Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Ретроградный подход к имплантации для установки катетера перитонеального диализа у мышей

Published: July 20, 2022 doi: 10.3791/63689
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 2, 1, 1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine, 2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine, 3Veterans Affairs Boston Healthcare System, 4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

ERRATUM NOTICE

Summary

В этой статье описываются модификации процедуры имплантации перитонеального диализного катетера в мышиную модель, чтобы избежать серьезных технических проблем, наблюдаемых при использовании обычных методов.

Abstract

Мышиные модели используются для исследования различных аспектов перитонеального диализа (БП), таких как воспаление брюшины и фиброз. Эти события приводят к недостаточности брюшины у людей, которая остается областью интенсивного исследования из-за ее глубоких клинических последствий для лечения пациентов с терминальной стадией заболевания почек (ESKD). Несмотря на клиническую важность БП и связанных с ней осложнений, современные экспериментальные мышиные модели страдают от ключевых технических проблем, которые ставят под угрозу производительность моделей. К ним относятся миграция и перегиб катетера PD и обычно требуют более раннего удаления катетера. Эти ограничения также обусловливают необходимость в большем количестве животных для завершения исследования. Устраняя эти недостатки, это исследование вводит технические усовершенствования и хирургические нюансы для предотвращения часто наблюдаемых осложнений катетера БП в мышиной модели. Кроме того, эта модифицированная модель подтверждается путем индуцирования воспаления брюшины и фиброза с использованием инъекций липополисахарида. По сути, в данной работе описан усовершенствованный метод создания экспериментальной модели ПДн.

Introduction

Бремя терминальной стадии почечной недостаточности
Хроническая болезнь почек (ХБП) является всемирной проблемой здравоохранения1. Текущие оценки показывают, что более 850 миллионов человек во всем мире имеют заболевания почек. Распространенность заболеваний почек почти удваивает число людей с диабетом (422 миллиона) и более чем в 20 раз превышает распространенность рака (42 миллиона) или ВИЧ / СПИДа (36,7 миллиона) во всем мире2. Примерно каждый седьмой американец имеет ХБП, а двое из 1000 американцев имеют ESKD, требующий пересадки почки или поддержки диализа3. Учитывая растущее бремя ESKD во всем мире, оптимизация технологии диализа имеет решающее значение3.

Перитонеальный диализ
БП является значительно недоиспользуемым методом лечения ESKD в Соединенных Штатах. По данным Системы почечных данных США (USRDS), процент распространенных пациентов с БП составил всего 11% в 2020году 4,5. БП дает несколько преимуществ по сравнению с гемодиализом в центре (БГ), включая лучшее качество жизни, меньшее количество посещений клиники и снижение расходов на Medicare 6,7. Кроме того, БП является домашней терапией и связана с гораздо более низким риском тяжелых инфекций, таких как бактериемия и эндокардит, которые часто связаны с катетерами гемодиализа. Кроме того, БП может быть быстро инициирована с протоколом срочного запуска, уменьшая необходимость начала диализа с помощью внутренних сосудистых катетеров8. БП считается предпочтительным методом диализа в педиатрической популяции ESKD9.

Нарушение брюшины, вызванное перитонеальным диализом
БП влечет за собой введение жидкости БП (диализата) в брюшину, что приводит к воспалению и ремоделированию перитонеальной мембраны с течением времени. Воспаление брюшины вызывает фиброз, кульминацией которого является потенциальная потеря ультрафильтрационных возможностей мембраны с течением времени. Сохранение перитонеальной мембраны является серьезной проблемой при БП, и дальнейшие исследования критически важны для обеспечения того, чтобы лучшие клинические практики были доступны для практикующих врачей. Существуют хорошо зарекомендовавшие себя мышиные модели, помогающие углубить понимание патофизиологических механизмов перитонеальной инфекции и воспаления, растворенного вещества, кинетики транспорта воды и мембранной недостаточности; Тем не менее, технические проблемы с катетером часто ограничивают эти модели10.

