O-ring aortabanding versus traditionele transversale aortavernauwing voor het modelleren van drukoverbelasting-geïnduceerde cardiale hypertrofie

Summary

Het huidige protocol beschrijft een nieuwe techniek van aortabanding bij muizen om drukoverbelasting cardiale hypertrofie te induceren. Voor het banderen wordt een rubberen ring met een vaste binnendiameter gebruikt. Deze nieuwe techniek belooft minder variantie en meer reproduceerbare gegevens voor toekomstige experimenten.

Abstract

Aortabanding bij muizen is een van de meest gebruikte experimentele modellen voor cardiale drukoverbelasting-geïnduceerde cardiale hypertrofie en de inductie van hartfalen. De eerder gebruikte techniek is gebaseerd op een schroefdraadverbinding rond de aortaboog die over een stompe naald van 27 G is gebonden om stenose te creëren. Deze methode is afhankelijk van de chirurg die de draad handmatig aanspant en leidt dus tot een hoge variantie in de diametergrootte. Een nieuw verfijnde methode beschreven door Melleby et al. belooft minder variantie en meer reproduceerbaarheid na de operatie. De nieuwe techniek, o-ring- aortabanding (ORAB), maakt gebruik van een antislip rubberen ring in plaats van een hechtdraad, wat resulteert in verminderde variatie in drukoverbelasting en reproduceerbare fenotypen van cardiale hypertrofie. Tijdens de operatie wordt de o-ring geplaatst tussen de brachiocephalische en linker halsslagaders. Succesvolle vernauwing wordt bevestigd door echocardiografie. Na 1 dag resulteert de juiste plaatsing van de ring in een verhoogde stroomsnelheid in de transversale aorta over de o-ring-geïnduceerde stenose. Na 2 weken wordt een verminderde hartfunctie bewezen door een verminderde ejectiefractie en een verhoogde wanddikte. Belangrijk is dat, naast minder variatie in de diametergrootte, ORAB geassocieerd is met lagere intra- en postoperatieve sterftecijfers in vergelijking met transversale aortavernauwing (TAC). ORAB vertegenwoordigt dus een superieure methode voor de veelgebruikte TAC-chirurgie, wat resulteert in meer reproduceerbare resultaten en een mogelijke vermindering van het aantal benodigde dieren.

Introduction

Terwijl fysiologische cardiale hypertrofie kan worden waargenomen tijdens ontwikkeling, lichaamsbeweging en zwangerschap, reageert pathologische cardiale hypertrofie op hemodynamische stressaandoeningen zoals arteriële hypertensie, hartklepaandoeningen of genmutaties. Aanvankelijk ondergaat het hart een remodellering die wordt gekenmerkt door een verhoogde cardiomyocytengrootte en verdikking van de ventriculaire wanden om de hartfunctie te behouden ^1,2. Aan de andere kant wordt pathologische cardiale remodellering geassocieerd met een verhoogd risico op aritmie, plotselinge dood en hoge mortaliteit. Ten slotte resulteert het na verloop van tijd in ventriculaire verwijding, een sterke afname van de contractiele functie en uiteindelijke progressie naar hartfalen (HF), wat geassocieerd is met hoge morbiditeit, mortaliteit en maatschappelijke kosten³. Daarom is er een dringende behoefte om de moleculaire achtergrond te begrijpen om nieuwe therapeutische strategieën te ontwikkelen⁴.

Aortabanding is een model dat drukoverbelasting-geïnduceerde linkerventrikel (LV) hypertrofie en hartfalen bij muizen⁵ nabootst. Met deze methode is het mogelijk om de pathhomemechanismen van door drukoverbelasting geïnduceerde cardiale remodellering in vivo te onderzoeken. De eerste aortabandingsprocedure bij muizen werd gemeld door Rockman et ^al.6. Drukoverbelasting wordt geïnduceerd door een op draadverbinding gebaseerde ligatie rond de aorta (tussen de brachiocephalische en linker gemeenschappelijke halsslagader). Om een stenose met een diameter van 0,4 mm te creëren, wordt een hechtdraad rond een naald van 27 G en de aorta geplaatst. Na ligatie wordt de naald verwijderd ^6,7.

