Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

טיפול תרופתי על ידי קטטר ורידי מרכזי במודל עכבר של אנגיוטנסין II מפרצת אבי העורקים הבטני המושרה וניטור על ידי אולטרסאונד 3D

Published: August 4, 2022 doi: 10.3791/64124
Automatic Translation
1, 1, 1, 2,3, 4, 5, 1, 1, 1
1Division of Vascular Surgery, Department of General Surgery, Medical University of Vienna and Vienna General Hospital, 2Leeds Institute for Cardiovascular and Metabolic Medicine, School of Medicine, University of Leeds, 3Leeds Vascular Institute, Leeds General Infirmary, 4Department for Visceral, Thoracic and Vascular Surgery, Technical University of Dresden and University Hospital Carl-Gustav Carus, 5Division of Cardiovascular and Interventional Radiology, Division of Molecular and Gender Imaging, Department of Biomedical Imaging and Image Guided Therapy, Medical University of Vienna and Vienna General Hospital

Summary

פרוטוקול זה מתאר השתלה רצופה של משאבה אוסמוטית כדי לגרום למפרצת אבי העורקים הבטני על ידי שחרור אנגיוטנסין II בעכברים חסרי אפוליפופרוטאין E (ApoE) ושל יציאת גישה וסקולרית עם קטטר ורידים ג'וגולרי לטיפול תרופתי חוזר. ניטור התפתחות מפרצת על ידי אולטרסאונד תלת מימדי מתבצע ביעילות למרות השתלים הגביים.

Abstract

מאחר שחסרות אפשרויות טיפול תרופתיות בניהול הקליני של מפרצת אבי העורקים הבטני (AAA), מודלים של בעלי חיים, במיוחד מודלים של עכברים, מיושמים כדי לקדם את ההבנה של פתוגנזה של המחלה ולזהות מטרות טיפוליות פוטנציאליות. בדיקת מועמדים חדשים לתרופות כדי לחסום את צמיחת ה-AAA במודלים אלה דורשת בדרך כלל מתן תרופות חוזר ונשנה במהלך הניסוי. כאן אנו מתארים פרוטוקול מהודר עבור אינדוקציה AAA, החדרת קטטר תוך ורידי כדי להקל על טיפול ממושך, וניטור AAA סדרתי על ידי אולטרסאונד 3D. מפרצות מושרות בעכברים עם מחסור באפוליפופרוטאין E (ApoE) על-ידי שחרור אנגיוטנסין II במשך 28 יום ממשאבות אוסמוטיות זעירות המושתלות תת-עורית בגב העכבר. לאחר מכן, מתבצע ההליך הכירורגי לצנתור ורידים ג'וגולריים חיצוניים כדי לאפשר טיפול תרופתי תוך ורידי יומי או דגימת דם חוזרת באמצעות כפתור גישה תת עורית לכלי הדם. למרות שני השתלים הגביים, הניטור של פיתוח AAA מתאפשר בקלות על ידי ניתוח אולטרסאונד תלת-ממדי חצי אוטומטי רציף, המניב מידע מקיף על התפשטות קוטר ונפח אבי העורקים ועל מורפולוגיה של מפרצת, כפי שמודגם על ידי דוגמאות ניסיוניות.

Introduction

מפרצת אבי העורקים הבטני (AAA) היא התרחבות פתולוגית של כלי הדם עקב תהליכים דלקתיים והרסניים בדופן אבי העורקים שעלולים להוביל בסופו של דבר לקרע ולמוות של המטופל. למרות הישגים ניכרים בתיקון AAA כירורגי, טיפול תרופתי שמרני לחסימת התקדמות הרחבת מפרצת ואולי להפחתת הסיכון לקרע חסר עד כה. מודלים של בעלי חיים פותחו כדי להבהיר טריגרים ומתווכים של המחלה ולבחון גישות חדשניות לטיפול. מודלים עכבריים של AAA מיושמים באופן נרחב ומכסים את התצפיות השונות מרקמה אנושית. בשל ההבדלים הפתומכניסטיים ביניהם, לעתים קרובות יותר ממודל אחד מיושם כדי לחקור את הפונקציה המסוימת של מולקולות/מסלולים או את היעילות של תרופות טיפוליות פוטנציאליות 1,2. בין המודלים הנפוצים ביותר של אינדוקציה AAA הוא מתן אנגיוטנסין-II (Ang-II) בעכברים חסרי אפוליפופרוטאין E (ApoE KO)3, אשר יש פתוגנזה כרונית יותר בהשוואה למודלים המסתמכים על היווצרות מפרצת מעלבון חריף לדופן אבי העורקים 4,5. לפיכך, מודל Ang-II נראה מתאים במיוחד לניטור התקדמות המחלה ולאחרונה הוכח כי הוא דומה מאוד למחלת AAA אנושית בכל הנוגע לתגובות מטבוליות ודלקתיות6. יש לציין כי מודל Ang-II כולל לא רק פיתוח AAA אלא גם היווצרות מפרצת בית החזה, כמו גם דיסקציה של אבי העורקים עם היווצרות פקקת תוך-גולגולתית.

טיפולים שמטרתם להתמקד בהתקדמות של AAA שכבר התבסס ולא למנוע את התחלת המחלה עשויים להיות בעלי ערך תרגומי גבוה יותר כחולים הנמצאים עם מצב קיים הדורש טיפול 7,8. עבור תכנון ניסויי דומה, יש לעקוב אחר גודל אבי העורקים לפני ואחרי אינדוקציה של AAA כדי להגדיר סף של התפתחות מחלות ואולי לריבוד עכברים לקבוצות טיפול.

אופן מתן התרופה תלוי בקליטה וביציבות של החומר בהתאמה. זריקות תוך-צפקיות (כלומר) מנוצלות לרוב בשל קלות היישום שלהן, שאינן דורשות הרדמה, והיעדר מגבלות נפח ההזרקה9. פרמקוקינטיקה צריכה להילקח בחשבון, עם זאת, בעת בחירת המסלול של הממשל, כמו חומרים הניתנים i.p. נספגים בעיקר דרך זרימת פורטל הכבד ועשויים לעבור מטבוליזם בכבד לפני להגיע למחזור הדם, אשר יכול לגרום ריכוזי פלזמה משתנים בהתאם לאפקט המעבר הראשון10. הזרקה תוך ורידית (i.v.) מניבה את הזמינות הביולוגית הגבוהה ביותר של חומרים, וניתן לעקוף את האתגר של גישה חוזרת ל- i.v. על ידי שימוש בצנתרים וביציאות גישה לכלי הדם למתן יומי11,12,13. ביחס להגדרת AAA, הפצת תרופות במחזור מאפשרת חשיפה ישירה למפרצת בריכוזים מוגדרים.