Анализ изменений перитонеальной мембраны
У пациентов с ESKD диализат традиционно вводится в брюшинную полость через катетер Tenkhoff с глубокой и поверхностной манжетой. Пациенты могут потенциально испытывать осложнения, связанные с катетером, включая миграцию катетера, боль при инфузии и плохой дренаж диализата 11,12,13. Два основных типа перитонеальных катетеров были введены для людей, спиральные или прямые, чтобы свести к минимуму эти осложнения12. Несколько модификаций, включая дополнительную манжету к обычным катетерам с двумя манжетами, были добавлены к оригинальным катетерам для продления выживаемости катетераPD 11. Метод введения варьируется в зависимости от нескольких факторов, предотвращая миграцию катетера, которая должна быть добавлена после выживания, включая доступность ресурсов и уровень знаний14.

Напротив, мышиные модели перитонеального диализа имеют фундаментальные различия в методах и назначении по сравнению с перитонеальными катетерами человека. Например, перитонеальные катетеры в мышиных моделях используются в основном для изучения изменений мембран и в меньшей степени предназначены для двунаправленных дренажных функций. Современный метод страдает от потенциального смещения порта и миграции катетера из-за обращения с животными. В обычных мышиных моделях порты доступа не были закреплены на коже. Этот аспект создал нестабильный порт доступа, который у бодрствующих животных может быть смещен, что приведет к миграции катетера. Учитывая важность мышиных моделей в исследованиях перитонеальной мембраны, крайне важно создать эффективные хирургические методы для создания надежных моделей. Поэтому мы поставили перед собой задачу оптимизировать традиционную модель размещения катетера БП. Важно отметить, что сам катетер вызывает гистопатологические изменения в перитонеальной мембране, и, таким образом, любые выводы относительно влияния растворов БП в исследованиях на животных должны интерпретироваться в контексте катетера БП как инородное тело 15,16,17.

Гистопатология перитонеальной мембраны
Недостаточность БП в основном связана с фиброзом и избыточным ангиогенезом, что приводит к потере осмолярного градиента концентрации. Кроме того, на способность фильтрации перитонеальной мембраны может влиять перитонит. Кроме того, инфекционный перитонит является хорошо известной причиной изменения модальности диализа от перитонеального диализа к гемодиализу. 18.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Для этого исследования использовались восемь самок мышей C57BL/6J, возрастом 8-12 недель и средним весом 20 г. Мыши содержались в стандартных условиях и питались чау-чау и водой ad libitum. Это исследование было выполнено с одобрения Институционального комитета по уходу за животными и их использованию (IACUC), Медицинского центра Бостонского университета (AN-1549). Описанные здесь процедуры выполнялись в стерильных условиях.

1. Обезболить мышь в изофлурановой камере и ввести анальгетик подкожно

  1. Держите животное от основания хвоста. Держите животное на спинной поверхности недоминирующей руки.
  2. Переведите животное в индукционную камеру непрерывного анестетика, заполненную 3%-4% изофлураном. Подтвердить адекватную общую анестезию при отсутствии рефлекса защемления пальцев ног в правой и левой задних конечностях. Сохраняют поддержание общей анестезии с изофлураном 1%-3%.
  3. Нанесите офтальмологическую мазь на оба глаза.
  4. Вводят подкожную инъекцию Бупренорфина.
    1. Растворить запас бупренорфина в концентрации 0,3 мг/мл в хлориде натрия (NaCl) 0,9% до достижения конечной концентрации 0,03 мг/мл.
    2. Вводят в дозе 0,05-0,1 мг/кг 0,03 мг/мл бупренорфина вместе с 500 мкл стерильного NaCl 0,9%, за 20 мин до операции у 20 г мыши (2 мкг или 66 мкл 0,03 мг/мл бупренорфина на мышь).

2. Подготовка кожи

  1. Поместите полностью обезболенную мышь в левое боковое положение, обнажив ее правый фланг от нагревательного одеяла. Побрейте правую сторону брюшка, как раз близко к средней линии к параспинальной области и вниз к хвосту животного.
  2. Продезинфицируйте выбритый участок три раза с помощью ватного тампона с альтернативным нанесением антисептического раствора или скраба и либо 70% спирта, либо стерильного физиологического раствора круговыми движениями, начиная с места хирургического разреза и двигаясь наружу. Выбрасывайте ватный тампон после каждого использования. Будьте осторожны, чтобы чрезмерно не смочить нехирургические участки животного алкоголем или антисептиком, так как это может ухудшить переохлаждение.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Важно правильно разбавлять антисептические растворы и не оставлять хирургические скрабы на коже во время операции, так как они могут раздражать и должны быть смыты. Часто проверяйте температуру нагревательного одеяла во время процедуры, чтобы убедиться, что температура не падает.