Hoewel de naalddiameter vast is, is de strakheid van de draad sterk afhankelijk van de chirurg en beïnvloedt daarom het geïnduceerde fenotype van cardiale hypertrofie. Bovendien is er in de op draad/hechtingen gebaseerde methode een variabele mate van stenosediameter na de operatie, geassocieerd met een hoge variantie in mortaliteit ^8,9. Bovendien is het trainen van deze methode een uitdaging, vooral met betrekking tot het vinden van het juiste niveau en consistentie in het aanspannen van de draad. Ten slotte treedt aan het begin van de training een hoge intra- en postoperatieve mortaliteit op als gevolg van verstoring van de aorta of ander weefselletsel, evenals een hoge variatie in de mate van stenose bij de overlevende dieren.

Onlangs werd een geoptimaliseerde procedure van aortabanding beschreven door Melleby et ^al.10. Ze presenteerden de ORAB-methode (o-ring aortabanding) met minder variatie in stenose en zeer reproduceerbare niveaus van drukoverbelasting door gebruik te maken van een antislip rubberen o-ring met een vaste binnendiameter van 0,71 mm, 0,66 mm en 0,61 mm. Kortom, de o-ring wordt opengesneden, rond de opgaande boog geplaatst en weer gesloten door draden. Andere wetenschappers die deze o-ringen gebruikten, rapporteerden minder variabiliteit in de geïnduceerde cardiale hypertrofie⁹. Ze observeerden ook intra- en postoperatieve mortaliteit, evenals een betere reproduceerbaarheid en minder variantie in het geïnduceerde hypertrofische fenotype ^9,11. Dit artikel beschrijft de procedure van deze unieke strategie in een stap-voor-stap protocol. De expertise die in dit rapport wordt gedeeld, zal andere wetenschappers helpen hun technieken op dit gebied te verbeteren.

Om cardiale hypertrofie te induceren die resulteert in hartfalen na 6 weken, worden 12 weken oude C57BL / 6N mannelijke muizen aanbevolen voor een operatie. Een vergelijking 2 weken na aortabanding tussen de muissubstrains C57BL/6N en C57BL/6J toonde ernstige cardiale disfunctie en geassocieerde verhoogde mortaliteit bij C57BL/6N muizen. Daarom zijn deze beter geschikt voor modellen van hartfalen¹². Twaalf weken oude mannelijke en vrouwelijke muizen hebben een optimale grootte voor blootstelling van de aorta en plaatsing van de o-ring met speciale instrumenten.

Protocol

De dierproeven werden uitgevoerd volgens de principes van het regionaal comité (Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein, vergunningsnummer: V242-21249/2020 [38-4/20]). De muizen die voor dit onderzoek werden gebruikt, werden verkregen uit een commerciële bron (zie Materiaaltabel). De dieren werden gehouden onder standaardomstandigheden met een 12 uur lichte, 12 uur nachtcyclus; water en voedsel werden ad libitum aangeboden.

1. Verzorging van dieren

1. Huis de muizen in gespecialiseerde kooien met beddengoed, nestmateriaal, een schuilplaats en goede toegang tot drinkwater en voedsel.
2. Houd de dieren onder continue gespecialiseerde veterinaire controle en behandeling.
   OPMERKING: Voor muizen die door externe leveranciers zijn besteld, moet u 7 dagen acclimatisatie garanderen voordat u de procedure start.

2. Voorbereiding van de o-ring

OPMERKING: Een o-ring met een vaste diameter van 0,4 mm wordt aanbevolen om na 2 weken cardiale hypertrofie te induceren. De omvang en ernst van het geïnduceerde cardiale fenotype zijn afhankelijk van de grootte van de o-ringdiameter.

1. Voer eerst één snede van de o-ring (zie Tabel van materialen) onder de microscoop uit met een schaar of een scalpel om de plaatsing rond de aorta mogelijk te maken (figuur 1A, B).
2. Prik elke ringzijde dicht bij de snede met een naald verbonden met een 8-0 niet-absorbeerbare hechting en trek aan de draad. Snijd en laat 2-3 cm aan de ene kant en 2 cm aan de andere kant om de o-ring rond de aorta in de laatste stap vast te maken (figuur 1C, D).
3. Neem vóór de operatie het ligatiehulpmiddel (soortinstrument, zie Tabel met materialen) en trek het uiteinde van de draad (dat langer wordt bewaard) van één ringzijde door het gat van de vernauwing (figuur 1E, F). Leg de ligatiehulp met de bevestigde o-ring opzij voor plaatsing in de volgende stap (stap 6).
4. Voor de desinfectie van de ring met de draden, plaats de ring gedurende een half uur in een alcoholoplossing. Leg het daarna op cellulose om te drogen. Bewaar de gedroogde ring in een gesloten kuip of hoesje tot gebruik. Tijdens de operatie, nadat u de draad door het ligatiehulpmiddel hebt getrokken, plaatst u de ring op een schoon oppervlak tot gebruik.

Figuur 1: Het uitvoeren van de o-ringvoorbereiding voor ligatie. (A) Een o-ring met een vaste diameter wordt aan één kant met een schaar of een scalpel gesneden. (B) Afbeelding van een o-ring. (C) Elke o-ringzijde wordt doorboord met een 8-0 prolene draad. (D) O-ring doorboord met twee draden. (E) De draden van één ringzijde van de o-ring worden door het gat van het ligatiehulpmiddel getrokken. (F) Definitieve positie vóór plaatsing: de draden van de ene zijde worden door het gat van het ligatiehulpmiddel geplaatst, terwijl de draden van de andere zijde los worden gehouden. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Premedicatie van de muizen en voorbereiding van het werkveld

1. Om voldoende analgesie te ontvangen tijdens de operatie, injecteert u de pijnstillende buprenorfine (0,1 mg/kg, zie materiaaltabel) intraperitoneaal 20 minuten voordat u doorgaat naar de operatie.
   OPMERKING: Voor deze studie werd de pijnmedicatie gebruikt volgens de aanbevelingen van de Gesellschaft für Versuchstierkunde /Society of Laboratory Animal Science (GV-SOLAS).
2. Na premedicatie verdooft u de muis in een inductiekamer met 2% -4% isofluraan gemengd met 0,5-1,0 l / min van 100% O₂.
3. Scheer de vacht aan de linker thoraxzijde van de verdoofde muis. Plaats de muis na het scheren terug in de met isofluraan gevulde kamer en wacht op voldoende sedatie voordat u het dier intubeert.
   OPMERKING: Het juiste tijdstip van de sedatie toont een langzame ademhaling, maar vermijdt snap breathing. Afhankelijk van de isofluraangasinstelling duurt het 2-3 minuten om het juiste niveau van sedatie te bereiken.
4. Zet het verwarmingskussen voor de operatie aan om de lichaamstemperatuur van het dier (37 °C) te handhaven. Sluit het verwarmingskussen aan op een rectale sonde (zie Materiaaltabel) om de lichaamstemperatuur van de muis automatisch te handhaven.

4. Intubatie van de muizen

1. Bereid de vereiste instrumenten voor (figuur 2A). Desinfecteer de laryngoscoop vóór de operatie door deze ongeveer 1-3 minuten in alcohol te plaatsen en vervolgens een nacht te drogen.
2. Rek een elastiekje rond het verwarmingskussen om de muis met de voortanden op de plaat te bevestigen. Plaats de verdoofde muis in rugligging op het verwarmingskussen.
3. Plaats het elastiekje over de voortanden van het dier om de nek op de plaat te verlengen.
4. Richt een lichtbron op de keel voor een goede zichtbaarheid van de opening van de luchtpijp voor de endotracheale intubatie (figuur 2B).
5. Open de mond voorzichtig met één hand en plaats een intubatiehulpmiddel (handgemaakte laryngoscoop, zie Materiaaltafel) (figuur 2A[3]).
6. Beweeg met de andere hand en kleine tang voorzichtig de tong om de opening van de luchtpijp vrij te maken.
7. Gebruik deze hand ook om de endotracheale buis in de luchtpijp te brengen. Aan de andere kant, houd nog steeds de intubatiehulp vast. Gebruik voor intubatie een canule van 22 G (zie materiaaltabel) (figuur 2A[1]).
8. Sluit de positie van de endotracheale buis via een driewegstopkraan aan op een ventilator (zie Materiaaltabel) voor muizen om de juiste endotracheale buispositie (endotracheal) te bevestigen.
9. Bewaak de juiste ventilatie volgens de instructies van de fabrikant (getijdenvolume van 200 μL en ademhalingsfrequentie tussen 100-150 ademhalingen/min) (figuur 2C).
10. Bevestig voldoende anesthetische diepte door een teenknijflexcontrole (geen reflexrespons).
11. Zet de anesthesie-instelling op 2% isofluraan gemengd met 0,5-1,0 l/min 100% O₂.
12. Breng oogheelkundige zalf aan op de ogen om droogheid tijdens de operatie te voorkomen.
13. Desinfecteer met behulp van een wattenstaafje het operatiegebied 3 keer met een in de handel verkrijgbare desinfectiemiddeloplossing (zie Materiaaltabel).

Figuur 2: Intubatie van de muis. (A) Intubatie-instrumenten: (1) Een 22 G i.v. canule wordt gebruikt als endotracheale buis (zonder mandarijn); (2) Tang; (3) Handgemaakte laryngoscoop (vervormde / afgeplatte canule gelijmd met houten stokken en tape). (B) Het uitvoeren van intubatie op het geplaatste verwarmingskussen. (C) Geïntubeerde muis aangesloten op een ventilator. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

5. Chirurgie en voorbereiding voor ringpositionering

OPMERKING: Gebruik steriele materialen en instrumenten om infecties te voorkomen.

1. Gebruik een schaar om een 0,5-1 cm lange huidincisie te maken in het midden van een lijn tussen het xyfusproces en de linker oksel. Gebruik een tang om de spierlaag van de onderliggende ribben te scheiden en plaats twee retractors (5 mm lengte, zie materiaaltabel) in de incisie om de ribbenkast bloot te leggen.
2. Om de linker thoracotomie te starten, voert u een kleine incisie (~ 1-2 mm) uit in de intercostale spieren tussen de tweede en derde rib met behulp van een microveerschaar. Open de thoracale holte en verdeel de incisie met een schuine tang van 45°.
3. Plaats drie borstterugtrekkingen (1,0-2,5 mm lang) in de incisie voor het openen van de thoracale holte om de visualisatie te verbeteren.
4. Om de aortaboog bloot te leggen, probeer de thymus en het vetweefsel op te tillen en voorzichtig van de boog te scheiden met een fijne punt 45 ° schuine tang.

6. Ligatie van de transversale aorta met de o-ring

1. Leg de aortaboog bloot met een 45° schuine tang in één hand. Plaats met de andere hand de o-ring verbonden met de ligatiehulp via de draden van één zijde (stap 2).
2. Passeer de draden met behulp van het ligatiehulpmiddel onder de aortaboog van de caudale kant naar de schedelzijde van de transversale aorta tussen de brachiocephalische en linker gemeenschappelijke halsslagaders (figuur 3A).
3. Neem beide draden tussen het ligatiehulpmiddel en de aortaboog voorzichtig met de tang. Trek de ligatiehulp in en verwijder deze en plaats de o-ring voorzichtig rond de boog door aan de draden aan elke kant te trekken (figuur 3B).
4. Na succesvolle positionering bevestigt u de o-ring met de draden en een chirurgische knoop. Maak een extra om te voorkomen dat de knoop aan elke kant wordt geopend (figuur 3C).

Figuur 3: Uitvoeren van de o-ringimplantatie. (A) De aortaboog wordt blootgesteld door drie retractoren van 1,0-2,5 mm. Beide lange draden van één ringzijde worden onder de aorta doorgegeven. (B) De o-ring wordt geplaatst door zachtjes op de ring te duwen en aan de draden te trekken. (C) De is o-ring bevindt zich in de juiste positie en één schedeldraad is aan elke kant geknoopt met caudale draad. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

7. Hechting en postoperatief herstel

1. Verwijder de drie borstoprolmechanismen (2,5 mm lang) van de incisie.
2. Verwijder indien nodig de resterende lucht uit de thorax door deze te vullen met een warme 0,9% isotone zoutoplossing.
3. Om de thoraxincisie bloot te leggen voor hechting, neemt u opnieuw twee retractors (5 mm lang) om de huid aan de zijkant te houden.
4. Sluit de thorax met twee of drie 6-0 niet-absorbeerbare hechtingen (zie Materiaaltabel) en knijp de uitstroom van de ventilator gedurende 2 s af om de longen opnieuw op te blazen.
5. Verwijder de twee retractors en sluit de huid met drie tot vijf 4-0- absorbeerbare hechtingen.
6. Schakel de isofluraan en monitor uit. Wanneer het dier zichzelf begint te ademen, bewegen de snorharen en kunnen de teenknijpreflexen worden geactiveerd, de muis uitbannen. Leg de muis aan de linkerkant onder de warmtelamp in zijn verzorgingseenheid en observeer hem totdat hij helemaal wakker is.
7. Laat een dier niet onbeheerd achter totdat het weer voldoende bij bewustzijn is.
   OPMERKING: Een dier dat een operatie heeft ondergaan, moet zijn eigen zorgeenheid (kooi) krijgen voor een beter herstel.
8. Voer pijnbestrijding uit met tramadol (1 mg / ml) in drinkwater gedurende 7 dagen en buprenorfine (0,1 mg / kg, 3x daags) door intraperitoneale injectie gedurende 3 dagen na de operatie indien nodig.
   OPMERKING: Volg de aanbevelingen van de lokale commissie voor dierethiek voor postoperatieve analgesie.
9. Controleer medicatie door de waterflessen dagelijks te wegen en het gedrag van het dier in de gaten te houden.

8. Bevestiging van succesvolle vernauwing en juiste positie van de ring

1. Controleer een dag na de operatie de stenose met behulp van echografie door de maximale stroomsnelheid over de stenose te meten.
2. Gebruik voor metingen echocardiografie met een echografiesysteem en een transducersonde met een frequentie van 30 MHz (zie Materiaaltabel).
3. Zoals hierboven beschreven, onderhoud anesthesie met behulp van een masker op 1,5% -2% isofluraan met 0,5-1,0 l / min van 100% O₂.
4. Plaats het verdoofde dier in rugligging op het verwarmingskussen. Sluit het verwarmingskussen aan op een rectale sonde om de lichaamstemperatuur op 37 °C ± 1 °C te houden en controleer de hartslag met een ECG met behulp van vier muispootsensoren (zie Materiaaltabel).
5. Gebruik voor een betere visualisatie ontharingscrème.
6. Een succesvol uitgevoerde ORAB resulteert in een verhoogde stroomsnelheid over de stenose zoals gemeten door echografie (~ 2.400 mm / s) (figuur 4C). Plaats voor deze meting de transducerkop parasternaal aan de rechterkant van de thorax om de aortaboog te lokaliseren door middel van tweedimensionale (2D) beeldvorming ("B-modus").
   1. Gebruik de kleur Doppler om de bloedstroom in de aorta te visualiseren en meet met de gepulste golf Doppler bloedstroomsnelheid over de stenose.
      OPMERKING: Schijngeoperatiede muizen (controlechirurgie zonder vernauwing) vertonen een bloedstroomsnelheid van ~ 600-900 mm / s. Daarnaast resulteert een succesvolle ORAB ook in een verhoogde snelheidsstroomverhouding tussen de rechter halsslagader (~150 mm/s) (RC, Figuur 4A) en de linker halsslagader (~300 mm/s) LC, Figuur 4B) in de muis.
7. Visualiseer de rechter en linker arteria carotis interna door middel van tweedimensionale (2D) beeldvorming (B-modus). Plaats de transducerkop horizontaal aan de linker- en rechterkant van de nek in een hoek van 45° en gebruik de gepulseerde golf Doppler om de bloedstroomsnelheid te bepalen.
   OPMERKING: Bij schijnmuizen is de snelheidsstroom in beide slagaders vergelijkbaar.

Figuur 4: Bevestiging van transversale aortaligatie met behulp van pulsgolf Dopplersnelheidsmeting in de halsslagaders. (A) Representatieve gepulseerde golf Dopplersnelheidssignalen van de rechter halsslagader. (B) De stenose resulteert in een hogere stroomsnelheid in de rechter halsslagader dan in de linker. (C) De door vernauwing geïnduceerde stenose resulteert in een stroomsnelheid in de dalende aorta van meer dan 2.400 mm/s. Schijnmuizen vertonen een stroomsnelheid van 600-900 mm/s. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Representative Results

Over het algemeen bootst aortabanding menselijke aortastenose na en induceert cardiale hypertrofie bij muizen. Een succesvolle procedure wordt gekenmerkt door hartweefselremodellering weerspiegeld door cardiale hypertrofie en verminderde hartfunctie ^5,6.

Direct 1 dag na de operatie kan het effect van o-ringvernauwing van de transversale aorta in vivo worden bepaald door echocardiografie¹³. Succesvolle inductie van aortastenose wordt aangetoond door verhoogde bloedstroomsnelheid over de stenose in de aorta gemeten door gepulseerde golf Doppler-echografie (figuur 4C). Bovendien bepalen we, zoals hierboven beschreven, de bloedstroomsnelheidsverhouding tussen de rechter en linker interne halsslagaders als een functionele marker van ORAB (figuur 4A, B).

Twee weken na het plaatsen van de 0,4 mm o-ring kan de succesvolle inductie van cardiale hypertrofie worden bepaald door echocardiografie. De tweedimensionale (2D) tijdbewegingsmodus (M-modus) geeft de gevisualiseerde hartstructuren weer terwijl ze gedurende de hartcyclus veranderen. Twee weken na de operatie kunnen verhoogde linkerventrikel (LV) achterwand (LVPW) en interventriculair septum (IVS) diameters in diastole worden waargenomen (figuur 5B). Bovendien kan een progressieve verslechtering van de hartfunctie worden gedocumenteerd door het meten van een verminderde linkerventrikelejectiefractie (LVEF).

Figuur 5: Bevestiging van geïnduceerde cardiale hypertrofie na 2 weken na de operatie door echocardiografie. (A) Representatief M-modus beeld van een schijnbediende muis 2 weken na de operatie. (B) M-mode beeldvorming van een ORAB-geopereerde muis 2 weken na de operatie met verhoogde linkerventrikel achterwand (LVPW) en interventriculair septum (IVS) diameters in diastole. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussion

Op schroefdraad/hechting gebaseerde aortabanding wordt al vele jaren gebruikt om cardiale hypertrofie met drukoverbelasting bij muizen te induceren. Het is een gevestigde methode om de pathomechanismen van cardiale remodellering en ziekteprogressie in vivo te onderzoeken. De beperkingen zijn de relatief hoge variantie in de mate van stenose en bijgevolg de verbouwing. De onlangs geïntroduceerde ORAB-techniek die voor het eerst werd beschreven door Melleby et ^al.10 optimaliseert de conventionele methode door een rubberen o-ring te gebruiken.

Het meest waardevolle voordeel van deze techniek is de vaste diameter van de o-ring, wat leidt tot minder variabiliteit in de mate van de stenose en bijgevolg tot meer reproduceerbare fenotypen van cardiale hypertrofie na de operatie. Een ander voordeel is het sneller leren en gemakkelijker plaatsen in deze methode. Met het op schroefdraad/hechting gebaseerde proces kost het vinden van de juiste mate van ligatie rond de aorta meestal tijd en ervaring. Dit is daarentegen niet in dezelfde mate nodig bij de o-ringbenadering vanwege de vaste diameter of de o-ring.

Open borstchirurgie is een kritiek punt in de ORAB-techniek, die pijnlijk is voor het dier, maar noodzakelijk voor o-ringligatie. Om een beter herstel te bereiken en het optreden van atelectase te voorkomen, is het belangrijk om longletsel te voorkomen en de ventilatie via de beademingsmachine te controleren. Voor de methode op basis van schroefdraad/hechtingen is er de mogelijkheid voor een minimaal invasieve techniek. Bij deze procedure wordt het weefsel verspreid met één tang alleen voor het plaatsen van de draad rond de aorta ^7,13. Het nadeel van deze procedure is echter nog steeds het mogelijke letsel van de aorta als gevolg van de ligatie.

Onlangs rapporteerden Nakao et ^al.9 een vergelijkbare techniek als de ORAB-aanpak. De zogenaamde o-ring-geïnduceerde transversale aortavernauwing (OTAC) wordt uitgevoerd met een mini-stereotomie zonder intubatie. Net als bij deze studie laten de resultaten een hoge reproduceerbaarheid zien. Sternotomie bij muizen kan echter pijnlijker zijn voor dieren dan het verspreiden van het weefsel met retractors.

De unieke ORAB techniek is een verbetering van de op schroefdraad/hechtingen gebaseerde techniek. Met de vaste diameter van de o-ring is de variabiliteit van stenose en daaropvolgende cardiale hypertrofie lager, wat resulteert in meer reproduceerbare resultaten. Bovendien vereist training in de procedure minder muizen. Het lage sterftecijfer van deze methode suggereert dat het een potentieel superieur alternatief is voor het TAC-model voor schroefdraad/hechting.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
1 x long Fixators, 6 cm		18200-01
2 x Blunt Retractors, 5 mm wide		18200-11
2 x Short Fixators, 3 cm		18200-02
2 x fine tip 45° angled forceps	FST (fine sience tools)	11160-10
3 x Blunt Retractors, 2.5 mm wide		18200-10
3 x Retractor Wires		18200-05
4-0 absorbable suture (Vicryl)	ETHICON	SABBKLT0	Used to suture skin
6-0 suture (Prolene), needle size:13 mm	ETHICON	JDP879	Used to suture chest muscle
8-0 suture (Prolene), needle size: 6.5 mm	ETHICON	RHBECH	Used to fast the Ring
Anesthetizing Box, Small	Havard apparatus	50-0108
C57BL/6N mice	Charles River
Fluosorber Activated Charcoal Filter Canister	Havard apparatus	34-0415	Used to induce and maintain anesthesia
Handmade laryngsopcope			Intubationshelp
Harvard Apparatus Anesthetic Vaporizer	Havard apparatus		Used to induce and maintain anesthesia
Heating pad + rectal probe (LSI Letica Scientific Instruments:Temperature control unit HB 101/2 )	Panlab/ Havard apparatus		Used to control and maintain body temperature
i.v. cannula blue 22-gauge (Vasofix Braunüle 0.9 x 25 mm)	B/Braunsharing Expertise	4268091B	intubation
isofluran	Baxter		Anesthesia
Kodan (betadine solution)	Schülke	20003960-A	Desinfection
ligation aid	FST (fine sience tools)	18062-12	Used to perform liagtion with O-ring
Microscope Lighting: Schott VisiLED Set MC1500/S80-55 (+ controller)	SCHOTT		Ligth
Microscope camera (Leica IC80 HD)	Leica		Used for visualiation operating field
MiniVac Complete Anesthesia Systems for small rodents	Havard apparatus	75-0233	Used to induce and maintain anesthesia
Mouse Ventilator MiniVent Type 845	Havard Apparatus	73-0044	Used to ventilation during surgery
Needle holder	FST (fine sience tools)	TE-10804
O-ring, non-slip rubber (0.0018 mm x 0.020 mm)	Apple Rubber Products		Liagtion of the aortic arch
Scissors	FST (fine sience tools)	14040-09	Used to cut the skin and threads
Small Animal Retraction System (Kit for Animals up to 200 g)	FST (fine sience tools)	18200-20
Small Base Plate, 20 x 30 cm		18200-03
Table intgerated with heating pad + rectal probe + ECG and  transducer tripod	FujiFilm Visual Sonics Imaging System		Echocardiography
Temgesic (Buprenorphin)	Indivior UK Limited	997.00.00	Pain pre-medication
three-way stop cock (blue)
Tramal (Tamadol)	Grünental		Pain post-medication
transducer probe MS400 (Visual Sonics)	FujiFilm Visual Sonics Imaging System		Echocardiography
Ultrasound system with cardioligy package	FujiFilm Visual Sonics Imaging System		Echocardiography
Vannas Spring Scissors - 2.5 mm Cutting Edge	FST (fine sience tools)	15000-08	Used to cut intercostal chest muscle
vet ointment	Bepanten		Used to prevent eyes from drying out