כאן נתאר זרימת עבודה לגרימת AAA במודל העכבר Ang-II באמצעות השתלה תת עורית של משאבה אוסמוטית, לטיפול תרופתי יומיומי באמצעות יציאת גישה וסקולרית המחוברת לקטטר המוחדר לווריד הג'וגולרי החיצוני, וכן לניטור גודל המפרצת באמצעות אולטרסאונד תלת מימדי14 למרות נוכחותם של שני שתלים דורסליים.

Protocol

ניסויים בבעלי חיים אושרו על ידי ועדת האתיקה המקומית ומשרד המדע האוסטרי (BMWFW-66.009/0355-WF/V/3b/2016), בהתאם לדירקטיבה האירופית 2010/63/EU בנושא הגנה על בעלי חיים המשמשים למטרות מדעיות ולחוק הניסויים בבעלי חיים האוסטרי 2012. נקודות הקצה ההומאניות הוגדרו באופן הבא: אובדן של ≥15% ממשקל הגוף, הימנעות מצריכת מזון ו/או מים, פעילות מופחתת (היפוקינזיה) או דיסקינזיה, או טלטולים ממושכים, גירודים, נשימה מאומצת או יציבה מתוחה למרות ניהול כאב/סימפטומים. במידת הצורך, בעל חיים מורדם בהרדמה עמוקה, כלומר קוקטייל מנת יתר של קטמין (כ-100 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (כ-5 מ"ג/ק"ג), או על ידי נקע צוואר הרחם. עבור הליכים כירורגיים, טכניקה אספטית וכפפות סטריליות / נקיות משמשים לאורך כל הדרך.

1. השתלת משאבה

  1. הרדמה
    1. שמרו על עכברים עם מחסור ב-ApoE (B6.129P2-Apoetm1Unc/J) בתזונה רגילה ועדיף לכלול בניסויים בעלי חיים זכרים בני 12-14 שבועות כדי לייצג את הדומיננטיות הזכרית במחלות אנושיות3.
    2. יום אחד לפני הניתוח (d-1, pre-OP), הכינו ומלאו את המשאבות האוסמוטיות בריכוז הרצוי של אנגיוטנסין II בהתאם למשקל העכבר בהתאם לפרוטוקול היצרן ודגרו את המשאבות במי מלח בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס למשך הלילה15.
      דוגמה: עבור עכבר במשקל 25 גרם, באמצעות משאבות אוסמוטיות (ראו טבלת חומרים) עם קצב אספקה של 1000 ננוגרם/ק"ג/דקה וקצב אספקה של 0.25 μL/h למשך 28 ימים, יש להמיס 1.8 מ"ג של Ang-II ב-300 μL של מי מלח (ריכוז 6000 ng/μL לאספקת 1500 ng/h של Ang-II). טען את התמיסה עם מחט המילוי הבוטה לתוך המשאבה ולאחר מכן הכנס את מנחה הזרימה כדי לסגור את המשאבה.
    3. מניחים את העכבר בתא ההרדמה באיזופלוראן 3%-4% מעורבב עם 2 ליטר/דקה O2 עד לחוסר הכרה. הזיזו את העכבר לשולחן מחומם (37 מעלות צלזיוס) במצב נוטה ושמרו על הרדמה איזופלורנית בטמפרטורה של 1.8%-2% דרך חרוט באף.
    4. יש למרוח חומר סיכה לעיניים על שתי העיניים כדי למנוע יובש.
    5. להזריק לעכבר 2.5% בופרנורפין במי מלח ב-10 μL/g של עכבר תת עורית ולאמת את עומק ההרדמה על ידי צביטה בבוהן.
    6. לגלח אזור קטן בצד שמאל העליון של העכבר בחזרה מעל להב הכתף. יש למרוח תמיסת פובידון-יוד 10% (w/v) לחיטוי האזור המגולח.
  2. החדרת משאבה (5-7 דקות, מבוצעת ללא מיקרוסקופ)
    1. בדוק כי העכבר הוא מורדם לחלוטין על ידי צביטה הבוהן ולעשות חתך רוחבי של 1 ס"מ בעור של הגב העליון עם אזמל בין קו השכמה האמצעי והשמאלי.
    2. החזיקו את העור עם מלקחיים והשתמשו במספריים קהים ומעוקלים כדי ליצור כיס תת עורי על ידי דחיפה לכיוון הגפה האחורית השמאלית. פותחים את המספריים, מוציאים את המספריים שנפתחו מהחתך וחוזרים על הפעולה כדי להרחיב את הכיס.
    3. הכנס בעדינות את המשאבה לכיס עם מנחה הזרימה לכיוון הזנב (כדי למזער את ההפרעה הפוטנציאלית של שחרור Ang-II על ידי אתר החתך).
      הערה: הכיס צריך להיות לא רק רחב מספיק להחדרת המשאבה אלא גם כדי שהעור לא יהיה מתוח סביב המשאבה, וצריך להיות לפחות 5 מ"מ בין המשאבה לאתר החתך כדי לאפשר ריפוי פצע אופטימלי.
    4. סגור את הפצע עם 4-0 תפרים מופרעים נספגים.
    5. הזריקו לעכבר 10% גלוקוז במי מלח ב-10 μL/g של עכבר באופן תת עורי.
    6. החל תרסיס פצע פובידון-יוד על הפצע הסגור ואפשר לעכבר לשחזר את ההכרה תחת מנורת חימום, ולאחר מכן להחזיר אותו לכלוב עם 7.5 מ"ג של piritramide (לניהול כאב ממושך) ו 20 מ"ל של 5% גלוקוז ב 200 מ"ל של מי שתייה במשך 3 ימים לאחר הניתוח.
    7. בדוק על העכברים מספר פעמים ביום עבור סימנים של כאב או מצוקה.
      הערה: מכיוון שקרעים באבי העורקים מתרחשים בשיעור של 20%-40% ובעיקר במהלך 3-10 הימים הראשונים לאחר הניתוח, יש למזער את הסיכון לכאב חמור ממושך או למצוקה על ידי ניטור תכוף של בעלי חיים. האינדיקציות העיקריות לקרע קרוב כוללות: פרידה מהקבוצה, יציבה מחובקת, ירידה בניידות (עד כדי שיתוק גפיים אחוריות), וירידה או אי היענות במהלך הטיפול.

2. צנתור ורידים ג'וגולריים

הערה: הליך כירורגי זה דורש מיקרוסקופ עם הגדלה של 8x-10x.

  1. באמצעות מערכת הגישה הווסקולרית (ראו טבלת חומרים), הכינו את הצנתר על ידי חיתוך צד ה-3Fr לאורך הרצוי (~5-7 מ"מ לפני עוגן הסיליקון) ודחיפת הצנתר מעל מחבר המתכת 22 G של מערכת הגישה הווסקולרית (VAS) עם חפיפה של 3 מ"מ לפחות. הנח את מכסה האלומיניום על הלחצן כדי להגן על היציאה.
  2. מכינים ליגטורות משי באורך 1-1.5 ס"מ 6-0.
  3. מניחים את העכבר בתא ההרדמה באיזופלוראן 3%-4% מעורבב עם 2 ליטר/דקה O2 עד לחוסר הכרה.
  4. הזיזו את העכבר לשולחן מחומם (37 מעלות צלזיוס) במצב שכיבה ושמרו על הרדמה איזופלורנית בטמפרטורה של 1.8%-2% דרך חרוט באף.
  5. יש למרוח חומר סיכה לעיניים על שתי העיניים כדי למנוע יובש.
  6. הזריקו לעכבר 2.5% בופרנורפין במי מלח ב-10 μL/g של עכבר באופן תת עורי.
  7. לגלח את הפרווה מצד ימין של הצוואר בצד הגחון ובצד ימין של הגב העליון (בצד שמאל תהיה משאבה אוסמוטית מושתלת).
  8. החל את תמיסת פובידון-יוד לחיטוי האזור המגולח.
  9. בדוק כי העכבר מורדם לחלוטין על ידי צביטה בבוהן.
  10. הכנת ורידים ג'וגולריים (5-10 דקות, מבוצעת תחת המיקרוסקופ)
    1. בצעו חתך עור רוחבי רוחבי באורך 0.5 ס"מ בצד ימין של הצוואר מעל עצם הבריח הימנית.
    2. השתמש בפינצטה מיקרו-כירורגית קהה כדי להפריד את רקמת החיבור והשומן, ולחשוף את הווריד הג'וגולרי החיצוני. הימנעו מלקרוע לגזרים כלי דם קטנים בשומן.
    3. לבודד לפחות 5 מ"מ של כלי השיט, קרוב לשרירי החזה.
    4. בוטה לנתח רקמה מתחת לווריד באמצעות פינצטה מיקרו כפוף ולעבור דרך 2-3 של 6-0 ליגטורות.
      הערה: אם מזוהים ענפים צדדיים כלשהם בתחום העניין, יש להכניס את הליגטורה כך שתהיה קאודלית לענף הצדדי או שיש לקשור את הענף הצדדי לצמיתות על ידי בידוד וקשירה עם ליגטורה 6-0.
    5. תוחבים את הליגטורות ומוסיפים טיפת מלח לאתר.
  11. השתלת כפתורים (5-7 דקות, מבוצעת ללא מיקרוסקופ)
    1. הפוך את העכבר והנח אותו במצב נוטה; ודא את עומק ההרדמה על ידי צביטה בבוהן ולהחיל את תמיסת פובידון-יוד כדי לחטא את האזור המגולח.
    2. בצע חתך סגיטלי של 1 ס"מ בגב העליון עם אזמל בין קווי השכמה האמצעית והימנית.
    3. השתמש במספריים מעוקלים קהים כדי ליצור כיס עגול גדול רק במעט מגודל ה- VAS סביב אתר החתך על ידי דיסקציה קהה.
    4. השתמש במספריים המעוקלים הבוטים כדי לתעל באופן גולגולתי מעל כתף ימין לכיוון החתך הגחוני בצוואר על ידי פתיחה קלה של המספריים, ואז משיכת המספריים שנפתחו החוצה, וחזרה על הפעולה כשהיא נדחפת הלאה פנימה.
      הערה: ניתן להפעיל את העכבר בצדו השמאלי בשלב זה.
    5. לאחר שהמנהרה הגיעה לחתך הגחון, עוברים דרך מלחציים כירורגיים מהגחון אל החתך הגבי.
    6. חברו את קצה ה-3Fr של הקטטר למהדק ומשכו את הקטטר דרך המנהרה כך שהוא יוצא מהחתך בצוואר הגחון וה-VAS נמצא במקומו בחתך הגבי.
    7. הכנס את דיסק לבד הניתוח של ה- VAS באופן תת עורי בחתך מאחור.
    8. יש לפתוח את הקטטר ולשטוף במי מלח מלוחים או פוספטים ללא סידן ומגנזיום (PBS-/-), לבדוק את הפטנטיות על ידי שימוש בקצה המזלג של כלי הטיפול כדי להסיר את מכסה האלומיניום המגן, ולאחר מכן להשתמש בקצה המגנטי כדי להחזיק את הכפתור ולהזריק מזרק 1 מ"ל המחובר למזרק המתאים עד שהנוזל דולף מקצה 1Fr.
      הערה: לחלופין, ניתן לבצע שטיפת קטטר בשלב 2.1.
    9. לחץ על הכפתור בכיס וסגור את העור מעל דיסק לבד של ה- VAS, מתחת לאוגן של ה- VAS, עם לפחות שני תפרים מופרעים 4-0 באופן גולגולתי.
      הערה: ודא שאין מתח על העור סביב הלחצן.
  12. צנתור ורידים (7-10 דקות, מבוצע תחת מיקרוסקופ)
    1. הפוך את העכבר בחזרה למצב שכיבה, ודא את עומק ההרדמה על ידי צביטה בבוהן, והוסף טיפת מלח לאתר החתך.
    2. קשרו את הליגטורה הראשונה סביב הקטטר ואת הווריד הג'וגולרי עם 2-3 קשרים עד כמה שניתן כדי ללטף את הווריד ולעגן את הקטטר החוצה. הזיזו את הליגטורה השנייה קרוב ככל האפשר לשרירי החזה.
    3. קצר את הקטטר לאורך הנדרש כך ש~ 3-5 מ"מ של הצנתר יהיה בווריד על ידי חיתוך עם מיקרו-מספריים בזווית אלכסונית ליצירת קצה חד.
    4. לנקב חור בווריד באמצעות מחט 27 G המחוברת למזרק 1 מ"ל מלא מלוחים על ידי משיכת הליגטורה הגולגולתית המאובטחת ודחיפת המחט במקביל לווריד.
      הערה: אם דם מהזרימה האחורית דולף מהווריד, השתמש במקלון צמר גפן כדי להפעיל לחץ עד שהדימום ייפסק.
    5. הכנס את הקטטר לווריד באותו אופן על ידי משיכת הליגטורה הגולגולתית המאובטחת והחלקת הקטטר לתוך הווריד באמצעות הפינצטה הכפופה. דוחפים את הקטטר עד שהוא מיושר עם הווריד.
    6. קושרים את הליגטורה השנייה מעל האזור שבו מכניסים את הקטטר לווריד עם 2-3 קשרים ובודקים שאין דליפת דם. ניתן להשתמש בליגטורה שלישית ובחלק מרקמת השומן המקומית כדי לאבטח בנוסף את הצנתר.
    7. חותכים את הקצה העודף של שתי הליגטורות עם מיקרו-מספריים ומוסיפים טיפה של מלח.
    8. יש לסגור את העור עם 4-0 תפרים מופרעים נספגים.
    9. הזריקו לעכבר 10% גלוקוז במי מלח ב-10 μL/g של עכבר באופן תת עורי.
    10. הזריקו לעכבר את הנפח הרצוי של מעכב או PBS/מלוחים על ידי שימוש בקצה המזלג של כלי הטיפול כדי להסיר את מכסה האלומיניום המגן ולאחר מכן את הקצה המגנטי כדי להחזיק את הכפתור ולהזריק מזרק 1 מ"ל המחובר למזרק.
      הערה: ודא שאין אוויר או בועות אוויר במזרק ההזרקה על ידי לחיצה על הבוכנה עד שתצא טיפת נוזל לפני ההזרקה. לשמור על לחץ חיובי על הבוכנה תוך ניתוק המזרק עם המזרק מה- VAS כדי למנוע משיכת דם לתוך קצה הצנתר וגרימת חסימת קטטר.
    11. החל תרסיס פצע פובידון-יוד על הפצע הסגור ואפשר לעכבר לשחזר את ההכרה תחת מנורת חימום, ולאחר מכן להחזיר אותו לכלוב עם 7.5 מ"ג של piritramide (לניהול כאב ממושך) ו 20 מ"ל של 5% גלוקוז ב 200 מ"ל של מי שתייה במשך 3 ימים לאחר הניתוח.
    12. בדוק על העכברים מספר פעמים ביום עבור סימנים של כאב או מצוקה.
  13. זריקות יומיות (<5 דקות)
    1. להזרקה יומית, יש להניח את העכבר בתא ההרדמה באיזופלוראן 3%-4% מעורבב עם 2 ליטר/דקה O 2 עד שהוא מחוסר הכרה וקצב הנשימה שלו מואט, ואז להזריק כמו בשלב 2.12.10. בדוק את הצוואר עבור סימנים של נפיחות לאחר ההזרקה, אשר יציין כי קטטר כבר לא מוכנס לתוך הווריד. כמו כן, יש לשים לב כי הזרקה לא תתאפשר אם הצנתר חסום.
      הערה: הזרקה של 10 μL/g ממשקל העכבר 1x ליום נסבלת היטב על ידי העכברים.

3.3D אולטרסאונד

  1. הכינו את מערכת הדמיית האולטרסאונד, שולחן החימום ומחמם הג'ל, חברו את המתמר למערכת והתמקמו מעל הבמה במצב רוחבי (כלומר, בניצב לעמוד השדרה של העכבר).
  2. באמצעות תוכנת האולטרסאונד, התאם את ההגדרות לקבלת 30 dB, עומק תמונה של 9.0 מ"מ ורוחב תמונה של 8.08 מ"מ.
  3. מניחים את העכבר בתא ההרדמה באיזופלוראן 3%-4% מעורבב עם 2 ליטר/דקה O2 עד לחוסר הכרה. הזיזו את העכבר לשולחן מחומם (37 מעלות צלזיוס) במצב שכיבה ושמרו על הרדמה איזופלורנית בטמפרטורה של 1.8%-2% דרך חרוט באף.
  4. יש למרוח חומר סיכה לעיניים על שתי העיניים כדי למנוע יובש.
  5. לגלח את הפרווה על בטן העכבר. יש למרוח קרם להסרת שיער למשך דקה אחת במידת הצורך, ולאחר מכן לנגב ולנקות עם גזה לחה.
  6. הוסיפו טיפה של ג'ל אלקטרודות לכל אחת מארבע האלקטרודות של אלקטרוקרדיוגרמה (א.ק.ג.) שעל הבמה והדביקו אליהן את גפי העכבר.
  7. מורחים ג'ל אולטרסאונד חם על בטנו של העכבר ומורידים את המשדר כדי לכוון אותו במגע עם החיה.
  8. זהה את אבי העורקים ככלי מעגלי פועם במהירות.
    הערה: הווריד הנבוב התחתון (IVC) ימוקם ליד אבי העורקים, ואם הבדיקה נלחצת בחוזקה כלפי מטה, ה-IVC יידחס בזמן שאבי העורקים יישאר יציב. אישור לכך שהכלי המנותח הוא אבי העורקים ולא ה- IVC ניתן לקבל באמצעות דופלר גל הדופק (מצב PW), עם זווית של 65°. לאבי העורקים תהיה מהירות גל דופק גבוהה.
  9. אתר את עורק הכליה השמאלי וסקור את האזור באופן ידני עד 12 מ"מ גולגולתי כדי לוודא שאין הפרעה באזור העניין (כלומר, אבי העורקים העל-טבעי). חזור לעורק הכליה השמאלי ולאחר מכן קבע את הבדיקה על 6 מ"מ גולגולתי מעורק הכליה השמאלי.
    הערה: האולטרסאונד התלת-ממדי יתעד את האורך שצוין (כלומר, 12 מ"מ) החל ממחצית הדרך (6 מ"מ) מנקודת המוצא ומעלה את האורך שצוין (12 מ"מ) באופן גולגולתי. שלבי פתרון הבעיות להפרעות כוללים לחיצה קלה כלפי מטה עם המתמר, הרמה ולאחר מכן הורדת המתמר שוב, מריחת ג'ל אולטרסאונד נוסף והטיית זווית השלב.
  10. רכישת אולטרסאונד תלת מימדי
    1. הגדר את ההשהיה הנשימתית לעיכוב של 25% וחלון של 50% ואת הדק האק"ג (T1) ל-50 מילישניות (כדי לרשום התרחבות סיסטולית שיא של אבי העורקים).
      הערה: ניתן למטב את ההנעה הנשימתית עבור כל בעל חיים בהתבסס על קצב הנשימה והמאמץ להבטיח שממצאי התנועה יוסרו.
    2. מתוך אפשרויות התלת-ממד, הגדר את מרחק הסריקה ל- 11.96 מ"מ בגודל צעד של 0.076 מ"מ, והתוצאה היא 157 מסגרות.
    3. התוכנית תרכוש באופן אוטומטי את 157 המסגרות תוך כ-1-2 דקות. גלול/י כדי לבדוק את איכות התמונה, חזור/י על הפעולה אם היא משנה ולאחר מכן שמור/י את התמונה.
  11. רכישת קוטר דו-ממדי
    1. כבו את ההדק הנשימתי והאק"ג, ואתרו ידנית את האזור בקוטר הגדול ביותר בקטע של 12 מ"מ של אבי העורקים.
    2. רכוש תמונה במצב B16.
    3. בנוסף, מבלי להזיז את המתמר, רכשו תמונת הדמיה של קילוהרץ מגודר א.ק.ג. (EKV) עם ההגדרות הסטנדרטיות של המערכת באותו אתר.
  12. סיום הסריקה
    1. נגבו את ג'ל האולטרסאונד מהבטן והחזירו את העכבר לכלוב שלו. נטר את העכבר עד שהוא מתאושש לחלוטין.

4. ניתוח אולטרסאונד

  1. ניתוח נפח
    1. בתוכנת הניתוח, פתח את תמונת מצב התלת-ממד, ותחת תפריט עיבוד תמונה , לחץ על טען לתלת-ממד, אשר יהדר את 157 המסגרות הדו-ממדיות לתמונה תלת-ממדית (כלומר, קובייה).
    2. בתפריט מדידת עוצמת קול , בחר שיטות מקביליות וסיבוביות, ולאחר מכן התוכנה תציג את התמונה התלת-ממדית בחלונית אחת.
    3. תחת עוצמת קול, הקש על התחל וצייר את קו המתאר הראשון סביב הקיר הפנימי של אבי העורקים על-ידי לחיצה כדי להוסיף את הנקודה הראשונה, הזזת הסמן סביב אבי העורקים ולאחר מכן לחיצה באמצעות לחצן העכבר הימני כדי להשלים את קווי המתאר.
    4. דלג על 9-10 מסגרות (0.75-1 מ"מ), ולאחר מכן צייר קווי מתאר נוספים באותו אופן. חזור על שלבים אלה עד להגעה למסגרת האחרונה. התוצאה אמורה להיות 16-17 קווי מתאר.
      הערה: המסגרת הראשונה והאחרונה צריכות להיות משורטטות קווי מתאר כדי שניתן יהיה לחשב את הנפח הנכון מעל 12 מ"מ.
    5. בחרו את קו המתאר הראשון מהתפריט ובחרו 'מקד'. פעולה זו תפעיל את אלגוריתם זיהוי הקצה כדי להתאים את הקו לקיר כלי השיט. הזיזו את הנקודות על קו המתאר על-ידי גרירתן למיקום חדש, כך שקווי המתאר יישרו במדויק את קצה הדופן הפנימי של אבי העורקים.
      הערה: בדגם Ang-II, פקקת תוך-מוחית עשויה להיות נוכחת. מכיוון שזו תכונה נפוצה של מודל זה, מדידת נפח צריכה לכלול את הפקקת.
    6. מקד את כל קווי המתאר ולחץ על Finish כדי לשמור את הניתוח. אמצעי האחסון המחושב יוצג בפינה השמאלית התחתונה.
  2. ניתוח קוטר
    הערה: מדידות קוטר עשויות להתבצע מקיר פנימי לקיר פנימי, קיר חיצוני או קיר פנימי לחיצוני, אך חייבות להיות עקביות עבור כל המדידות. עם זאת, במודל Ang-II, פקקת intramural עשוי להיות נוכח, אשר צריך להיכלל בניתוח.
    1. מתוך התמונה במצב תלת-ממד: הערך את 157 המסגרות כדי לזהות את הקוטר המרבי על-ידי בדיקה חזותית. לאחר מכן, מתפריט ' מדידה ', בחרו ' ליניארי' וציירו קווים מרובים על פני אבי העורקים כדי לקבוע את הקוטר הגדול ביותר.
    2. מתוך תמונת מצב B או EKV (הדמיית קילוהרץ מגודרת א.ק.ג.): בלולאת הסינה, זהה את ההתפשטות המרבית של אבי העורקים (בסיסטולה) על ידי בדיקה חזותית. לאחר מכן, מתפריט ' מדידה ', בחרו ' ליניארי' וציירו קווים מרובים על פני אבי העורקים כדי לקבוע את הקוטר הגדול ביותר.
      הערה: ניתן להשתמש באק"ג כדי לקבוע את מחזור הלב, אך זיהוי חזותי מניב תוצאות מדויקות.

Representative Results

תוצאות מייצגות מראות את ההתפתחות וההתקדמות של מפרצות על-טבעיות כפי שהן מנוטרות על-ידי אולטרסאונד בנקודת ההתחלה, ביום 8 וביום ה-27 (איור 1A). כתם טריכרום (איור 1B) של היום 27 אבי העורקים באיור 1A ממחיש עוד יותר את המורפולוגיה של המפרצת שנוצרה עם כריתת דופן ופקקת תוך-מימית. נפח אבי העורקים (מ"מ3) נקבע על פני קטע של 12 מ"מ14, וקוטר אבי העורקים המרבי נמדד בנוסף מתמונות EKV. סף של גידול נפח של 125% מהבסיס ליום 8 נקבע להגדרת התפתחות מפרצת ראשונית. בהתבסס על נתונים שנאספו במשך שנתיים (2020-2021, n = 157), רק 9% מבעלי החיים לא הצליחו ליצור AAA על פי חתך זה. עם זאת, 35% מהעכברים חוו קרעים באבי העורקים (חזה או בטן) לפני השתלת הצנתר ביום התשיעי, וכתוצאה מכך 56% מבעלי החיים הנותרים עם מחלת AAA מבוססת ניתנים לריבוד לקבוצות טיפול (איור 1C). יש לציין כי בקרב בקרות ה-PBS ההיסטוריות שלנו (n = 21), מפרצות התפתחו בדרגות שונות (טווח: 128%-314%, ממוצע 199% ± 55% גידול בנפח אבי העורקים SD ביום 8). חשוב לציין שנצפה קשר הפוך בין ההתרחבות הראשונית להתקדמות המחלה בהמשך, כלומר 55% מהמפרצות שהתקדמו במהירות (>200% גידול בנפח ביום 8) לא התקדמו הלאה עד היום ה-27, בעוד ש-80% מהמפרצות האחרות (>125% ו-<צמיחה של 200% בנפח ביום 8) המשיכו להתרחב עד סוף הניסוי (איור 1D).

כפי שדווח לאחרונה 14,17, השיטות המתוארות הוקמו, אומתו ויושמו בהצלחה, למשל, כדי לתעד את ההשפעה הטיפולית של מעכב היסטון ציטרולינה (GSK484, לעיכוב היווצרות מלכודת חוץ-תאית של נויטרופילים) בחסימת ההתקדמות של AAA מבוסס. עכברים עם מחסור ב-ApoE קיבלו את Ang-II במהירות של 1000 ננוגרם/ק"ג/דקה על ידי משאבות אוסמוטיות מושתלות תת-עורית במשך 28 ימים. בעלי החיים עברו פילוח של 1:1 ל-GSK484 (0.2 מיקרוגרם/גרם/יום) או טיפול PBS המבוסס על נפח אבי העורקים שנמדד ביום 8 ועברו את הליך צנתור ורידי הג'וגולרי ביום התשיעי. זריקות סמים נערכו מדי יום בנפח של 10 μL/g של משקל העכבר עד סוף המחקר17. איור 2 מראה תוצאות אולטרסאונד מופתיות (n = 2/group) (מהלך זמן של התפשטות מוחלטת ויחסית של נפח או קוטר), וחושף כי טיפול GSK484 עיכב את התקדמות AAA, בעוד שהמפרצת המשיכה לגדול בעכברי בקרה.

Figure 1
איור 1: היווצרות והתקדמות AAA במודל העכבר Ang-II כפי שזוהה על-ידי אולטרסאונד תלת-ממדי. (A) אבי העורקים העל-טבעי היה מנוטר על-ידי אולטרסאונד תלת-ממדי בנקודת ההתחלה (BL), ביום 8 (d8) וביום ה-27 (d27) לאחר השתלת משאבת Ang-II. הנפח נמדד על פני מתיחה של 12 מ"מ של אבי העורקים העל-טבעי (157 פריימים) בהתבסס על תמונה משוחזרת בתלת-ממד. קוטר אבי העורקים המרבי נקבע מתמונות EKV. (B) כתם טריכרום של קטע רוחבי של יום 27 אבי העורקים לאחר הקרבת עכבר ואיסוף איברים. נוכחות של דיסקציה אבי העורקים מסומנת על ידי L1/L2 (לומן 1 ו לומן 2), ואת פקקת intramural מסומן על ידי * ב A ו - B. (C) שיעור ההיארעות של AAA (>125% גידול בנפח אבי העורקים מ-BL) ביום 8 וקרעים באבי העורקים במהלך 9 הימים הראשונים (בית החזה או הבטן) ממערך נתונים שנאסף במשך שנתיים (n = 157). (D) תדירות ההתקדמות מיום 8 ליום 27 של היווצרות מהירה בתחילה (>200% גידול בנפח אבי העורקים מ-BL ליום 8) לעומת צמיחה מתונה (>125% ו-<200% צמיחה בנפח אבי העורקים מ-BL ליום 8) מפרצות בעכברים שטופלו בבקרת PBS (n = 21). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

Figure 2
איור 2: תוצאות מופת מעיכוב של היסטון ציטרולינה כדי לחסום את התקדמות AAA במודל Ang-II על ידי הזרקה תוך ורידית של GSK484 או PBS באמצעות לחצן גישה לכלי הדם . (A) נפח אבי העורקים (מ"מ3) כפי שנמדד על פני מתיחה של 12 מ"מ של אבי העורקים העל-טבעי. (B) גידול מחושב בנפח אבי העורקים מנקודת ההתחלה (BL = 100%). (C) קוטר אבי העורקים המרבי כפי שנקבע מתמונות EKW. (D) גידול מחושב בקוטר אבי העורקים מ-BL. נתוני GSK484 הוצאו ממחקרשפורסם בעבר 17. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

Discussion

דגם Ang-II הוא אחד מדגמי העכברים הנפוצים ביותר של AAA בשל הדרישות הטכניות הנמוכות שלו ותכונות מסוימות הדומות למחלות אנושיות 3,6. זמן הניתוח הוא כ -10 דקות לכל חיה, והשתלת המשאבה התת עורית נסבלת היטב על ידי העכברים אם הכיס התת עורי רחב מספיק וממוקם נמוך על גב החיה, הרחק מאתר החתך, כדי לא להפריע לריפוי הפצע. כאשר העור מתוח סביב המשאבה, עלול להופיע גירוי ברקמות, מה שעלול לגרום לדלקת ולscabbing ועלול לשבש את מנגנון השחרור של המשאבה על ידי לחץ אוסמוטי. מדידת הנפח של Ang-II שנותר במשאבה בזמן הקרבת בעלי חיים נותנת תובנה האם ה- Ang-II שוחרר בהצלחה במהלך 28 הימים.

מודל Ang-II הוצע לאחרונה להיות מתאים היטב לחקר מפרצת אבי העורקים והתקדמות דיסקציה כפי שהוא מפגין דמיון עם תכונות אנושיות של שניהם6. חשוב לציין שבדיקת מועמדים לתרופות כדי לחסום התרחבות של אבי העורקים ולהשפיע על שיפוץ תתאים לביקוש הקליני הנוכחי. במסגרת הניסויית שלנו, הוגדר חתך להיווצרות מפרצת לפני תחילת הטיפול בהתבסס על גידול נפח של 125% ביום 8 ביחס לנקודת ההתחלה, מה שמסביר את השונות הטבעית בגודל אבי העורקים המוחלט בעכברים. הסף ונקודת הזמן נגזרו ממסלול זמן ראשוני שאישר הרס דופן אבי העורקים בהיסטולוגיה (נתונים שלא הוצגו) והביא לקרעים של 35% ול-56% נצפו AAAs לפני השתלת הצנתר. בעוד שסף מינימלי של מחלה מבוססת הוחל על הכללת המחקר, לאחר מכן נצפה כי מידה גבוהה של הרחבת אבי העורקים הראשונית עשויה גם להגביל את תחולת הניסוי. מפרצות שהתקדמו במהירות לנפח של >200% ביום 8 לא גדלו מעבר לגודל זה ב-55% מהמקרים (איור 1D). יש לקחת זאת בחשבון במהלך תכנון הניסוי וחישוב גודל הדגימה, שכן זה יכול להסוות את ההשפעה האמיתית של הטיפול. פן נוסף של מודל זה הוא קרעים תכופים באבי העורקים (חזה או בטן), המתרחשים בשיעורים של 20%-40% ובעיקר בתוך 10 הימים הראשונים לאחר השתלת משאבת Ang-II 3,18,19. כך, על ידי בחירת תחילת הטיפול ליום 9, הושג שיעור גבוה של מפרצות מבוססות, וצנתור ורידים ג'וגולריים בוצע למעשה על עכברים שהיו צפויים לשרוד עד סוף הניסוי (רק 3/24 עכברים בקבוצת הביקורת ההיסטורית שלנו נקרעו לאחר יום 9), ובכך לחסוך זמן, מאמץ, ועלות.

מלבד קרעים באבי העורקים, המהווים מצב קשה, השתלה במקביל של הצנתר עם כפתור הגישה הווסקולרי והמשאבה האוסמוטית נסבלה היטב על ידי העכברים, ללא השפעה ניכרת על הניידות או ההתנהגות לאחר ההחלמה מהניתוח. הליך צנתור ורידים jugular צריך לקחת כ 30 דקות עבור חוקרים מיומנים. משך החשיפה להרדמה (איזופלורן) צריך להישמר למינימום, ויש לעקוב מקרוב אחר קצב הנשימה של בעלי החיים כדי למנוע דיכאון בנשימה, שעלול להוביל לתוצאה קטלנית אם לא ייפתר20. איבוד דם לאחר ניקוב הווריד הג'וגולרי לצורך החדרת קטטר - מה שמוביל למוות של בעלי חיים אם הוא גדול - עלול להתרחש כאשר הווריד הג'וגולרי אינו קשור כראוי בגולגולת או ענף צדדי המזין לאזור המבודד של כלי הדם אינו סגור. במקרה זה, לחץ עם צמר גפן צריך להיות מיושם על אתר לנקב עד דליפת הדם מאט או מפסיק, ואז החדרת קטטר וקשירת צריך להיעשות מהר ככל האפשר; חתיכה קטנה מחבישת פצע הקולגן עשויה להיות מנוצלת באופן זמני כדי לסייע בהמוסטזיס.

הפטנטיות של הצנתר היא אחד הגורמים החשובים ביותר, שכן ניתוק הצנתר מהווריד או מכפתור הגישה גורם להעברת תרופות לא תקינה כאשר התרופה דולפת לתוך החלל התת עורי. בעקבות המלצת היצרן על חפיפה מינימלית של 3 מ"מ בין הקטטר למחבר המתכת, רק מקרה אחד של ניתוק קטטר בצד הכפתור (המצוין על ידי הנוזל המוזרק שדולף מאתר החתך בכפתור) נרשם במשך 3 שנים בדגם זה (2020-2021, n = 73), אשר תוקן על ידי פתיחת הפצע ויצירת החיבור מחדש בניתוח. בנוסף, שיעור כשל בצנתר של כ-10% בקבוצת הביקורת ההיסטורית של PBS (2/21) נחווה עקב חסימת קטטר (מה שלא מאפשר הזרקה), ניתוק קטטר מהווריד (המצוין על ידי נפיחות נראית לעין בצוואר במהלך ההזרקה) או סיבוכים בריפוי פצעים. בעיות אלה עשויות להיות קשורות לפציעות שנגרמו מעצמן, כלומר שריטות או נשיכות בעכבר. יש לציין כי טיפולים תרופתיים המפריעים לריפוי פצעים עשויים להעלות את שיעורי הכישלון. שלבים לפתרון בעיות לשיפור קצב הפטנטיות כוללים הגדלת אורך הקטטר המוחדר לווריד, הקפדה על קשרים הדוקים סביב הקטטר והווריד, והפעלת טכניקת הלחץ החיובי בהתאם להמלצת היצרן, כמתואר בשלב 2.12.10., בעת ההזרקה. בנוסף יש לאמת את הפטנטיות של הצנתר בזמן הקרבת בעלי חיים על ידי דיסקציה ובדיקה חזותית תחת המיקרוסקופ. יש לציין כי יש לשקול היטב את הנפח היומי של תמיסת סמים מוזרקת. מכיוון שנפח הפלזמה מווסת את לחץ הדם, נפח ההזרקה עשוי להשפיע על התרחבות AAA, ולכן חיות הבקרה צריכות לקבל את הליך הבושה עם נפח הנשא. בהתבסס על הניסיון שלנו (ותצפיות שלא פורסמו), כמות יומית של עד 250 μL של PBS נראה נסבל היטב. לבסוף, בדומה להשתלת המשאבה, גירוי בעור יכול להתרחש סביב כפתור הגישה הווסקולרי המושתל. אם נצפתה דלקת המלווה ברקמה נמקית או נמקית, יש לבצע את פירוק הפצע על ידי הסרת רקמה שאינה בת קיימא (רקמה נמקית תיפרד לעתים קרובות באופן טבעי מהפצע), ויש לתפור את העור במידת הצורך; אם דלקת ונמק הם נרחבים, יש לשקול את רווחת החיה ואת נקודות הקצה ההומאניות על פי ההנחיות.

השתלה גבית יחידה וכפולה של המשאבה האוסמוטית ו/או ה-VAS לא הפריעה לאות האולטרסאונד ולא לאבטחת העכבר במיקום מתאים על במת האולטרסאונד. הרכישה האוטומטית של 157 פריימים מעל 12 מ"מ לעיבוד תמונה תלת-ממדית של אבי העורקים למדידת נפח היא הליך פשוט ומהיר14, הדורש רק לוודא שאבי העורקים נקי מהפרעות באזור העניין. מלכודת אחת בהקשר זה היא הפעלת לחץ רב מדי עם המתמר תוך ניסיון לנקות את תמונת ההפרעה, מה שעלול להפריע למדידה האוטומטית אם קצב הנשימה מושפע מדחיסת הצלעות כאשר נרשמות תמונות של קצה הגולגולת של אבי העורקים הבטני. הקוטר נמדד באופן מסורתי בתמונות שנרכשו באמצעות מצב B על ידי המפעיל המחפש באופן ידני את שטח הקוטר המרבי תוך ביצוע ניתוח האולטרסאונד. התקדמות בתמונות במצב B היא תמונות EKV, שיכולות לפתור תנועות אבי העורקים קטנות כדי להפיק תמונה איכותית ומואטת של אבי העורקים הפועם. יתר על כן, ניתן לקבוע את הקוטר המרבי של אבי העורקים מהמסגרות התלת-ממדיות שנרכשו, כאשר 157 התמונות מציעות סקירה מקיפה של אבי העורקים שצולם בסיסטולה (עקב הדק האק"ג שנקבע).

לסיכום, הפרוטוקול המהודר המוצג מספק זרימת עבודה אמינה וניתנת לשחזור עבור ניהול תרופות i.v. במודל עכבר של AAA המושרה על ידי Ang-II ולניטור גודל אבי העורקים על ידי אולטרסאונד תלת מימדי. ניתן להתאים את נקודות הזמן של הניטור וההפעלה לצרכים הספציפיים, וניתן לבצע את צנתור ורידי הג'וגולרי בנפרד עבור כל מערך ניסיוני הדורש אספקה של חומרים ספציפיים באמצעות זריקות i.v. . לחלופין, ניתן להשתמש ב-VAS לדגימת דם חוזרת ונשנית אם נעשה שימוש בתמיסת מנעול קטטר למניעת קרישה. ניתן להתאים את הליך האולטרסאונד התלת-ממדי המתואר למדידת אבי העורקים האינפרנלי, שבו מפרצות מתפתחות על עלבון חריף באלאסטאז או במודלים של עכברים מבוססי CaCl2 של AAA. בעוד שרכישת אולטרסאונד תלת-ממדי טומנת בחובה את היתרון של מתן סקירה כללית של אזור אבי העורקים המושפע ומורפולוגיה של מפרצת, רכישת התמונה גוזלת זמן רב יותר, ולכן עשויה להיות כרוכה בעלויות גבוהות יותר. מגבלה נוספת של הפרוטוקול שיש להכיר בה היא הצורך בהרדמה קצרה של בעלי החיים לצורך זריקות תוך ורידיות, בעוד שמתן תוך-ורידי מבוצע בדרך כלל על עכברים מודעים.

Disclosures

למחברים אין גילויים.

Acknowledgments

ברצוננו להודות לצוותים של פרופ' פודסר ופרופ' אלמאייר (המחלקה למחקר ביו-רפואי ומתקן ליבה לגידול וגידול חיות מעבדה, האוניברסיטה הרפואית של וינה) על הסיוע בניסויים בבעלי חיים. צביעת הטריכרום של AAA בוצעה בחביבות על ידי מוניקה וייס ופרופ' פטר פצלבאואר (המחלקה לדרמטולוגיה, האוניברסיטה הרפואית של וינה). עבודה זו נתמכה על ידי קרן המדע האוסטרית [פרויקט SFB F 5409-B21]. מארק ביילי נתמך באופן אישי על ידי קרן הלב הבריטית [FS/18/12/33270].

Materials

Name Company Catalog Number Comments
4-0 Polysorb sutures Covidien GL-46-MG Braided absorbable suture CV-23 Taper
6-0 Silk sutures Ethicon 639H PERMA-HAND Silk
ALZET 2004 osmotic pumps DURECT Corp 298 Osmotic mini pumps
Angiotensin-II Bachem 4006473.0100 Angiotensin II acetate
Aquasonic Clear Ultrasound Transmission Gel Parker Labs PUSG-0308 Ultrasound gel
Betadona Wound Spray Mundipharma Wound disinfectant spray (povidone-iodine spray)
Betaisodona Solution Mundipharma 15973 Wound disinfectant solution (povidone-iodine solution)
Catheter for mouse femoral vein/artery Instech Laboratories Inc C10PU-MFV1301 1 to 3Fr, 10.5 cm, collar @1.2 cm. Fits 22 G
Hair removal cream
Handling tool Instech Laboratories Inc VABMG Handling tool for magnetic mouse Vascular Access Buttons
HYLO NIGHT Eye Oinment URSAPHARM 538922 Eye lubricant cream
Needles and syringes of various sizes 1 mL and 5 mL syringes, 27 G and 30 G needles
Olympus SZ51 Stereo microscope Olympus Corporation Dissection and inspection microscope
PinPort injectors Instech Laboratories Inc PNP3M-50 Injector for vascular access button
Protective aluminum cap Instech Laboratories Inc VABM1C Protective aluminum cap for magnetic 1 channel mouse VAB
Signa Electrode Ultrasound Gel Parker Labs PE-1560 Electrode gel
Small electric shaver
Surigcal and microsurgical equipment
Suprasorb C Lohmann & Rauscher 20482 Collagen wound dressing
Vascular access button (VAB) Instech Laboratories Inc VABM1B/22 Vascular Access Button for mouse, magnetic, 1 channel 22 G, injector
Vevo 3100 Imaging System FUJIFILM VisualSonics Inc 51073-51 Ultrasound system
Vevo Lab 5.6.1 software FUJIFILM VisualSonics Inc Ultrasound analysis software
Vevo MX550D transducer FUJIFILM VisualSonics Inc Linear Array Transducer For Vevo 3100 system
Vevo Mouse Handling Table FUJIFILM VisualSonics Inc 11436 Mouse heating, mouse core temperature capture and ECG pads for physiological monitoring

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Busch, A., et al. Translating mouse models of abdominal aortic aneurysm to the translational needs of vascular surgery. JVS-Vascular Science. 2, 219-234 (2021).
  2. Golledge, J., Krishna, S. M., Wang, Y. Mouse models for abdominal aortic aneurysm. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 792-810 (2022).
  3. Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. Angiotensin II promotes atherosclerotic lesions and aneurysms in apolipoprotein E-deficient mice. Journal of Clinical Investigation. 105 (11), 1605-1612 (2000).
  4. Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
  5. Phillips, E. H., et al. Morphological and biomechanical differences in the elastase and AngII apoE -/- rodent models of abdominal aortic aneurysms. BioMed Research International. 2015, 413189 (2015).
  6. Gäbel, G., et al. Parallel murine and human aortic wall genomics reveals metabolic reprogramming as key driver of abdominal aortic aneurysm progression. Journal of the American Heart Association. 10 (17), 20231 (2021).
  7. Phie, J., Thanigaimani, S., Golledge, J. Systematic review and meta-analysis of interventions to slow progression of abdominal aortic aneurysm in mouse models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 41 (4), 1504-1517 (2021).
  8. Lu, H. S., Owens, A. P., Liu, B., Daugherty, A. Illuminating the importance of studying interventions on the propagation phase of experimental mouse abdominal aortic aneurysms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 41 (4), 1518-1520 (2021).
  9. Al Shoyaib, A., Archie, S. R., Karamyan, V. T. Intraperitoneal route of drug administration: Should it be used in experimental animal studies. Pharmaceutical Research. 37 (1), 1-17 (2020).
  10. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
  11. Derde, S., et al. Use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness. Journal of Visualized Experiments. (123), e55553 (2017).
  12. Lu, W., et al. Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug. Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).
  13. Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements. Journal of Visualized Experiments. (59), e3496 (2012).
  14. Waduud, M. A., et al. High-frequency three-dimensional lumen volume ultrasound is a sensitive method to detect early aneurysmal change in elastase-induced murine abdominal aortic aneurysm. Aorta. 9 (6), 215-220 (2020).
  15. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e53191 (2015).
  16. Sawada, H., et al. Ultrasound imaging of the thoracic and abdominal aorta in mice to determine aneurysm dimensions. Journal of Visualized Experiments. (145), e59013 (2019).
  17. Eilenberg, W., et al. Histone citrullination as a novel biomarker and target to inhibit progression of abdominal aortic aneurysms. Translational Research. 233, 32-46 (2021).
  18. Saraff, K., Babamusta, F., Cassis, L. A., Daugherty, A. Aortic dissection precedes formation of aneurysms and atherosclerosis in angiotensin II-infused, apolipoprotein E-deficient mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 23 (9), 1621-1626 (2003).
  19. Trachet, B., Fraga-Silva, R. A., Jacquet, P. A., Stergiopulos, N., Segers, P. Incidence, severity, mortality, and confounding factors for dissecting AAA detection in angiotensin II-infused mice: A meta-analysis. Cardiovascular Research. 108 (1), 159-170 (2015).
  20. Cesarovic, N., et al. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anaesthesia in laboratory mice. Laboratory Animals. 44 (4), 329-336 (2010).

Tags

רפואה גיליון 186
טיפול תרופתי על ידי קטטר ורידי מרכזי במודל עכבר של אנגיוטנסין II מפרצת אבי העורקים הבטני המושרה וניטור על ידי אולטרסאונד 3D
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ibrahim, N., Klopf, J., Bleichert,… More

Ibrahim, N., Klopf, J., Bleichert, S., Bailey, M. A., Busch, A., Stiglbauer-Tscholakoff, A., Eilenberg, W., Neumayer, C., Brostjan, C. Drug Treatment by Central Venous Catheter in a Mouse Model of Angiotensin II Induced Abdominal Aortic Aneurysm and Monitoring by 3D Ultrasound. J. Vis. Exp. (186), e64124, doi:10.3791/64124 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter