Özet

Fare vizyonu değerlendirmek için görsel stimuli Looming kullanma

Published: June 13, 2019
doi:

Özet

Fare vizyonu incelemek için, biz bir giderek test yaptı. Fareler tavan üzerinde bir monitör ile büyük bir kare arenada yerleştirildi. Giderek yükselen görsel uyarıcı, farelerde sürekli olarak donma veya uçuş reaksiyonlarını uyarmaktadır.

Abstract

Merkezi sinir sistemindeki görsel sistem çeşitli görsel sinyalleri işler. Genel yapı retinadan görsel korteks için lateral genikulat Kernel aracılığıyla karakterize olmasına rağmen, sistem karmaşıktır. Hücresel ve Moleküler çalışmalar, görsel işleme ve uzatma, hastalık mekanizmaları ile ilgili mekanizmaları aydınlatmak yapılmıştır. Bu çalışmalar yapay görsel sistemlerin gelişmesine katkıda bulunabilir. Bu çalışmaların sonuçlarını doğrulamak için davranışsal vizyon testi gereklidir. Burada, biz ortaya çıktığı stimülasyon deneyi nispeten basit bir kurulum gerektiren güvenilir bir fare görme testi olduğunu göstermektedir. Yaklaşan deney bir köşede bir barınak ve tavan üzerinde bulunan bir bilgisayar monitörü ile büyük bir muhafazada yapılmıştır. Bilgisayar monitörü yanında konumlandırılmış bir CCD kamera fare davranışını gözlemlemek için hizmet vermiştir. 10 dakika boyunca kasaya yerleştirilen bir fare ve çevreyi keşfetmek için izin verildi. Ardından, monitör 10 kez bir program-türeyen uyaran yansıtılır. Fare ya dondurarak ya da gizleme yere kaçan uyaranlara yanıt verdi. Fare davranışı önce ve sonra yaklaşan uyaranlara kaydedildi ve video hareket izleme yazılımı kullanılarak analiz edildi. Fare hareketinin hızı önemli ölçüde artarak uyaranlara sonra değiştirildi. Bunun aksine, kör farelerde hiçbir reaksiyon görülmemiştir. Sonuçlarımız, basit giderek yükselen denemenin fare vizyonu için güvenilir bir test olduğunu göstermektedir.

Introduction

Görsel sistem retinada başlar, burada görsel sinyaller photoreceptors tarafından yakalanan, bipolar hücrelere kanalize (2ND-sipariş nöronlar), ve nihayet ganglion hücrelere geçti (3RD-sipariş nöronlar). Retina 2ND-ve 3RD-sipariş nöronların renk, hareket veya şekil gibi görsel sinyalizasyon belirli yönlerini iletmek birden fazla nöral yollar oluşturmak için düşünülmektedir. Bu farklı görsel özellikleri lateral genikulat çekirdeği ve görsel korteks geçirilir. Buna karşılık, göz hareketine yol açan görsel sinyaller üstün colliculus ‘a gönderilir. Klasik olarak, iki retino-kortikal yolları tespit edilmiştir: magnocellular ve parvocelüler yollar. Bu yollar, sırasıyla hareketli ve sabit nesneleri kodlamak ve onların varlığı paralel işleme1,2,3,4,5, temel kavramı deleriyor 6‘ ya kadar. Son zamanlarda, 15 ‘ den fazla Bipolar hücreler7,8,9,10,11 ve ganglion hücreleri12,13,14 türleri ,15,16 primat Retina dahil olmak üzere birçok türün retinasında bildirilmiştir. Bu hücreler sadece morfolojik yönleri tarafından değil, aynı zamanda farklı işaretçileri ve genler ifade tarafından ayırt edilir8,10,17,18, çeşitli özellikleri düşündürmektedir görsel sinyaller, başlangıçta beklenenden daha karmaşık olan paralel olarak işlenir.

Hücresel ve moleküler teknolojiler, görsel işleme ve anormal görsel işlemeden kaynaklanan potansiyel hastalık mekanizmaları anlayışımıza katkı sağladı. Böyle bir anlayış yapay gözler gelişimine katkıda bulunabilir. Hücresel muayene ve analiz, hücresel düzeyde derinlemesine bilgi sunmasına karşın, davranış deneylerinin ve hücresel deneylerin bir kombinasyonu, dakika görsel süreçlerin mevcut anlayışımızı önemli ölçüde artıracaktır. Örneğin, Yoshida ve al.19 yıldız patlaması amacrin hücrelerinin fare retinasında hareket algılama için anahtar nöronlar olduğunu bulundu. Hücresel deneylerin ardından, yıldız patlaması amacrin hücrelerinin işlevsiz olduğu mutant fareleri göstermek için optokinetik nistagmus (okn) davranışsal deneyi, hareket eden nesnelere yanıt vermedi, böylece kendi hücresel Sondajları. Buna ek olarak, Pearson ve al.20 , fare retinasında fotoreceptor transplantasyonu yapılarak hastalıklı fareler üzerinde vizyon geri yüklenir. Onlar sadece hücresel deneyler, ama aynı zamanda optomotor yanıt kayıtları ve su labirent görevleri kullanımı ile bu nedenle Pearson ve al. nakledilmiş fotoreseptör önceden kör vizyon restore doğrulamak için sağlayan fare davranışını ölçüldü Fare. Birlikte alınan, davranış deneyler fare vizyonu değerlendirmek için güçlü araçlar vardır.

Fare görme ölçmek için birden fazla yöntem mevcuttur. Bu yöntemlerin avantajları ve sınırlamaları vardır. In vivo erg fare retinası, özellikle fotoreseptör ve on Bipolar hücreler, uygun ışık uyaranlara yanıt olup olmadığını hakkında bilgi sağlar. ERG skotopik veya fotopik koşullar altında ya test edilebilir21,22. Ancak, ERG,23çıkış ölçümü etkileyebilecek anestezi gerektirir. Optokinetik refleks (OKR) veya optomotor tepkisi (OMR), fare görme fonksiyonel bileşenleri kontrast hassasiyeti ve uzamsal çözünürlüğü değerlendirmek için sağlam bir yöntemdir. Ancak, OKR fare kafatası24bir sabitleme cihazı eklemek için ameliyat gerektirir. OMR ne ameliyat ne de fare eğitimi gerektirir; Ancak, bir deneme subjektif bir optik davul 25,26bir hareketli ızgarasına yanıt olarak ince fare kafası hareketlerini algılamak için izin vermek için eğitim gerektirir. Öğrenci ışık refleks önlemler öğrenci daralma yanıt olarak ışık uyaranlara, hangi anestezi gerektirmez ve sergiler objektif ve sağlam tepkiler 19. Öğrenci refleks Retina ışık tepkisi simüle rağmen, refleks esas olarak aydınlatılmış Retina ganglion hücreleri (ıprgcs) 27tarafından aracılık edilir. Iprgcs RGCs küçük bir azınlık temsil çünkü ve geleneksel görüntü oluşturan ganglion hücreleri olarak hizmet yok, bu ölçüm ganglion hücrelerinin çoğunluğu ile ilgili bilgi sağlamaz.

Yaklaşan ışık deneyi daha önce fare görme ölçmek için büyük bir test olarak kabul edilmedi. Ancak, aynı zamanda fare28,29, zebra balığı30, Locust31,32ve Human33,34gibi çeşitli türler arasında sağlam ve güvenilir bir vizyon testi, 35. önemlisi, yaklaşan deney görüntü şekillendirme yolu test etmek için sadece birkaç yöntem biridir-bir refleks yolu değildir-görsel ve merkezi sinir sisteminde limbik sistemleri bu devre36dahil edilir verilen, 37,38. Biz bir ortaya çıkaran görsel uyarıcı sistemi kurduk ve fare, fare görsel sistemin bozulmamışlığının değerlendirmek için bir proxy olarak kullanmak hareket algılama konusunda yeteneğini göstermiştir.

Protocol

Tüm deneyler ve hayvan bakımı Wayne State Üniversitesi ‘nde kurumsal hayvan bakımı ve kullanım komiteleri tarafından onaylanmış protokole uygun olarak yapılmıştır (protokol No. 17-11-0399). 1. deney hazırlığı Görsel uyaranlara sunum sırasında fareyi ev için dikdörtgen bir açık kapak muhafaza oluşturun. Alüminyum çerçeveleme ve PVC paneller kullanılarak 40 cm x 50 cm x 33 cm ‘lik bir muhafaza inşa ettik (Şekil 1a, B…

Representative Results

Sağlıklı gözler ile bir fare muhafaza yerleştirilir ve 10 dakika boyunca gelmesini için izin verildi. Tavan monitörünün bulunduğu arenada mesopik ışık koşulları (7 x 105 foton/μm2/s) altında tutuldu. Aklimasyon döneminde, fare alanı inceledi ve bir sığınak olarak opak kubbe bulundu. Fare sığınma evden taşındığında, video yakalama başladı, görsel Stimulus başlangıcı izledi. Yaklaşan uyarıcıya yanıt olarak, çoğu fare, 31 fareden (% 97) 30 ‘ da gözlenen kubbey…

Discussion

Yükselen görsel uyarıcı sistemi ile çoğunluk (% 97) sağlıklı göz fareleri uçuş tepkisi gösterdi. 29 farelerden biri belirgin bir uçuş tepkisi göstermiyor. Ancak, fare kubbe doğru yürüdü ve yaklaşarak kayboldu kadar yakın kaldı, fare en az dikkatli olduğu zaman ortaya çıkan uyaranlara oluştu gösteren. Bu nedenle, ortaya çıkarılan uyaranlara sürekli sağlıklı gözlü fareler doğuştan korku yanıtlarını ortaya çıktı. Öte yandan, üç kör fare (ön sonuçlar) ortaya çıktığı iç…

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Bu çalışma NıH R01 EY028915 (TI) ve RPB hibe tarafından desteklenmektedir.

Materials

10.1" monitor (2° display) Elecrow Elecrow 10.1 Inch Raspberry Pi 1920x1080p Resolution Display
14" Business Class Laptop 5490 Dell 84 / rcrc961481-4860836
20" x 50" Absorbant Liners Fisher Scientific AL2050 works well to protect floor of arena, could use any type of liner
21.5" monitor (1° display) Acer Acer R221Q bid 21.5-inch IPS Full HD Display
CCD Camera Lumenera Corporation Infiniyy3S-1UR excellent for behavioral studies due to high fps rate (60 fps)
Enclosure (alminum frames and PVC panels) 80/20 Inc. 4x cat.#9010, 4x cat.#9005, 1x cat.#9000, 5x cat.#65-2616 excellent, used quick build tab to find PVC, joints, and frame
Ethanol Fisher Scientific 22-032-601
Excel Spreadsheet Software Microsoft Office user friendly and widespread knowledge of Microsoft Office software
Freearm Amazon used to mount camera to the table, could use any mountable extendable arm
ImagePro Premiere 3D Media Cybernetics version 9.3 good program, could use some updating with the automated tracking feature
Matlab software (Psychotoolbox 3) MathWorks Matlab R2018b 64-bit (9.5.0.944444) excellent software to generate pattern stimuli of any conditions
SteamPix sorftware Norpix StreamPix 7 64-bit Single Camera works well, a few problems with frame dropping but good customer service
WD My Book External Hard Drive Western Digital WDBBGB0080HBK hard drive 8 TB USB 3.0 necessary if using .avi files with no compression codec due to large size of files
Wide angle lens Navitar NMV-5M23 excellent and necessary to capture entire arena

Referanslar

  1. Enroth-Cugell, C., Robson, J. G. The contrast sensitivity of retinal ganglion cells of the cat. The Journal of Physiology. 187 (3), 517-552 (1966).
  2. Boycott, B. B., Wässle, H. The morphological types of ganglion cells of the domestic cat’s retina. The Journal of Physiology. 240 (2), 397-419 (1974).
  3. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Segregation of form, color, movement, and depth: anatomy, physiology, and perception. Science. 240 (4853), 740-749 (1988).
  4. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Psychophysical evidence for separate channels for the perception of form, color, movement, and depth. The Journal of Neuroscience. 7 (11), 3416-3468 (1987).
  5. Wässle, H. Parallel processing in the mammalian retina. Nature Reviews Neuroscience. 5 (10), 747-757 (2004).
  6. Awatramani, G. B., Slaughter, M. M. Origin of transient and sustained responses in ganglion cells of the retina. The Journal of Neuroscience. 20 (18), 7087-7095 (2000).
  7. Ghosh, K. K., Bujan, S., Haverkamp, S., Feigenspan, A., Wässle, H. Types of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 469 (1), 70-82 (2004).
  8. Wässle, H., Puller, C., Muller, F., Haverkamp, S. Cone contacts, mosaics, and territories of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Neuroscience. 29 (1), 106-117 (2009).
  9. Helmstaedter, M., et al. Connectomic reconstruction of the inner plexiform layer in the mouse retina. Nature. 500 (7461), 168-174 (2013).
  10. Shekhar, K., et al. Comprehensive Classification of Retinal Bipolar Neurons by Single-Cell Transcriptomics. Cell. 166 (5), 1308-1323 (2016).
  11. Wu, S. M., Gao, F., Maple, B. R. Functional architecture of synapses in the inner retina: segregation of visual signals by stratification of bipolar cell axon terminals. The Journal of Neuroscience. 20 (12), 4462-4470 (2000).
  12. Sun, W., Li, N., He, S. Large-scale morphological survey of mouse retinal ganglion cells. The Journal of Comparative Neuroscience. 451 (2), 115-126 (2002).
  13. Volgyi, B., Chheda, S., Bloomfield, S. A. Tracer coupling patterns of the ganglion cell subtypes in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 512 (5), 664-687 (2009).
  14. Kong, J. H., Fish, D. R., Rockhill, R. L., Masland, R. H. Diversity of ganglion cells in the mouse retina: Unsupervised morphological classification and its limits. The Journal of Comparative Neuroscience. 489 (3), 293-310 (2005).
  15. Sumbul, U., et al. A genetic and computational approach to structurally classify neuronal types. Nature Communications. 5, 3512 (2014).
  16. Baden, T., et al. The functional diversity of retinal ganglion cells in the mouse. Nature. 529 (7586), 345-350 (2016).
  17. Lindstrom, S. H., Ryan, D. G., Shi, J., DeVries, S. H. Kainate receptor subunit diversity underlying response diversity in retinal Off bipolar cells. The Journal of Physiology. 592, 1457-1477 (2014).
  18. Euler, T., Haverkamp, S., Schubert, T., Baden, T. Retinal bipolar cells: elementary building blocks of vision. Nature Reviews Neuroscience. 15 (8), 507-519 (2014).
  19. Yoshida, K., et al. A key role of starburst amacrine cells in originating retinal directional selectivity and optokinetic eye movement. Neuron. 30 (3), 771-780 (2001).
  20. Pearson, R. A., et al. Restoration of vision after transplantation of photoreceptors. Nature. 485 (7396), 99-103 (2012).
  21. Saszik, S. M., Robson, J. G., Frishman, L. J. The scotopic threshold response of the dark-adapted electroretinogram of the mouse. The Journal of Physiology. 543, 899-916 (2002).
  22. Reuter, J. H., Sanyal, S. Development and degeneration of retina in rds mutant mice: the electroretinogram. Neuroscience Letters. 48 (2), 231-237 (1984).
  23. Woodward, W. R., et al. Isoflurane is an effective alternative to ketamine/xylazine/acepromazine as an anesthetic agent for the mouse electroretinogram. Documenta Ophthalmologica. 115 (3), 187-201 (2007).
  24. Cahill, H., Nathans, J. The optokinetic reflex as a tool for quantitative analyses of nervous system function in mice: application to genetic and drug-induced variation. PLoS One. 3 (4), 2055 (2008).
  25. Prusky, G. T., Alam, N. M., Beekman, S., Douglas, R. M. Rapid quantification of adult and developing mouse spatial vision using a virtual optomotor system. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (12), 4611-4616 (2004).
  26. Lu, Q., Ganjawala, T. H., Hattar, S., Abrams, G. W., Pan, Z. H. A Robust Optomotor Assay for Assessing the Efficacy of Optogenetic Tools for Vision Restoration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (3), 1288-1294 (2018).
  27. Xue, T., et al. Melanopsin signalling in mammalian iris and retina. Nature. 479 (7371), 67-73 (2011).
  28. Yilmaz, M., Meister, M. Rapid innate defensive responses of mice to looming visual stimuli. Current Biology. 23 (20), 2011-2015 (2013).
  29. De Franceschi, G., Vivattanasarn, T., Saleem, A. B., Solomon, S. G. Vision Guides Selection of Freeze or Flight Defense Strategies in Mice. Current Biology. 26 (16), 2150-2154 (2016).
  30. Temizer, I., Donovan, J. C., Baier, H., Semmelhack, J. L. A Visual Pathway for Looming-Evoked Escape in Larval Zebrafish. Current Biology. 25 (14), 1823-1834 (2015).
  31. Guest, B. B., Gray, J. R. Responses of a looming-sensitive neuron to compound and paired object approaches. Journal of Neurophysiology. 95 (3), 1428-1441 (2006).
  32. McMillan, G. A., Gray, J. R. A looming-sensitive pathway responds to changes in the trajectory of object motion. Journal of Neurophysiology. 108 (4), 1052-1068 (2012).
  33. Vagnoni, E., Lourenco, S. F., Longo, M. R. Threat modulates neural responses to looming visual stimuli. Eur The Journal of Neuroscience. 42 (5), 2190-2202 (2015).
  34. Coker-Appiah, D. S., et al. Looming animate and inanimate threats: the response of the amygdala and periaqueductal gray. Social Neuroscience. 8 (6), 621-630 (2013).
  35. Tyll, S., et al. Neural basis of multisensory looming signals. Neuroimage. 65, 13-22 (2013).
  36. Wei, P., et al. Processing of visually evoked innate fear by a non-canonical thalamic pathway. Nature Communications. 6, 6756 (2015).
  37. Shang, C., et al. Divergent midbrain circuits orchestrate escape and freezing responses to looming stimuli in mice. Nature Communications. 9 (1), 1232 (2018).
  38. Salay, L. D., Ishiko, N., Huberman, A. D. A midline thalamic circuit determines reactions to visual threat. Nature. 557 (7704), 183-189 (2018).
  39. Vale, R., Evans, D., Branco, T. A Behavioral Assay for Investigating the Role of Spatial Memory During Instinctive Defense in Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), 56988 (2018).
  40. Tungtur, S. K., Nishimune, N., Radel, J., Nishimune, H. Mouse Behavior Tracker: An economical method for tracking behavior in home cages. Biotechniques. 63 (5), 215-220 (2017).

Play Video

Bu Makaleden Alıntı Yapın
Koehler, C. C., Hall, L. M., Hellmer, C. B., Ichinose, T. Using Looming Visual Stimuli to Evaluate Mouse Vision. J. Vis. Exp. (148), e59766, doi:10.3791/59766 (2019).

View Video