3. Измерьте длину катетера и отметьте точку введения в брюшной полости и трубчатом тракте над подготовленной кожей

  1. Назначьте карман порта доступа на 1 см выше хвоста животного. Удерживайте сегмент установки недоминирующим указательным и большим пальцами над назначенной областью возле хвоста.
  2. Поместите катетер над кожей и оцените место для введения трубки катетера в брюшной полости. Отметьте назначенное место для вставки трубки, соблюдая минимальный изгиб трубки вблизи передней средней линии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все процедуры должны выполняться в стерильных перчатках, а катетер должен быть стерильным во время измерения. Хирургические инструменты должны быть автоклавированы при 121 °C перед использованием. Инструменты, необходимые для процедуры, приведены в дополнительном рисунке S1 .

4. Настройте секцию резервуара перитонеального катетера

  1. Проткните боковое отверстие над рамой секции резервуара с помощью мышиного ушного бирки (рисунок 1 и рисунок 2). Следует отметить, что ушной перфоратор является хирургическим инструментом, и он должен быть стерильным.

5. Разместите порт инстилляции

  1. Сделайте горизонтальный разрез кожи шириной 1 см на 1 см выше хвоста. Грубо рассекните подкожную плоскость от нижележащего мышечного слоя, чтобы сделать мешочек для размещения катетера, чтобы обеспечить свободное нахождение порта инстилляции в идеальном кармане порта.
  2. Держите кончик ножниц радужной оболочки к средней линии, чтобы сделать наклонный туннель для размещения трубы (рисунок 3A).
  3. Пройдите шов 3.0 от настроенного бокового отверстия. Закрепите входное отверстие к мышечному ложу, затянув пройденный шов, сохранив ход трубки цефаладой.

6. Сделайте разрез в месте введения наконечника катетера

  1. Сделайте разрез 1 см над ранее отмеченной областью около средней линии. Подтвердите хорошо развитый тракт, проведя ножницы через тракт.
  2. Осторожно подберите наконечник катетера щипцами, чтобы поместить катетер в ретроградный курс.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте защемления боковых отверстий трубки.
  3. Пропустите катетерную трубку через подготовленный тракт (рисунок 3В). Сделайте разрез 1 см над мышечным слоем близко к правой средней линии.

7. Подтвердите функционирование катетера

  1. Прежде чем закрыть все разрезы, убедитесь, что установленный катетер функционирует. Проверьте функцию с помощью шприца объемом 1 мл, прикрепленного к конкретной игле Huber для порта.
  2. Введите 200 мкл нормального физиологического раствора в инстилляционный порт. Ищите плавный поток с нулевой терпимостью к сопротивлению.
  3. Промывайте порт и катетер 10% гепарином для поддержания проходимости.

8. Закройте разрезы кожи

  1. Закройте разрезы кожи вокруг резервуара порта (рисунок 3С) 3-0 рассасывающимися швами.

9. Зафиксируйте кончик катетера внутри брюшной полости

  1. Наложите свободный шов из кошелька с 4-0 круглым рассасывающимся швом вокруг разрезанной мышцы брюшной стенки. Пройдите проксимальный войлок катетера внутрь разреза.
  2. Затяните подготовленный шов вокруг трубки, удерживая второй войлок вне нити кошелька, над мышечным слоем (рисунок 3D), и закройте кожу 3-0 рассасывающимися швами (рисунок 2).

10. Следите за животными после операции и ежедневно, вводите послеоперационную анальгезию и жидкости, а также ведите ежедневные послеоперационные записи в течение как минимум 7 дней и до полного выздоровления

  1. Поддерживайте работоспособность катетера с ежедневной инъекцией 200 мкл нормального физиологического раствора через катетер.

