Summary
In dit protocol wordt een model van orthotopische levertransplantatie bij varkens beschreven na statische koude opslag van donororganen gedurende 20 uur zonder het gebruik van een veno-veneuze bypass tijdens engraftment. De aanpak maakt gebruik van een vereenvoudigde chirurgische techniek met minimalisering van de anhepatische fase en geavanceerd volume- en vasopressorbeheer.
Abstract
Levertransplantatie wordt beschouwd als de gouden standaard voor de behandeling van een verscheidenheid aan dodelijke leverziekten. Onopgeloste problemen van chronisch transplantaatfalen, aanhoudende tekorten aan orgaandonoren en het toegenomen gebruik van marginale transplantaten vragen echter om verbetering van de huidige concepten, zoals de implementatie van orgaanmachineperfusie. Om nieuwe methoden voor entreconditionering en modulatie te evalueren, zijn translationele modellen nodig. Met betrekking tot anatomische en fysiologische overeenkomsten met mensen en recente vooruitgang op het gebied van xenotransplantatie, zijn varkens de belangrijkste grote diersoorten geworden die worden gebruikt in transplantatiemodellen. Na de eerste introductie van een varkens orthotopisch levertransplantatiemodel door Garnier et al. in 1965, zijn er de afgelopen 60 jaar verschillende modificaties gepubliceerd.
Vanwege specificeerspecifieke anatomische eigenschappen wordt een veno-veneuze bypass tijdens de anhepatische fase beschouwd als een noodzaak om darmcongestie en ischemie te verminderen, wat resulteert in hemodynamische instabiliteit en perioperatieve mortaliteit. De implementatie van een bypass verhoogt echter de technische en logistieke complexiteit van de procedure. Bovendien zijn geassocieerde complicaties zoals luchtembolie, bloeding en de noodzaak van een gelijktijdige splenectomie eerder gemeld.
In dit protocol beschrijven we een model van orthotopische levertransplantatie bij varkens zonder het gebruik van een veno-veneuze bypass. De engraftment van donorlevers na statische koude opslag van 20 uur - waarbij uitgebreide criteria donorcondities worden gesimuleerd - toont aan dat deze vereenvoudigde aanpak kan worden uitgevoerd zonder significante hemodynamische veranderingen of intraoperatieve mortaliteit en met regelmatige opname van de leverfunctie (zoals gedefinieerd door galproductie en leverspecifiek CYP1A2-metabolisme). Het succes van deze aanpak wordt verzekerd door een geoptimaliseerde chirurgische techniek en een geavanceerd anesthesiologisch volume- en vasopressorbeheer.
Dit model zou van bijzonder belang moeten zijn voor werkgroepen die zich richten op het onmiddellijke postoperatieve beloop, ischemie-reperfusieletsel, geassocieerde immunologische mechanismen en de reconditionering van donororganen met uitgebreide criteria.
Introduction
Levertransplantatie blijft de enige overlevingskans bij een verscheidenheid aan verschillende ziekten die leiden tot acuut of chronisch leverfalen. Sinds de eerste succesvolle toepassing in de mensheid in 1963 door Thomas E. Starzl, is het concept van levertransplantatie geëvolueerd tot een betrouwbare behandelingsoptie die wereldwijd wordt toegepast, voornamelijk als gevolg van vooruitgang in het begrip van het immuunsysteem, de ontwikkeling van moderne immunosuppressie en de optimalisatie van perioperatieve zorg en chirurgische technieken 1,2 . Vergrijzende populaties en een hogere vraag naar organen hebben echter geleid tot donortekorten, met een toenemend gebruik van marginale grafts van donoren met uitgebreide criteria en de opkomst van nieuwe uitdagingen in de afgelopen decennia. De introductie en wijdverbreide implementatie van orgaanmachineperfusie wordt verondersteld een scala aan mogelijkheden te openen met betrekking tot transplantaatreconditionering en modulatie en om orgaantekorten te helpen verminderen en de wachtlijststerfte te verminderen 3,4,5,6.
Om deze concepten en hun effecten in vivo te evalueren, zijn translationele transplantatiemodellen nodig7. In 1983 introduceerden Kamada et al. een efficiënt orthotopisch levertransplantatiemodel bij ratten dat sindsdien uitgebreid is aangepast en toegepast door werkgroepen over de hele wereld 8,9,10,11. Het orthotopische levertransplantatiemodel bij muizen is technisch veeleisender, maar ook waardevoller in termen van immunologische overdraagbaarheid, en werd voor het eerst gerapporteerd in 1991 door Qian et al.12. Ondanks voordelen met betrekking tot beschikbaarheid, dierenwelzijn en kosten, zijn knaagdiermodellen beperkt in hun toepasbaarheid in klinische omgevingen7. Daarom zijn grote diermodellen vereist.
In de afgelopen jaren zijn varkens de belangrijkste diersoort geworden die wordt gebruikt voor translationeel onderzoek vanwege hun anatomische en fysiologische overeenkomsten met mensen. Bovendien zou de huidige vooruitgang op het gebied van xenotransplantatie het belang van varkens als onderzoeksobjecten verder kunnen vergroten 13,14.
Garnier et al. beschreven al in 1965 een levertransplantatiemodel bij varkens15. Verschillende auteurs, waaronder Calne et al. in 1967 en Chalstrey et al. in 1971, rapporteerden vervolgens wijzigingen, die uiteindelijk leidden tot een veilig en haalbaar concept van experimentele varkenslevertransplantatie in de decennia die volgen 16,17,18,19,20,21.
