Summary

Bioprintmetode med høy gjennomstrømning for modellering av vaskulær permeabilitet i standard seks-brønns plater med størrelses- og mønsterfleksibilitet

Published: August 16, 2024
doi:

Summary

Vi presenterer en protokoll for høykapasitetsproduksjon av vaskulære kanaler med fleksible størrelser og ønskede mønstre på en standard seks-brønns plate ved hjelp av 3D-bioprintteknologi, referert til som vessels-on-a-plate (VOP). Denne plattformen har potensial til å fremme utviklingen av terapier for lidelsene forbundet med kompromittert endotel.

Abstract

Vaskulær permeabilitet er en nøkkelfaktor i utviklingen av terapier for lidelser assosiert med kompromittert endotel, som endoteldysfunksjon i koronararterier og nedsatt funksjon av blod-hjerne-barrieren. Eksisterende fabrikasjonsteknikker replikerer ikke tilstrekkelig den geometriske variasjonen i vaskulære nettverk i menneskekroppen, noe som i vesentlig grad påvirker sykdomsprogresjonen; Dessuten involverer disse teknikkene ofte flertrinns fabrikasjonsprosedyrer som hindrer produksjonen med høy gjennomstrømning som er nødvendig for farmakologisk testing. Denne artikkelen presenterer en bioprinting-protokoll for å lage flere vaskulære vev med ønskede mønstre og størrelser direkte på standard seks-brønns plater, og overvinne eksisterende oppløsnings- og produktivitetsutfordringer innen bioprintteknologi. En forenklet fabrikasjonstilnærming ble etablert for å konstruere seks hule, perfusable kanaler i en hydrogel, som deretter ble foret med humane navleveneendotelceller for å danne et funksjonelt og modent endotel. Den datastyrte naturen til 3D-bioprinting sikrer høy reproduserbarhet og krever færre manuelle fabrikasjonstrinn enn tradisjonelle metoder. Dette fremhever VOPs potensial som en effektiv plattform med høy gjennomstrømning for modellering av vaskulær permeabilitet og fremme legemiddeloppdagelse.

Introduction

Det vaskulære nettverket i hele menneskekroppen fungerer som en avgjørende transportbarriere ved dynamisk å regulere utvekslingen av molekyler og celler mellom blodet og omkringliggende vev. Denne reguleringen er avgjørende for å forhindre vevsødem og muliggjøre selektiv nærings- og celleutveksling, og dermed støtte vevsmetabolisme og homeostase1. Endret endotelpermeabilitet, en faktor i mange helsetilstander, påvirker både sykdommens alvorlighetsgrad og behandlingseffekt2. Vaskulært endotel fungerer som en selektiv barriere, som letter overføringen mellom kar, vev og organer. Denne reguleringen involverer flere mekanismer, for eksempel grunnleggende filtrering av oppløste stoffer og små molekyler, tilsiktet forstyrrelse av den vaskulære barrieren og påvirkning av molekyler som prostaglandiner og vekstfaktorer på permeabilitetsnivåer3.

Nøkkelfaktorer i denne reguleringen inkluderer endotelcellekryss, migrasjon av leukocytter og funksjonaliteten til blod-hjerne-barrieren4. Gitt kompleksiteten, varierer prosessen på tvers av forskjellige miljøer, involverer ulike blodkartyper og bruker distinkte anatomiske veier. Å forstå det biologiske grunnlaget for vaskulær permeabilitet er avgjørende for å utvikle terapeutiske tilnærminger for å behandle tilstander assosiert med unormal vaskulær permeabilitet. Å opprettholde vaskulær permeabilitet er avgjørende for helsen til det vaskulære systemet og omkringliggende vev; følgelig fører svekkelse av denne funksjonen til endoteldysfunksjon, en tilstand der endotelet mister sin normale funksjonalitet.

Endoteldysfunksjon er en forløper til flere utbredte menneskelige sykdommer, inkludert hypertensjon, koronarsykdom, diabetes og kreft 5,6,7. Denne tilstanden kan presentere seg på flere måter, inkludert redusert vasodilatasjon, økt karpermeabilitet og en tendens til en pro-inflammatorisk tilstand. Denne patologiske tilstanden er det tidligste stadiet av flere kritiske kardiovaskulære problemer, som koronararteriesykdom, hjerneslag og perifer arteriesykdom8, som fortsetter å være de viktigste årsakene til dødelighet i USA1. Endoteldysfunksjon påvirker kardiovaskulær helse så vel som blod-hjerne-barrieren (BBB) og spiller en viktig rolle i utviklingen av ulike nevrologiske lidelser. Dysfunksjon kan øke BBB-permeabiliteten, og dermed tillate giftstoffer, patogener og immunceller å infiltrere i sentralnervesystemet og bidra til nevrologiske lidelser som hjerneslag, Alzheimers sykdom, multippel sklerose og hjerneinfeksjoner9.

Endoteldysfunksjon ved diabetes er preget av endotelets kompromitterte evne til å regulere vaskulær tone og produsere vasodilatatormediatorer, slik som nitrogenoksid, noe som fører til nedsatt vasodilatasjon10. Denne tilstanden forverres av hyperglykemi-induserte veier som proteinkinase C-aktivering og oksidativt stress, noe som bidrar betydelig til progresjonen av diabetisk vaskulær sykdom11. Videre har et inflammatorisk miljø vist seg å forbedre tumorcelleadhesjon til hjernens mikrovaskulære endotelceller, mens et lekk endotel har blitt rapportert å være en viktig faktor i kreftmetastase12,13. Geometrien til blodkar har vist seg å direkte påvirke metastaser av hjernekreft. Tumorceller fester seg fortrinnsvis til områder med større blodkarkrumning7. Dette funnet understreker viktigheten av vaskulær geometri i kreftmetastaser. Enda viktigere, ved tilstander som fibrose og kreft, spiller forstyrret endotelbarrierefunksjon ikke bare en rolle i sykdomsutviklingen, men hindrer også behandlingseffektiviteten ved å hindre tilstrekkelig medikamentlevering14. Forskning på vaskulær permeabilitet er avgjørende for å fremme behandling av hjerte- og karsykdommer og gi innsikt i håndtering av andre sykdommer som involverer kompromittert vaskulær funksjon.

Gitt den avgjørende rollen til vaskulær permeabilitet i helse og sykdom, har betydelig forskning fokusert på å undersøke den selektive naturen til endotelbarrieren for terapeutisk utvikling ved å bruke dyremodeller, sammen med tradisjonelle 2D- og 3D in vitro-testplattformer. Dyremodeller har imidlertid begrensninger på grunn av artsspesifikke forskjeller og etiske problemstillinger, samt høye kostnader15,16. For eksempel uttalte Pfizer i 2004 at de i løpet av de siste 10 årene hadde brukt over 2 milliarder dollar på legemiddelutvikling som viste lovende effekter i dyremodeller, men til slutt mislyktes i avanserte menneskelige testtrinn17. Dessuten etterligner ikke tradisjonelle 2D-modeller nøyaktig den tredimensjonale (3D) arkitekturen og den komplekse geometriske strukturen til vaskulære kanaler.

Med fremskritt innen biofabrikasjonsteknologier har omfattende innsats vært rettet mot å produsere vaskulære kanaler samtidig som 3D-arkitektur rekapituleres. Vaskulære kanaler i mikroskala kan effektivt produseres i mikrofluidiske brikker ved å bruke myk litografi, og gir dermed en fordel med sanntidsanalyse18,19. Alternative metoder, som hydrogelstøping eller innpakning av celleark rundt en form eller dorn, kan brukes til å lage frittstående rørformede strukturer med ønsket diameter20,21. Disse metodene har imidlertid begrensninger; For eksempel er mikrofluidiske brikker begrenset til mikrokanalkonfigurasjoner, og hydrogelstøping rundt en form replikerer ikke effektivt flere geometrier.

Med fremveksten av 3D-bioutskriftsteknologi22 har det blitt mulig å replikere komplekse geometrier ved nøyaktig å avsette forskjellige ekstracellulære matrisebaserte (ECM)-baserte hydrogelmaterialer 23,24. Noen bioprintingsmetoder, for eksempel de som bruker konsentrisk anordnede dyser, for eksempel koaksial og triaksial25,26, kan ikke lage todelte rør; Imidlertid kan komplekse strukturer oppnås med offermønstermetoder27. Ingen av disse bioprintmetodene har vist seg å muliggjøre in vitro-modellering med høy gjennomstrømning – et avgjørende krav for farmakologisk forskning innen legemiddeloppdagelse. Her presenterer vi en metode for effektiv fremstilling av endoteliserte vaskulære kanaler med effektiv kontroll over dimensjoner.

Vi etablerte en enkel tilnærming ved å bruke kommersielt tilgjengelige seks-brønns plater, kombinert med en offermønstermetode der en bioprinter produserer vaskulære kanaler av ønskede størrelser og mønstre i en ECM-hydrogel. Humane navleveneendotelceller (HUVEC) ble sådd for å endotelisere disse kanalene og evaluere funksjonaliteten til endotel gjennom en permeabilitetsanalyse. Denne designen muliggjør pumpeløs perfusjon ved å lage mediereservoarer på begge sider av kanalen og bruker gravitasjonsdrevet strømning ved hjelp av en ofte brukt 2D-vippe for å etterligne den dynamiske kulturen. Denne tilnærmingen eliminerer behovet for peristaltiske pumper og letter skalerbarheten til denne plattformen for applikasjoner med høy gjennomstrømning. Den datastyrte naturen til 3D-bioprintingsteknologi effektiviserer også fabrikasjonsprosessen, og reduserer dermed sannsynligheten for feil under produksjonen. VOP-modellen viser lovende som et verdifullt verktøy for farmakologisk testing i legemiddeloppdagelse.

Protocol

1. Generering av G-kode for bioprinteren For å generere og visualisere utskriftsbanen, besøk et online G-kodesimuleringsverktøy (f.eks. Klikk på Ny fil ikonet på grensesnittet for å opprette en ny G-kodefil. Generer en utskriftsbane ved å manuelt skrive G-kodekommandoene for offerkanalen og silisiumkammeret. Bruk dimensjonene til en standard plate med seks brønner som referanse for å lage geometrien.MERK: G-kode…

Representative Results

VOP-plattformen, med fleksibilitet i størrelse og mønster, ble produsert med et bioprintsystem med flere hoder. Kanaler, både hule og i stand til perfusjon, ble sådd med HUVEC-er for å lette endotelisering og ble deretter vurdert med en permeabilitetsanalyse (figur 1A). For å demonstrere produksjonsevnen til denne metoden i flere skalaer, skrev vi ut tre forskjellige konfigurasjoner: rett, todelt og kronglete (figur 1B). G…

Discussion

Ved å dra nytte av presisjonen, automatiseringen og den datastyrte naturen til 3D-bioutskriftsteknologi, etablerte vi en strømlinjeformet metode for å fremstille vaskulære kanaler i standard seks-brønns plater, som ble valgt for deres kompatibilitet med kommersielle mikroplatelesere og mikroskopavbildningsoppsett. Platens design kan romme kanaler i flere størrelser og et tilstrekkelig volum av medier for vekst av større kanaler samtidig som den reduserer den nødvendige frekvensen…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av National Research Foundation of Korea (NRF) tilskudd finansiert av Koreas regjering (departementet for vitenskap og IKT, MSIT) [nr. NRF-2019R1C1C1009606; Nr. 2020R1A5A8018367; og nei. RS-2024-00423107]. Denne forskningen ble støttet av Bio and Medical Technology Development Program av NRF-tilskuddene finansiert av MSIT [nr. NRF-2022M3A9E4017151 og nr. NRF-2022M3A9E4082654]. Dette arbeidet ble støttet av Technology Innovation Program [nr. 20015148] og Alchemist-prosjektet [nr. 20012378] finansiert av departementet for handel, industri og energi (MOTIE, Korea). Dette arbeidet ble også støttet av Korea Institute of Planning and Evaluation for Technology in Food, Agriculture and Forestry (IPET) gjennom Agriculture and Food Convergence Technologies Program for Research Manpower development, finansiert av departementet for landbruk, mat og landlige anliggender (MAFRA) [nr. RS-2024-00397026].

Materials

10 mL Serological Pipette SPL SPL 91010
10 mL syringe  Shinchang Medical
15 mL conical tube SPL 50015
3D Bioprinter  T&R Biofab 3DX-Printer
6-well plate  SPL 37206
Biological Safety Cabinets CHC LAB PCHC-777A2-04, 
Brightfield Inverted Microscopes Leica DMi1
Cell Counting Kit (CCK8) GlpBio GK10001
Cell Counting Kit (CCK8) GlpBio GK10001
Cell Culture Flask 75T SPL 70075
Corning Matrigel Growth Factor Reduced (GFR) Basement Membrane Matrix, LDEV-free, 10 mL Corning 354230
Distilled water
DMEM/F12 Gibco 11320033
DMSO, Cell Culture Grade Sigma aldrich D2438
Dow-Corning, PDMS-Sylgard 184a Kit DOW DC-184
DOWSIL SE 1700 Clear W/C 1.1 KG Kit  DOW 2924404
D-PBS – 1x Welgene LB001-01
Endothelial Cell Growth Medium MV 2 (Ready to use) Promocell C-22022
Eppendorf Micro pipette(1000,200,100,20,10) eppendorf
Ethyl Alcohol 99.9% Duksan D5
Excel Microsoft
Fibrinogen from bovine plasma Sigma Aldrich F8630-1G
FITC Dextran 70 kDa Sigma Aldrich 46945-100MG-F
Fluorescent beads (1.0 μm, green) Sigma Aldrich L1030-1ML
GelMA-powder (Gelatin methacrylate) 50 g 3D Materials  20JT29
Gibco, Recovery Cell Culture Freezing Medium, 50 mL Gibco
HUVECs (Human Umbillical Vein Endothelial Cells) Promocell
ImageJ software NIH
Incubator Thermo SCIENTIFIC Forma STERI-CYCLE i160 CO2 Incubator
Invitrogen, Live/dead viability/cytotoxicity Kit (for mammalian cells) Thermo Fisher L3224
Lithium Phenyl (2,4,6-trimethylbenzoyl) phosphate powder  Tokoyo Chemical Industry CO. 85073-19-4 
Marienfeld Superior, Counting chamber cover Marienfeld Superior
Marienfeld Superior, Hemocytometer, cell counting chamber Marienfeld Superior HSU-0650030
Microcentrifuge eppendorf Centrifuge 5920 R
NCViewer.com
Nitrogen tank WORTHINGTON INDUSTRIES LS750
Omnicure UV Laser EXCELITAS SERIES 1500
Parafilm M amcor PM-996
Penicillin-Streptomycin Solution (100x) GenDEPOT CA005-010
Planetary Mixer THINKY CORPORATION, japan ARE-310
Plasma treatment machine FEMTO SCIENCE CUTE-1MPR
Pluronic F-127 Sigma aldrich P2443-250G
Pre-made buffer, (P2007-1) 10x PBS Biosesang PR4007-100-00
Reagent storage cabinet ZIO FILTER TECH SC2-30F-1306D1-BC
Real time Live cell Imaging Microscope Carl ZEISS
Refrigerator SAMSUNG RT50K6035SL
ROCKER 2D digital IKA 4003000
Scoop-Spatula CacheBy SL-SCO7001-EA
sigma,Trypsin-EDTA solition, 0.25% Sigma aldrich T4049-100ML
Sodium Dodecyl Sulfate (SDS) Thermo Fisher scientific 151-21-3
Syringe Barrel Tip Cap FISNAR 3051806
Tally counter Control Company  C23-147-050
Tapered Nozzle (18 G) Mushashi TPND-18G-U
Tapered Nozzle (22 G) Mushashi TPND-22G-U
Tapered nozzle 20 G Musashi TPND-20G-U
Thrombin from bovine plasma Sigma Aldrich T7326-1KU
Timer, 4-channel ETL SL.Tim3005
Trypan Blue Solution 0.4% Gibco 15250061
Trypsin Neutralizing Solution Promocell C-41120
UG 24 mL UG ointment jar Yamayu No. 3-53
UG 58 mL UG ointment jar Yamayu No. 3-55
Water Bath DAIHAN Scientific WB-11
Weight machine Sartorius bce2241-1skr

References

  1. O’Connor, C., Brady, E., Zheng, Y., Moore, E., Stevens, K. R. Engineering the multiscale complexity of vascular networks. Nat Rev Mater. 7 (9), 702-716 (2022).
  2. Claesson-Welsh, L., Dejana, E., McDonald, D. M. Permeability of the Endothelial Barrier: Identifying and Reconciling Controversies. Trends Mol Med. 27 (4), 314-331 (2021).
  3. Claesson-Welsh, L. Vascular permeability-the essentials. Ups J Med Sci. 120 (3), (2015).
  4. Wautier, J. -. L., Wautier, M. -. P. Vascular Permeability in Diseases. Int. J. Mol. Sci. 23 (7), (2022).
  5. Higashi, Y., Kihara, Y., Noma, K. Endothelial dysfunction and hypertension in aging. Hypertens Res. 35 (11), (2012).
  6. Gallo, G., Volpe, M., Savoia, C. Endothelial dysfunction in hypertension: current concepts and clinical implications. Front Med (Lausanne). 8, 798958 (2022).
  7. Park, W., Lee, J. -. S., Gao, G., Kim, B. S., Cho, D. -. W. 3D bioprinted multilayered cerebrovascular conduits to study cancer extravasation mechanism related with vascular geometry. Nat Commun. 14 (1), 7696 (2023).
  8. Sun, H. -. J., Wu, Z. -. Y., Nie, X. -. W., Bian, J. -. S. Role of endothelial dysfunction in cardiovascular diseases: the link between inflammation and hydrogen sulfide. Front Pharmacol. 10, 1568 (2020).
  9. Yuan, Y., Sun, J., Dong, Q., Cui, M. Blood-brain barrier endothelial cells in neurodegenerative diseases: Signals from the "barrier.". Front Neurosci. 17, 1047778 (2023).
  10. Hadi, H. A., Suwaidi, J. A. Endothelial dysfunction in diabetes mellitus. Vasc Health Risk Manag. 3 (6), 853-876 (2007).
  11. De Vriese, A. S., Verbeuren, T. J., Van de Voorde, J., Lameire, N. H., Vanhoutte, P. M. Endothelial dysfunction in diabetes. Br J Pharmacol. 130 (5), 963-974 (2000).
  12. Wang, K., et al. Inflammatory environment promotes the adhesion of tumor cells to brain microvascular endothelial cells. Front Oncol. 11, 691771 (2021).
  13. Tiwary, S., et al. Metastatic brain tumors disrupt the blood-brain barrier and alter lipid metabolism by inhibiting expression of the endothelial cell fatty acid transporter Mfsd2a. Sci Rep. 8 (1), 8267 (2018).
  14. Chauhan, V. P., Stylianopoulos, T., Boucher, Y., Jain, R. K. Delivery of molecular and nanoscale medicine to tumors: transport barriers and strategies. Annu Rev Chem Biomol Eng. 2 (1), 281-298 (2011).
  15. Van Norman, G. A. Limitations of animal studies for predicting toxicity in clinical trials: Is it time to rethink our current approach. JACC Basic Transl Sci. 4 (7), 845-854 (2019).
  16. Morgan, S. J., et al. Use of animal models of human disease for nonclinical safety assessment of novel pharmaceuticals. Toxicol Pathol. 41 (3), 508-518 (2013).
  17. Can Pfizer deliver. MIT Technology Review Available from: https://www.technologyreview.com/2004/02/01/233321/can-pfizer-deliver/ (2004)
  18. Raasch, M., et al. Microfluidically supported biochip design for culture of endothelial cell layers with improved perfusion conditions. Biofabrication. 7 (1), 015013 (2015).
  19. Xu, Z., et al. Design and construction of a multi-organ microfluidic chip mimicking the in vivo microenvironment of lung cancer metastasis. ACS Appl Mater Interfaces. 8 (39), 25840-25847 (2016).
  20. Strobel, H. A., et al. Assembly of tissue-engineered blood vessels with spatially controlled heterogeneities. Tissue Eng Part A. 24 (19-20), 1492-1503 (2018).
  21. Atchison, L., Zhang, H., Cao, K., Truskey, G. A. A Tissue engineered blood vessel model of Hutchinson-Gilford Progeria Syndrome using human iPSC-derived smooth muscle sells. Sci Rep. 7 (1), 8168 (2017).
  22. Ronaldson-Bouchard, K., Vunjak-Novakovic, G. Organs-on-a-Chip: A fast track for engineered human tissues in drug development. Cell Stem Cell. 22 (3), 310-324 (2018).
  23. Gold, K. A., et al. 3D bioprinted multicellular vascular models. Adv Healthc Mater. 10 (21), 2101141 (2021).
  24. Tabriz, A. G., Hermida, M. A., Leslie, N. R., Shu, W. Three-dimensional bioprinting of complex cell laden alginate hydrogel structures. Biofabrication. 7 (4), 045012 (2015).
  25. Gao, G., et al. Tissue engineered bio-blood-vessels constructed using a tissue-specific bioink and 3D coaxial cell printing technique: a novel therapy for ischemic disease. Adv. Funct. Mater. 27 (33), 1700798 (2017).
  26. Cho, W. -. W., Ahn, M., Kim, B. S., Cho, D. -. W. Blood-lymphatic integrated system with heterogeneous melanoma spheroids via in-bath three-dimensional bioprinting for modelling of combinational targeted therapy. Adv Sci (Weinh). 9 (29), 2202093 (2022).
  27. Kolesky, D. B., et al. 3D bioprinting of vascularized, heterogeneous cell-laden tissue constructs. Adv Mater. 26 (19), 3124-3130 (2014).
  28. Polacheck, W. J., Kutys, M. L., Tefft, J. B., Chen, C. S. Microfabricated blood vessels for modeling the vascular transport barrier. Nat Protoc. 14 (5), 1425-1454 (2019).
  29. Li, H., et al. Expanding sacrificially printed microfluidic channel-embedded paper devices for construction of volumetric tissue models in vitro. Biofabrication. 12 (4), 045027 (2020).
  30. Gao, G., Park, J. Y., Kim, B. S., Jang, J., Cho, D. Coaxial cell printing of freestanding, perfusable, and functional in vitro vascular models for recapitulation of native vascular endothelium pathophysiology. Adv Healthc Mater. 7 (23), 1801102 (2018).
  31. Farasatkia, A., Kharaziha, M., Ashrafizadeh, F., Salehi, S. Transparent silk/gelatin methacrylate (GelMA) fibrillar film for corneal regeneration. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 120, 111744 (2021).
  32. Duong, V. T., et al. Double-layered blood vessels over 3 mm in diameter extruded by the inverse-gravity technique. Biofabrication. 15 (4), 045022 (2023).
  33. Luo, L., et al. Application of bioactive hydrogels combined with dental pulp stem cells for the repair of large gap peripheral nerve injuries. Bioact Mater. 6 (3), 638-654 (2021).
  34. Zhu, M., et al. Gelatin methacryloyl and its hydrogels with an exceptional degree of controllability and batch-to-batch consistency. Sci Rep. 9 (1), 6863 (2019).
  35. Wang, Y., et al. Development of a photo-crosslinking, biodegradable GelMA/PEGDA hydrogel for guided bone regeneration materials. Materials. 11 (8), 1345 (2018).
  36. Han, Y., et al. Biomimetic injectable hydrogel microspheres with enhanced lubrication and controllable drug release for the treatment of osteoarthritis. Bioact Mater. 6 (10), 3596-3607 (2021).
  37. Bupphathong, S., et al. Gelatin methacrylate hydrogel for tissue engineering applications-a review on material modifications. Pharmaceuticals. 15 (2), 171 (2022).
  38. Wu, Z., et al. Microfluidic printing of tunable hollow microfibers for vascular tissue engineering. Adv Mater Technol. 6 (8), 2000683 (2021).
  39. Medina-Leyte, D. J., Domínguez-Pérez, M., Mercado, I., Villarreal-Molina, M. T., Jacobo-Albavera, L. Use of human umbilical vein endothelial cells (HUVEC) as a model to study cardiovascular disease: a review. Appl. Sci. 10 (3), 938 (2020).
  40. Khattak, S. F., Bhatia, S. R., Roberts, S. C. Pluronic F127 as a cell encapsulation material: utilization of membrane-stabilizing agents. Tissue Eng. 11 (5-6), 974-983 (2005).
  41. Jia, W., et al. Direct 3D bioprinting of perfusable vascular constructs using a blend bioink. Biomaterials. 106, 58-68 (2016).
  42. Kim, S. -. J., et al. Bioprinting methods for fabricating in vitro tubular blood vessel models. Cyborg Bionic Syst. 4, 0043 (2023).
  43. Maji, S., Lee, M., Lee, J., Lee, J., Lee, H. Development of lumen-based perfusable 3D liver in vitro model using single-step bioprinting with composite bioinks. Mater Today Bio. 21, 100723 (2023).
  44. Pauty, J., et al. A vascular permeability assay using an in vitro human microvessel model mimicking the inflammatory condition. Nanotheranostics. 1 (1), 103-113 (2017).
  45. van Duinen, V., et al. 96 perfusable blood vessels to study vascular permeability in vitro. Sci Rep. 7 (1), 18071 (2017).
  46. Pink, D. B. S., Schulte, W., Parseghian, M. H., Zijlstra, A., Lewis, J. D. Real-time visualization and quantitation of vascular permeability in vivo: implications for drug delivery. PLoS ONE. 7 (3), e33760 (2012).
  47. Filippi, M., et al. Perfusable biohybrid designs for bioprinted skeletal muscle tissue. AAdv Healthc Mater. 12 (18), 2300151 (2023).
  48. Zhang, F., Lin, D. S. Y., Rajasekar, S., Sotra, A., Zhang, B. Pump-less platform enables long-term recirculating perfusion of 3D printed tubular tissues. Adv Healthc Mater. 12 (27), 2300423 (2023).

Play Video

Cite This Article
Ahmad, A., Zobaida Akter, M., Kim, S., Choi, Y., Yi, H. High-Throughput Bioprinting Method for Modeling Vascular Permeability in Standard Six-well Plates with Size and Pattern Flexibility. J. Vis. Exp. (210), e66676, doi:10.3791/66676 (2024).

View Video