11. Инъекции жидкости

  1. Подтвердите беззаботный постпроцедурный процесс, тщательно осмотрев разрез кожи.
  2. Готовят ЛПС 2 мг/кг массы тела для внутрибрюшинных инъекций (т..) путем разбавления 40 мкг ЛПС стерильным фосфатно-буферным физиологическим раствором (ПБС) до рабочей концентрации 0,2 мкг/мкл (по существу, 10 мкл на 2 мкг/г массы тела и 200 мкл ЛПС на 20 г мышей).
  3. Начните инъекции на второй неделе после имплантации катетера.
    1. Осторожно держите животное недоминирующей рукой и удерживайте инстилляционный порт, двигая указательным и большим пальцами в направлении цефалады.
    2. Продезинфицируйте кожу, покрывающую резервуар, 70% изопропиловым спиртом. Используйте шприц, прикрепленный к игле Huber, чтобы ввести LPS.
      1. После входа в порт с помощью иглы Хубера введите 100 мкл нормального физиологического раствора в порт для подтверждения патентного курса.
      2. Введите приготовленные 200 мкл LPS, а затем 100 мкл нормального физиологического раствора для орошения труб и убедитесь, что нет сопротивления.

12. Обезболить мышей перед сбором брюшины и собрать брюшную жидкость

  1. После 7 дней инъекций ЛПС и 2 недель имплантации катетера запланируйте биопсию брюшины.
  2. План общей анестезии.
    1. Обезболивают мышь в изофлурановой камере и вводят анальгетик подкожно.
    2. Держите животное от основания хвоста, и держите животное на спинной поверхности руки.
    3. Переведите животное в индукционную камеру непрерывного анестетика, заполненную 3%-4% изофлураном. Подтвердить адекватную общую анестезию при отсутствии рефлекса защемления пальцев ног в правой и левой задних конечностях. Поддерживают поддержание общей анестезии изофлураном 1%-3%.

13. Биопсия брюшины

  1. Положите животное на нагретое одеяло в лежачем положении. Сделайте разрез кожи по средней линии от субофоидного до мочевого пузыря.
  2. Перфьюзируйте субфасциальную плоскость холодным PBS (рисунок 3E).
  3. Убедитесь, что плоскость полностью рассечена, не нарушая целостности брюшины. Начните рассечение брюшины от бокового перитонеального отражения в левом нижнем квадранте, начиная с хилума до левого фланга, и мочевого пузыря в нижнем аспекте, чтобы сохранить образцы согласованными между животными (рисунок 3F).
  4. После сбора урожая брюшины усыпляют животное путем вывиха шейки матки.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Все имплантированные катетеры функционировали до конца исследования, и смещение катетера или перегиб не усложняли ни один из имплантированных катетеров. Текущий, модифицированный метод был дополнительно подтвержден с помощью модели, вызванной перитонитом, с использованием LPS. Контрольные мыши получали 200 мкл ежедневных нормальных инъекций физиологического раствора, в то время как экспериментальным мышам вводили 200 мкл ЛПС, как обсуждалось на этапе протокола 11, в общей сложности через 7 дней после имплантации катетера.

Перитонеальную мембрану оценивали по гистопатологическим характеристикам с помощью гематоксилина и эозина (H&E) и окрашивания трихромом Массона. Анализ H&E-окрашенных участков показал существенное увеличение внеклеточного матрикса (ECM) в субперитонеальном пространстве (рисунок 4A, отмеченный звездочкой), которое было измерено с помощью ImageJ. Среднее значение + SD ECM в субперитонеальном пространстве контрольных мышей составило 87,10 + 24,66 мкм и удвоилось у мышей, подвергшихся воздействию LPS (148,9 + 60,85 мкм, P = 0,008) (Рисунок 4B).

Трихромовое пятно обнаруживает фиброз (синее пятно на рисунках 5 и 6), который оценивался как плотность интенсивности, нормализованная по площади поверхности (мкм). Плотность интенсивности интегрирует количество пикселей и их интенсивность в интересующей области и является валидированным методом для количественных гистологических признаков, представляющих интерес19,20.

Далее мы предположили, что воспаление, вызванное ЛПС, может привести к изменению сосудистости и расширению субперитонеального пространства. CD31 использовали в качестве маркера для эндотелиальных клеток (рисунок 7) и количественно оценивали как интегрированную плотность в случайно выбранных изображениях поля высокой мощности (HPF) в каждой мыши в обеих группах (рисунок 8B, C). У мышей, индуцированных ЛПС, наблюдалось трехкратное увеличение субперитонеального фиброза (рисунок 8A, P = 0,015). Все эти изменения в перитонеальной мембране согласуются с теми, которые наблюдаются у пациентов, подвергшихся длительному воздействию диализатов21. Результаты показали ~8-9-кратное увеличение васкулярности (P = 0,0168) (рисунок 7 и рисунок 8B) и ~2-кратное увеличение субперитонеального пространства, обозначенного как SP (P = 0,008) (рисунок 7 и рисунок 8C). Эти результаты согласуются с неоваскуляризацией, наблюдаемой у пациентов с БП после длительного воздействия на перитонеальную мембрану диализата 18,22,23.