Meer recent hebben verschillende werkgroepen gegevens verstrekt met betrekking tot actuele problemen bij levertransplantatie met behulp van een techniek van orthotopische levertransplantatie bij varkens, bijna altijd inclusief een actieve of passieve veno-veneuze, d.w.z. porto-caval, bypass19,22. De reden hiervoor is een soortspecifieke intolerantie voor het klemmen van de vena cava inferior en de poortader tijdens de anhepatische fase als gevolg van een relatief grotere darm en minder porto-caval of cavo-caval shunts (bijv. Gebrek aan een vena azygos), resulterend in verhoogde perioperatieve morbiditeit en mortaliteit23. Vena cava inferieur-sparende transplantatietechnieken die als alternatief bij menselijke ontvangers worden toegepast, zijn niet haalbaar omdat het varkensvlees vena cava inferior wordt omhuld door leverweefsel23.
Het gebruik van een veno-veneuze bypass verhoogt echter de technische en logistieke complexiteit in een reeds veeleisende chirurgische procedure, waardoor werkgroepen mogelijk niet kunnen proberen het model helemaal te implementeren. Afgezien van de directe fysiologische en immunologische effecten van een bypass, hebben sommige auteurs gewezen op de significante morbiditeit zoals bloedverlies of luchtembolie tijdens shuntplaatsing en de noodzaak van een gelijktijdige splenectomie, die mogelijk van invloed is op de resultaten op korte en lange termijn na engraftment24,25.
Het volgende protocol beschrijft een eenvoudige techniek van orthotopische levertransplantatie van varkens na statische koude opslag van donororganen gedurende 20 uur, die uitgebreide criteria donorcondities vertegenwoordigt zonder het gebruik van een veno-veneuze bypass tijdens engraftment, inclusief donorleveraankoop, back-table voorbereiding, ontvanger hepatectomie en anesthesiologische pre- en intraoperatieve behandeling.
Dit model zou van bijzonder belang moeten zijn voor chirurgische werkgroepen die zich richten op het onmiddellijke postoperatieve beloop, ischemie-reperfusieletsel, de reconditionering van donororganen met uitgebreide criteria en bijbehorende immunologische mechanismen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Deze studie werd uitgevoerd in het Laboratorium voor Dierwetenschappen van de Hannover Medical School na goedkeuring door de regionale autoriteit voor consumentenbescherming en voedselveiligheid in Nedersaksen (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]; 19/3146)
1. Verkrijging van donorlevers
OPMERKING: De leverdonoren waren vrouwelijke tamme varkens (Sus scrofa domesticus), in de leeftijd van 4-5 maanden oud en met een gemiddeld lichaamsgewicht van ongeveer 50 kg, die al minimaal 10 dagen voorafgaand aan de operatie in quarantaine waren geweest in de proefdierkliniek.
- Premedicatie uitvoeren door intramusculaire injectie van atropine (0,04-0,08 mg / kg lichaamsgewicht), zolazepam (5 mg / kg lichaamsgewicht) en tiletamine (5 mg / kg lichaamsgewicht). Na het vaststellen van een intraveneuze toegang (bijv. oorader) anesthesie induceren met een injectie van propofol (1,5 - 2,5 mg / kg lichaamsgewicht).
- Voer intubatie uit met een endotracheale buis van 8,0-8,5 mm, afhankelijk van de grootte en anatomie van het dier. Monitoring van elektrocardiografie, meting van ademhalingsgassen en perifere zuurstofverzadiging en niet-invasieve bloeddrukmeting.
- Anesthesie bij varkens handhaven tijdens de verkrijging van donorlevers via inhalatie van isofluraan (0,8-1,5 vol%) en intraveneuze toediening van fentanyl (0,003-0,007 mg/kg lichaamsgewicht). Voer volumegestuurde ventilatie uit tijdens de hele procedure.
- Na plaatsing van het donorvarken in rugligging en fixatie van de ledematen aan de basis van de operatietafel met elastieken, scrubt u de huid met antiseptisch middel, bijvoorbeeld povidon-jodium of isopropylalcohol, en bedekt u het dier met steriele gordijnen.
- Bevestig een voldoende diepte van de anesthesie door verlies van de terugtrekkingsreactie op teenknijpen. Voer een middellijn laparotomie uit die begint bij het xiphoid-proces met behulp van monopolaire cautery. Plaats een abdominale retractor en mobiliseer de darm rechts van de donor.
- Voer een splenectomie uit door dissectie van het splenocolic ligament, het gastrosplenic ligament en het phrenicosplenic ligament. Klem de miltader en miltslagader in de buurt van de milt hilum met een Overholtklem en plaats ligaturen (3-0 polyfilament hechting) na het afsnijden van de vaten. Scheid extra (kleinere) vaten door een bipolaire tang of door ligatie.
OPMERKING: Een splenectomie tijdens de verkrijging van donorlever is niet verplicht, maar vermindert de efflux van bloed tijdens en na perfusie. - Mobiliseer de darm aan de linkerkant van de donor en breek het falciforme ligament en de driehoekige ligamenten door met behulp van een schaar en bipolaire cautery.
- Na voldoende dissectie van de lever, snijdt u het linkerdeel van het diafragma over een afstand van 5-10 cm met een schaar om het thoracale segment van de dalende aorta te lokaliseren. Omcirkel en plaats een ligatuur (3-0 polyfilament hechting) zonder aan te spannen.
- Snijd het rechterdeel van het diafragma over een afstand van 5-10 cm met een schaar en identificeer de suprahepatische vena cava inferior.
- Verplaats de darm naar de linkerbovenhoek van de donor en betreed de retroperitoneale ruimte door transversale incisie van het peritoneum over een afstand van 5-10 cm met een schaar.
