevestig de werking van de katheter

  1. Voordat u alle incisies sluit, moet u ervoor zorgen dat de geplaatste katheter functioneel is. Controleer de functie met een spuit van 1 ml die is bevestigd aan de specifieke Huber-naald voor de poort.
  2. Injecteer 200 μL normale zoutoplossing in de instillatiepoort. Zoek naar een soepele doorstroming met een nultolerantie voor weerstand.
  3. Spoel de poort en katheter met 10% heparine om de doorgankelijkheid te behouden.

8. Sluit de huidincisies

  1. Sluit de huidincisies rond het poortreservoir (figuur 3C) met 3-0 absorbeerbare hechtingen.

9. Bevestig de katheterpunt in de buikholte

  1. Plaats een losse tas-string hechting met 4-0 ronde absorbeerbare hechting rond de ingesneden buikwandspier. Passeer het proximale vilt van de katheter in de incisie.
  2. Span de voorbereide tas-string hechting rond de buis terwijl het tweede vilt buiten de tassnaar blijft, over de spierlaag (figuur 3D) en sluit de huid met 3-0 absorbeerbare hechtingen (figuur 2).

10. Controleer de dieren postoperatief en dagelijks, dien postoperatieve analgesie en vloeistoffen toe en houd dagelijkse postoperatieve gegevens bij gedurende minimaal 7 dagen en tot volledig herstel

  1. Houd de katheter functioneel met een dagelijkse injectie van 200 μL normale zoutoplossing door de katheter.

11. Vloeistofinjecties

  1. Bevestig het rustige postprocedurale proces door de huidincisie zorgvuldig te inspecteren.
  2. Bereid LPS 2 mg/kg lichaamsgewicht voor intraperitoneale injecties (i.p.) door 40 μg lps te verdunnen met steriele fosfaatbuffered zoutoplossing (PBS) tot de werkconcentratie van 0,2 μg/μl (in wezen 10 μl voor 2 μg/g lichaamsgewicht en 200 μl LPS voor 20 g muizen).
  3. Start de injecties in de tweede week na de katheterimplantatie.
    1. Houd het dier voorzichtig vast met de niet-dominante hand en houd de instillatiepoort vast terwijl u de wijs- en duimvingers in de richting van het cefalmeer beweegt.
    2. Desinfecteer de huid boven het reservoir met 70% isopropylalcohol. Gebruik de spuit die aan de Huber naald is bevestigd om de LPS te injecteren.
      1. Nadat u de poort met de Huber-naald bent binnengegaan, injecteert u 100 μL normale zoutoplossing in de poort om het patentverloop te bevestigen.
      2. Injecteer de bereide 200 μL LPS, gevolgd door de 100 μL normale zoutoplossing voor buisirrigatie, en zorg ervoor dat er geen weerstand is.

12. Verdoof de muizen voordat u het peritoneum oogst en verzamel het peritoneale vocht

  1. Na 7 dagen LPS-injecties en 2 weken katheterimplantatie, plan voor de peritoneale biopsie.
  2. Plan voor algemene anesthesie.
    1. Verdoof de muis in een isofluraankamer en injecteer het pijnstillende middel subcutaan.
    2. Houd het dier vanaf de basis van de staart en houd het dier op het dorsumoppervlak van de hand.
    3. Breng het dier over naar de continue inductiekamer van het anestheticum gevuld met 3% -4% isofluraan. Bevestig adequate algemene anesthesie door de afwezigheid van een teen-knijpreflex in de rechter- en linkerachterpoten. Houd het onderhoud van de algemene anesthesie met isofluraan 1% -3%.

13. Peritoneale biopsie

  1. Leg het dier op de verwarmde deken in rugligging. Maak een midline huidincisie van de sub-xiphoid naar de blaas.
  2. Perfuseer het subfaciale vlak met koude PBS (figuur 3E).
  3. Zorg ervoor dat het vlak volledig is ontleed zonder de integriteit van het peritoneum te verstoren. Begin met het ontleden van het peritoneum van de laterale peritoneale reflectie in het linker onderste kwadrant, beginnend van het hilum naar de linkerflank, en blaas in het onderste aspect om monsters consistent te houden tussen dieren (figuur 3F).
  4. Na de peritoneale oogst, euthanaseer het dier door cervicale dislocatie.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Alle geïmplanteerde katheters waren functioneel tot het einde van het onderzoek en het losraken of knikken van de katheter bemoeilijkte geen van de geïmplanteerde katheters. De huidige, aangepaste techniek werd verder gevalideerd met een peritonitis-geïnduceerd model met behulp van LPS. De controlemuizen kregen 200 μL dagelijkse normale zoutoplossinginjecties, terwijl de experimentele muizen werden geïnjecteerd met 200 μL LPS, zoals besproken in protocolstap 11, gedurende een totaal van 7 dagen na katheterimplantatie.

Het peritoneale membraan werd geëvalueerd op histopathologische kenmerken door hematoxyline en eosine (H&E) en Masson Trichrome-kleuring. Analyse van de H&E-gekleurde secties toonde een aanzienlijke toename van de extracellulaire matrix (ECM) in de sub-peritoneale ruimte (figuur 4A, gemarkeerd met een asterisk), die werd gemeten met behulp van ImageJ. Het gemiddelde + SD van ECM in de sub-peritoneale ruimte van de controlemuizen was 87,10 + 24,66 μm en verdubbelde in LPS-blootgestelde muizen (148,9 + 60,85 μm, P = 0,008) (figuur 4B).

De trichrome vlek detecteert fibrose (blauwe vlek in figuur 5 en figuur 6), die werd geschat als intensiteitsdichtheid genormaliseerd naar het oppervlak (μm). Intensiteitsdichtheid integreert het aantal pixels en hun intensiteit in een interessegebied en is een gevalideerde methode voor kwantitatieve histologische kenmerken van belang19,20.

Vervolgens stelden we dat LPS-geïnduceerde ontsteking kan leiden tot veranderde vasculariteit en verbreding van de sub-peritoneale ruimte. CD31 werd gebruikt als marker voor endotheelcellen (figuur 7) en gekwantificeerd als geïntegreerde dichtheid in willekeurig geselecteerde high-power field (HPF) beelden in elke muis in beide groepen (figuur 8B,C). LPS-geïnduceerde muizen vertoonden een drievoudige toename van subperitoneale fibrose (figuur 8A, P = 0,015). Al deze veranderingen in het peritoneale membraan komen overeen met die waargenomen bij patiënten die worden blootgesteld aan langdurige dialysaten21. De resultaten toonden een ~8-9-voudige toename van de vasculariteit (P = 0,0168) (figuur 7 en figuur 8B) en een ~2-voudige toename van de sub-peritoneale ruimte gemarkeerd als SP (P = 0,008) (figuur 7 en figuur 8C). Deze resultaten komen overeen met de neovascularisatie waargenomen bij patiënten met PD na langdurige blootstelling aan het peritoneale membraan aan het dialysaat 18,22,23.

Figure 1
Figuur 1: PD-katheter en het aangepaste zijgat. Afkorting: PD = peritoneale dialyse. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 2
Figuur 2: Conventionele versus gewijzigde methoden. Conventionele antegrade-methode van PD-katheterplaatsing (rechts) begint met het vastzetten van de binnenste ring in het pariëtale peritoneum, terwijl bij deze gemodificeerde retrograde methode (links) de procedure begint met het hechten van de aangepaste toegangspoort over het gespierde bed op het dorsum van de muizen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: Het inbrengen van de peritoneale katheter. (A) Passeer de 3.0-hechting van het aangepaste zijgat en hecht het gespierde bed aan het zijgat, waarbij het slang natuurlijk cephalad blijft. (B) Maak de tunnel van de PD-buis met een zorgvuldige dissectie van de spierlaag van de bovenliggende huid en passeer de buis op een retrograde manier. (C) Sluit de huidincisies rond het poortreservoir. (D) Span de voorbereide tas-string hechting rond de buis terwijl het tweede vilt buiten de tassnaar blijft, over de spierlaag. (E) Irrigeer de peritoneale holte met 2 ml koude PBS terwijl de naald schuin blijft. (F) Begin met het ontleden van het peritoneum van de laterale peritoneale reflectie in het linker onderste kwadrant (blauwe pijl). Afkortingen: PD = peritoneale dialyse; PBS = fosfaat-gebufferde zoutoplossing. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 4
Figuur 4: H&E-kleuring. Representatieve beelden (100x) van peritoneale membranen van twee individuele C57BL6-muizen blootgesteld aan LPS in de experimentele groep zoals aangegeven (N = 4/groep). Zwarte pijlpunt wijst naar het peritoneum en een sterretje geeft de sub-peritoneale ruimte weer. Schaalstaven = 100 μm. Afkortingen: H&E = hematoxyline en eosine; M = spier; LPS = lipopolysaccharide. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 5
Figuur 5: H&E en Masson Trichrome kleuring. Representatieve beelden (100x) van peritoneale membranen van twee C57BL6-muizen, één in controlegroep (A) en één blootgesteld aan LPS in de experimentele groep (B). Schaalstaven = 100 μm. Afkortingen: SP = sub-peritoneale ruimte; P = peritoneale ruimte; M = Spier; H&E = hematoxyline en eosine; LPS = lipopolysaccharide. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 6
Figuur 6: Masson Trichrome kleuring. Representatieve beelden (100x) van peritoneale membranen van twee C57BL6-muizen, één blootgesteld aan LPS en de andere een zoutoplossing geïnjecteerde controle. Zwarte pijlpunt wijst naar het peritoneum en oranje sterretje geeft de sub-peritoneale ruimte weer, N = 4/groep. Schaalstaven = 100 μm. Afkortingen: M = Spier; LPS = lipopolysaccharide. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 7
Figuur 7: Veranderde vasculariteit in de sub-peritoneale ruimte in de context van ontsteking. Paraffine-ingebedde secties werden gekleurd met CD31 en DAPI. Willekeurige afbeeldingen verkregen bij 400x vergroting worden getoond. Schaalstaven = 100 μm. Afkortingen: SP= sub-peritoneale ruimte; P = peritoneale ruimte; wit sterretje = subperitoneaal vat; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenylindool. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 8
Figuur 8: LPS-blootstelling verbeterde de neovascularisatie, fibrose in het peritoneum en uitbreiding van sub-peritoneale ruimte. (A) Geïntegreerde dichtheid van fibrose. (B) Geïntegreerde dichtheid van CD31. (C) Sub-peritoneale ruimte werd gemeten. Voor alle metingen werd de t-toets van de student uitgevoerd. Zwarte sterretjes geven het betekenisniveau weer. Error bars = SEM. Afkorting: LPS = lipopolysaccharide. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Aanvullende figuur S1: Chirurgische instrumenten die nodig zijn voor het uitvoeren van de procedure. 1. Oormerk, 2. Minuut muispoort, 3. Huber puntnaald, 4. Vertraagd opneembare hechting, 5. Haakse klem, 6. Rechte tip tang, 7. Gebogen tip tang, 8. Iris Schaar. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Er worden drie muizenmodellen van PD beschreven. Dit omvat een blinde punctie van het peritoneale oppervlak, een open-permanent systeem en een gesloten systeem10. De blinde punctie van het peritoneale oppervlak omvat directe peritoneale toegang vergelijkbaar met intraperitoneale injecties, maar staat geen drainage van dialysaat toe. Omdat het een geblindeerde procedure is, kan deze methode de abdominale viscerale organen verwonden. Het open-permanente systeemmodel houdt de dialysekatheter en instillatiepoort buiten het lichaam. Deze techniek bij muizen wordt echter geassocieerd met complicaties, zoals losgekoppelde zakken als gevolg van de beweging van dieren, infectie en onvermogen om langetermijnexperimenten uit te voeren. Peritoneale katheters met gesloten systeem werden in 2009 geïntroduceerd. In dit systeem worden zowel de toegangspoort als de buis in de lichamen van de dieren geïmplanteerd. Directe percutane vloeistofinstillatie wordt haalbaar. Bij mensen worden de peritoneale dialysaatzakken buiten het lichaam geplaatst, maar dit is niet mogelijk bij muizen vanwege hun mobiliteit. Daarnaast is er vaak mechanische obstructie van de katheter-gerelateerd aan de verstopping van de zijgaten en het buigen van de buis20. Het reservoir in een gesloten systeem is mobiel en kan omdraaien, en deze gebeurtenis kan de reservoir-buisverbinding knikken.

Er zijn verschillende benaderingen toegepast om de bovenstaande beperkingen van gesloten PD-systemen te overwinnen, waaronder omentectomie en heparine-infusie om PD-katheterverstopping te voorkomen. Hoewel deze oplossingen nuttig kunnen zijn in de kortetermijnstudies, blijven de uitdagingen voor het redden van de katheter voor langere experimenten in muizenmodellen bestaan. Bovendien is het omentum bij muizen klein, in tegenstelling tot bij mensen, wat het gebrek aan succes met omentectomie verklaart om de peritoneale katheterprestaties bij muizen te redden24,25.

In deze studie werden twee kritische stappen toegepast op het gesloten PD-kathetersysteem om de beperkingen van de huidige technieken te verbeteren. Deze omvatten (a) het ponsen van een zijgat in de katheter en (b) een retrograde buis die door een geprefabriceerde tunnel gaat. (Figuur 3B) Het ponsen van een zijgat in de instillatiepoort hielp bij het stevig bevestigen van de katheter aan het spierbed en zorgde voor mobiliteit tijdens de injecties. Terwijl de bovenstaande beperkingen werden aangepakt, verminderde deze wijziging het trekken van de buis en het persen van de huid van muizen.

Traditioneel gaat de PD-katheterpunt eerst in de peritoneale holte op het moment van implantatie (antegrade implantatie). We introduceerden een retrograde implantatiebenadering waarbij de instillatiepoort eerst op de huid werd gefixeerd en vervolgens de katheter in de peritoneale holte werd geplaatst. Aangezien de katheterimplantatie volgde op de plaatsing van het reservoir, wordt deze beschouwd als retrograde katheterimplantatie. Deze methode van implantatie resulteerde in een rechte loop van de buis en een afgebroken buisspoeling.

Een mogelijke beperking van de techniek kan het belasten van muizenhuid uit de hechtdraad zijn. Het belang van de aangepaste techniek wordt onderstreept door het feit dat deze voorgestelde wijzigingen kathetermigratie en trekken van de buis voorkomen. Het maakt nauwkeurige instillatie van de PD-vloeistof mogelijk terwijl de muis wakker is. Vermindering van de bovenstaande problemen maakt experimenten op lange termijn mogelijk en voorkomt mislukkingen, waardoor het gebruik van een groot aantal muizen wordt uitgesloten. Naast de toepassing in PD-onderzoek, kunnen deze modificaties worden gebruikt in andere contexten, zoals modellen voor eierstokkanker, peritoneale carcinomatose of chronische peritonitis om precies experimentele middelen te leveren.

LPS-injectie werd geselecteerd voor validatie van deze gewijzigde implantatiemethode. De bevindingen kwamen overeen met die waargenomen in reactie op icodextrine en op glucose gebaseerde peritoneale dialysevloeistof26. Bovendien is het gebruik van LPS klinisch relevant omdat PD-peritonitis bij mensen afkomstig kan zijn van gramnegatieve bacteriën en vaak wordt waargenomen in de setting van diverticulitis of viscusperforatie. Gramnegatieve bacteriën scheiden LPS af die bijdragen aan peritonitis en is een geaccepteerd experimenteel model van peritonitis26,27. De pathologische kenmerken van PD-falen bij mensen omvatten peritoneale fibrose en een toename van de sub-peritoneale microvasculatuur, wat resulteert in het verlies van peritoneale opgeloste gradiënt bij PD-patiënten 27,28,29. Deze kenmerken werden samengevat in het LPS-geïnduceerde peritonitismodel. Toekomstige studies zullen deze techniek verder onderzoeken in modellen waarbij de peritoneale dialysevloeistof gedurende ten minste 1 maand bij muizen zal worden toegepast om peritoneale fibrose te induceren. Deze langetermijnstudie zal ook de follow-up van complicaties mogelijk maken, waaronder het oprollen van de PD-katheters.

Concluderend werd de conventionele peritoneale katheterimplantatie met gesloten systeem in een muizenmodel in de huidige studie gewijzigd. De huidige wijzigingen kunnen de weg vrijmaken voor het genereren van robuuste en betrouwbare muizenmodellen om de langetermijngevolgen van peritoneaal membraanfalen bij menselijke ESKD-patiënten te onderzoeken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Acknowledgments

Dit werk werd ondersteund door NIH 1R01HL132325 en R21 DK119740-01 (VCC) en AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center grant 857078 (VCC en SL).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10% heparin  Canada Inc., Boucherville, QC, Canada) Pharmaceutical product
     Buprenorphine 0.3 mg/mL      PAR Pharmaceutical            NDC 42023-179-05
C57BL/6J mice The Jackson Lab IMSR_JAX:000664
CD31 Abcam Ab9498
            Clamp      Fine Science Tools                13002-10
            Forceps      Fine Science Tools                11002-12
Dumont #5SF Forceps Fine Science Tools 11252-00
Dumont Vessel Cannulation Forceps Fine Science Tools 11282-11
Fine Scissors - Large Loops Fine Science Tools 14040-10
Fisherbrand Animal Ear-Punch Fisher Scientific 13-812-201
Hill Hemostat Fine Science Tools 13111-12
Huber point needle  Access  technologies  PG25-500 Needle for injections
            Isoflurane, USP             Covetrus             NDC 11695-6777-2
       Lipopolysaccharide from E.coli             SIGMA               L4391
Microscope Nikon Eclipse Inverted Microscope TE2000
Minute Mouse Port 4French with retention beads and cross holes     Access  technologies         MMP-4S-061108A
 Posi-Grip Huber point needles 25 G x 1/2´´    Access  technologies                PG25-500
            Scissors      Fine Science Tools                14079-10
Vicryl Suture AD-Surgical #L-G330R24

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Saran, R., et al. US Renal Data System 2019 Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States. American Journal of Kidney Diseases. 75, 1 Suppl 1 6-7 (2020).
  2. ESRD, U.S.R.D.S.M. 2017 USRDS Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States, Bethesda, MD, National Institutes of Health, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases. USRD. , (2017).
  3. Center of Disease Control, U.S.D.o.H.a.H.S. Chronic Kidney Disease in the United States, 2019. CDC Publications and Resources. , (2019).
  4. Cho, Y., et al. Peritoneal dialysis use and practice patterns: An international survey study. American Journal of Kidney Diseases. 77 (3), 315-325 (2021).
  5. Xieyi, G., Xiaohong, T., Xiaofang, W., Zi, L. Urgent-start peritoneal dialysis in chronic kidney disease patients: A systematic review and meta-analysis compared with planned peritoneal dialysis and with urgent-start hemodialysis. Peritoneal Dialysis International. 41 (2), 179-193 (2021).
  6. Gokal, R., Figueras, M., Olle, A., Rovira, J., Badia, X. Outcomes in peritoneal dialysis and haemodialysis--a comparative assessment of survival and quality of life. Nephrology Dialysis Transplantation. 14, Suppl 6 24-30 (1999).
  7. Gardezi, A. I., Sequeira, A., Narayan, R. Going home: Access for home modalities. Advances in Chronic Kidney Disease. 27 (3), 253-262 (2020).
  8. van de Luijtgaarden, M. W., et al. Trends in dialysis modality choice and related patient survival in the ERA-EDTA Registry over a 20-year period. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (1), 120-128 (2016).
  9. Schaefer, F., Warady, B. A. Peritoneal dialysis in children with end-stage renal disease. Nature Reviews. Nephrology. 7 (11), 659-668 (2011).
  10. Gonzalez-Mateo, G. T., Pascual-Anton, L., Sandoval, P., Aguilera Peralta, A., Lopez-Cabrera, M. Surgical techniques for catheter placement and 5/6 nephrectomy in murine Models of Peritoneal Dialysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e56746 (2018).
  11. Chow, K. M., et al. Straight versus coiled peritoneal dialysis catheters: A randomized controlled trial. American Journal of Kidney Diseases. 75 (1), 39-44 (2020).
  12. LaPlant, M. B., et al. Peritoneal dialysis catheter placement, outcomes and complications. Pediatric Surgery International. 34 (11), 1239-1244 (2018).
  13. Al-Hwiesh, A. K. A modified peritoneal dialysis catheter with a new technique: Farewell to catheter migration. Saudi Journal of Kidney Diseases and Transplantation. 27 (2), 281-289 (2016).
  14. Crabtree, J. H., Chow, K. M. Peritoneal dialysis catheter insertion. Seminars Nephrology. 37 (1), 17-29 (2017).
  15. Flessner, M. F., et al. Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).
  16. Kowalewska, P. M., Margetts, P. J., Fox-Robichaud, A. E. Peritoneal dialysis catheter increases leukocyte recruitment in the mouse parietal peritoneum microcirculation and causes Fibrosis. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 36 (1), 7-15 (2016).
  17. Kowalewska, P. M., Patrick, A. L., Fox-Robichaud, A. E. Syndecan-1 in the mouse parietal peritoneum microcirculation in inflammation. PLoS One. 9 (9), 104537 (2014).
  18. Yanez-Mo, M., et al. Peritoneal dialysis and epithelial-to-mesenchymal transition of mesothelial cells. The New England Journal of Medicine. 348 (5), 403-413 (2003).
  19. Arinze, N. V., et al. Tryptophan metabolites suppress Wnt pathway and promote adverse limb events in CKD patients. The Journal of Clinical Investigation. 132 (1), (2021).
  20. Belghasem, M., et al. Metabolites in a mouse cancer model enhance venous thrombogenicity through the aryl hydrocarbon receptor-tissue factor axis. Blood. 134 (26), 2399-2413 (2019).
  21. Krediet, R. T. The peritoneal membrane in chronic peritoneal dialysis. Kidney International. 55 (1), 341-356 (1999).
  22. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Chronic exposure of mouse peritoneum to peritoneal dialysis fluid: structural and functional alterations of the peritoneal membrane. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 29 (2), 227-230 (2009).
  23. Sukul, N., et al. Patient-reported advantages and disadvantages of peritoneal dialysis: results from the PDOPPS. BMC Nephrology. 20 (1), 116 (2019).
  24. Lu, Y., et al. A method for islet transplantation to the omentum in mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e57160 (2019).
  25. Gotloib, L., Wajsbrot, V., Shostak, A. A short review of experimental peritoneal sclerosis: from mice to men. The International Journal of Artificial Organs. 28 (2), 97-104 (2005).
  26. Tateda, K., Matsumoto, T., Miyazaki, S., Yamaguchi, K. Lipopolysaccharide-induced lethality and cytokine production in aged mice. Infection and Immunity. 64 (3), 769-774 (1996).
  27. Vila Cuenca, M., et al. Differences in peritoneal response after exposure to low-GDP bicarbonate/lactate-buffered dialysis solution compared to conventional dialysis solution in a uremic mouse model. International Urology and Nephrology. 50 (6), 1151-1161 (2018).
  28. Penar, J., et al. Selected indices of peritoneal fibrosis in patients undergoing peritoneal dialysis. Postepy Higieny Medycyny Doswiadczalnej (Online). 63, 200-204 (2009).
  29. Yung, S., Chan, T. M. Pathophysiological changes to the peritoneal membrane during PD-related peritonitis: the role of mesothelial cells. Mediators of Inflammation. 2012, 484167 (2012).

Tags

Geneeskunde Nummer 185 Peritoneale katheter pocket murine peritoneale dialyse lipopolysaccharide peritoneum

Erratum

Formal Correction: Erratum: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice
Posted by JoVE Editors on 03/22/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. The Authors section was updated from:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

to:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

Een retrograde implantatiebenadering voor peritoneale dialysekatheterplaatsing bij muizen
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lotfollahzadeh, S., Zhang, M.,… More

Lotfollahzadeh, S., Zhang, M., Napoleon, M. A., Yin, W., Orrick, J., Elzind, N., Morrissey, A., Sellinger, I. E., Stern, L. D., Belghasem, M., Francis, J. M., Chitalia, V. C. A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. J. Vis. Exp. (185), e63689, doi:10.3791/63689 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter