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血液撤退 I

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血液收集是一个常见的要求, 对一些研究研究, 涉及老鼠和老鼠。这些动物的血液提取方法的选择取决于许多因素, 如需要的血量、取样的频率、要流血的动物的健康状况以及技术员的技术水平。

在这里, 我们将审查这些考虑和概述血液收集程序, 包括复古眼眶眼出血, 尾巴剪和刻痕, 以及内血液收集。有关其他方法, 请参阅本系列中的第二个视频。

在深入研究血液戒断方案之前, 让我们先回顾一些一般的考虑因素, 包括样本类型、针头选择和可采集的最大血容量。在从老鼠或老鼠身上采集血液之前, 必须确定所需的血样类型。实验程序可能需要全血、血浆或血清。

如果收集全血, 必须在样品中加入抗凝剂以防止凝固。常用的抗凝剂包括肝素、柠檬酸钠和乙二胺乙酸酸, 简称 EDTA。抗凝剂可以直接装入注射器, 以涂上表面。这就可以直接接触抗凝血, 因为血液被抽出来帮助预防血栓。由于啮齿动物的血液凝结迅速, 所以必须使用正确的抗凝血率。血浆采集需要用抗凝剂离心全血。自旋后, 白细胞和血小板层上方的半透明液体为等离子体。它包含纤维蛋白原和其他凝血因子。另一方面, 血清是从全血标本中收集的, 不含抗凝剂。由于样本已经凝固, 血清, 这是最高的球员, 不包含纤维蛋白原或其他凝血因子。

针的选择依据的是动物的大小和穿刺部位。一般而言, 大口径的针头对血液细胞造成的损伤较小, 使血液收集更迅速;但更有可能造成船只损坏。针长也应考虑。如果针头太长, 使用起来可能会很笨拙, 或者血液可能在针头内开始凝结。大小的选择范围从18到29计, 0.5 到1.5 英寸的长度。每个方法的适当针大小将在 "程序" 部分中讨论。

最后, 由于啮齿类动物的体积很小, 所以可以从单一的采血中采集到最多的血液, 这不会对机体造成严重伤害。血液提取可能没有或与液体替换-通常做使用0.9% 生理盐水。下面的文本协议中列出了每个案例的上限。此外, 一些实验需要多个样本收集, 在这种情况下, 与流体置换动物将需要时间之间的补充血液细胞以及。同样, 在串行收集过程中可以收集最大数量的数据, 下面的协议中列出了上限值。

在回顾了一些一般的考虑后, 让我们跳入特定的血液提取技术, 从回溯眼眶出血开始-科学家用来收集小体积从眼睛附近的血管的技术。注意, 在小鼠和老鼠之间, 轨道区域的解剖结构是不同的。老鼠有一个血管丛, 流在眼睛后面, 而老鼠有一个收集的血管, 创造一个复古的轨道窦, 这使得它更容易执行这个过程中的小鼠。

首先抓起一根管子收集血液。50-75 升的微压积管是首选。在工作表面放置几张纸巾或其他绝缘材料。这是为了保持动物的身体在过程中的热量。现在麻醉的动物使用吸入麻醉剂, 如异氟醚。一旦动物被完全麻醉, 将其从腔中移除, 并将其置于侧卧床位置。接下来, 把手指放在头部的顶部和下颚线上, 把皮肤向后拉, 以引起眼部突起。避免对气管施加压力, 因为这可能导致窒息致死。随后, 将微红细胞压积管放置在眼睛的内侧眼角, 并将其直接尾在30至45度角上, 从机头的平面上。在轻轻旋转管子的同时施加压力。这将切割通过结膜膜和破裂的眼丛或鼻窦。血液会通过毛细管作用流入红细胞压积管。避免把管子推得如此深, 以至于你在眼球的后部打到了骨头。一旦血液开始流动, 保持压力保持眼睛凸出。停止流血, 释放皮肤, 让眼睛回到正常的位置。施加压力以促进止血。对于重复采样收集, 允许在出血之间至少10天。这为组织提供了一些愈合的时间。

虽然复古眶出血是一个常见的程序, 有许多关注它的仁爱。这些包括肿胀由于过度运动的红细胞压积管。这反过来会导致眼球突出, 并阻碍眼睑闭合, 导致角膜干燥、损伤和疼痛, 这会引起抓挠和自残。不正确放置红细胞压积管可以切断视神经导致失明。另一个可能的并发症是眼睛可以从眼眶中被挤出, 让眼睑落在眼球后面。此外, 易碎的轨道骨骼的破裂, 眼球球体的穿透导致玻璃体的幽默消失, 或者眼睛后面的血肿形成会导致极度疼痛。尽管有这些问题, 如果有技术熟练的技师进行手术, 而动物是完全麻醉的, 那么在啮齿动物中, 回溯式眼眶出血是一种有效的血液采集方法。

现在让我们来回顾一下尾部出血的注意事项和程序, 它允许收集小体积的序列样本。该程序所需的设备包括不育数11手术刀。剪刀不应使用, 因为剪刀的切割是粉碎, 这可以促进凝结和减少血液流动。其他仪器是一个约束管, 允许进入动物的尾巴;吸水纸巾;收集或红细胞压积管和止血粉-以帮助止血。

从保护动物进入约束管开始。然后, 用温水擦拭尾部, 去除碎片, 造成轻微的血管舒张。不要使用热水。延长尾巴, 用手术刀刀片剪下尾巴的末端, 用红细胞压积或收集管收集血液。尾巴可以被抚摸或 "挤奶" 从臀部到尖端, 以鼓励血液流动。然而, 这将降低样品的质量。

为了止血, 用纱布垫将压力施加到尾端。止血粉可用于止血。检查动物每5至10分钟, 以确保止血已达到, 这可能是在反复取样后延迟。从尾部切片收集的样本可以同时包含动脉和静脉血, 以及组织产品的污染。然而, 这一程序的血液收集允许的序列收集, 破坏的痂或血块的原始削减在尾部的末尾。

另一种血液收集方法的尾巴剪是尾血管尼克, 这是相对较少侵入。为此, 使用相同的手术刀刀片, 使一个小切口直接超过侧尾静脉, 大约2/3 的距离从臀部。与尾部剪, 血液可以收集收集或红细胞压积管。对现场施加压力, 每5-10 分钟复核一次, 确保止血是必要的。然而, 与尾巴剪, 样品可能被污染与组织产品。

通常的研究, 需要 non-survival 大的血液样本, 这是完成通过失血通过内出血或尾腔静脉。

对于小鼠内方法, 你需要一个3毫升注射器与 22-25 口径1英寸针。对于大鼠, 10-12 毫升注射器与18口径1.5 英寸针是首选。请参阅下面的协议, 了解为什么这些需求和注射器是理想的。

首先用二氧化碳安乐动物。继安乐死后, 将啮齿动物由颈背抱住, 身体垂垂。这种限制是至关重要的, 因为身体应该是直接的, 以防止心脏偏转或胸部扭曲。注意, 心脏近似地位于手肘的水平。插入侧在凹槽中, 刚好在剑的左侧, 平行于脊柱和肋骨下。

插入针, 锥向上, 进入胸部, 刺穿心脏。用注射器轻微的背压。如果针在心脏, 血液将流入注射器。等到血液填满桶后再增加压力。总血容量的大约一半可以通过心脏穿刺从老鼠或老鼠收集。这相当于大约1毫升的血液从一个普通的老鼠和大约10毫升的血液从一个普通的老鼠

另一种体位是背侧卧床。在这种情况下, 将针放在动物左侧的肋骨之间。入口点是根据胸壁上肘的点来测量的。插入针, 锥向上, 垂直于表的平面在一个点在胸壁的中点。使用注射器轻微的背压。如果针在心脏血液将流动入注射器。再次, 等待, 直到血液填补了桶前增加额外的背压。请注意, 在任一位置, 过度的背压可能会使心脏咬合, 使针锥和停止血流进入注射器。

另一种收集心脏血液的方法是通过尾腔静脉。这个过程需要的设备是适当的注射器与正确的大小针附有;用于打开腹腔的剪刀, 小创伤拇指钳和纱布海绵。这项技术要求动物在整个手术过程中被麻醉并保持在麻醉剂之下。CO2 麻醉不是一个选择, 因为动物的心脏必须在这个过程中跳动。将动物置于背卧床位置, 并将四肢固定在平台上。四肢应延长远离身体。

现在用钳子抬起皮肤, 用剪刀做一个小横切口通过皮肤略高于女性或包皮在男性的骨盆。接下来, 把剪刀的点放到切口上, 通过骨盆或包皮向剑的皮肤中线切开。皮肤侧面反射, 抬起肌肉, 通过肌肉做一个小的横向切割, 就在皮肤切割的上面。

将剪刀的点放到腹中, 并通过肌肉向剑进行中线切口。一定要向上角的剪刀点, 以防止切割任何器官。沿两侧肋骨的曲线横向切割。小心不要刺穿肝脏。轻轻地将肠道移到动物的左侧, 露出后腔静脉。把纱布垫放在肝脏上, 然后把你的食指和中指放在上面。用你的另一只手, 插入针, 锥入腔静脉, 中间之间的连接肾血管和髂分岔。在肝脏上施加压力时, 慢慢地取出血液。

避免手的移动, 因为这可能会导致血管破裂。而且, 太快速的血液撤退可能导致船崩溃到斜面咬合打开和防止血液汇集。这项技术的主要优势是能够收集一个无菌样本, 因为针不通过皮肤。

最后, 让我们来看看这些血液提取技术的一些应用。免疫肿瘤学是一个新兴的领域, 这一领域的研究人员经常进行血液收集, 以研究癌症发展的不同阶段的免疫细胞。例如, 在这里, 研究人员收集了患癌的小鼠的心脏血液, 在肿瘤植入后十、二十和三十天内分离和量化中性粒细胞。

另一方面, 生理学也经常研究血液成分。就像在这项研究中, 研究人员对评估糖尿病动物的肾脏功能有兴趣。为了做到这一点, 这些科学家首先将染料注入到糖尿病动物模型中。接下来, 他们使用尾剪法收集血液中的血液中的染料浓度, 这最终用于计算肾小球滤过率, 突出了糖尿病患者肾脏功能的差异时点。感应.

最后, 干细胞研究人员使用血液样本来评估将捐献细胞纳入受体系统的成功与否。在这里, 研究人员首先将雄性小鼠的骨髓细胞移植到野生型和经尾静脉注射的转基因雌性动物身上。接下来, 他们从接收鼠的逆行眼眶窦采集血液, 用聚合酶链反应研究血液细胞的基因组 DNA。这就提供了这两种动物中植入的捐献细胞的百分比。

你刚刚看了朱庇特的第一篇关于血液提取技术的文章。请参阅下一视频系列, 以审查如何执行其他常用技术的血液收集实验室动物。一如既往, 感谢收看!

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