Figure 1
Рисунок 1: Катетер PD и индивидуальное боковое отверстие. Аббревиатура: PD = перитонеальный диализ. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Традиционные и модифицированные методы. Обычный антеградный метод установки катетера PD (справа) начинается с закрепления внутреннего кольца в теменной брюшине, в то время как в этом модифицированном ретроградном методе (слева) процедура начинается с наложения надельного порта доступа над мышечным ложем на спинке мышей. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Вставка перитонеального катетера. (А) Передайте шов 3.0 от настроенного бокового отверстия и зашить мышечное ложе к боковому отверстию, сохраняя цефаладу. (B) Сделать туннель трубки PD с тщательным рассечением мышечного слоя от вышележащей кожи и пройти трубку ретроградным образом. (C) Закройте разрезы кожи вокруг резервуара порта. (D) Затяните подготовленный шов кошелька вокруг трубки, сохраняя второй войлок вне нити кошелька, над мышечным слоем. (E) Орошайте брюшную полость 2 мл холодного PBS, сохраняя при этом скос иглы. (F) Начните рассечение брюшины от бокового перитонеального отражения в левом нижнем квадранте (синяя стрелка). Сокращения: PD = перитонеальный диализ; PBS = фосфатно-буферный физиологический раствор. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Окрашивание H&E. Репрезентативные изображения (100x) перитонеальных мембран двух отдельных мышей C57BL6, подвергшихся воздействию ЛПС в экспериментальной группе, как указано (N = 4/группа). Черный наконечник стрелы указывает на брюшину, а звездочка изображает подперитонеальное пространство. Шкала баров = 100 мкм. Аббревиатуры: H&E = гематоксилин и эозин; M = мышца; ЛПС = липополисахарид. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 5
Рисунок 5: Окрашивание H&E и Masson Trichrome. Репрезентативные изображения (100x) перитонеальных мембран двух мышей C57BL6, одной в контрольной группе (A) и одной, подвергшейся воздействию ЛПС в экспериментальной группе (B). Шкала стержней = 100 мкм. Сокращения: SP = подперитонеальное пространство; P = перитонеальное пространство; M = мышца; H&E = гематоксилин и эозин; ЛПС = липополисахарид. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 6
Рисунок 6: Трихромное окрашивание Masson. Репрезентативные изображения (100x) перитонеальных мембран двух мышей C57BL6, одна из которых подвергалась воздействию ЛПС, а другая - контролю, вводимому физиологическим раствором. Черный наконечник стрелы указывает на брюшину, а оранжевая звездочка изображает подперитонеальное пространство, N = 4/группа. Шкала брусков = 100 мкм. Аббревиатуры: M = Мышца; ЛПС = липополисахарид. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 7
Рисунок 7: Измененная васкулярность в субперитонеальном пространстве в контексте воспаления. Парафиновые срезы окрашивали CD31 и DAPI. Показаны случайные изображения, полученные при 400-кратном увеличении. Шкала стержней = 100 мкм. Сокращения: SP= субперитонеальное пространство; P = перитонеальное пространство; белая звездочка = субперитонеальный сосуд; DAPI = 4',6-диамидино-2-фенилиндол. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 8
Рисунок 8: Воздействие ЛПС усиливало неоваскуляризацию, фиброз в брюшине и расширение субперитонеального пространства. (А) Интегрированная плотность фиброза. (B) Интегральная плотность CD31. с) было измерено субперитонеальное пространство. Студенческий t-тест был выполнен для всех измерений. Черные звездочки изображают уровень значимости. Полосы ошибок = SEM. Аббревиатура: LPS = липополисахарид. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Дополнительный рисунок S1: Хирургические инструменты, необходимые для выполнения процедуры. 1. Ушной таггер, 2. Минутный порт мыши, 3. Точечная игла Хубера, 4. Отсроченно-рассасывающийся шов, 5. Зажим прямоугольный, 6. Щипцы с прямым наконечником, 7. Щипцы с изогнутым наконечником, 8. Ирис-ножницы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Описаны три мышиные модели БП. Это включает в себя слепой прокол поверхности брюшины, открыто-постоянную систему и закрытую систему10. Слепой прокол перитонеальной поверхности предполагает прямой перитонеальный доступ, аналогичный внутрибрюшинным инъекциям, но не позволяет дренировать диализат. Будучи слепой процедурой, этот метод может травмировать брюшные висцеральные органы. Модель открыто-постоянной системы удерживает диализный катетер и инстилляционный порт вне тела. Однако этот метод у мышей связан с осложнениями, такими как разъединенные сумки из-за движения животных, инфекция и неспособность выполнять долгосрочные эксперименты. Закрытые перитонеальные катетеры были введены в 2009 году. В этой системе как порт доступа, так и трубка имплантируются в тела животных. Прямая чрескожная закапывание жидкости становится возможной. У людей перитонеальные диализатные мешки размещаются снаружи тела, но это невозможно у мышей из-за их подвижности. Кроме того, часто возникает механическая обструкция катетера, связанная с засорением боковых отверстий и изгибомтрубы 20. Резервуар в закрытой системе подвижн и может переворачиваться, и это событие может перегибать соединение резервуар-труба.

Было применено несколько подходов для преодоления вышеуказанных ограничений закрытых систем БП, включая оментэктомию и инфузию гепарина для предотвращения засорения катетера БП. Хотя эти решения могут быть полезны в краткосрочных исследованиях, проблемы со спасением катетера для более длительных экспериментов в мышиных моделях сохраняются. Более того, сальник у мышей невелик, в отличие от человека, что объясняет отсутствие успеха при оментэктомии для спасения перитонеального катетера у мышей24,25.

В этом исследовании два критических шага были применены к закрытой катетерной системе PD для улучшения ограничений современных методов. К их числу относятся: а) пробивание бокового отверстия в катетере и b) ретроградная трубка, проходящая через сборный туннель. (Рисунок 3B) Пробивание бокового отверстия в инстилляционном отверстии помогало надежно закрепить катетер на мышечном ложе и обеспечивало подвижность во время инъекций. При устранении вышеуказанных ограничений эта модификация уменьшала перетягивание трубки и напряжение кожи мышей.

Традиционно наконечник катетера PD попадает в брюшную полость первым в момент имплантации (антеградной имплантации). Мы ввели ретроградный имплантационный подход, при котором сначала на коже закреплялся инстилляционный порт, а затем катетер помещался в брюшную полость. Поскольку имплантация катетера следовала за установкой резервуара, она считается ретроградной имплантацией катетера. Этот метод имплантации привел к прямому курсу трубки и отмене свертывания трубы.

Потенциальным ограничением техники может быть натяжение кожи мышей от шва. Значимость модифицированной методики подчеркивается тем фактом, что предложенные модификации предотвращают миграцию катетера и перетягивание трубки. Это позволяет точно закапывать жидкость PD, пока мышь бодрствует. Уменьшение вышеперечисленных проблем позволяет проводить длительные эксперименты и позволяет избежать неудач, что исключает использование большого количества мышей. В дополнение к применению в исследованиях БП, эти модификации могут быть использованы в других контекстах, таких как модели рака яичников, перитонеальный канцероматоз или хронический перитонит, для точной доставки экспериментальных агентов.

Инъекция ЛПС была выбрана для валидации этого модифицированного метода имплантации. Полученные результаты согласовывались с результатами, наблюдаемыми в ответ на икодекстрин и перитонеальную диализную жидкость на основе глюкозы26. Кроме того, использование ЛПС клинически значимо, так как перитонит БП у людей может быть от грамотрицательных бактерий и часто наблюдается в условиях дивертикулита или перфорации вискуса. Грамотрицательные бактерии выделяют ЛПС, способствуя перитониту и являются общепринятой экспериментальной моделью перитонита26,27. К патологическим особенностям недостаточности БП у человека относят перитонеальный фиброз и увеличение субперитонеального микроциркуляторного русла, что приводит к потере градиента брюшинного растворенного вещества у больных БП 27,28,29. Эти особенности были повторены в модели перитонита, вызванного ЛПС. Будущие исследования будут дополнительно изучать этот метод в моделях, в которых перитонеальная диализная жидкость будет применяться в течение не менее 1 месяца у мышей, чтобы вызвать перитонеальный фиброз. Это долгосрочное исследование также позволит наблюдать за осложнениями, включая спираль катетеров PD.

В заключение, обычная закрытая система имплантации перитонеального катетера в мышиную модель была модифицирована в текущем исследовании. Текущие модификации могут проложить путь к созданию надежных и надежных мышиных моделей для исследования долгосрочных последствий недостаточности перитонеальной мембраны у пациентов с ESKD.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

У авторов нет конфликта интересов для раскрытия.

Acknowledgments

Эта работа была поддержана грантами NIH 1R01HL132325 и R21 DK119740-01 (VCC) и AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center grant 857078 (VCC и SL).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10% heparin  Canada Inc., Boucherville, QC, Canada) Pharmaceutical product
     Buprenorphine 0.3 mg/mL      PAR Pharmaceutical            NDC 42023-179-05
C57BL/6J mice The Jackson Lab IMSR_JAX:000664
CD31 Abcam Ab9498
            Clamp      Fine Science Tools                13002-10
            Forceps      Fine Science Tools                11002-12
Dumont #5SF Forceps Fine Science Tools 11252-00
Dumont Vessel Cannulation Forceps Fine Science Tools 11282-11
Fine Scissors - Large Loops Fine Science Tools 14040-10
Fisherbrand Animal Ear-Punch Fisher Scientific 13-812-201
Hill Hemostat Fine Science Tools 13111-12
Huber point needle  Access  technologies  PG25-500 Needle for injections
            Isoflurane, USP             Covetrus             NDC 11695-6777-2
       Lipopolysaccharide from E.coli             SIGMA               L4391
Microscope Nikon Eclipse Inverted Microscope TE2000
Minute Mouse Port 4French with retention beads and cross holes     Access  technologies         MMP-4S-061108A
 Posi-Grip Huber point needles 25 G x 1/2´´    Access  technologies                PG25-500
            Scissors      Fine Science Tools                14079-10
Vicryl Suture AD-Surgical #L-G330R24

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Saran, R., et al. US Renal Data System 2019 Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States. American Journal of Kidney Diseases. 75, 1 Suppl 1 6-7 (2020).
  2. ESRD, U.S.R.D.S.M. 2017 USRDS Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States, Bethesda, MD, National Institutes of Health, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases. USRD. , (2017).
  3. Center of Disease Control, U.S.D.o.H.a.H.S. Chronic Kidney Disease in the United States, 2019. CDC Publications and Resources. , (2019).
  4. Cho, Y., et al. Peritoneal dialysis use and practice patterns: An international survey study. American Journal of Kidney Diseases. 77 (3), 315-325 (2021).
  5. Xieyi, G., Xiaohong, T., Xiaofang, W., Zi, L. Urgent-start peritoneal dialysis in chronic kidney disease patients: A systematic review and meta-analysis compared with planned peritoneal dialysis and with urgent-start hemodialysis. Peritoneal Dialysis International. 41 (2), 179-193 (2021).
  6. Gokal, R., Figueras, M., Olle, A., Rovira, J., Badia, X. Outcomes in peritoneal dialysis and haemodialysis--a comparative assessment of survival and quality of life. Nephrology Dialysis Transplantation. 14, Suppl 6 24-30 (1999).
  7. Gardezi, A. I., Sequeira, A., Narayan, R. Going home: Access for home modalities. Advances in Chronic Kidney Disease. 27 (3), 253-262 (2020).
  8. van de Luijtgaarden, M. W., et al. Trends in dialysis modality choice and related patient survival in the ERA-EDTA Registry over a 20-year period. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (1), 120-128 (2016).
  9. Schaefer, F., Warady, B. A. Peritoneal dialysis in children with end-stage renal disease. Nature Reviews. Nephrology. 7 (11), 659-668 (2011).
  10. Gonzalez-Mateo, G. T., Pascual-Anton, L., Sandoval, P., Aguilera Peralta, A., Lopez-Cabrera, M. Surgical techniques for catheter placement and 5/6 nephrectomy in murine Models of Peritoneal Dialysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e56746 (2018).
  11. Chow, K. M., et al. Straight versus coiled peritoneal dialysis catheters: A randomized controlled trial. American Journal of Kidney Diseases. 75 (1), 39-44 (2020).
  12. LaPlant, M. B., et al. Peritoneal dialysis catheter placement, outcomes and complications. Pediatric Surgery International. 34 (11), 1239-1244 (2018).
  13. Al-Hwiesh, A. K. A modified peritoneal dialysis catheter with a new technique: Farewell to catheter migration. Saudi Journal of Kidney Diseases and Transplantation. 27 (2), 281-289 (2016).
  14. Crabtree, J. H., Chow, K. M. Peritoneal dialysis catheter insertion. Seminars Nephrology. 37 (1), 17-29 (2017).
  15. Flessner, M. F., et al. Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).
  16. Kowalewska, P. M., Margetts, P. J., Fox-Robichaud, A. E. Peritoneal dialysis catheter increases leukocyte recruitment in the mouse parietal peritoneum microcirculation and causes Fibrosis. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 36 (1), 7-15 (2016).
  17. Kowalewska, P. M., Patrick, A. L., Fox-Robichaud, A. E. Syndecan-1 in the mouse parietal peritoneum microcirculation in inflammation. PLoS One. 9 (9), 104537 (2014).
  18. Yanez-Mo, M., et al. Peritoneal dialysis and epithelial-to-mesenchymal transition of mesothelial cells. The New England Journal of Medicine. 348 (5), 403-413 (2003).
  19. Arinze, N. V., et al. Tryptophan metabolites suppress Wnt pathway and promote adverse limb events in CKD patients. The Journal of Clinical Investigation. 132 (1), (2021).
  20. Belghasem, M., et al. Metabolites in a mouse cancer model enhance venous thrombogenicity through the aryl hydrocarbon receptor-tissue factor axis. Blood. 134 (26), 2399-2413 (2019).
  21. Krediet, R. T. The peritoneal membrane in chronic peritoneal dialysis. Kidney International. 55 (1), 341-356 (1999).
  22. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Chronic exposure of mouse peritoneum to peritoneal dialysis fluid: structural and functional alterations of the peritoneal membrane. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 29 (2), 227-230 (2009).
  23. Sukul, N., et al. Patient-reported advantages and disadvantages of peritoneal dialysis: results from the PDOPPS. BMC Nephrology. 20 (1), 116 (2019).
  24. Lu, Y., et al. A method for islet transplantation to the omentum in mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e57160 (2019).
  25. Gotloib, L., Wajsbrot, V., Shostak, A. A short review of experimental peritoneal sclerosis: from mice to men. The International Journal of Artificial Organs. 28 (2), 97-104 (2005).
  26. Tateda, K., Matsumoto, T., Miyazaki, S., Yamaguchi, K. Lipopolysaccharide-induced lethality and cytokine production in aged mice. Infection and Immunity. 64 (3), 769-774 (1996).
  27. Vila Cuenca, M., et al. Differences in peritoneal response after exposure to low-GDP bicarbonate/lactate-buffered dialysis solution compared to conventional dialysis solution in a uremic mouse model. International Urology and Nephrology. 50 (6), 1151-1161 (2018).
  28. Penar, J., et al. Selected indices of peritoneal fibrosis in patients undergoing peritoneal dialysis. Postepy Higieny Medycyny Doswiadczalnej (Online). 63, 200-204 (2009).
  29. Yung, S., Chan, T. M. Pathophysiological changes to the peritoneal membrane during PD-related peritonitis: the role of mesothelial cells. Mediators of Inflammation. 2012, 484167 (2012).

Tags

Медицина выпуск 185 Перитонеальный катетер карманный мышиный перитонеальный диализ липополисахарид брюшина

Erratum

Formal Correction: Erratum: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice
Posted by JoVE Editors on 03/22/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. The Authors section was updated from:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

to:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

Ретроградный подход к имплантации для установки катетера перитонеального диализа у мышей
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lotfollahzadeh, S., Zhang, M.,… More

Lotfollahzadeh, S., Zhang, M., Napoleon, M. A., Yin, W., Orrick, J., Elzind, N., Morrissey, A., Sellinger, I. E., Stern, L. D., Belghasem, M., Francis, J. M., Chitalia, V. C. A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. J. Vis. Exp. (185), e63689, doi:10.3791/63689 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter