Summary
I denne protokollen beskrives en modell av svin ortotopisk levertransplantasjon etter statisk kald lagring av donororganer i 20 timer uten bruk av venøs bypass under engraftment. Tilnærmingen bruker en forenklet kirurgisk teknikk med minimering av den anhepatiske fasen og sofistikert volum og vasopressorstyring.
Abstract
Levertransplantasjon regnes som gullstandarden for behandling av en rekke dødelige leversykdommer. Uløste problemer med kronisk transplantatsvikt, pågående organdonormangel og økt bruk av marginale transplantater krever imidlertid forbedring av dagens konsepter, for eksempel implementering av organmaskinperfusjon. For å evaluere nye metoder for transplantatrekondisjonering og modulering, er det nødvendig med translasjonsmodeller. Med hensyn til anatomiske og fysiologiske likheter med mennesker og nyere fremskritt innen xenotransplantasjon, har griser blitt den viktigste store dyrearten som brukes i transplantasjonsmodeller. Etter den første introduksjonen av en ortotopisk levertransplantasjonsmodell av Garnier og medarbeidere i 1965, har flere modifikasjoner blitt publisert de siste 60 årene.
På grunn av spesifiseringsspesifikke anatomiske egenskaper anses en veno-venøs bypass i den anhepatiske fasen som en nødvendighet for å redusere tarmbelastning og iskemi som resulterer i hemodynamisk ustabilitet og perioperativ dødelighet. Implementeringen av en bypass øker imidlertid prosedyrens tekniske og logistiske kompleksitet. Videre har tilknyttede komplikasjoner som luftemboli, blødning og behovet for samtidig splenektomi blitt rapportert tidligere.
I denne protokollen beskriver vi en modell for ortotopisk levertransplantasjon av svin uten bruk av venøs veno-bypass. Transplantatet av donorlever etter statisk kjølelagring på 20 timer - simulering av donorbetingelser med utvidede kriterier - viser at denne forenklede tilnærmingen kan utføres uten signifikante hemodynamiske endringer eller intraoperativ mortalitet og med regelmessig opptak av leverfunksjon (som definert ved galleproduksjon og leverspesifikk CYP1A2-metabolisme). Suksessen til denne tilnærmingen sikres av en optimalisert kirurgisk teknikk og en sofistikert anestesiologisk volum og vasopressorstyring.
Denne modellen bør være av spesiell interesse for arbeidsgrupper som fokuserer på det umiddelbare postoperative forløpet, iskemi-reperfusjonsskade, tilhørende immunologiske mekanismer og rekondisjonering av donororganer med utvidede kriterier.
Introduction
Levertransplantasjon gjenstår å være den eneste sjansen for overlevelse i en rekke forskjellige sykdommer som fører til akutt eller kronisk leversvikt. Siden den første vellykkede applikasjonen i menneskeheten i 1963 av Thomas E. Starzl, har begrepet levertransplantasjon utviklet seg til et pålitelig behandlingsalternativ som brukes over hele verden, hovedsakelig som et resultat av fremskritt i forståelsen av immunsystemet, utviklingen av moderne immunosuppresjon og optimalisering av perioperativ omsorg og kirurgiske teknikker 1,2 . Aldrende befolkninger og økt etterspørsel etter organer har imidlertid resultert i mangel på donorer, med økt bruk av marginale transplantater fra donorer med utvidede kriterier og fremveksten av nye utfordringer de siste tiårene. Innføringen og den utbredte implementeringen av organmaskinperfusjon antas å åpne for en rekke muligheter med hensyn til transplantatrekondisjonering og modulering og bidra til å redusere organmangel og redusere ventelistedødeligheten 3,4,5,6.
For å evaluere disse konseptene og deres effekter in vivo, er translasjonstransplantasjonsmodeller nødvendige7. I 1983 introduserte Kamada og medarbeidere en effektiv ortotopisk levertransplantasjonsmodell hos rotter som siden har blitt omfattende modifisert og anvendt av arbeidsgrupper over hele verden 8,9,10,11. Den ortotopiske levertransplantasjonsmodellen hos mus er teknisk mer krevende, men også mer verdifull når det gjelder immunologisk overførbarhet, og ble først rapportert i 1991 av Qian et al.12. Til tross for fordeler med hensyn til tilgjengelighet, dyrevelferd og kostnader, er gnagermodeller begrenset i anvendelighet i kliniske omgivelser7. Derfor er det nødvendig med store dyremodeller.
I de senere år har griser blitt den viktigste dyrearten som brukes til translasjonsforskning på grunn av deres anatomiske og fysiologiske likheter med mennesker. Videre kan nåværende fremgang innen xenotransplantasjon ytterligere øke betydningen av griser som forskningsobjekter13,14.
Garnier og medarbeidere beskrev en levertransplantasjonsmodell hos griser allerede i 196515. Flere forfattere, inkludert Calne et al i 1967 og Chalstrey et al i 1971, rapporterte senere modifikasjoner, noe som til slutt førte til et trygt og gjennomførbart konsept for eksperimentell svinlevertransplantasjon i tiårene som fulgte 16,17,18,19,20,21.
Mer nylig har ulike arbeidsgrupper gitt data med hensyn til aktuelle problemstillinger ved levertransplantasjon ved hjelp av en teknikk for svin ortotopisk levertransplantasjon, nesten alltid inkludert en aktiv eller passiv veno-venøs, dvs. porto-caval, bypass19,22. Årsaken til dette er en artsspesifikk intoleranse mot klemming av vena cava inferior og portalvenen i den anhepatiske fasen på grunn av en relativt større tarm og færre porto-caval eller cavo-caval shunts (f.eks. Mangel på vena azygos), noe som resulterer i økt perioperativ sykelighet og dødelighet23. Vena cava dårligere sparsomme transplantasjonsteknikker anvendt hos humane mottakere som et alternativ er ikke gjennomførbare da svin vena cava inferior er innkapslet av levervev23.
Imidlertid øker bruken av en venøs bypass ytterligere teknisk og logistisk kompleksitet i en allerede krevende kirurgisk prosedyre, og forhindrer derfor muligens arbeidsgrupper i å forsøke å implementere modellen helt. Bortsett fra de direkte fysiologiske og immunologiske effektene av en bypass, har noen forfattere påpekt den betydelige sykeligheten som blodtap eller luftemboli under shuntplassering og behovet for samtidig splenektomi, som potensielt påvirker kort- og langsiktige resultater etter engraftment24,25.
Følgende protokoll beskriver en enkel teknikk for ortotopisk levertransplantasjon av svin etter statisk kald lagring av donororganer i 20 timer, som representerer utvidede kriterier donorforhold uten bruk av veno-venøs bypass under engraftment, inkludert donorleverinnkjøp, forberedelse av bakbord, mottaker hepatektomi og anestesiologisk pre- og intraoperativ behandling.
Denne modellen bør være av spesiell interesse for kirurgiske arbeidsgrupper med fokus på umiddelbart postoperativt forløp, iskemi-reperfusjonsskade, rekondisjonering av donororganer med utvidede kriterier og tilhørende immunologiske mekanismer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denne studien ble utført ved laboratoriet for dyrevitenskap ved Hannover Medical School etter godkjenning av Niedersachsens regionale myndighet for forbrukerbeskyttelse og mattrygghet (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]; 19/3146)
1. Anskaffelse av donorlever
MERK: Leverdonorene var tamgriser (Sus scrofa domesticus), i alderen 4-5 måneder og med en gjennomsnittlig kroppsvekt på ca. 50 kg, som allerede hadde vært i karantene på dyreforsøksanlegget i minst 10 dager før operasjonen.
- Utfør premedikasjon ved intramuskulær injeksjon av atropin (0,04-0,08 mg/kg kroppsvekt), zolazepam (5 mg/kg kroppsvekt) og tiletamin (5 mg/kg kroppsvekt). Etter etablering av intravenøs tilgang (f.eks. Ørevenen) indusere anestesi med en injeksjon av propofol (1,5 - 2,5 mg / kg kroppsvekt).
- Utfør intubasjon med et 8,0-8,5 mm endotrakealrør, avhengig av dyrestørrelse og anatomi. Etablere overvåking av elektrokardiografi, måling av respiratoriske gasser og perifer oksygenmetning og ikke-invasiv blodtrykksmåling.
- Opprettholde anestesi hos gris under tilførsel av donorlever via inhalasjon av isofluran (0,8-1,5 vol%) og intravenøs påføring av fentanyl (0,003-0,007 mg/kg kroppsvekt). Utfør volumkontrollert ventilasjon gjennom hele prosedyren.
- Etter plassering av donorgrisen i en liggende stilling og fiksering av lemmer ved foten av operasjonsbordet med elastiske bånd, skrubb huden med antiseptisk middel, for eksempel povidon-jod eller isopropylalkohol, og dekk dyret med sterile gardiner.
- Bekreft en tilstrekkelig anestesidybde ved tap av uttaksresponsen på tåklemme. Utfør en midtlinje laparotomi som begynner ved xiphoidprosessen ved å bruke monopolar cautery. Plasser en abdominal retractor og mobiliser tarmen til høyre for giveren.
- Utfør en splenektomi ved disseksjon av det splenokoliske ligamentet, gastromilt ligament og phrenicosplenic ligament. Klem miltvenen og miltarterien nær milthilum med en Overholt-klemme og plasser ligaturer (3-0 polyfilament sutur) etter å ha kuttet karene. Sever ytterligere (mindre) fartøy enten ved bipolar tang eller ved ligering.
MERK: En splenektomi under donor lever anskaffelse er ikke obligatorisk, men reduserer effluks av blod under og etter perfusjon. - Mobiliser tarmen til venstre side av giveren og skjær det falciforme ligamentet og de trekantede leddbåndene ved hjelp av saks og bipolar kauteri.
- Etter tilstrekkelig disseksjon av leveren, snitt venstre del av membranen over en avstand på 5-10 cm ved hjelp av saks for å lokalisere thoraxsegmentet av den synkende aorta. Omring og plasser en ligatur (3-0 polyfilament sutur) uten å stramme.
- Snitt høyre del av membranen over en avstand på 5-10 cm ved hjelp av saks og identifiser den suprahepatiske vena cava inferior.
- Flytt tarmen til øvre venstre av giveren og gå inn i retroperitonealrommet ved tverrgående snitt av bukhinnen over en avstand på 5-10 cm ved hjelp av saks.
- Finn abdominal aorta og dårligere vena cava like over iliac bifurcation og skille begge fartøyene over en lengde på ca 6 cm. Plasser to 3-0 polyfilament ligaturer rundt abdominal aorta: en kranial av iliac bifurcation og en ca 3 cm kranialt, uten å stramme. Plasser en annen ligatur rundt intrahepatisk vena cava inferior uten å stramme.
- Injiser heparin intravenøst (25 000 IE.). Velg en passende kanyle og avluft drypplinjen med avkjølt konserveringsløsning.
- Stram den kaudalt lokaliserte første ligaturen rundt abdominal aorta. Etter å ha okkludert abdominal aorta kranialt av den andre ligaturen (enten manuelt eller ved å plassere en atraumatisk vaskulær klemme), gjør du et tverrgående snitt mellom begge ligaturene ved hjelp av saks.
- Sett kanylen inn i snittet og fest den med den gjenværende ligaturen. Skjær den suprahepatiske inferior vena cava langt kranialt (nær høyre atrium) ved hjelp av saks.
- Etter blodtap på ca. 1 500-2 000 ml, kryssklemmer thoraxsegmentet av den synkende aorta ved å binde ligaturen og starte antegrad perfusjon.
MERK: For mulig behov for blod (transfusjoner) under engraftment eller for normoterm maskinperfusjon, kan fullblod (ca. 1,500 ml) samles inn ved hjelp av en beholder som inneholder citratbasert antikoagulant. - Stram ligaturen plassert rundt den infrahepatiske vena cava inferior, snitt karet kranialt av ligaturen, og sett inn en kirurgisk aspirator. Injiser en dødelig dose pentobarbital natrium (5000 mg). Plasser knust steril is i thorax og bukhule uten at det går ut over levervevet.
- Etter perfusjon med 3 500 ml konserveringsoppløsning i løpet av ca. 10-15 minutter, skal den innskårne suprahepatiske vena cava være dårligere. Sever den infrahepatiske vena cava dårligere på nivået av venstre nyrevene.
- Skjær gallekanalen kranialet i bukspyttkjertelvevet mellom to ligaturer (3-0 polyfilament) for å unngå gallesøl. Sever portalvenen kranial av bukspyttkjertelen.
- Finn celiac arterien etter stump forberedelse og følg dorsalt til abdominal aorta. Excise det respektive aortasegmentet for å skape en patch for senere engraftment.
- Excise membranen rundt suprahepatic vena cava inferior og sever gjenværende adhesjoner ved hjelp av saks. Trekk ut leveren.
- Utfør en cholecystektomi eller stram en ligatur rundt cystisk kanal og skyll den vanlige gallekanalen med minst 20 ml konserveringsløsning. Plasser perfusjonskanylen i portalvenen og skyll transplantatet med ytterligere 500 ml konserveringsoppløsning. Legg transplantatet i en steril bolle plassert på is.
MERK: Avhengig av det vitenskapelige målet, kan orgelet umiddelbart klargjøres for engraftment eller holdes på is på ubestemt tid (20 timer i denne protokollen) før du begynner forberedelse og engraftment.
2. Forberedelse av leveren
- Fjern lymfevevet som begynner ved aortasegmentet og derved identifisere og okkludere arterielle sidegrener og lymfekar med enten klips, ligaturer (4-0 polyfilament) eller suturer (5-0 monofilament; Figur 1A). På samme måte fjerner du lymfevevet rundt portalvenen og okkluderer sidegrenene med suturer (5-0 monofilament).
- Identifiser suprahepatisk vena cava inferior og plasser suturer rundt begge diafragmatiske vener (5-0 monofilament) etter fjerning av omkringliggende diafragmatisk vev. Skyll alle fartøyene med kaldt saltvann eller konserveringsløsning for å identifisere eventuelle gjenværende lekkasjer. Utfør forkortelse av karene og forberedelse av aortaplasteret bare ved innkapsling for å ta hensyn til de individuelle anatomiske omstendighetene.
3. Mottaker hepatektomi, donor lever engraftment, og perioperativ behandling
MERK: Som levermottakere ble kvinnelige tamsvin (Sus scrofa domesticus) i alderen 4-5 måneder og med en gjennomsnittlig kroppsvekt på ca. 50 kg, brukt. Analogt med leverdonorene hadde mottakerne vært i karantene på dyreforsøksanlegget i minst 10 dager før transplantasjonen.
- Anestesi og perioperativ ledelse
- Utfør premedikasjon ved intramuskulær injeksjon av atropin (0,04-0,08 mg/kg kroppsvekt), zolazepam (5 mg/kg kroppsvekt) og tiletamin (5 mg/kg kroppsvekt). Etter å ha etablert en intravenøs tilgang (f.eks. Ørevenen), indusere anestesi med en injeksjon av propofol (1,5-2,5 mg / kg kroppsvekt).
- Utfør intubasjon med et 8,0-8,5 mm endotrakealrør, avhengig av dyrestørrelse og anatomi. Etablere overvåking av elektrokardiografi, måling av respiratoriske gasser og perifer oksygenmetning og ikke-invasiv blodtrykksmåling. I tilfelle av en kronisk modell, bruk øyesalve for å unngå tørrhet etter kirurgisk inngrep.
- Plasser mottakerdyret på en varmebase i en liggende stilling og fest lemmer på bunnen av operasjonsbordet med elastiske bånd.
- For utvidet overvåking, under ultralydveiledning, plasser et tre-lumen sentralt venekateter og et storboret venekateter (7 Fr.) inn i vena jugularis interna og et storboret venekateter (7 Fr.) for volumbehandling. I tillegg settes et arterielt kateter inn i arteria carotis/cervikal interna under ultralydkontroll for invasiv blodtrykksmåling (figur 1B).
- Oppretthold anestesi under organuthenting via inhalasjon av isofluran (0,8-1,5 vol%) og intravenøs påføring av fentanyl (0,003-0,007 mg/kg kroppsvekt). Utfør volumkontrollert ventilasjon gjennom hele prosedyren. Påfør 2000 mg sultamicillin for perioperativ antibiose og 250 mg metylprednisolon intravenøst.
- Administrer en vasopressor som noradrenalin intravenøst for å oppnå et mål gjennomsnittlig arterielt trykk på 60 mmHg. I tillegg må du bruke krystalloidløsninger som Ringers laktatløsning eller kolloidløsninger som flytende gelatiner om nødvendig.
- Påfør kalsiumglukonat (10%) og natriumbikarbonat (8,4%), glukose (40%) eller kaliumklorid (7,45%) intravenøst med hensyn til blodgassanalyser oppnådd hvert 30. minutt.
- Mottaker hepatektomi
- Skrubb huden med antiseptisk middel, for eksempel povidon-jod eller isopropylalkohol, og dekk dyret med sterile gardiner.
- Bekreft en tilstrekkelig anestesidybde ved tap av uttaksresponsen på tåklemme. Utfør en midtlinje laparotomi som begynner ved xiphoidprosessen ved å bruke monopolar cautery. Plasser en abdominal retractor og mobiliser tarmen til venstre for giveren. Dekk tarmen med en fuktet klut.
- Plasser et suprapubisk urinkateter for optimalisering av intraoperativ volumstyring.
- Skjær det falciforme ligamentet og de trekantede leddbåndene ved hjelp av saks og bipolar kauteri. Etter tilstrekkelig disseksjon av leveren, omringe både suprahepatisk og infrahepatisk vena cavae dårligere nær leveren parenchyma.
- Disseker og skjær den vanlige gallekanalen under krysset mellom den cystiske kanalen mellom to ligaturer (3-0 polyfilament).
- Incise det overfladiske peritoneale laget som dekker hepatoduodenal ligament og identifisere leverarteriene kort tid før de kommer inn i leveren parenchyma. Disseker ved hjelp av bipolar cautery eller plassering av klips, ligaturer eller suturer.
- Disseker abdominal aorta ved snitt i midtlinjen (avaskulært lag) i høyre og venstre diafragmatiske muskler. Forbered aorta for aortaanastomose ved fjerning av det omkringliggende vevet.
MERK: Dette trinnet er bare nødvendig hvis en aortaanastomose utføres. Ellers dissekerer videre leverarterien / det hallære området for å forberede seg på en konvensjonell ende-til-ende-anastomose mellom donor- og mottakerens leverarterier. - Utfør mottaker hepatektomi ved å plassere en atraumatisk vaskulær klemme på portalvenen, etterfulgt av atraumatiske vaskulære klemmer på suprahepatisk vena cava inferior (inkludert den omkringliggende membranen mens den kaudalt trekker leveren) og den infrahepatiske vena cava dårligere.
- Sever alle tre fartøyene nær leveren parenchyma. Fjern mottakerens lever fra bukhulen.
MERK: Klemmen av fartøyene markerer starten på den anhepatiske fasen. I den anhepatiske fasen er grisene hemodynamisk ustabile og krever relevante mengder vasopressorer/katekolaminer. Anestesiologen bør være forberedt på å bruke norepinefrin og epinefrin. Hold fasen til reperfusjon av leveren så kort som mulig. Kommuniser godt med anestesiologen.
- Donor lever engraftment
- Plasser donorleveren i bukhulen. Forkort donor og/eller mottaker suprahepatisk vena cava dårligere til en tilstrekkelig lengde, samtidig som man unngår kinking eller for mye spenning på anastomosen.
- Plasser en enkelt sutur som en støttetråd (5-0 monofilament), tilpasse høyre hjørne av giveren og mottakeren suprahepatisk vena cavae inferior. Begynn dorsalsiden av anastomosen fra venstre hjørne av fartøyet (e) med en løpende sutur (5-0 monofilament, dobbeltarmet).
- Når du kommer til høyre hjørne, fjern støttetråden, fest den løpende suturen med en klemme, og fortsett med den ventrale siden av anastomosen, igjen fra venstre hjørne av karet (e). Stram suturen med flere knuter uten å begrense karets diameter for å unngå stenose.
- Forkort venen donor- og/eller mottakerportalen til en tilstrekkelig lengde, samtidig som man unngår kinking eller for mye spenning på anastomosen.
- Utfør en vaskulær anastomose av donor- og mottakerportalvenen analogt med trinn 3.3.2-3.3.3 ved hjelp av en 6-0 monofilament, dobbeltarmet sutur.
- Utfør porto-venøs reperfusjon ved å fjerne vaskulær klemme, okkludere mottakerportalvenen og okkludere donorens infrahepatiske vena cava inferior med en vaskulær klemme etter drenering av ca. 200-400 ml blod. Fjern sakte den vaskulære klemmen som okkluderer mottakerens suprahepatiske vena cava inferior og søk etter aktiv blødning.
MERK: Fjerningen av begge klemmene markerer slutten på den anhepatiske fasen. Mengden katekolaminer som kreves, bør reduseres betydelig kort tid etterpå. - Forkort donor- og/eller mottakerinfrahepatisk vena cava inferior. Utfør en vaskulær anastomose av donor og mottaker infrahepatisk vena cavae dårligere analogt med trinn 3.3.2-3.3.3 ved hjelp av en 5-0 monofilament, dobbeltarmet sutur. Fjern klemmene som okkluderer donoren og mottakerens infrahepatiske vena cavae dårligere.
- Forbered et elliptisk aortalplaster (Carrel patch) med en diameter på ca. 1-1,5, cm avhengig av anatomiske forhold, ved hjelp av saks. Klem abdominal aorta med en atraumatisk Cooley vaskulær klemme og gjør et snitt ved hjelp av en skalpell. Forstørr snittet med saks for å passe til plasteret.
- Begynn aortaanastomosen med en løpende sutur (6-0 monofilament, dobbeltarmet) i kranialhjørnet av snittet/plasteret. Når du når kaudalhjørnet, fest løpesuturen med en klemme og fullfør anastomosen igjen som begynner i kranialhjørnet. Stram suturen med flere knuter og fjern sakte vaskulærklemmen.
MERK: Klemming av abdominal aorta vil påvirke blodtrykket til grisen betydelig. Kommuniser godt med anestesiologen. - Plasser en hemostatisk gasbind rundt arteriell anastomose. Plasser et kateter i den vanlige gallekanalen og fest det med en enkelt ligatur. Pass på at du ikke tildekker diameteren på kateteret.
- Lukk magen midlertidig ved å tilpasse muskelfascien og huden med en løpende sutur og dekk magen med klamfilm og / eller gardiner for å unngå termisk tap.
MERK: Hvis de vitenskapelige målene krever en kronisk modell, utfør en ende-til-ende anastomose mellom donor- og mottakergallekanalen, lukk magen med separate løpende suturer for bukhinnen og muskelfascien, og lukk huden med enkle suturer. - Ved slutten av oppfølgingen, injiser en dødelig dose på 5000 mg pentobarbital natrium for intraoperativ eutanasi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Teknikken som presenteres i denne protokollen har gitt pålitelige og reproduserbare resultater når det gjelder hemodynamisk stabilitet og dyreoverlevelse gjennom hele prosedyren, samt transplantatfunksjon i det postoperative forløpet.
Nylig brukte vi modellen for studier av iskemi-reperfusjonsskade og terapeutiske tiltak som dempende skadelige effekter i det umiddelbare postoperative forløpet. Ved uthenting og 20 timer statisk kjølelagring ble levertransplantater (med en middelvekt på 983,38 g) implantert på beskrevet måte. Forsøkene ble avsluttet 6 timer etter portalvenøs reperfusjon og prøvetaking av blod og galle samt lever og gallegangsvev med definerte intervaller. Alle mottakerne overlevde transplantatet og den påfølgende 6 timers oppfølgingen i narkose til eutanasi.
Siden fokuset i denne protokollen ligger i muligheten for en ortotopisk levertransplantasjonsmodell for svin uten bruk av en venøs bypass, er resultatene som presenteres her begrenset til de intraoperative vitale parametrene og anvendelsen av vasopressorer (figur 2), samt transplantatytelse, definert av konvensjonelle laboratorieparametere, dvs. serumkonsentrasjoner av laktat, aspartattransaminase (ASAT), alanintransaminase (ALAT) og glutamat dehydrogenase (GLDH), galleproduksjon (tabell 1) og levermaksimal funksjonskapasitet (LiMAx) test som beskrevet tidligere i en modell av svin leverreseksjon (figur 3)26. LiMAx-testen er basert på sanntidsmetabolismen av intravenøst injisert 13C-metacetin av det leverspesifikke CYP1A2-systemet. Før og etter injeksjon bestemmes forholdet mellom 13CO 212CO2 i utåndingsluften for å kvantifisere den individuelle leverfunksjonen27.
Som forventet krevde mottakerne økte konsentrasjoner av noradrenalin umiddelbart før og gjennom hele den anhepatiske fasen for å stabilisere gjennomsnittlig arterielt trykk (MAD) ved ≥60 mmHg. Lave konsentrasjoner av adrenalin ble samtidig brukt til å øke hjerteutgangen i denne sårbare tidsperioden. Ved portalvenøs reperfusjon avtok behovet for vasopressorer raskt, og enda mer ved midlertidig klemming av abdominal aorta for fullføring av aortaanastomose. Etter engraftment forble MAD og nødvendige doser vasopressorer stabile.
Gjennomsnittlig operasjonstid, definert som tiden fra hudinnsnitt til fullføring av all vaskulær anastomose og reperfusjon, var 103,50 min, inkludert en gjennomsnittlig anhepatisk fase på 27,13 min. Merk at bare to mottakere gjennomgikk en anhepatisk fase på mer enn 30 min. Alle mottakerne viste fallende serumkonsentrasjoner av laktat 4 timer etter portalvenøs reperfusjon, og LiMAx-verdier oppnådd 6 timer etter portalvenøs reperfusjon var sammenlignbare med verdiene målt hos leverdonorene før organanskaffelse hos alle unntatt én mottaker (anhepatisk fase på 34 min).
Figur 1: Klargjøring av transplantat og mottaker. (A) Figuren viser bakbordsforberedelsen av cøliaksaksen og aortasegmentet. (B) Denne figuren viser mottakeren i liggende stilling med utvidet overvåkning, inkludert sentralt venekateter (blått) i venstre vena jugularis interna og arteriekateter (rødt) i høyre a. carotis interna/cervikal arterie. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Gjennomsnittlig arterielt trykk og konsentrasjoner av vasopressorer som kreves under engraftment. Figuren viser gjennomsnittlig arterielt trykk (MAD i mmHg) målt og konsentrasjoner av noradrenalin og adrenalin (i μg / kg / t) i definerte tidsperioder gjennom hele prosedyren hos alle åtte mottakere. Verdier presenteres som gjennomsnitt ± SEM. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Verdier av leverens maksimale funksjonskapasitet (LiMAx) test oppnådd fra giverne før leverinnkjøp og fra mottakerne 6 timer etter transplantasjon. Figuren viser boksplottdata (gjennomsnittlig og standard feil i gjennomsnittet) fra leverens maksimale funksjonskapasitet (LiMAx) test fra giverne før leverinnkjøp og fra mottakerne 6 timer etter transplantasjon (n = 8). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
| Eksperiment | Graft vekt | Mottakerens vekt | GRWR | Driftstid | Anhepatisk fase | Laktat (mmol / L) | Topp AST | Topp ALT | Topp GLDH | Galle volum | ||
| Nei. | (g) | (kg) | (%) | (min) | (min) | 2 timer | 4 timer | 6 timer | (U/L) | (U/L) | (U/L) | (ml) |
| 1 | 1082 | 48.8 | 2.22 | 115 | 25 | 5.8 | 4.7 | 3.7 | 677 | 122 | 39 | 48 |
| 2 | 946 | 51.4 | 1.84 | 125 | 34 | 6.6 | 5.9 | 5.2 | 1207 | 109 | 268 | 15 |
| 3 | 957 | 57.6 | 1.66 | 110 | 30 | 8.3 | 5.8 | 8.1 | 742 | 125 | 143 | 73 |
| 4 | 825 | 49.2 | 1.68 | 87 | 22 | 7.6 | 6.7 | 6.5 | 675 | 99 | 113 | 35 |
| 5 | 1045 | 53.4 | 1.96 | 101 | 25 | 7.9 | 6.8 | 5.6 | 919 | 86 | 129 | 25 |
| 6 | 924 | 45.2 | 2.04 | 105 | 32 | 6.7 | 4.6 | 3.7 | 414 | 90 | 114 | 75 |
| 7 | 785 | 48.2 | 1.63 | 95 | 24 | 6.8 | 4.8 | 4.1 | 557 | 70 | 110 | 1.5 |
| 8 | 1303 | 54.6 | 2.39 | 90 | 25 | 12.7 | 12.2 | 9.8 | 1011 | 87 | 94 | 10 |
| BETY | 983.38 | 51.05 | 1.93 | 103.50 | 27.13 | 7.80 | 6.44 | 5.84 | 775.25 | 98.50 | 126.25 | 35.31 |
| SEM | 57.59 | 1.41 | 0.10 | 4.57 | 1.52 | 0.76 | 0.88 | 0.78 | 90.79 | 6.73 | 23.00 | 9.87 |
Tabell 1: Perioperative transplantat- og mottakervariabler. Tabellen oppsummerer transplantat- og mottakervekt, samt graft-to-mottaker vektforhold (GRWR) og lengden på operasjonen (hudinnsnitt til fullføring av all vaskulær anastomose og reperfusjon) og av den anhepatiske fasen. Variabler som indikerer transplantatfunksjon, som konvensjonelle laboratorieparametere, dvs. serumkonsentrasjoner av laktat, aspartattransaminase (ASAT), alanintransaminase (ALT) og glutamat dehydrogenase (GLDH) og galleproduksjon er gitt for hver av de åtte utførte transplantasjonene.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Nylige tekniske utviklinger som innføring av maskinperfusjon har potensial til å revolusjonere feltet levertransplantasjon. For å oversette transplantatrekondisjonerings- eller modifikasjonskonsepter til kliniske omgivelser, er reproduserbare transplantasjonsmodeller hos store dyr uunngåelige.
Etter den første introduksjonen av ortotopisk levertransplantasjon hos svin har flere forfattere jobbet med forbedring av disse teknikkene de siste fem tiårene. Forskjeller innenfor de rapporterte kirurgiske tilnærmingene er ofte små og gjelder vaskulære og galde-anastomoser, anestesi og perioperativ behandling. Likevel, i motsetning til dagens situasjon ved klinisk levertransplantasjon der bruk av veno-venøs bypass fortsatt er vanlig, men valgfritt 28, anses en aktiv eller passiv porto-caval bypass i den anhepatiske fasen hos griser som en nødvendighet for å redusere tarmbelastning og dermed påfølgende intestinal iskemi med hemodynamisk ustabilitet og perioperativ dødelighet, som beskrevet i et godt utdypet verk av Esmaeilzadeh et al.25.
Bortsett fra de impliserte tilleggskostnadene og tekniske utfordringene ved en venøs bypass, for eksempel katetre, en pumpeenhet, behovet for ytterligere antikoagulasjon og potensielle komplikasjoner som luftemboli eller blødning, og avhengig av valgt tilnærming, har behovet for samtidig splenektomi fått grupper til å beskrive modifiserte teknikker uten venøs omgåelse25,29, 30.
Torres et al.31 observerte alvorlig hemodynamisk ustabilitet hos dyr som gjennomgår transplantering uten bruk av veno-venøs bypass sammenlignet med mottakere med passiv porto-caval shunt og utførte dermed midlertidig klemming av supracøliaki aorta hos disse dyrene, som også ble beskrevet av andre i modeller av porcine lever auto-/allo-transplantasjon 23,31,32 . Induksjon av varm iskemi ved kryssklemming av mottakerens aorta bærer imidlertid risikoen for relevant frigjøring av proinflammatoriske molekyler og vevsskade ved reperfusjon, og bør derfor unngås for enhver pris for å produsere pålitelige vitenskapelige resultater, spesielt ved evaluering av iskemi-reperfusjonsskade. Videre ligner denne tilnærmingen ikke klinisk praksis hos mennesker, noe som dermed begrenser oversettelsen av resultater oppnådd i disse modellene.
For å unngå slike skadelige støttetiltak mener vi at to punkter er avgjørende. (1) Den anhepatiske fasen bør holdes på et absolutt minimum, dvs. under 30 minutter, som allerede er vist i de tidlige faser av svin levertransplantasjon av Battersby et al.33. Vi tror at løpende suturer (dobbeltarmet) og maksimalt en støttetråd er tilstrekkelig til å skape en enkel og sikker anastomose for både suprahepatisk vena cava inferior og portalvenen. Det er klart at portal-venøs reperfusjon bør starte før anastomosering av infrahepatisk vena cava inferior. (2) Anestesibehandling bør utføres av en erfaren anestesiolog, ideelt kjent med leverkirurgi eller transplantasjon hos menneskelige pasienter34. Sofistikert volumstyring og terapi med vasopressorer, dvs. noradrenalin og epinefrin, i kombinasjon med en forenklet kirurgisk teknikk er grunnlaget for en vellykket implementering av denne modellen.
Interessant nok har bare et lite antall kirurgiske grupper gitt data om vellykket ortotopisk levertransplantasjon av svin uten venøs bypass og samtidig supracøliakisk aortaklemming. Så vidt vi vet var Oike et al., Heuer et al., og senest Fondevila og medarbeidere de eneste gruppene som rapporterte sine (lovende) resultater, med overlevelsesrater på henholdsvis 87%, 80% og 100%,henholdsvis 35,36,37. Median anhepatisk tid i vår kohort var 25 min og var dermed identisk med dataene presentert av Heuer et al.36. I løpet av den anhepatiske fasen rapporterte Oike et al.35 en 50% -60% reduksjon i arterielt blodtrykk, lik observasjonene i denne kohorten, noe som førte til økte doser vasopressorer for å unngå en reduksjon i MAD under 60 mmHg. Heuer et al.36 nevnte ikke bruken av katekolaminbehandling i publikasjonen, men ikke spesifikt nevnte transfusjon av fullblod for å forbedre hemodynamisk stabilitet. Sistnevnte var ikke nødvendig i denne modellen. Fondevila et al., som rapporterte en gjennomsnittlig anhepatisk tid på mindre enn 20 minutter, stolte utelukkende på administrering av krystalloidløsninger og brukte ikke vasoaktive stoffer under engraftment37.
I motsetning til nylige publikasjoner som bruker ende-til-ende-anastomose fra giveren til mottakerens leverarterie19,22, inkluderer denne modellen en ende-til-side-anastomose med en Carrel-av donoraorta som blir anastomosert til mottakerens supracøliakiske aorta. Spesielt for eksperimentelle innstillinger, med bruk av organer som oppfyller utvidede donorkriterier, for eksempel langvarig kald iskemisk tid, kan det være gunstig å utelukke eventuelle problemer med arteriell perfusjon av transplantatet. Bruk av et Carrel-plaster vil bidra til å unngå stenose av arteriell anastomose som kan bli funksjonelt relevant ved samtidig bruk av perifere vasospasmer som ofte observeres etter reperfusjon. Likevel vil denne tilnærmingen være mer tidkrevende enn den konvensjonelle ende-til-ende anastomose på grunn av den mer utarbeidede tilgangen til aorta.
Da våre representative eksperimenter fokuserte på den umiddelbare postoperative fasen og iskemi-reperfusjonsskade, ble mottakerne holdt under anestesi og ble avlivet 6 timer etter reperfusjon. Selv om det er gunstig med hensyn til dyrevelferd, utgjør dette en betydelig begrensning for valideringen av vår teknikk med hensyn til transplantat- og mottakeroverlevelse. Vi mener imidlertid at på grunnlag av vitale parametere, hemodynamikk, laktatclearance, galleproduksjon og spesielt sanntids leverspesifikk CYP1A2-metabolisme (LiMAx-test) observert gjennom oppfølgingen, bør den langsiktige anvendelsen av modellen vår være mulig, spesielt ettersom transplantatene som ble brukt i forsøkene gjennomgikk statisk kjølelagring i 20 timer før transplantasjon, i motsetning til vellykket anvendelse av sammenlignbare transplantasjonsmodeller av andre35, 36,37. Videre viste de nevnte tidligere rapportene at perioperativ mortalitet utelukkende ble observert under og opptil 6 timer etter operasjonen, bortsett fra at en mottaker døde av lungeemboli den første postoperative dagen i studien av Oike et al.35.
I dette arbeidet viser vi at en forenklet tilnærming til ortotopisk levertransplantasjon av svin uten bruk av venøs bypass under transplantasjon kan utføres trygt og er mer kostnadseffektivt, uten signifikante hemodynamiske endringer eller intraoperativ dødelighet selv etter langvarig statisk kjølelagring av donororganet. En slik modell bør være av spesiell interesse for (kirurgiske) arbeidsgrupper som fokuserer på det umiddelbare postoperative forløpet, iskemi-reperfusjonsskade, rekondisjonering av donororganer med utvidede kriterier og tilhørende immunologiske mekanismer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Forfatterne takker Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel og Ingrid Meder for deres flid og engasjement. Videre takker forfatterne Tom Figiel for å ha produsert bildematerialet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 - 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
References
- Zarrinpar, A., Busuttil, R. W. Liver transplantation: Past, present and future. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 10 (7), 434-440 (2013).
- Song, A. T., et al. Liver transplantation: Fifty years of experience. World Journal of Gastroenterology. 20 (18), 5363-5374 (2014).
- Jakubauskas, M., et al. Machine perfusion in liver transplantation: A systematic review and meta-analysis. Visceral Medicine. , (2021).
- Serifis, N., et al. Machine perfusion of the liver: A review of clinical trials. Frontiers in Surgery. 8, 625394 (2021).
- Ceresa, C. D. L., Nasralla, D., Pollok, J. -M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: Applications in transplantation and beyond. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 19 (3), 199-209 (2022).
- Schlegel, A., Muller, X., Dutkowski, P. Machine perfusion strategies in liver transplantation. Hepatobiliary Surgery and Nutrition. 8 (5), 490-501 (2019).
- Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
- Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), e4143 (2012).
- Yang, L., et al. A rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (133), e56933 (2018).
- Chen, X. -C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (165), e60628 (2020).
- Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. Orthotopic liver transplantation in the mouse. Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).
- Li, X., Wang, Y., Yang, H., Dai, Y. Liver and hepatocyte transplantation: What can pigs contribute. Frontiers in Immunology. 12, 802692 (2022).
- Reardon, S. First pig-to-human heart transplant: what can scientists learn. Nature. 601 (7893), 305-306 (2022).
- Garnier, H., et al. Liver transplantation in the pig: Surgical approach. Comptes Rendus Hebdomadaires des Seances de l'Academie des Sciences. Serie d: Sciences Naturelles. 260 (21), 5621-5623 (1965).
- Calne, R. Y., et al. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. British Medical Journal. 2 (5550), 478-480 (1967).
- Chalstrey, L. J., et al. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. The British Journal of Surgery. 58 (8), 585-588 (1971).
- Filipponi, F., Falcini, F., Benassai, C., Martini, E. Orthotopic liver transplant in pigs: Several variations of the surgical technic. Il Giornale di Chirurgia. 10 (7-8), 374-378 (1989).
- Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. Journal of Visualized Experiments. (99), e52055 (2015).
- Oldhafer, K. J., Hauss, J., Gubernatis, G., Pichlmayr, R., Spiegel, H. U. Liver transplantation in pigs: A model for studying reperfusion injury. Journal of Investigative Surgery. 6 (5), 439-450 (1993).
- Oldhafer, K. J., et al. Analysis of liver hemodynamics in severe ischemia and reperfusion injury after liver transplantation. Zentralblatt fur Chirurgie. 119 (5), 317-321 (1994).
- Vogel, T., et al. Successful transplantation of porcine liver grafts following 48-hour normothermic preservation. PLoS One. 12 (11), 0188494 (2017).
- Leal, A. J., et al. A simplified experimental model of large-for-size liver transplantation in pigs. Clinics. 68 (8), 1152-1156 (2013).
- Schiefer, J., et al. Regulation of histamine and diamine oxidase in patients undergoing orthotopic liver transplantation. Scientific Reports. 10 (1), 822 (2020).
- Esmaeilzadeh, M., et al. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: A review of literature. Annals of Transplantation. 17 (2), 101-110 (2012).
- Oldhafer, F., et al. Supportive hepatocyte transplantation after partial hepatectomy enhances liver regeneration in a preclinical pig model. European Surgical Research. 62 (4), 238-247 (2021).
- Stockmann, M., et al. The LiMAx test: A new liver function test for predicting postoperative outcome in liver surgery. HPB. 12 (2), 139-146 (2010).
- Lapisatepun, W., Lapisatepun, W., Agopian, V., Xia, V. W. Venovenous bypass during liver transplantation: A new look at an old technique. Transplantation Proceedings. 52 (3), 905-909 (2020).
- Falcini, F., et al. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. Il Giornale di Chirurgia. 11 (4), 206-210 (1990).
- Copca, N., et al. Experimental liver transplantation on pigs -- Technical considerations. Chirurgia. 108 (4), 542-546 (2013).
- Torres, O. J., et al. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta Cirurgica Brasileria. 23 (2), 135-139 (2008).
- Canedo, B. F., et al. Liver autotransplantation in pigs without venovenous bypass: A simplified model using a supraceliac aorta cross-clamping maneuver. Annals of Transplantation. 20, 320-326 (2015).
- Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes' normothermic ischaemia. The British Journal of Surgery. 61 (1), 27-32 (1974).
- Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Frühauf, N. R., Kühne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. Journal of Surgical Research. 130 (1), 73-79 (2006).
- Oike, F., et al. Simplified technique of orthotopic liver transplantation in pigs. Transplantation. 71 (2), 328-331 (2001).
- Heuer, M., et al. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. European Surgical Research. 45 (1), 20-25 (2010).
- Fondevila, C., et al. Step-by-step guide for a simplified model of porcine orthotopic liver transplant. The Journal of Surgical Research. 167 (1), 39-45 (2011).
