Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Une approche d’implantation rétrograde pour la mise en place d’un cathéter de dialyse péritonéale chez la souris

Published: July 20, 2022 doi: 10.3791/63689

ERRATUM NOTICE

Summary

Cet article décrit les modifications d’une procédure d’implantation d’un cathéter de dialyse péritonéale dans un modèle murin afin d’éviter les problèmes techniques majeurs observés avec les techniques conventionnelles.

Abstract

Des modèles murins sont utilisés pour sonder divers aspects de la dialyse péritonéale (MP), tels que l’inflammation péritonéale et la fibrose. Ces événements entraînent une défaillance de la membrane péritonéale chez l’homme, qui reste un domaine de recherche intense en raison de ses profondes implications cliniques dans la prise en charge des patients atteints d’insuffisance rénale terminale (MRT). Malgré l’importance clinique de la MP et de ses complications, les modèles murins expérimentaux actuels souffrent de défis techniques clés qui compromettent la performance des modèles. Ceux-ci comprennent la migration et le pliage du cathéter et justifient généralement un retrait plus précoce du cathéter. Ces limites entraînent également la nécessité d’un plus grand nombre d’animaux pour compléter une étude. Abordant ces inconvénients, cette étude introduit des améliorations techniques et des nuances chirurgicales pour prévenir les complications courantes du cathéter de MP observées dans un modèle murin. De plus, ce modèle modifié est validé en induisant une inflammation péritonéale et une fibrose à l’aide d’injections de lipopolysaccharidiques. Essentiellement, cet article décrit une méthode améliorée pour créer un modèle expérimental de MP.

Introduction

Charge de morbidité rénale terminale
L’insuffisance rénale chronique (IRC) est un problème de santé mondial1. Les estimations actuelles suggèrent que plus de 850 millions de personnes dans le monde souffrent d’une maladie rénale. La prévalence de la maladie rénale double presque le nombre de personnes atteintes de diabète (422 millions) et est plus de 20 fois supérieure à la prévalence du cancer (42 millions) ou du VIH/sida (36,7 millions) dans le monde2. Environ un Américain sur sept souffre d’IRC et deux Américains sur 1 000 ont une MRT nécessitant une greffe de rein ou une dialyse3. Compte tenu du fardeau croissant de l’IRT dans le monde entier, l’optimisation de la technologie de dialyse est cruciale3.

Dialyse péritonéale
La MP est une modalité considérablement sous-utilisée pour le traitement de la MRT aux États-Unis. Selon le système de données rénales des États-Unis (USRDS), le pourcentage de patients atteints de MP prévalents n’était que de 11% en 2020 4,5. La MP confère plusieurs avantages par rapport à l’hémodialyse en centre (HD), notamment une meilleure qualité de vie, moins de visites à la clinique et une diminution des dépenses de Medicare 6,7. De plus, la MP est une thérapie à domicile et est associée à un risque beaucoup plus faible d’infections graves telles que la bactériémie et l’endocardite qui sont souvent liées aux cathéters d’hémodialyse. De plus, la MP peut être initiée rapidement avec un protocole de démarrage urgent, ce qui réduit le besoin d’initiation de la dialyse avec des cathéters vasculaires à demeure8. La MP est considérée comme la méthode de dialyse préférée dans la population pédiatrique de MRT9.

Insuffisance péritonéale induite par la dialyse péritonéale
La MP implique l’introduction de liquide (dialysat) dans le péritoine, ce qui entraîne une inflammation et un remodelage de la membrane péritonéale au fil du temps. L’inflammation péritonéale déclenche la fibrose, aboutissant à la perte potentielle des capacités d’ultrafiltration de la membrane au fil du temps. La préservation de la membrane péritonéale est un défi important dans la MP, et d’autres recherches sont d’une importance cruciale pour s’assurer que les meilleures pratiques cliniques sont disponibles pour les praticiens. Il existe des modèles murins bien établis pour aider à mieux comprendre les mécanismes physiopathologiques de l’infection péritonéale et de l’inflammation, du soluté, de la cinétique du transport de l’eau et de la défaillance membranaire; Pourtant, des problèmes techniques avec le cathéter limitent souvent ces modèles10.

Analyse des changements de la membrane péritonéale
Chez les patients atteints d’IRT, le dialysat est traditionnellement introduit dans la cavité péritonéale par un cathéter Tenkhoff avec un brassard profond et superficiel. Les patients peuvent potentiellement présenter des complications liées au cathéter, notamment la migration du cathéter, la douleur à la perfusion et un mauvais drainage du dialysat11,12,13. Deux grands types de cathéters péritonéaux ont été introduits pour les humains, enroulés ou droits, afin de minimiser ces complications12. Plusieurs modifications, y compris un brassard supplémentaire aux cathéters conventionnels à deux manchettes, ont été ajoutées aux cathéters originaux pour prolonger la survie du cathéter11. La technique d’insertion varie en fonction de plusieurs facteurs en évitant l’ajout de la migration du cathéter après la survie, notamment la disponibilité des ressources et le niveau d’expertise14.

En revanche, les modèles murins de dialyse péritonéale présentent des différences fondamentales dans les techniques et le but par rapport aux cathéters péritonéaux humains. Par exemple, les cathéters péritonéaux dans les modèles murins sont principalement utilisés pour étudier les altérations de la membrane et sont moins destinés aux fonctions de drainage bidirectionnel. La technique actuelle souffre d’un déplacement potentiel du port et de la migration du cathéter en raison de la manipulation des animaux. Dans les modèles murins conventionnels, les ports d’accès n’étaient pas fixés à la peau. Cet aspect a créé un port d’accès instable, qui, chez les animaux éveillés, pourrait être délogé, entraînant la migration des cathéters. Compte tenu de l’importance des modèles murins dans la recherche sur la membrane péritonéale, il est impératif de créer des techniques chirurgicales efficaces pour générer des modèles fiables. Par conséquent, nous avons entrepris d’optimiser le modèle conventionnel de placement du cathéter. Il est important de noter que le cathéter lui-même provoque des altérations histopathologiques de la membrane péritonéale et, par conséquent, toute conclusion concernant l’effet des solutions de MP dans les études animales doit être interprétée dans le contexte du cathéter comme un corps étranger15,16,17.

Histopathologie de la membrane péritonéale
L’échec de la MP est principalement lié à la fibrose et à l’angiogenèse excessive entraînant la perte d’un gradient de concentration osmolaire. De plus, la capacité de filtration de la membrane péritonéale pourrait être affectée par une péritonite. En outre, la péritonite infectieuse est une cause bien établie de changement dans la modalité de dialyse de la dialyse péritonéale à l’hémodialyse. 18.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Pour cette étude, huit souris C57BL/6J femelles, âgées de 8 à 12 semaines, et pesant en moyenne 20 g ont été utilisées. Les souris ont été logées dans des conditions standard et ont été nourries avec du chow et de l’eau ad libitum. Cette étude a été réalisée avec l’approbation de l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), Boston University Medical Center (AN-1549). Les procédures décrites ici ont été effectuées dans des conditions stériles.

1. Anesthésier la souris dans une chambre d’isoflurane et injecter l’analgésique par voie sous-cutanée

  1. Tenez l’animal de la base de la queue. Gardez l’animal sur la surface dorsale de la main non dominante.
  2. Transférer l’animal dans la chambre d’induction anesthésique continue remplie d’isoflurane à 3 % à 4 %. Confirmer une anesthésie générale adéquate par l’absence de réflexe de pincement des orteils dans les membres postérieurs droit et gauche. Gardez le maintien de l’anesthésie générale avec Isoflurane 1% -3%.
  3. Appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux.
  4. Administrer une injection sous-cutanée de buprénorphine.
    1. Dissoudre le stock de buprénorphine à une concentration de 0,3 mg/mL dans du chlorure de sodium (NaCl) à 0,9 % pour atteindre la concentration finale de 0,03 mg/mL.
    2. Injecter une dose de 0,05-0,1 mg/kg de 0,03 mg/mL de buprénorphine, avec 500 μL de NaCl stérile 0,9 %, 20 min avant la chirurgie chez une souris de 20 g (2 μg ou 66 μL de 0,03 mg/mL de buprénorphine par souris).

2. Préparation de la peau

  1. Placez la souris entièrement anesthésiée en position latérale gauche, en exposant son flanc droit à la couverture chauffante. Rasez le côté droit de l’abdomen, juste près de la ligne médiane de la région paraspinale et jusqu’à la queue de l’animal.
  2. Désinfectez la zone rasée trois fois à l’aide d’un coton-tige avec l’application alternée de la solution antiseptique ou du gommage et de l’alcool à 70% ou d’une solution saline stérile dans un mouvement circulaire, en commençant par le site de l’incision chirurgicale et en se déplaçant vers l’extérieur. Jeter le coton-tige après chaque utilisation. Veillez à ne pas trop mouiller les zones non chirurgicales de l’animal avec de l’alcool ou un antiseptique, car cela pourrait aggraver l’hypothermie.
    REMARQUE: Il est important de diluer correctement les solutions antiseptiques et de ne pas laisser de gommages chirurgicaux sur la peau pendant la chirurgie, car ils peuvent être irritants et doivent être rincés. Vérifiez fréquemment la température de la couverture chauffante pendant la procédure pour vous assurer que la température ne baisse pas.

3. Mesurer la longueur du cathéter et marquer le point d’insertion dans l’abdomen et le tube sur la peau préparée

  1. Attribuez la poche du port d’accès à 1 cm au-dessus de la queue de l’animal. Tenez le segment d’installation avec l’index non dominant et le doigt du pouce sur la zone assignée près de la queue.
  2. Placez le cathéter au-dessus de la peau et estimez l’emplacement de l’insertion du tube du cathéter dans la cavité abdominale. Marquez l’endroit assigné pour l’insertion du tube, en respectant la flexion minimale du tube près de la ligne médiane antérieure.
    REMARQUE: Toutes les procédures doivent être effectuées avec des gants stériles et le cathéter doit rester stérile pendant la mesure. Les outils chirurgicaux doivent être autoclavés à 121 °C avant utilisation. Reportez-vous à la figure supplémentaire S1 pour les instruments requis pour la procédure.

4. Personnaliser la section du réservoir du cathéter péritonéal

  1. Percez un trou latéral sur le cadre de la section du réservoir à l’aide de l’étiquette auriculaire de la souris (Figure 1 et Figure 2). Il convient de noter que le poinçon d’oreille est un outil chirurgical et qu’il doit être stérile.

5. Placez le port d’instillation

  1. Faites une incision cutanée horizontale de 1 cm de large à 1 cm au-dessus de la queue. Disséquez carrément le plan sous-cutané de la couche musculaire sous-jacente pour faire une poche pour le placement du cathéter afin de s’assurer que l’orifice d’instillation réside librement dans la poche d’orifice idéale.
  2. Gardez l’extrémité des ciseaux de l’iris vers la ligne médiane pour créer un tunnel oblique pour la mise en place du tube (Figure 3A).
  3. Passez la suture 3.0 du trou latéral personnalisé. Fixez l’orifice d’accès au lit musculaire en serrant la suture passée, en gardant la céphalade de cours de tubulure.

6. Faites l’incision du site d’insertion de l’embout du cathéter

  1. Faites une incision de 1 cm sur la zone précédemment marquée près de la ligne médiane. Confirmez le tractus bien développé en passant des ciseaux à travers le tract.
  2. Cueillez doucement l’embout du cathéter avec une pince pour placer le cathéter dans une trajectoire rétrograde.
    REMARQUE: Évitez de pincer les trous latéraux du tube.
  3. Faire passer le tube du cathéter dans le tractus préparé (figure 3B). Faites une incision de 1 cm sur la couche musculaire près de la ligne médiane droite.

7. Confirmer le fonctionnement du cathéter

  1. Avant de fermer toutes les incisions, assurez-vous que le cathéter placé est fonctionnel. Vérifiez la fonction avec une seringue de 1 mL fixée à l’aiguille Huber spécifique pour le port.
  2. Injectez 200 μL de solution saline normale dans l’orifice d’instillation. Recherchez un écoulement lisse avec une tolérance zéro pour la résistance.
  3. Rincer l’orifice et le cathéter avec 10% d’héparine pour maintenir la perméabilité.

8. Fermez les incisions cutanées

  1. Fermez les incisions cutanées autour du réservoir d’orifice (Figure 3C) avec des sutures résorbables 3-0.

9. Fixez l’extrémité du cathéter à l’intérieur de la cavité abdominale

  1. Placez une suture lâche avec une suture résorbable ronde 4-0 autour du muscle de la paroi abdominale incisée. Passez le feutre proximal du cathéter à l’intérieur de l’incision.
  2. Serrez la suture préparée autour du tube tout en maintenant le deuxième feutre à l’extérieur du cordon de la bourse, sur la couche musculaire (Figure 3D), et fermez la peau avec 3-0 sutures résorbables (Figure 2).

10. Surveiller les animaux postopératoirement et quotidiennement, administrer des analgésiques et des liquides postopératoires et conserver des dossiers postopératoires quotidiens pendant au moins 7 jours et jusqu’à leur rétablissement complet.

  1. Gardez le cathéter fonctionnel avec une injection quotidienne de 200 μL de solution saline normale à travers le cathéter.

11. Injections de liquide

  1. Confirmez le processus post-opératoire sans incident en inspectant soigneusement l’incision cutanée.
  2. Préparer le LPS 2 mg/kg de poids corporel pour les injections intrapéritonéales (i.p.) en diluant 40 μg du LPS avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) stérile à la concentration utile de 0,2 μg/μL (essentiellement, 10 μL pour 2 μg/g de poids corporel et 200 μL de LPS pour les souris de 20 g).
  3. Commencez les injections dans la deuxième semaine suivant l’implantation du cathéter.
    1. Tenez doucement l’animal avec la main non dominante et retenez l’orifice d’instillation tout en déplaçant l’index et le pouce dans la direction de la céphale.
    2. Désinfectez la peau recouvrant le réservoir avec de l’alcool isopropylique à 70%. Utilisez la seringue fixée à l’aiguille Huber pour injecter le LPS.
      1. Après être entré dans le port avec l’aiguille Huber, injectez 100 μL de solution saline normale dans le port pour confirmer le cours du brevet.
      2. Injectez les 200 μL préparés de LPS, suivis des 100 μL de solution saline normale pour l’irrigation par tube, et assurez-vous qu’il n’y a pas de résistance.

12. Anesthésiez les souris avant de prélever le péritoine et recueillez le liquide péritonéal

  1. Après 7 jours d’injections de LPS et 2 semaines d’implantation de cathéter, prévoyez la biopsie péritonéale.
  2. Prévoyez une anesthésie générale.
    1. Anesthésiez la souris dans une chambre d’isoflurane et injectez l’analgésique par voie sous-cutanée.
    2. Tenez l’animal à la base de la queue et maintenez-le sur la surface dorsale de la main.
    3. Transférer l’animal dans la chambre d’induction anesthésique continue remplie d’isoflurane à 3 % à 4 %. Confirmer une anesthésie générale adéquate par l’absence de réflexe de pincement des orteils dans les membres postérieurs droit et gauche. Maintenir le maintien de l’anesthésie générale avec de l’isoflurane 1% -3%.

13. Biopsie péritonéale

  1. Placez l’animal sur la couverture chauffante en décubitus dorsal. Faites une incision cutanée médiane de la sous-xiphoïde à la vessie.
  2. Perfuser le plan sous-fascial avec du PBS froid (Figure 3E).
  3. Assurez-vous que l’avion est complètement disséqué sans perturber l’intégrité du péritoine. Commencez à disséquer le péritoine à partir de la réflexion péritonéale latérale au quadrant inférieur gauche, en commençant par le hile jusqu’au flanc gauche, et la vessie dans l’aspect inférieur pour maintenir la cohérence des échantillons entre les animaux (figure 3F).
  4. Après la récolte péritonéale, euthanasier l’animal par luxation cervicale.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Tous les cathéters implantés étaient fonctionnels jusqu’à la fin de l’étude, et le déplacement ou le pliage du cathéter n’a compliqué aucun des cathéters implantés. La technique actuelle modifiée a été validée avec un modèle induit par la péritonite à l’aide de LPS. Les souris témoins ont reçu 200 μL d’injections quotidiennes normales de solution saline, tandis que les souris expérimentales ont reçu 200 μL de LPS, comme indiqué à l’étape 11 du protocole, pendant un total de 7 jours après l’implantation du cathéter.

Les caractéristiques histopathologiques de la membrane péritonéale ont été évaluées par coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H & E) et au trichrome de Masson. L’analyse des coupes colorées H & E a montré une augmentation substantielle de la matrice extracellulaire (ECM) dans l’espace sous-péritonéal (Figure 4A, marquée d’un astérisque), qui a été mesurée à l’aide d’ImageJ. La moyenne + ET de l’ECM dans l’espace sous-péritonéal des souris témoins était de 87,10 + 24,66 μm et a doublé chez les souris exposées au LPS (148,9 + 60,85 μm, P = 0,008) (Figure 4B).

La coloration trichrome détecte la fibrose (coloration bleue sur les figures 5 et 6), qui a été estimée comme la densité d’intensité normalisée à la surface (μm). La densité d’intensité intègre le nombre de pixels et leur intensité dans une région d’intérêt et est une méthode validée pour les caractéristiques histologiques quantitatives d’intérêt19,20.

Ensuite, nous avons postulé que l’inflammation induite par le LPS peut entraîner une altération de la vascularisation et un élargissement de l’espace sous-péritonéal. CD31 a été utilisé comme marqueur pour les cellules endothéliales (figure 7) et quantifié comme densité intégrée dans des images de champ de haute puissance (HPF) sélectionnées au hasard chez chaque souris des deux groupes (figure 8B,C). Les souris induites par le LPS ont montré une multiplication par trois de la fibrose sous-péritonéale (Figure 8A, P = 0,015). Toutes ces altérations de la membrane péritonéale sont cohérentes avec celles observées chez les patients exposés à des dialysats à long terme21. Les résultats ont montré une augmentation de ~8-9 fois de la vascularité (P = 0,0168) (Figure 7 et Figure 8B) et une augmentation de ~2 fois de l’espace sous-péritonéal marqué comme SP (P = 0,008) (Figure 7 et Figure 8C). Ces résultats sont cohérents avec la néovascularisation observée chez les patients sous MP après une exposition à long terme à la membrane péritonéale au dialysat 18,22,23.

Figure 1
Figure 1 : Cathéter et trou latéral personnalisé. Abréviation : = dialyse péritonéale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Méthodes conventionnelles et méthodes modifiées. La méthode antégrade conventionnelle de mise en place du cathéter (à droite) commence par la fixation de l’anneau interne dans le péritoine pariétal, tandis que dans cette méthode rétrograde modifiée (à gauche), la procédure commence par la suture de l’orifice d’accès personnalisé sur le lit musculaire sur le dos des souris. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Insertion du cathéter péritonéal. (A) Passez la suture 3.0 du trou latéral personnalisé et suturez le lit musculaire jusqu’au trou latéral, en gardant la céphalade de cours tubulaire. (B) Faire le tunnel du tube avec dissection méticuleuse de la couche musculaire de la peau sus-jacente et passer le tube de manière rétrograde. (C) Fermer les incisions cutanées autour du réservoir d’orifice. (D) Serrez la suture préparée autour du tube tout en gardant le deuxième feutre à l’extérieur de la corde de la bourse, sur la couche musculaire. (E) Irriguer la cavité péritonéale avec 2 mL de PBS froid tout en gardant le biseau de l’aiguille vers le haut. (F) Commencez à disséquer le péritoine à partir de la réflexion péritonéale latérale au quadrant inférieur gauche (flèche bleue). Abréviations : DP = dialyse péritonéale; PBS = solution saline tamponnée au phosphate. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Coloration H&E. Images représentatives (100x) des membranes péritonéales de deux souris C57BL6 individuelles exposées au LPS dans le groupe expérimental, comme indiqué (N = 4/groupe). La pointe de flèche noire pointe vers le péritoine et un astérisque représente l’espace sous-péritonéal. Barres d’échelle = 100 μm. Abréviations : H&E = hématoxyline et éosine; M = muscle; LPS = lipopolysaccharide. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Coloration H&E et Masson Trichrome. Images représentatives (100x) des membranes péritonéales de deux souris C57BL6, une du groupe témoin (A) et une exposée au LPS du groupe expérimental (B). Barres d’échelle = 100 μm. Abréviations : SP = espace sous-péritonéal; P = espace péritonéal; M = Muscle; H & E = hématoxyline et éosine; LPS = lipopolysaccharide. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : Coloration Masson Trichrome. Images représentatives (100x) des membranes péritonéales de deux souris C57BL6, l’une exposée au LPS et l’autre à un témoin injecté par une solution saline. La pointe de flèche noire pointe vers le péritoine, et l’astérisque orange représente l’espace sous-péritonéal, N = 4/groupe. Barres d’échelle = 100 μm. Abréviations : M = Muscle; LPS = lipopolysaccharide. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7
Figure 7 : Altération de la vascularisation dans l’espace sous-péritonéal dans le contexte de l’inflammation. Les sections incorporées dans la paraffine ont été colorées avec CD31 et DAPI. Des images aléatoires obtenues à un grossissement de 400x sont affichées. Barres d’échelle = 100 μm. Abréviations : SP= espace sous-péritonéal; P = espace péritonéal; astérisque blanc = vaisseau sous-péritonéal; DAPI = 4',6-diamidino-2-phénylindole. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 8
Figure 8 : L’exposition au LPS a amélioré la néovascularisation, la fibrose du péritoine et l’expansion de l’espace sous-péritonéal. (A) Densité intégrée de la fibrose. (B) Densité intégrée de CD31. (C) L’espace sous-péritonéal a été mesuré. Le test t de Student a été effectué pour toutes les mesures. Des astérisques noirs représentent le niveau d’importance. Barres d’erreur = SEM. Abréviation : LPS = lipopolysaccharide. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure supplémentaire S1 : Instruments chirurgicaux nécessaires à l’exécution de l’intervention. 1. Tagueur d’oreille, 2. Port minute de la souris, 3. Aiguille Huber point, 4. Suture résorbable retardée, 5. Pince à angle droit, 6. Pinces à pointe droite, 7. Pinces à embout incurvé, 8. Ciseaux d’iris. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Trois modèles murins de MP sont décrits. Cela comprend une ponction aveugle de la surface péritonéale, un système ouvert-permanent et un système fermé10. La ponction aveugle de la surface péritonéale implique un accès péritonéal direct similaire aux injections intrapéritonéales mais ne permet pas le drainage du dialysat. Étant une procédure en aveugle, cette méthode peut blesser les organes viscéraux abdominaux. Le modèle de système ouvert-permanent maintient le cathéter de dialyse et l’orifice d’instillation à l’extérieur du corps. Cependant, cette technique chez la souris est associée à des complications, telles que des sacs déconnectés en raison du mouvement des animaux, de l’infection et de l’incapacité d’effectuer des expériences à long terme. Les cathéters péritonéaux à système fermé ont été introduits en 2009. Dans ce système, l’orifice d’accès et le tube sont implantés dans le corps des animaux. L’instillation directe de liquide percutané devient possible. Chez l’homme, les sacs de dialysat péritonéal sont placés à l’extérieur du corps, mais cela n’est pas possible chez la souris en raison de leur mobilité. De plus, il y a souvent une obstruction mécanique du cathéter liée au colmatage des trous latéraux et à la flexion du tube20. Le réservoir dans un système fermé est mobile et peut basculer, et cet événement peut plier la jonction réservoir-tube.

Plusieurs approches ont été appliquées pour surmonter les limites ci-dessus des systèmes fermés de MP, y compris l’omentectomie et la perfusion d’héparine pour prévenir le colmatage du cathéter de MP. Bien que ces solutions puissent être utiles dans les études à court terme, les défis liés au sauvetage du cathéter pour des expériences plus longues dans des modèles murins persistent. De plus, l’épiploon chez la souris est petit, contrairement à l’homme, ce qui explique le manque de succès de l’olimentectomie pour sauver la performance du cathéter péritonéal chez la souris24,25.

Dans cette étude, deux étapes critiques ont été appliquées au système de cathéter DP fermé afin d’améliorer les limites des techniques actuelles. Il s’agissait notamment (a) de percer un trou latéral dans le cathéter et (b) un tube rétrograde passant dans un tunnel préfabriqué. (Figure 3B) Le perforage d’un trou latéral dans l’orifice d’instillation a aidé à fixer solidement le cathéter au lit musculaire et a permis la mobilité pendant les injections. Tout en abordant les limitations ci-dessus, cette modification a réduit le tiraillement du tube et la tension de la peau des souris.

Traditionnellement, l’extrémité du cathéter pénètre d’abord dans la cavité péritonéale au moment de l’implantation (implantation antégrade). Nous avons introduit une approche d’implantation rétrograde où l’orifice d’instillation a d’abord été fixé sur la peau, puis le cathéter a été placé dans la cavité péritonéale. Étant donné que l’implantation du cathéter a suivi la mise en place du réservoir, elle est considérée comme une implantation de cathéter rétrograde. Cette méthode d’implantation a entraîné un parcours droit du tube et un enroulement du tube abrogé.

Une limitation potentielle de la technique peut être la contrainte de la peau des souris de la suture. L’importance de la technique modifiée est soulignée par le fait que ces modifications proposées empêchent la migration du cathéter et le tiraillement du tube. Il permet une instillation précise du liquide pendant que la souris est éveillée. La réduction des problèmes ci-dessus permet des expériences à long terme et évite les échecs, empêchant ainsi l’utilisation d’un grand nombre de souris. En plus de l’application dans la recherche sur la MP, ces modifications peuvent être exploitées dans d’autres contextes tels que les modèles de cancer de l’ovaire, la carcinomatose péritonéale ou la péritonite chronique pour délivrer avec précision des agents expérimentaux.

L’injection de LPS a été sélectionnée pour la validation de cette méthode d’implantation modifiée. Les résultats étaient cohérents avec ceux observés en réponse à l’icodextrine et au liquide de dialyse péritonéale à base de glucose26. De plus, l’utilisation du LPS est cliniquement pertinente car la péritonite MP chez l’homme peut provenir de bactéries à Gram négatif et est fréquemment observée dans le cadre d’une diverticulite ou d’une perforation du visque. Les bactéries à Gram négatif sécrètent du LPS contribuant à la péritonite et constituent un modèle expérimental accepté de péritonite26,27. Les caractéristiques pathologiques de l’échec de la MP chez l’homme comprennent la fibrose péritonéale et une augmentation de la microvascularisation sous-péritonéale, ce qui entraîne la perte du gradient de soluté péritonéal chez les patients atteints de MP27,28,29. Ces caractéristiques ont été récapitulées dans le modèle de péritonite induite par le LPS. Des études futures examineront davantage cette technique dans des modèles dans lesquels le liquide de dialyse péritonéale sera appliqué pendant au moins 1 mois chez la souris pour induire une fibrose péritonéale. Cette étude à long terme permettra également le suivi des complications, y compris l’enroulement des cathéters.

En conclusion, l’implantation conventionnelle d’un cathéter péritonéal à système fermé dans un modèle murin a été modifiée dans la présente étude. Les modifications actuelles pourraient ouvrir la voie à la génération de modèles murins robustes et fiables pour étudier les conséquences à long terme de la défaillance de la membrane péritonéale chez les patients humains atteints d’IRT.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Acknowledgments

Ce travail a été soutenu par NIH 1R01HL132325 et R21 DK119740-01 (VCC) et AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center grant 857078 (VCC et SL).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10% heparin  Canada Inc., Boucherville, QC, Canada) Pharmaceutical product
     Buprenorphine 0.3 mg/mL      PAR Pharmaceutical            NDC 42023-179-05
C57BL/6J mice The Jackson Lab IMSR_JAX:000664
CD31 Abcam Ab9498
            Clamp      Fine Science Tools                13002-10
            Forceps      Fine Science Tools                11002-12
Dumont #5SF Forceps Fine Science Tools 11252-00
Dumont Vessel Cannulation Forceps Fine Science Tools 11282-11
Fine Scissors - Large Loops Fine Science Tools 14040-10
Fisherbrand Animal Ear-Punch Fisher Scientific 13-812-201
Hill Hemostat Fine Science Tools 13111-12
Huber point needle  Access  technologies  PG25-500 Needle for injections
            Isoflurane, USP             Covetrus             NDC 11695-6777-2
       Lipopolysaccharide from E.coli             SIGMA               L4391
Microscope Nikon Eclipse Inverted Microscope TE2000
Minute Mouse Port 4French with retention beads and cross holes     Access  technologies         MMP-4S-061108A
 Posi-Grip Huber point needles 25 G x 1/2´´    Access  technologies                PG25-500
            Scissors      Fine Science Tools                14079-10
Vicryl Suture AD-Surgical #L-G330R24

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Saran, R., et al. US Renal Data System 2019 Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States. American Journal of Kidney Diseases. 75, 1 Suppl 1 6-7 (2020).
  2. ESRD, U.S.R.D.S.M. 2017 USRDS Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States, Bethesda, MD, National Institutes of Health, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases. USRD. , (2017).
  3. Center of Disease Control, U.S.D.o.H.a.H.S. Chronic Kidney Disease in the United States, 2019. CDC Publications and Resources. , (2019).
  4. Cho, Y., et al. Peritoneal dialysis use and practice patterns: An international survey study. American Journal of Kidney Diseases. 77 (3), 315-325 (2021).
  5. Xieyi, G., Xiaohong, T., Xiaofang, W., Zi, L. Urgent-start peritoneal dialysis in chronic kidney disease patients: A systematic review and meta-analysis compared with planned peritoneal dialysis and with urgent-start hemodialysis. Peritoneal Dialysis International. 41 (2), 179-193 (2021).
  6. Gokal, R., Figueras, M., Olle, A., Rovira, J., Badia, X. Outcomes in peritoneal dialysis and haemodialysis--a comparative assessment of survival and quality of life. Nephrology Dialysis Transplantation. 14, Suppl 6 24-30 (1999).
  7. Gardezi, A. I., Sequeira, A., Narayan, R. Going home: Access for home modalities. Advances in Chronic Kidney Disease. 27 (3), 253-262 (2020).
  8. van de Luijtgaarden, M. W., et al. Trends in dialysis modality choice and related patient survival in the ERA-EDTA Registry over a 20-year period. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (1), 120-128 (2016).
  9. Schaefer, F., Warady, B. A. Peritoneal dialysis in children with end-stage renal disease. Nature Reviews. Nephrology. 7 (11), 659-668 (2011).
  10. Gonzalez-Mateo, G. T., Pascual-Anton, L., Sandoval, P., Aguilera Peralta, A., Lopez-Cabrera, M. Surgical techniques for catheter placement and 5/6 nephrectomy in murine Models of Peritoneal Dialysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e56746 (2018).
  11. Chow, K. M., et al. Straight versus coiled peritoneal dialysis catheters: A randomized controlled trial. American Journal of Kidney Diseases. 75 (1), 39-44 (2020).
  12. LaPlant, M. B., et al. Peritoneal dialysis catheter placement, outcomes and complications. Pediatric Surgery International. 34 (11), 1239-1244 (2018).
  13. Al-Hwiesh, A. K. A modified peritoneal dialysis catheter with a new technique: Farewell to catheter migration. Saudi Journal of Kidney Diseases and Transplantation. 27 (2), 281-289 (2016).
  14. Crabtree, J. H., Chow, K. M. Peritoneal dialysis catheter insertion. Seminars Nephrology. 37 (1), 17-29 (2017).
  15. Flessner, M. F., et al. Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).
  16. Kowalewska, P. M., Margetts, P. J., Fox-Robichaud, A. E. Peritoneal dialysis catheter increases leukocyte recruitment in the mouse parietal peritoneum microcirculation and causes Fibrosis. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 36 (1), 7-15 (2016).
  17. Kowalewska, P. M., Patrick, A. L., Fox-Robichaud, A. E. Syndecan-1 in the mouse parietal peritoneum microcirculation in inflammation. PLoS One. 9 (9), 104537 (2014).
  18. Yanez-Mo, M., et al. Peritoneal dialysis and epithelial-to-mesenchymal transition of mesothelial cells. The New England Journal of Medicine. 348 (5), 403-413 (2003).
  19. Arinze, N. V., et al. Tryptophan metabolites suppress Wnt pathway and promote adverse limb events in CKD patients. The Journal of Clinical Investigation. 132 (1), (2021).
  20. Belghasem, M., et al. Metabolites in a mouse cancer model enhance venous thrombogenicity through the aryl hydrocarbon receptor-tissue factor axis. Blood. 134 (26), 2399-2413 (2019).
  21. Krediet, R. T. The peritoneal membrane in chronic peritoneal dialysis. Kidney International. 55 (1), 341-356 (1999).
  22. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Chronic exposure of mouse peritoneum to peritoneal dialysis fluid: structural and functional alterations of the peritoneal membrane. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 29 (2), 227-230 (2009).
  23. Sukul, N., et al. Patient-reported advantages and disadvantages of peritoneal dialysis: results from the PDOPPS. BMC Nephrology. 20 (1), 116 (2019).
  24. Lu, Y., et al. A method for islet transplantation to the omentum in mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e57160 (2019).
  25. Gotloib, L., Wajsbrot, V., Shostak, A. A short review of experimental peritoneal sclerosis: from mice to men. The International Journal of Artificial Organs. 28 (2), 97-104 (2005).
  26. Tateda, K., Matsumoto, T., Miyazaki, S., Yamaguchi, K. Lipopolysaccharide-induced lethality and cytokine production in aged mice. Infection and Immunity. 64 (3), 769-774 (1996).
  27. Vila Cuenca, M., et al. Differences in peritoneal response after exposure to low-GDP bicarbonate/lactate-buffered dialysis solution compared to conventional dialysis solution in a uremic mouse model. International Urology and Nephrology. 50 (6), 1151-1161 (2018).
  28. Penar, J., et al. Selected indices of peritoneal fibrosis in patients undergoing peritoneal dialysis. Postepy Higieny Medycyny Doswiadczalnej (Online). 63, 200-204 (2009).
  29. Yung, S., Chan, T. M. Pathophysiological changes to the peritoneal membrane during PD-related peritonitis: the role of mesothelial cells. Mediators of Inflammation. 2012, 484167 (2012).

Tags

Médecine numéro 185 Cathéter péritonéal poche murin dialyse péritonéale lipopolysaccharide péritoine

Erratum

Formal Correction: Erratum: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice
Posted by JoVE Editors on 03/22/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. The Authors section was updated from:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

to:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

Une approche d’implantation rétrograde pour la mise en place d’un cathéter de dialyse péritonéale chez la souris
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lotfollahzadeh, S., Zhang, M.,More

Lotfollahzadeh, S., Zhang, M., Napoleon, M. A., Yin, W., Orrick, J., Elzind, N., Morrissey, A., Sellinger, I. E., Stern, L. D., Belghasem, M., Francis, J. M., Chitalia, V. C. A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. J. Vis. Exp. (185), e63689, doi:10.3791/63689 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter