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Bioengineering

Fabricação de microgéis chitosan-genipin controlados por tamanho e sem emulsão para aplicações de engenharia de tecidos

Published: April 13, 2022 doi: 10.3791/63857
Automatic Translation
1, 2, 2, 1
1Department of Chemical and Biological Engineering, Colorado School of Mines, 2Department of Orthopedics, University of Colorado Anschutz Medical Campus

Summary

O presente protocolo descreve um método não baseado emulsão para a fabricação de microgéis de genipin quitosano. O tamanho desses microgésis pode ser precisamente controlado, e eles podem exibir inchaço dependente de pH, degradar in vivo, e ser carregados com moléculas terapêuticas que liberam ao longo do tempo de forma sustentada, tornando-os altamente relevantes para aplicações de engenharia de tecidos.

Abstract

Os microgéis chitosanos são de interesse significativo em engenharia de tecidos devido à sua ampla gama de aplicações, baixo custo e imunogenicidade. No entanto, os microgéis chitosanos são comumente fabricados usando métodos de emulsão que requerem enxágües de solventes orgânicos, que são tóxicos e prejudiciais ao meio ambiente. O presente protocolo apresenta um método rápido, não citotóxico, não baseado em emulsão para fabricação de microgéis de genipin chitosano sem a necessidade de enxaguantes orgânicos de solventes. Os microgésis aqui descritos podem ser fabricados com controle de tamanho preciso. Eles exibem a liberação sustentada de biomoléculas, tornando-as altamente relevantes para engenharia de tecidos, biomateriais e medicina regenerativa. Chitosan é interligado com genipin para formar uma rede de hidrogel, em seguida, passou por um filtro de seringa para produzir os microgésis. Os microgésos podem ser filtrados para criar uma variedade de tamanhos, e eles mostram inchaço dependente de pH e degradam-se ao longo do tempo enzimaticamente. Esses microgésis foram empregados em um modelo de lesão de placa de crescimento de ratos e foram demonstrados para promover o aumento da reparação de tecidos de cartilagem e para mostrar degradação completa aos 28 dias in vivo. Devido ao seu baixo custo, alta conveniência e facilidade de fabricação com materiais citocompatíveis, esses microgéis chitosanos apresentam uma tecnologia excitante e única na engenharia de tecidos.

Introduction

A placa de crescimento, também conhecida como fise, é a estrutura de cartilagem localizada no final de ossos longos que media o crescimento em crianças. Se a placa de crescimento se machucar, pode ser formado tecido de reparação conhecido como "barra óssea", que interrompe o crescimento normal e pode causar defeitos de crescimento ou deformidades angulares. Dados epidemiológicos mostram que 15%-30% de todas as lesões esqueléticas infantis estão relacionadas à placa de crescimento. A formação da barra óssea ocorre em até 30% dessas lesões, tornando as lesões da placa de crescimento e seu tratamento associado um problema significativo de manifestação clínica 1,2,3,4. Quando ocorre a formação da barra óssea, a avenida de tratamento mais comum envolve a ressecção da barra óssea e a inserção de um material interposicional, como tecido de silício ou adiposo5. No entanto, os pacientes submetidos à cirurgia de ressecção da barra óssea muitas vezes têm um prognóstico ruim para a recuperação completa, já que atualmente não há tratamento que possa reparar totalmente uma placa de crescimentolesionada 6,7,8. Diante dessas deficiências, há uma necessidade crítica de estratégias eficazes para o tratamento de lesões de placas de crescimento, tanto na prevenção da formação de uma barra óssea quanto na regeneração do tecido saudável da cartilagem fiseal.

Micropartículas de hidrogel, ou microgésis, ganharam recentemente interesse como andaimes injetáveis que podem fornecer liberação sustentada de terapêutica9. Devido à sua alta sintonia e biocompatibilidade, os microgésis também são adequados para fator bioativo ou encapsulamento celular. Os microgels podem ser feitos de diversos materiais, desde polímeros sintéticos, como polietileno glicol (PEG), até polímeros naturais como alginato ou quitosan 10,11,12. Chitosan tem mostrado ter vários efeitos benéficos para a engenharia tecidual, como sua capacidade de desestabilizar a membrana externa de bactérias gram-negativas, oferecendo assim atividade antimicrobiana inerente1 3,14. Além disso, o chitosan é econômico, interativo por células e facilmente modificado usando sua estrutura contendo amina. Microgéis baseados em Chitosan prometem uma estratégia de biomaterial para a entrega de medicamentos e sinalização material que pode promover a regeneração tecidual, evitando infecções bacterianas. No entanto, microgels chitosanos são frequentemente fabricados com uma ampla gama de técnicas que requerem equipamentos especiais, técnicas de emulsão ou enxágües de solventes citotóxicos. Por exemplo, alguns estudos fabricaram microgelos chitosanos com métodos baseados em emulsão, mas esses protocolos exigem enxaguantes solventes e crosslinkers citotóxicos, potencialmente negando sua tradução para configurações clínicas15,16. Outros estudos utilizaram microfluidos ou abordagens de eletrospray para fabricar microgels chitosanos, que requerem equipamentos especiais, preparação e treinamento 17,18. Microgéis chitosan também são comumente feitos com um processo dropwise de crosslinker em solução chitosana; no entanto, este método é altamente dependente da viscosidade da solução, concentração de polímeros e taxa de fluxo, dificultando o controle do tamanho e dispersão dos microgésis19,20. Por outro lado, o método de fabricação de microgel descrito aqui não requer equipamentos especializados ou enxaguantes solventes, tornando esses microgésis viáveis para fabricação em quase qualquer laboratório ou configuração. Portanto, esses microgésis representam biomateriais altamente relevantes para um veículo de entrega de medicamentos rápido, econômico e fácil de produzir para muitas aplicações.

Ao modular a composição e características materiais de um microgel, os pesquisadores podem obter controle preciso sobre o microambiente celular, direcionando assim o comportamento celular de forma dependente do material. Os microgels podem ser empregados por conta própria ou combinados com sistemas biomateriais a granel para transmitir funcionalidades específicas, como a liberação estendida de fatores bioativos ou sinalização especial precisa para células nativas ou exógenas. Biomateriais e microgésis surgiram como caminhos de tratamento atraentes para lesões de placas de crescimento. Esforços significativos têm sido dedicados ao desenvolvimento de biomateriais à base de alginato e chitosan para tratar lesões de placas de crescimento 21,22,23,24,25. Devido à natureza temporal dinâmica da ossificação da placa de crescimento e do alongamento ósseo, o mecanismo de formação de barras ósseas não é totalmente compreendido. Por isso, diversos modelos animais foram desenvolvidos para melhor elucidar os mecanismos de ossificação endocondral e formação de barras ósseas, como em ratos, coelhos e ovelhas 26,27,28. Um desses modelos é um modelo de lesão de placa de crescimento de ratos, que usa um defeito de furo na tíbia de rato para produzir uma barra óssea de forma previsível e reprodutível e imita lesões humanas em todas as três zonas da placa de crescimento29,30. Várias estratégias baseadas em biomateriais para o tratamento de lesões de placas de crescimento foram testadas usando este modelo. Além disso, foram desenvolvidos dois métodos diferentes para a fabricação de microgéis chitosanos, que podem ser usados como um sistema biomaterial injetável que libera terapêuticas de forma sustentada10,31. Estes microgels foram empregados em um modelo de lesão fiseal de ratos, e apresentaram melhor regeneração da cartilagem31 ao liberar SDF-1a e TGF-b3. As técnicas fornecidas neste protocolo descrevem métodos desenvolvidos para fabricar esses microgéis chitosanos, que podem então ser empregados em uma ampla variedade de aplicações de engenharia de tecidos. Por exemplo, estudos recentes têm usado microgelis quitosanos termo ou magento-responsivos para aplicações de entrega de medicamentos oncológicos controlados32,33.

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Protocol

Todos os procedimentos de animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade de Colorado Denver. Foram utilizados ratos de 6 semanas de idade, Sprague-Dawley. O modelo de lesão da placa de crescimento de ratos foi criado após um relatório publicado anteriormente30.

1. Preparação do polímero chitosano

  1. Obter chitosan de baixo peso molecular purificado e liofilizado (LMW) de fontes comercialmente disponíveis (ver Tabela de Materiais).
  2. Adicione 495 mL de água dupla destilada (ddH2O) e uma barra de mexida a um béquer de 1 L. Adicione 5 g de chitosan (Passo 1.1.) e misture bem.
    NOTA: Chitosan é apenas solúvel com moderação em uma solução aquosa no pH fisiológico, de modo que o chitosan não se dissolverá facilmente nesta etapa.
  3. Adicione 5 mL de ácido acético glacial à solução quitosana acima preparada.
  4. Mexa coberto a 300 rpm por 18 h com o béquer definido em um banho de água mantido a 50 °C.
  5. Utilizando um frasco e funil Büchner, filtrar a solução chitosana através de tamanhos decrescentes de papel filtro: 22 μm, 8 μm e 2,7 μm (ver Tabela de Materiais).
  6. Adicione a solução de chitosan filtrada ao tubo de diálise de celulose (ver Tabela de Materiais) e deixe dialisar em ddH2O em temperatura ambiente por 4 dias, alterando o ddH2O todos os dias.
    NOTA: Use água ddH2O ultrapura para a última alteração.
  7. Transfira a solução de chitosan dialisada para um béquer e ajuste o pH para 8.0 usando 1 M NaOH.
  8. Alíquotar o quitosan em tubos de centrífuga e centrífuga a 4000 x g por 5 min a temperatura ambiente.
  9. Decante o supernatante para um fluxo de resíduos e resuspense o quitosan em ddH2O, repetindo 2x.
  10. Congele e lisephilize a pelota de chitosan.
    1. Todos os dias, remova o produto liofilizado e grave a massa.
      NOTA: Quando a massa do produto liofilizado não está mais mudando, o produto está totalmente seco e pode ser armazenado a -20 °C até estar pronto para uso.

2. Fabricação de hidrogel chitosano

  1. Adicione 2 mL de ácido acético de 6% e 120 mg de quitosan purificado (Passo 1) a uma seringa luer-lock de 10 mL para formar uma solução chitosana de 6% w/v.
  2. Conecte a seringa luer-lock a outra seringa idêntica usando um conector luer-lock feminino feminino e misture a solução para 30 s, ou até que o quitosano tenha totalmente dissolvido no ácido acético.
  3. Antes de cruzar, adicione qualquer agente terapêutico ou bioativo à solução chitosana (se necessário). Para o presente estudo, foram adicionados 200 ng de SDF-1a e TGF-b3 (ver Tabela de Materiais).
    NOTA: SDF-1a e TGF-b3 são agentes bioativos relevantes para a regeneração do tecido da placa de crescimento. O SDF-1a promove a migração de células-tronco mesenquimais para o local do defeito, e o TGF-b3 serve como um fator condrogênico para induzir a diferenciação dessas células-tronco pela linhagem condrogênica31.
    NOTA: Misture novamente o quitosano entre as seringas para incorporar totalmente o terapêutico.
  4. Prepare 100 mM de solução de crosslinker de estoque de genipin (ver Tabela de Materiais) em 100% etanol.
  5. Adicione 100 μL da solução genipin preparada (Passo 2.4.) à seringa contendo chitosan, e misture novamente entre seringas por 30 s.
  6. Extrude a mistura da seringa em uma placa de Petri de 35 mm, cubra-a com filme de parafina e incuba-a a 37 °C durante a noite em uma atmosfera umidificada.
    NOTA: A solução ficará azul-escura, indicando que ocorreu a reação transfronteiriça entre o quitosano e o genipin, levando à formação de microgel chitosano.
  7. Filtre o microgel chitosan preparado seguindo as etapas abaixo.
    1. Quebre suavemente o hidrogel em pedaços menores usando uma espátula.
      NOTA: As peças devem ser pequenas o suficiente para serem transferidas para a parte de trás de uma seringa de 10 mL, ~1-2 cm de diâmetro.
    2. Coloque um filtro do tamanho da malha desejada na parte de trás de uma seringa limpa de 10 mL.
      NOTA: A faixa de tamanho típica para microgels é entre 50-200 μm.
    3. Transfira as peças de gel quebradas para a seringa equipada com o filtro e adicione 6 mL de ddH2O.
      NOTA: O gel de chitosan vai inchar significativamente no meio aquoso, de modo que uma grande mudança no volume de gel é esperada.
    4. Conecte a seringa através de um conector Luer-lock a outra seringa limpa de 10 mL.
    5. Force a mistura gel + água através da seringa com o filtro para criar microgels com um diâmetro máximo especificado.
      1. Após a primeira filtragem, abra a parte de trás da seringa contendo o filtro e extrude a mistura de volta para esta seringa.
      2. Substitua a parte de trás da seringa e force a mistura através do filtro novamente.
      3. Repita a filtragem 5-6x ou até que haja pouca resistência através do filtro.
  8. Enxágüe e purifique os microgéis filtrados.
    1. Transfira a mistura de gel filtrada para um tubo cônico de 50 mL, leve o volume total até 20 mL com ddH2O e, em seguida, o vórtice da mistura para garantir a dispersão homogênea.
    2. Centrifugar os microgel a 100 x g por 5 min em temperatura ambiente e decantar a fase aquosa superior.
    3. Resuspenja os microgels em 10 mL de 70% de etanol, vórtice, e coloque sob luz UV por 1h para esterilizar.
    4. Centrifugar os microgel a 1.000 x g por 5 min à temperatura ambiente, descartar o etanol e enxaguar 3x com ddH2O.

3. Preparação de microgéis para aplicações in vitro ou in vivo

NOTA: Para o presente estudo, a regeneração da cartilagem nas lesões da placa de crescimento foi estudada em um modelo de rato. Para mais detalhes, consulte a referência31.

  1. Resuspend as pelotas de microgel 1:1 no ddH2O. Os microgels podem ser armazenados por até 1 mês suspensos em ddH2O a 4 °C. Se um agente bioativo for usado, os microgels devem ser usados imediatamente.
  2. Crie o local da lesão no animal após um relatório publicado anteriormente30.
  3. Lave o local da lesão com soro fisiológico e mantenha o animal sem tratamento (para estudo de controle) ou injete apenas os microgésis chitosanos ou os microgéis carregados com os agentes bioativos (Passo 3.2.).
  4. Feche a ferida no animal e administre analgésicos pós-cirúrgicos30.
  5. Nos dias 7 ou 28 pós-cirurgia, eutanize o rato por overdose de CO2 , extirpar os membros e realizar histologia para avaliar a reparação tecidual no local da lesão31.

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Representative Results

A fabricação bem sucedida de microgéis chitosanos depende da reação transversal entre genipin e chitosan, especificamente envolvendo as aminas nas cadeias de polímeros chitosanos. Em contraste com outras técnicas de fabricação de microgel, este método não requer emulsões ou enxaguantes de solventes e pode ser conduzido de forma rápida e fácil com equipamentos baratos. Um indicador marcante para a fabricação bem sucedida de microgel é a mudança de cor distinta de off-white para azul escuro depois que o chitosan e genipin foram misturados. A reação transversal entre compostos genipinais e contendo amina, como o quitosano ou outras proteínas, tem sido bem caracterizada na literatura34. Em suma, o mecanismo de crosslinking é considerado um ataque nucleofílico pelos grupos amino de chitosan, no qual o genipin age como um dialdeído com produtos de condensação estáveis35. As cadeias curtas de genipin estável e condensado atuam como pontes transligadas entre os polímeros chitosanos. A reação de crosslinking faz com que a solução gire um azul escuro, provavelmente devido à polimerização induzida por oxigênio radical e desidrogenação de compostos intermediários, que segue a reação de abertura do anel do ataque nucleofílico36.

Uma vez que os microgésis tenham sido filtrados e resuspensados em uma diluição de água 1:1, eles podem ser facilmente empregados em várias aplicações de biomateriais. O trabalho foi publicado recentemente usando esses microgéis chitosanos livres de emulsão para promover a regeneração da cartilagem em lesões de placas de crescimento. Os microgéis foram fabricados conforme descrito aqui e mantidos vazios ou carregados com SDF-1a e TGF-b3, que são agentes bioativos que são relevantes na regeneração do tecido da placa de crescimento, com sDF-1a promovendo a migração de células-tronco mesenquimais para o local de defeito e TGF-b3 servindo como um fator condrogênico para induzir a diferenciação dessas células-tronco pela linhagem condrogênica37, 38. A taxa de liberação das proteínas foi quantificada in vitro via ELISA, e a liberação dessas moléculas foi sustentada ao longo do tempo31. Em seguida, os microgésis foram injetados em uma lesão de placa de crescimento em um modelo de rato in vivo , e os microgésos injetados impediram a formação precoce da barra óssea no vivo31. Esses microgéis quitosanos injetáveis, econômicos e simples de produzir poderiam ser facilmente empregados em muitas aplicações biomateriais.

Embora esse processo de fabricação de microgel tenha sido otimizado para configuração simples e aplicações, vários problemas ainda podem surgir que os pesquisadores devem estar atentos. A mistura insuficiente dos componentes de polimer e crosslinking é a causa mais provável para diferentes resultados durante a fabricação. O chitosan sólido deve ser misturado vigorosamente entre as seringas, e a solução chitosana resultante deve ser totalmente homogênea antes que o cruzador genipin seja adicionado. Se a solução não for homogênea, os pedaços de chitosan sólidos restantes na solução formarão caroços, e ocorrerão cruzamentos irregulares, impedindo filtragem eficaz e resultando em microgel poli-dispersos com diâmetros significativamente variados. Outro fator importante a considerar durante a fabricação é evitar a evaporação durante o período de crosslinking, que deve ser evitado com filme de parafina ou outras técnicas de captura de evaporação. Se o hidrogel chitosano sega, ele não vai inchar durante as lavadeiras de água, e não filtrará através da seringa. Por fim, os microgéis devem ser suspensos em excesso de água durante o processo de filtragem e armazenados em água a 4 °C quando não estiver em uso. Os microgésis não são extrudáveis ou injetáveis, a menos que sejam suspensos em pelo menos uma diluição de 1:1 de água.

A Figura 1 mostra uma visão geral ampla do processo de fabricação de microgel. O mesmo processo é retratado novamente na Figura 2, que mostra fotografias do processo, enfatizando as etapas de protocolo que são difíceis de entender apenas a partir do texto. Por exemplo, a Figura 2D mostra como um filtro de malha de fio é inserido na seringa de 10 mL. Uma vez totalmente sentado contra a parte superior da seringa, este filtro de malha de arame permite filtragem rápida e conveniente dos microgéis chitosanos sem equipamento especializado ou solventes. Da mesma forma, a Figura 2E mostra o fluxo de gel de chitosan hidratado através do filtro de malha, que é a base para a fabricação de microgel. A Figura 3 foi adaptada da nossa publicação anterior sobre esses microgels e mostra seu comportamento de inchaço dependente do pH e as diferenças no tamanho dos microgésis dependentes do tamanho dos poros do filtro de malha. Diferentes tamanhos de malha podem ser encomendados pelo fabricante, o que permite um controle conveniente sobre o tamanho dos microgésis. Este controle preciso sobre o tamanho do microgel é altamente importante ao projetar sistemas de entrega de medicamentos com taxas de liberação de carga terapêutica bem definidas. Trabalhos anteriores em microgésis também mostraram que eles se degradam significativamente na presença de lysozyme em 2-4 semanas31. Finalmente, a Figura 4 mostra imagens de histologia31 em um modelo de lesão de placa de crescimento de ratos tratado com os microgéis chitosanos carregados com SDF-1a e TGF-b3.

Figure 1
Figura 1: Visão geral esquemática da fabricação de microgel chitosano. A figura foi criada usando biorender.com. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: Fotografias do processo de fabricação de microgel. (A) Solução chitosan em seringas conectadas usando bloqueio Luer. (B) Extrusão de gel de chitosan em uma placa de Petri de 35 mm. (C) Recuperação de gel chitosano após a mudança de cor transligação de off-white para azul escuro. (D) Vista de cima para baixo dentro da seringa mostrando a peneira de malha de arame instalada contra o bocal da seringa. (E) O gel de chitosan foi pressionado através de um filtro de malha para produzir microgel. (F) Os microgels foram armazenados em uma diluição de 1:1 de ddH2O em um tubo cônico. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: comportamento de inchaço dependente do pH dos microgels. (A) Gráfico de distribuição normal do diâmetro feret mostrando o comportamento de inchaço dos microgésis em resposta às alterações de pH. (B) Imagens fluorescentes de microgels fabricados usando malha nº 200 (imagem superior: microgéis de tamanho de <75 μm) e malha nº 100 (imagem inferior: microgels de tamanho inferior de 75-150 μm). A figura é reimpressa com permissão da referência31. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: Imagens de histologia em um modelo de lesão de placa de crescimento de ratos tratado com os microgéis chitosanos carregados com SDF-1a e TGF-b3. 10x imagens histológicas mostrando tecido de reparação de placas de crescimento intactas (A) e (E), não tratadas (B) e (F), microgel tratado (C) e (G), microgel + SDF-1a tratado (D) e (H), e microgel + TGF-b3 tratado (I ) membros. Nenhum dia 7 animais foram tratados com microgel + TGFb3. A hematoxylina azul alciana (ABH) mancha o osso de laranja para vermelho, o tecido fibroso rosa e a cartilagem azul. O microgel aparece como um tecido fibroso vermelho escuro. Barras de escala = 500 μm. A figura é reimpressa com permissão da referência31. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

Os microgels têm sido amplamente pesquisados nos últimos anos devido ao seu alto nível de aplicabilidade para vários fins, como entrega de medicamentos ou encapsulamentocelular 9. A facilidade de fabricação de construtos de micromateriais é de relevância significativa na engenharia de tecidos, pois permite aos pesquisadores desenvolver estratégias baseadas em hidrogel em um tamanho específico e escala de tempo. No entanto, a maioria dos métodos para fabricar microgels chitosanos exigem equipamentos e reagentes caros, emulsões ou enxágües de solventes citotóxicos, o que impede sua tradução para o uso clínico 15,16,17,18,19,20. Esses microgésis se destacam em termos de sua significativa conveniência de fabricação, não exigindo técnicas de emulsão ou enxágues solventes. Além disso, esses microgésis mantêm as propriedades ideais para um construto projetado por tecidos, como inchaço dependente de pH e carregamento de drogas, comportamento de degradação afinado e liberação sustentada de terapêuticas.

O passo mais crítico na fabricação desses microgels chitosanos é a filtragem entre seringas. Estes microgésis começam como hidrogel a granel e são filtrados para uma faixa de tamanho específica usando filtros de malha de arame. Sem filtragem, a aplicabilidade dos microgels, propriedades mecânicas e características de liberação de medicamentos seriam significativamente diferentes. A etapa de filtragem permite um controle preciso sobre o tamanho dos hidrogéis, e também permite a fabricação de microgésis de alto rendimento que exibem inchaço dependente de pH e liberação sustentada de terapêuticas.

Uma limitação desse processo é que a etapa de filtragem não levou a hidrogéis com uma forma perfeitamente esférica, o que pode ser um fator importante a ser considerado para algumas aplicações. Por essa razão, o tamanho característico dos microgels foi descrito utilizando-se o diâmetro de Feret (Figura 3), que é útil para quantificar partículas de forma irregular39. Embora a geometria dos microgéis não fosse uma esfera perfeita, o tamanho médio das partículas era fácil de controlar com base no tamanho da malha do filtro de seringa, e, para muitas aplicações, ter partículas perfeitamente esféricas não é necessário. O índice de polidispersidade dos microgels (PDI) foi quantificado utilizando-se a razão quadrada do desvio padrão do diâmetro de Feret para o diâmetro médio de Feret obtido a partir de uma grande população de partículas (n = 74). O PDI foi calculado como 0,076 usando a equação

PDI = (s/D)2

onde s é o desvio padrão do diâmetro médio de Feret e D é o diâmetro médio de Feret40. Devido à filtragem feita durante este processo e ao uso do diâmetro feret para partículas de forma irregular, o índice de polidispersidade dessas partículas foi bastante baixo, na medida em que poderiam ser considerados monodisperses.

Para futuras pesquisas, várias modificações nesse protocolo poderiam ser feitas para melhor atender à necessidade de pesquisa. Por exemplo, apenas duas proteínas, SDF1-a e TGF-b3, foram estudadas para sua liberação controlada com esses microgésis. Trabalhos anteriores mostraram liberação sustentada desses fatores bioativos até ~30 dias in vitro. No entanto, outras terapêuticas relevantes, como nanopartículas, moléculas de interfering de RNA (RNAi), outras biologicas ou drogas de pequenas moléculas também poderiam ser exploradas para quantificar sua taxa de liberação e eficácia quando aplicada com esta tecnologia de microgel chitosano. Outra variável que pode ser investigada no futuro é a mudança da faixa de tamanho dos microgésis, o que é feito simplesmente alterando o tamanho da malha do filtro de seringa. Isso também pode ter um impacto significativo na taxa de liberação de terapêuticas dos microgéis, permitindo um controle conveniente sobre a cinética de liberação sem alterar a química do crosslinking. Além disso, este protocolo pode ser facilmente dimensionado usando seringas e filtros maiores ou técnicas de filtragem de vácuo para produzir grandes quantidades de microgéis chitosanos.

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Disclosures

Os autores não têm nada a revelar.

Acknowledgments

A pesquisa relatada nesta publicação contou com o apoio do Instituto Nacional de Artrite e Doenças Musculoesqueléticos e de Pele do Instituto Nacional de Saúde sob os números de premiação R03AR068087 e R21AR071585 e pela Fundação Boettcher (#11219) para MDK. CBE foi apoiado pelo NIH/NCATS Colorado CTSA Grant Number TL1 TR001081.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Acetic acid SigmaAldrich AX0073
BD Luer-Lock Syringe Fisher Scientific 14-823-16E
Büchner Funnel Fisher Scientific FB966F 100 mm diameter
Chitosan (low molecular weight) SigmaAldrich 448869 75-80% deacetylation
Dialysis Membrane Tubing Fisher Scientific 08-670-5C 3500 MWCO
Ethanol SigmaAldrich 493538
Genipin SigmaAldrich G4796
Heracell 150i Incubator ThermoFisher 50116047
Parafilm Fisher Scientific 13-374-12
Recombinant human SDF-1a Peprotech 300-28A
Recombinant human TGF-b3 Peprotech 100-36E
Whatman Filter Paper Grade 540 SigmaAldrich Z241547 8 mm pore size
Whatman Filter Paper Grade 541 SigmaAldrich WHA1541055 22 mm pore size
Whatman Filter paper Grade 542 SigmaAldrich WHA1542185 2.7 mm pore size
Wire Mesh Sieve McMaster-Carr 9317T86 No. 100 Mesh

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References

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Bioengenharia Edição 182
Fabricação de microgéis chitosan-genipin controlados por tamanho e sem emulsão para aplicações de engenharia de tecidos
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Stager, M. A., Erickson, C. B., Payne, K. A., Krebs, M. D. Fabrication of Size-Controlled and Emulsion-Free Chitosan-Genipin Microgels for Tissue Engineering Applications. J. Vis. Exp. (182), e63857, doi:10.3791/63857 (2022).

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