- Lokaliseer de abdominale aorta en inferieure vena cava net boven de iliacale bifurcatie en scheid beide vaten over een lengte van ongeveer 6 cm. Plaats twee 3-0 polyfilament ligaturen rond de abdominale aorta: een craniale van de iliacale bifurcatie en een ongeveer 3 cm craniaal, zonder aan te spannen. Plaats een andere ligatuur rond de intrahepatische vena cava inferior zonder aan te spannen.
- Injecteer heparine intraveneus (25.000 I.E.). Kies een geschikte canule en ontlucht de druppellijn met gekoelde conserveringsoplossing.
- Span de caudally gelegen eerste ligatuur rond de abdominale aorta aan. Nadat u de abdominale aorta cranially van de tweede ligatuur hebt afgesloten (handmatig of door een atraumatische vasculaire klem te plaatsen), maakt u een transversale incisie tussen beide ligaturen met behulp van een schaar.
- Steek de canule in de incisie en bevestig deze met de resterende ligatuur. Knip de suprahepatische inferieure vena cava ver craniaal (dicht bij het rechter atrium) met een schaar.
- Na bloedverlies van ongeveer 1.500-2.000 ml, klemt u het thoracale segment van de dalende aorta door de liga te binden en begint u met antegrade perfusie.
OPMERKING: Voor de mogelijke behoefte aan bloed (transfusies) tijdens engraftment of voor normotherme machineperfusie, kan volbloed (ongeveer 1.500 ml) worden verzameld met behulp van een container met antistollingsmiddel op basis van citraat. - Span de ligatuur aan die rond de infrahepatische vena cava inferior is geplaatst, snijd het schedelvat van de ligatuur in en breng een chirurgische aspirator in. Injecteer een dodelijke dosis pentobarbital natrium (5.000 mg). Plaats gemalen steriel ijs in de thoracale en buikholte zonder het leverweefsel in gevaar te brengen.
- Na perfusie met 3.500 ml conserveringsoplossing gedurende een periode van ongeveer 10-15 minuten, snijdt u de ingesneden suprahepatische vena cava inferior. Breek de infrahepatische vena cava inferior af ter hoogte van de linker nierader.
- Snijd de galweg craniaal van het pancreasweefsel tussen twee ligaturen (3-0 polyfilament) om gal morsen te voorkomen. Breek de poortader craniaal van de alvleesklier af.
- Lokaliseer de coeliakieslagader na een stompe voorbereiding en volg dorsaal naar de abdominale aorta. Snijd het betreffende aortasegment weg om een pleister te maken voor latere transplantatie.
- Snijd het middenrif rond de suprahepatische vena cava inferior weg en knip de resterende verklevingen af met een schaar. Extraheer de lever.
- Voer een cholecystectomie uit of span een ligatuur rond het cystische kanaal aan en spoel het gemeenschappelijke galkanaal met ten minste 20 ml conserveringsoplossing. Plaats de perfusiecanule in de poortader en spoel het transplantaat met nog eens 500 ml conserveringsoplossing. Plaats het transplantaat in een steriele kom op ijs.
OPMERKING: Afhankelijk van het wetenschappelijke doel kan het orgaan onmiddellijk worden voorbereid voor engraftment of voor onbepaalde tijd (20 uur in dit protocol) op ijs worden gehouden voordat wordt begonnen met de voorbereiding en engraftment van de back-table.
2. Back-table bereiding van de lever
- Verwijder het lymfeweefsel dat begint bij het aortasegment en identificeer en sluit daarbij de arteriële zijtakken en lymfevaten af met clips, ligaturen (4-0 polyfilament) of hechtingen (5-0 monofilament; Figuur 1A). Verwijder ook het lymfeweefsel rond de poortader en sluit de zijtakken af met hechtingen (5-0 monofilament).
- Identificeer de suprahepatische vena cava inferior en plaats hechtingen rond beide diafragmatische aderen (5-0 monofilament) na het verwijderen van het omliggende diafragmatische weefsel. Spoel alle vaten met koude zoutoplossing of conserveringsoplossing om eventuele resterende lekkages te identificeren. Voer verkorting van de vaten en voorbereiding van de aortapleister alleen uit bij engraftment om rekening te houden met de individuele anatomische omstandigheden.
3. Ontvanger hepatectomie, donor levertransplantatie en perioperatieve behandeling
OPMERKING: Als leverontvangers werden vrouwelijke tamme varkens (Sus scrofa domesticus) van 4-5 maanden oud en met een gemiddeld lichaamsgewicht van ongeveer 50 kg gebruikt. Analoog aan de leverdonoren waren de ontvangers minimaal 10 dagen voorafgaand aan de transplantatie in quarantaine geweest in de proefdierkliniek.
- Anesthesie en perioperatieve behandeling
- Premedicatie uitvoeren door intramusculaire injectie van atropine (0,04-0,08 mg / kg lichaamsgewicht), zolazepam (5 mg / kg lichaamsgewicht) en tiletamine (5 mg / kg lichaamsgewicht). Na het vaststellen van een intraveneuze toegang (bijv. oorader), induceer anesthesie met een injectie van propofol (1,5-2,5 mg / kg lichaamsgewicht).
- Voer intubatie uit met een endotracheale buis van 8,0-8,5 mm, afhankelijk van de grootte en anatomie van het dier. Monitoring van elektrocardiografie, meting van ademhalingsgassen en perifere zuurstofverzadiging en niet-invasieve bloeddrukmeting. In het geval van een chronisch model, breng oogzalf aan om droogheid na de chirurgische ingreep te voorkomen.
- Plaats het ontvangende dier op een verwarmingsbasis in rugligging en bevestig de ledematen op de basis van de operatietafel met elastieken.
- Voor uitgebreide monitoring, onder echografische begeleiding, plaatst u een centrale veneuze katheter van drie lumen en een veneuze katheter met grote boring (7 Fr.) in de interne halsader en een veneuze katheter met grote boring (7 Fr.) voor volumetherapie. Breng daarnaast een arteriële katheter in de interne halsslagader/cervicale slagader onder echografiecontrole voor invasieve bloeddrukmeting (figuur 1B).
- Anesthesie handhaven tijdens het ophalen van organen via inhalatie van isofluraan (0,8-1,5 vol%) en intraveneuze toediening van fentanyl (0,003-0,007 mg / kg lichaamsgewicht). Voer volumegestuurde ventilatie uit tijdens de hele procedure. Breng 2.000 mg sultamicilline voor perioperatieve antibiose en 250 mg methylprednisolon intraveneus aan.
- Dien een vasopressor zoals noradrenaline intraveneus toe om een beoogde gemiddelde arteriële druk van 60 mmHg te bereiken. Breng daarnaast indien nodig kristalloïde oplossingen zoals Ringer's lactaatoplossing of colloïde oplossingen zoals vloeibare gelatine aan.
- Breng calciumgluconaat (10%) en natriumbicarbonaat (8,4%), glucose (40%) of kaliumchloride (7,45%) intraveneus aan met betrekking tot bloedgasanalyses die om de 30 minuten worden verkregen.
- Ontvanger hepatectomie
- Scrub de huid met antiseptisch middel, bijvoorbeeld povidon-jodium of isopropylalcohol, en bedek het dier met steriele gordijnen.
- Bevestig een voldoende diepte van de anesthesie door verlies van de terugtrekkingsreactie op teenknijpen. Voer een middellijn laparotomie uit die begint bij het xiphoid-proces met behulp van monopolaire cautery. Plaats een abdominale retractor en mobiliseer de darm links van de donor. Bedek de darm met een bevochtigde doek.
- Plaats een suprapubische urinekatheter voor de optimalisatie van intraoperatief volumebeheer.
- Breek het falciforme ligament en de driehoekige ligamenten af met behulp van een schaar en bipolaire cautery. Na voldoende dissectie van de lever, omring zowel de suprahepatische als infrahepatische vena cavae inferieur dicht bij het leverparenchym.
- Ontleed en breek het gemeenschappelijke galkanaal onder de overgang van het cystische kanaal tussen twee ligaturen (3-0 polyfilament).
- Snijd de oppervlakkige peritoneale laag die het hepatoduodenale ligament bedekt en identificeer de leverslagaders kort voordat ze het leverparenchym binnengaan. Dissecteer met behulp van bipolaire cautery of de plaatsing van clips, ligaturen of hechtingen.
- Ontleed de abdominale aorta door incisie in de middellijn (avasculaire laag) van de rechter en linker diafragmatische spieren. Bereid de aorta voor op de aorta-anastomose door verwijdering van het omliggende weefsel.
OPMERKING: Deze stap is alleen nodig als een aorta-anastomose wordt uitgevoerd. Ontleed anders de leverslagader / het hilargebied verder om u voor te bereiden op een conventionele end-to-end anastomose tussen de donor- en ontvangerhepatische slagaders. - Voer de ontvanger hepatectomie uit door een atraumatische vasculaire klem op de poortader te plaatsen, gevolgd door atraumatische vasculaire klemmen op de suprahepatische vena cava inferior (inclusief het omringende diafragma terwijl de lever caudaal wordt ingetrokken) en de infrahepatische vena cava inferior.
- Breek alle drie de bloedvaten dicht bij het leverparenchym. Verwijder de ontvangende lever uit de buikholte.
OPMERKING: Het klemmen van de vaten markeert het begin van de anhepatische fase. Tijdens de anhepatische fase zijn de varkens hemodynamisch instabiel en hebben ze relevante hoeveelheden vasopressoren / catecholaminen nodig. De anesthesist moet bereid zijn om noradrenaline en epinefrine toe te passen. Houd de fase tot reperfusie van de lever zo kort mogelijk. Communiceer goed met de anesthesist.
- Donor levertransplantatie
- Plaats de donorlever in de buikholte. Verkort de donor en/of ontvanger suprahepatische vena cava inferieur tot een voldoende lengte, terwijl knikken of te veel spanning op de anastomose wordt vermeden.
- Plaats een enkele hechtdraad als een ondersteunende draad (5-0 monofilament), waarbij de rechterhoek van de donor en ontvanger suprahepatische vena cavae inferior wordt aangepast. Begin de dorsale kant van de anastomose vanuit de linkerhoek van het (de) vat (en) met een lopende hechting (5-0 monofilament, dubbelarmig).
- Verwijder bij het bereiken van de rechterhoek de ondersteunende draad, bevestig de lopende hechting met een klem en ga verder met de ventrale kant van de anastomose, opnieuw beginnend vanuit de linkerhoek van het vat (en). Span de hechting aan met meerdere knopen zonder de diameter van het vat te vernauwen om stenose te voorkomen.
- Verkort de ader van het donor- en/of ontvangerportaal tot een voldoende lengte en vermijd knikken of te veel spanning op de anastomose.
- Voer een vasculaire anastomose uit van de donor- en ontvangerpoortader analoog aan stap 3.3.2-3.3.3 met behulp van een 6-0 monofilament, dubbelarmige hechting.
- Voer de porto-veneuze reperfusie uit door de vasculaire klem te verwijderen, de poortader van de ontvanger af te sluiten en de donor infrahepatische vena cava inferior af te sluiten met een vasculaire klem na het draineren van ongeveer 200-400 ml bloed. Verwijder langzaam de vasculaire klem die de ontvanger suprahepatische vena cava inferior afsluit en zoek naar actieve bloedingen.
OPMERKING: Het verwijderen van beide klemmen markeert het einde van de anhepatische fase. De benodigde hoeveelheid catecholamines moet kort daarna aanzienlijk afnemen. - Verkort de donor en/of ontvanger infrahepatische vena cava inferior. Voer een vasculaire anastomose uit van de donor en ontvanger infrahepatische vena cavae inferieur analoog aan stappen 3.3.2-3.3.3 met behulp van een 5-0 monofilament, dubbelarmige hechting. Verwijder de klemmen die de donor en ontvanger infrahepatische vena cavae inferior afsluiten.
- Bereid een elliptische aortale pleister (Carrel-patch) met een diameter van ongeveer 1-1,5 cm, afhankelijk van anatomische omstandigheden, met behulp van een schaar. Klem de abdominale aorta met een atraumatische Cooley vasculaire klem en maak een incisie met behulp van een scalpel. Vergroot de incisie met een schaar om op de pleister te passen.
- Begin de aorta-anastomose met een lopende hechting (6-0 monofilament, dubbelarmig) in de schedelhoek van de incisie / pleister. Bij het bereiken van de caudale hoek, bevestigt u de lopende hechting met een klem en voltooit u de anastomose opnieuw vanaf de schedelhoek. Span de hechting aan met meerdere knopen en verwijder langzaam de vaatklem.
OPMERKING: Het klemmen van de abdominale aorta zal de bloeddruk van het varken aanzienlijk beïnvloeden. Communiceer goed met de anesthesist. - Plaats een hemostatisch gaasje rond de arteriële anastomose. Plaats een katheter in het gemeenschappelijke galkanaal en zet deze vast met een enkele ligatuur. Zorg ervoor dat u de diameter van de katheter niet afsluit.
- Sluit de buik tijdelijk door de spier fascia en de huid aan te passen met een lopende hechting en bedek de buik met huishoudfolie en/of gordijnen om thermisch verlies te voorkomen.
OPMERKING: Als de wetenschappelijke doelstellingen een chronisch model vereisen, voer dan een end-to-end anastomose uit tussen de galwegen van de donor en de ontvanger, sluit de buik met afzonderlijke lopende hechtingen voor het peritoneum en de spier fascia en sluit de huid met enkele hechtingen. - Injecteer aan het einde van de follow-up een dodelijke dosis van 5.000 mg pentobarbital natrium voor intraoperatieve euthanasie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De techniek die in dit protocol wordt gepresenteerd, heeft betrouwbare en reproduceerbare resultaten opgeleverd in termen van hemodynamische stabiliteit en overleving van dieren gedurende de hele procedure, evenals de transplantaatfunctie in het postoperatieve beloop.
Onlangs hebben we het model toegepast voor de studie van ischemie-reperfusieletsel en therapeutische interventies die schadelijke effecten in het onmiddellijke postoperatieve beloop verminderen. Na het ophalen en 20 uur statische koude opslag werden levertransplantaten (met een gemiddeld gewicht van 983,38 g) op de beschreven manier geïmplanteerd. De experimenten werden beëindigd 6 uur na portal-veneuze reperfusie en bemonstering van bloed en gal, evenals lever- en galwegweefsel met gedefinieerde intervallen. Alle ontvangers overleefden de engraftment en de daaropvolgende 6 uur follow-up onder algemene anesthesie tot euthanasie.
Aangezien de focus van dit protocol ligt op de haalbaarheid van een orthotopisch levertransplantatiemodel voor varkens zonder het gebruik van een veno-veneuze bypass, zijn de hier gepresenteerde resultaten beperkt tot de intraoperatieve vitale parameters en de toepassing van vasopressoren (figuur 2), evenals transplantaatprestaties, gedefinieerd door conventionele laboratoriumparameters, d.w.z. serumconcentraties van lactaat, aspartaattransaminase (ASAT), alaninetransaminase (ALT) en glutamaatdehydrogenase (GLDH), galproductie (tabel 1) en de test van de maximale leverfunctiecapaciteit (LiMAx) zoals eerder beschreven in een model van varkensleverresectie (figuur 3)26. De LiMAx-test is gebaseerd op het real-time metabolisme van intraveneus geïnjecteerd 13C-methacetine door het leverspecifieke CYP1A2-systeem. Voor en na injectie wordt de verhouding van 13CO212CO2 in de uitgeademde lucht bepaald om de individuele leverfunctie te kwantificeren27.
Zoals verwacht hadden de ontvangers verhoogde concentraties noradrenaline nodig onmiddellijk voor en gedurende de anhepatische fase om de gemiddelde arteriële druk (MAD) te stabiliseren op ≥ 60 mmHg. Lage concentraties epinefrine werden tegelijkertijd gebruikt om de cardiale output in deze kwetsbare periode extra te verhogen. Bij portal-veneuze reperfusie nam de behoefte aan vasopressoren snel af en nog meer tijdens het tijdelijk klemmen van de abdominale aorta voor voltooiing van de aorta-anastomose. Na engraftment bleven de MAD en de benodigde doses vasopressoren stabiel.
De gemiddelde operatietijd, gedefinieerd als de tijd tussen huidincisie en voltooiing van alle vasculaire anastomose en reperfusie, was 103,50 minuten, inclusief een gemiddelde anhepatische fase van 27,13 min. Opmerkelijk is dat slechts twee ontvangers een anhepatische fase van meer dan 30 minuten ondergingen. Alle ontvangers vertoonden dalende lactaatserumconcentraties 4 uur na portal-veneuze reperfusie, en LiMAx-waarden verkregen 6 uur na portal-veneuze reperfusie waren vergelijkbaar met de waarden gemeten bij de leverdonoren vóór orgaanverwerving bij alle ontvangers op één na (anhepatische fase van 34 min).
Figuur 1: Ent en ontvanger voorbereiding. (A) De figuur toont de voorbereiding van de coeliakie en het aortasegment. (B) Deze figuur toont de ontvanger in rugligging met uitgebreide monitoring, inclusief een centrale veneuze katheter (blauw) in de linker interne halsader en een arteriële katheter (rood) in de rechter interne halsslagader/cervicale slagader. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Gemiddelde arteriële druk en concentraties van vasopressoren die nodig zijn tijdens de engraftatie. De figuur toont de gemiddelde arteriële druk (MAD in mmHg) gemeten en de concentraties van noradrenaline en epinefrine (in μg/kg/h) gedurende gedefinieerde tijdsperioden gedurende de procedure bij alle acht ontvangers. Waarden worden weergegeven als gemiddelde ± SEM. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Waarden van de test met maximale leverfunctiecapaciteit (LiMAx) verkregen van de donoren voorafgaand aan de verkrijging van de lever en van de ontvangers 6 uur na engraftatie. De figuur toont boxplotgegevens (gemiddelde en standaardfout van het gemiddelde) van de levermaximumfunctiecapaciteit (LiMAx) -test van de donoren voorafgaand aan de leveraankoop en van de ontvangers 6 uur na engraftment (n = 8). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
| Experiment | Graft gewicht | Gewicht ontvanger | Grwr | Werkingstijd | Anhepatische fase | Lactaat (mmol/L) | Piek AST | Piek ALT | Piek GLDH | Galvolume | ||
| Nee. | g) | (kg) | (%) | (min) | (min) | 2 u | 4 u | 6 u | (U/L) | (U/L) | (U/L) | (ml) |
| 1 | 1082 | 48.8 | 2.22 | 115 | 25 | 5.8 | 4.7 | 3.7 | 677 | 122 | 39 | 48 |
| 2 | 946 | 51.4 | 1.84 | 125 | 34 | 6.6 | 5.9 | 5.2 | 1207 | 109 | 268 | 15 |
| 3 | 957 | 57.6 | 1.66 | 110 | 30 | 8.3 | 5.8 | 8.1 | 742 | 125 | 143 | 73 |
| 4 | 825 | 49.2 | 1.68 | 87 | 22 | 7.6 | 6.7 | 6.5 | 675 | 99 | 113 | 35 |
| 5 | 1045 | 53.4 | 1.96 | 101 | 25 | 7.9 | 6.8 | 5.6 | 919 | 86 | 129 | 25 |
| 6 | 924 | 45.2 | 2.04 | 105 | 32 | 6.7 | 4.6 | 3.7 | 414 | 90 | 114 | 75 |
| 7 | 785 | 48.2 | 1.63 | 95 | 24 | 6.8 | 4.8 | 4.1 | 557 | 70 | 110 | 1.5 |
| 8 | 1303 | 54.6 | 2.39 | 90 | 25 | 12.7 | 12.2 | 9.8 | 1011 | 87 | 94 | 10 |
| BEDOELEN | 983.38 | 51.05 | 1.93 | 103.50 | 27.13 | 7.80 | 6.44 | 5.84 | 775.25 | 98.50 | 126.25 | 35.31 |
| SEM | 57.59 | 1.41 | 0.10 | 4.57 | 1.52 | 0.76 | 0.88 | 0.78 | 90.79 | 6.73 | 23.00 | 9.87 |
Tabel 1: Perioperatieve transplantaat- en ontvangervariabelen. De tabel geeft een overzicht van het gewicht van het transplantaat en de ontvanger, evenals de verhouding tussen graft en ontvanger (GRWR) en de duur van de operatie (huidincisie tot voltooiing van alle vasculaire anastomose en reperfusie) en van de anhepatische fase. Variabelen die de transplantaatfunctie aangeven, zoals conventionele laboratoriumparameters, d.w.z. serumconcentraties van lactaat, aspartaattransaminase (ASAT), alaninetransaminase (ALT) en glutamaatdehydrogenase (GLDH), en galproductie worden verstrekt voor elk van de acht uitgevoerde transplantaties.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Recente technische ontwikkelingen zoals de introductie van machineperfusie hebben het potentieel om een revolutie teweeg te brengen op het gebied van levertransplantatie. Om transplantaatreconditionerings- of modificatieconcepten te vertalen naar klinische settings, zijn reproduceerbare transplantatiemodellen bij grote dieren onvermijdelijk.
Na de eerste introductie van orthotopische levertransplantatie bij varkens hebben verschillende auteurs de afgelopen vijf decennia gewerkt aan de verbetering van deze technieken. Verschillen binnen de gerapporteerde chirurgische benaderingen zijn vaak gering en betreffen vasculaire en galanastomosen, anesthesie en perioperatieve behandeling. Niettemin, in tegenstelling tot de huidige situatie in klinische levertransplantatie waarin het gebruik van veno-veneuze bypass nog steeds gebruikelijk is, maar optioneel 28, wordt een actieve of passieve porto-caval bypass tijdens de anhepatische fase bij varkens beschouwd als een noodzaak om darmcongestie en dus daaropvolgende intestinale ischemie met hemodynamische instabiliteit en perioperatieve mortaliteit te verminderen, zoals beschreven in een goed uitgewerkt werk van Esmaeilzadeh et al.25.
Afgezien van de betrokken extra kosten en technische uitdagingen van een veno-veneuze bypass, bijvoorbeeld katheters, een pompapparaat, de behoefte aan extra antistolling en mogelijke complicaties zoals luchtembolie of bloeding, en afhankelijk van de gekozen aanpak, heeft de behoefte aan een gelijktijdige splenectomie groepen ertoe aangezet om aangepaste technieken te beschrijven zonder veno-veneuze bypasses25,29, 30.
Torres et al.31 observeerden ernstige hemodynamische instabiliteit bij dieren die engraftment ondergingen zonder het gebruik van een veno-veneuze bypass in vergelijking met ontvangers met een passieve porto-caval shunt en voerden dus tijdelijke klemmen van de supraceliac aorta uit bij deze dieren, wat ook door anderen werd beschreven in modellen van varkenslever auto- / allo-transplantatie 23,31,32 . De inductie van warme ischemie door kruisklemming van de ontvangende aorta brengt echter het risico met zich mee van relevante afgifte van pro-inflammatoire moleculen en weefselschade bij reperfusie en moet daarom ten koste van alles worden vermeden om betrouwbare wetenschappelijke resultaten te produceren, vooral bij het evalueren van ischemie-reperfusieletsel. Bovendien lijkt deze benadering niet op de klinische praktijk bij mensen, wat dus de vertaling van de resultaten die in deze modellen worden verkregen, beperkt.
Om dergelijke schadelijke ondersteunende maatregelen te voorkomen, zijn wij van mening dat twee punten van cruciaal belang zijn. (1) De anhepatische fase moet tot een absoluut minimum worden beperkt, d.w.z. minder dan 30 minuten, zoals reeds is aangetoond in de vroege fasen van de levertransplantatie van varkens door Battersby et al.33. Wij zijn van mening dat lopende hechtingen (dubbelarmig) en maximaal één ondersteunende draad voldoende zijn om een eenvoudige en veilige anastomose te creëren voor zowel de suprahepatische vena cava inferior als de poortader. Het is duidelijk dat de portal-veneuze reperfusie moet beginnen voordat de infrahepatische vena cava inferior wordt geanastomoseerd. (2) Anesthesie moet worden uitgevoerd door een ervaren anesthesist, idealiter bekend met leverchirurgie of transplantatie bij menselijke patiënten34. Geavanceerd volumebeheer en therapie met vasopressoren, d.w.z. noradrenaline en epinefrine, in combinatie met een vereenvoudigde chirurgische techniek vormen de basis voor de succesvolle implementatie van dit model.
Interessant is dat slechts een klein aantal chirurgische groepen gegevens heeft verstrekt over succesvolle orthotopische levertransplantatie van varkens zonder veno-veneuze bypass en gelijktijdig supraceliac aortaklemmen. Voor zover wij weten waren Oike et al., Heuer et al., en, meest recent, Fondevila et al. de enige groepen die hun (veelbelovende) resultaten rapporteerden, met overlevingspercentages van respectievelijk 87%, 80% en 100%, respectievelijk 35,36,37. De mediane anhepatische tijd in ons cohort was 25 minuten en was dus identiek aan de gegevens van Heuer et al.36. Tijdens de anhepatische fase rapporteerden Oike et al.35 een verlaging van 50% -60% van de arteriële bloeddruk, vergelijkbaar met de waarnemingen in dit cohort, wat leidde tot verhoogde doses vasopressoren om een afname van de MAD onder 60 mmHg te voorkomen. Heuer et al.36 vermeldden in hun publicatie niet het gebruik van catecholaminetherapie, maar niet-specifiek transfusie van volbloed om de hemodynamische stabiliteit te verbeteren. Dat laatste was in dit model niet nodig. Fondevila et al., die een gemiddelde anhepatische tijd van minder dan 20 minuten rapporteerden, vertrouwden uitsluitend op de toediening van kristalloïde oplossingen en pasten geen vasoactieve stoffen toe tijdens engraftment37.
In tegenstelling tot recente publicaties waarbij end-to-end anastomose van de donor op de ontvangende leverslagader19,22 wordt toegepast, omvat dit model een end-to-side anastomose waarbij een Carrel-patch van de donoraorta wordt geanostomoseerd naar de supracelia-aorta van de ontvanger. Vooral voor experimentele instellingen, met het gebruik van organen die voldoen aan uitgebreide donorcriteria, bijvoorbeeld langdurige koude ischemische tijd, kan het gunstig zijn om problemen met de arteriële perfusie van het transplantaat uit te sluiten. Het aanbrengen van een Carrelpleister zal helpen om stenose van de arteriële anastomose te voorkomen die functioneel relevant kan worden in het geval van gelijktijdige perifere vasospasmen die vaak worden waargenomen na reperfusie. Niettemin zal deze aanpak tijdrovender zijn dan de conventionele end-to-end anastomose vanwege de meer uitgebreide toegang tot de aorta.
Omdat onze representatieve experimenten zich richtten op de onmiddellijke postoperatieve fase en ischemie-reperfusieletsel, werden de ontvangers onder anesthesie gehouden en werden ze 6 uur na reperfusie geëuthanaseerd. Hoewel gunstig met betrekking tot dierenwelzijn, vormt dit een belangrijke beperking van de validatie van onze techniek met betrekking tot transplantaat en overleving van ontvangers. Wij zijn echter van mening dat op basis van de vitale parameters, hemodynamiek, lactaatklaring, galproductie en vooral het real-time leverspecifieke CYP1A2-metabolisme (LiMAx-test) waargenomen tijdens de follow-up, de toepassing van ons model op lange termijn haalbaar zou moeten zijn, vooral omdat de transplantaten die in de experimenten werden gebruikt, gedurende 20 uur voorafgaand aan de engraftatie statische koude opslag ondergingen, in tegenstelling tot de succesvolle toepassing van vergelijkbare transplantatiemodellen door anderen35, 36,37. Bovendien toonden de genoemde eerdere rapporten aan dat perioperatieve mortaliteit uitsluitend werd waargenomen tijdens en tot 6 uur na de operatie, met uitzondering van één ontvanger die stierf aan een longembolie op de eerste postoperatieve dag in de studie van Oike et al.35.
In dit werk tonen we aan dat een vereenvoudigde benadering van orthotopische levertransplantatie van varkens zonder het gebruik van een veno-veneuze bypass tijdens transplantatie veilig kan worden uitgevoerd en kosteneffectiever is, zonder significante hemodynamische veranderingen of intraoperatieve mortaliteit, zelfs na langdurige statische koude opslag van het donororgaan. Een dergelijk model zou van bijzonder belang moeten zijn voor (chirurgische) werkgroepen die zich richten op het onmiddellijke postoperatieve beloop, ischemie-reperfusieletsel, de reconditionering van uitgebreide criteria donororganen en bijbehorende immunologische mechanismen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs bedanken Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel en Ingrid Meder voor hun inzet en inzet. Verder bedanken de auteurs Tom Figiel voor het produceren van het beeldmateriaal.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 - 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
References
- Zarrinpar, A., Busuttil, R. W. Liver transplantation: Past, present and future. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 10 (7), 434-440 (2013).
- Song, A. T., et al. Liver transplantation: Fifty years of experience. World Journal of Gastroenterology. 20 (18), 5363-5374 (2014).
- Jakubauskas, M., et al. Machine perfusion in liver transplantation: A systematic review and meta-analysis. Visceral Medicine. , (2021).
- Serifis, N., et al. Machine perfusion of the liver: A review of clinical trials. Frontiers in Surgery. 8, 625394 (2021).
- Ceresa, C. D. L., Nasralla, D., Pollok, J. -M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: Applications in transplantation and beyond. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 19 (3), 199-209 (2022).
- Schlegel, A., Muller, X., Dutkowski, P. Machine perfusion strategies in liver transplantation. Hepatobiliary Surgery and Nutrition. 8 (5), 490-501 (2019).
- Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
- Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), e4143 (2012).
- Yang, L., et al. A rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (133), e56933 (2018).
- Chen, X. -C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (165), e60628 (2020).
- Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. Orthotopic liver transplantation in the mouse. Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).
- Li, X., Wang, Y., Yang, H., Dai, Y. Liver and hepatocyte transplantation: What can pigs contribute. Frontiers in Immunology. 12, 802692 (2022).
- Reardon, S. First pig-to-human heart transplant: what can scientists learn. Nature. 601 (7893), 305-306 (2022).
- Garnier, H., et al. Liver transplantation in the pig: Surgical approach. Comptes Rendus Hebdomadaires des Seances de l'Academie des Sciences. Serie d: Sciences Naturelles. 260 (21), 5621-5623 (1965).
- Calne, R. Y., et al. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. British Medical Journal. 2 (5550), 478-480 (1967).
- Chalstrey, L. J., et al. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. The British Journal of Surgery. 58 (8), 585-588 (1971).
- Filipponi, F., Falcini, F., Benassai, C., Martini, E. Orthotopic liver transplant in pigs: Several variations of the surgical technic. Il Giornale di Chirurgia. 10 (7-8), 374-378 (1989).
- Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. Journal of Visualized Experiments. (99), e52055 (2015).
- Oldhafer, K. J., Hauss, J., Gubernatis, G., Pichlmayr, R., Spiegel, H. U. Liver transplantation in pigs: A model for studying reperfusion injury. Journal of Investigative Surgery. 6 (5), 439-450 (1993).
- Oldhafer, K. J., et al. Analysis of liver hemodynamics in severe ischemia and reperfusion injury after liver transplantation. Zentralblatt fur Chirurgie. 119 (5), 317-321 (1994).
- Vogel, T., et al. Successful transplantation of porcine liver grafts following 48-hour normothermic preservation. PLoS One. 12 (11), 0188494 (2017).
- Leal, A. J., et al. A simplified experimental model of large-for-size liver transplantation in pigs. Clinics. 68 (8), 1152-1156 (2013).
- Schiefer, J., et al. Regulation of histamine and diamine oxidase in patients undergoing orthotopic liver transplantation. Scientific Reports. 10 (1), 822 (2020).
- Esmaeilzadeh, M., et al. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: A review of literature. Annals of Transplantation. 17 (2), 101-110 (2012).
- Oldhafer, F., et al. Supportive hepatocyte transplantation after partial hepatectomy enhances liver regeneration in a preclinical pig model. European Surgical Research. 62 (4), 238-247 (2021).
- Stockmann, M., et al. The LiMAx test: A new liver function test for predicting postoperative outcome in liver surgery. HPB. 12 (2), 139-146 (2010).
- Lapisatepun, W., Lapisatepun, W., Agopian, V., Xia, V. W. Venovenous bypass during liver transplantation: A new look at an old technique. Transplantation Proceedings. 52 (3), 905-909 (2020).
- Falcini, F., et al. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. Il Giornale di Chirurgia. 11 (4), 206-210 (1990).
- Copca, N., et al. Experimental liver transplantation on pigs -- Technical considerations. Chirurgia. 108 (4), 542-546 (2013).
- Torres, O. J., et al. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta Cirurgica Brasileria. 23 (2), 135-139 (2008).
- Canedo, B. F., et al. Liver autotransplantation in pigs without venovenous bypass: A simplified model using a supraceliac aorta cross-clamping maneuver. Annals of Transplantation. 20, 320-326 (2015).
- Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes' normothermic ischaemia. The British Journal of Surgery. 61 (1), 27-32 (1974).
- Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Frühauf, N. R., Kühne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. Journal of Surgical Research. 130 (1), 73-79 (2006).
- Oike, F., et al. Simplified technique of orthotopic liver transplantation in pigs. Transplantation. 71 (2), 328-331 (2001).
- Heuer, M., et al. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. European Surgical Research. 45 (1), 20-25 (2010).
- Fondevila, C., et al. Step-by-step guide for a simplified model of porcine orthotopic liver transplant. The Journal of Surgical Research. 167 (1), 39-45 (2011).
