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Induzione e manutenzione dell'anestesia

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Induzione e manutenzione dell'anestesia

Overview

Fonte: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Università di Notre Dame, IN

La Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio ("La Guida") afferma che la valutazione e l'alleviamento del dolore sono componenti integranti della cura veterinaria degli animali da laboratorio. ¹ La definizione di anestesia è la perdita di sensibilità o sensazione. È un evento dinamico che comporta cambiamenti nella profondità anestetica rispetto al metabolismo di un animale, stimolazione chirurgica o variazioni nell'ambiente esterno.

Principles

È necessario un monitoraggio preciso e costante dell'anestesia per mantenere in sicurezza la profondità necessaria per una procedura. I parametri da monitorare includono frequenza cardiaca, frequenza respiratoria, temperatura corporea e livelli di ossigeno nel sangue. Per topi e ratti, nessuno di questi parametri è facilmente monitorabile a causa delle piccole dimensioni corporee di questi animali. Poiché la frequenza cardiaca nei roditori è così rapida, lo stetoscopio normalmente utilizzato per l'auscultazione è inadeguato per catturare una frequenza cardiaca accurata. Lo stetoscopio può essere utilizzato solo per rilevare la presenza o l'assenza di un battito cardiaco. La frequenza cardiaca normale per un topo è di 328-780 battiti al minuto, mentre la frequenza regolare per un ratto è di 250-600 battiti al minuto. Le frequenze respiratorie nei roditori sono anche elevate al di sopra di ciò che può essere contato con precisione usando metodi visivi o durante l'auscultazione. La frequenza respiratoria normale per un topo è di 90-220 respiri al minuto, e per il ratto questo valore è di 66-144 respiri al minuto. Per accertare con precisione la frequenza cardiaca e la frequenza respiratoria, sono necessarie apparecchiature di monitoraggio elettronico specializzate. I sensori vengono impiantati chirurgicamente nell'animale o posizionati esternamente e interagiscono con la piattaforma di monitoraggio su cui è posizionato l'animale. ^3,4

La causa più comune di decessi correlati all'anestesia nei roditori è dovuta all'ipotermia. I roditori hanno un elevato rapporto superficie/massa corporea. Inoltre, un animale anestetizzato perde la capacità di rabbrividire per mantenere la temperatura corporea. Pertanto, il monitoraggio della temperatura corporea e il calore integrato, come una piastra riscaldante, sono essenziali durante le procedure chirurgiche di sopravvivenza. La temperatura corporea normale per un topo è 96,6-99,7 ° F (35,8-37,4 ° C)⁵ e per un ratto è 96,6-99,5 ° F (35,9-37,5 ° C). ⁵ La maggior parte dei termometri sono stati progettati per animali più grandi e modellati su quelli utilizzati per l'uomo. I termometri a mercurio sono stati in gran parte sostituiti con versioni digitali ed elettroniche. Sebbene i termometri digitali ed elettronici siano stati documentati come accurati se usati per via rettale, orale e nell'orecchio, le loro dimensioni sono inappropriate per i piccoli roditori. Le sonde rettali progettate specificamente per topi e ratti sono disponibili in commercio e il loro uso è incoraggiato.

I livelli di ossigenazione nel sangue vengono utilizzati per valutare un adeguato assorbimento di ossigeno dai polmoni con conseguente concentrazione appropriata di ossigeno nel sangue arterioso di un roditore. Il monitoraggio dell'assorbimento di ossigeno monitora anche indirettamente la respirazione e la ventilazione, in quanto rivela se esiste un'adeguata ispirazione di ossigeno e la scadenza dei gas di scarico. La frequenza cardiaca è anche implicata nell'ossigenazione del sangue, poiché una diminuzione della frequenza cardiaca comporterà una riduzione dei livelli di ossigeno, che potrebbe causare una perfusione di sangue inadeguata. ⁶

L'obiettivo dell'anestesista è quello di immobilizzare e alleviare adeguatamente tutte le sensazioni di dolore per un animale con la dose o la concentrazione più bassa di anestesia. Per raggiungere questo obiettivo è necessario valutare correttamente la profondità dell'anestesia. Ci sono quattro fasi dell'anestesia e quattro piani all'interno della fase chirurgica dell'anestesia. Durante la prima fase, l'animale diventa disorientato. Nella seconda fase, c'è una fase eccitatoria con una frequenza respiratoria irregolare, compresa la trattenuta del respiro in alcuni ceppi di topo e ratto. Anche il riflesso di raddrizzamento, che è la capacità di rotolare indietro quando viene posizionato in posizione dorsale, viene perso.

La terza fase è la fase chirurgica dell'anestesia. Nel Piano I, i riflessi palpebrali e di deglutizione sono assenti. I riflessi laringei e corneali si perdono nel Piano II. Con i Piani I e II, non ci sono amnesia o effetti analgesici; pertanto, l'animale deve raggiungere il Piano III prima dell'inizio di una procedura chirurgica. Il piano III crea la paralisi dei muscoli intercostali che si traduce in respirazione diaframmatica. Sebbene inizialmente nel Piano III ci sia solo un'analgesia parziale, progredisce fino a completare l'amnesia e l'analgesia man mano che il livello di anestesia si approfondisce. È a questo livello che l'animale viene completamente anestetizzato per una procedura chirurgica. Al Piano IV, l'animale è stato sovradosato e può seguire rapidamente lo Stadio IV.

Man mano che il livello di anestesia si approfondisce ulteriormente, ci sono complicazioni che possono causare la morte dell'animale. Nello stadio IV c'è una paralisi completa sia dei muscoli intercostali che del diaframma, che causa una grave apnea. Ciò si traduce in arresto respiratorio, paralisi midollare, collasso vasomotorio e infine la morte. Le pupille si dilatano, rimanendo fisse nella dilatazione mentre i muscoli si rilassano.

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Procedure

La scelta corretta degli anestetici per la chirurgia e altre procedure potenzialmente dolorose deve essere determinata da un veterinario. Questo si basa su numerosi aspetti, tra cui l'estensione e la durata della procedura, la specie e il ceppo, l'età e lo stato fisiologico dell'animale.

Gli anestetici sono disponibili come inalanti o iniettabili. L'anestesia chirurgica può essere eseguita utilizzando una combinazione di anestetici iniettabili e inalanti. ²

1. Induzione dell'anestesia inalante

L'anestesia inalante comprende isoflurano, sevoflurano e desflurano, con l'isoflurano usato più comunemente. Questi anestetici sono usati più spesso perché, con loro, è più facile controllare la profondità dell'anestesia. L'induzione dell'anestesia mediante anestetici per inalazione può essere effettuata con un barattolo a campana o una camera di induzione montata su un vaporizzatore di precisione.

Vaso a campana
1. Attrezzatura: un barattolo a campana o un barattolo di essiccazione con una piattaforma perforata in ceramica o plastica, un batuffolo di cotone, un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano) e una cappa aspirante ventilata all'esterno.
2. Preparazione
  1. Utilizzare il barattolo a campana sotto un cappuccio, e non sul banco, per evitare l'esposizione del personale ai gas anestetici.
  2. Assemblare il barattolo a campana con la piattaforma nella parte inferiore, creando uno spazio tra il fondo del barattolo e la piattaforma. Questo è necessario per evitare che l'animale entri in contatto con l'anestetico liquido.
  3. Indossando guanti in nitrile o altri guanti impermeabili, saturare il batuffolo di cotone con anestetico.
  4. Posiziona il batuffolo di cotone sotto la piattaforma nel barattolo della campana.
  5. Fissare il coperchio al barattolo a campana per evitare la fuoriuscita del vapore anestetico.
3. Induzione
  1. Metti l'animale nel barattolo della campana facendo scorrere il coperchio da un lato.
  2. Una volta che l'animale è nel barattolo, sarà necessario osservare la sua attività e la respirazione per determinare la profondità dell'anestesia.
  3. L'animale è esposto all'anestetico, per effetto.
  4. Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, far scorrere il coperchio da un lato, lasciando uno spazio sufficiente per consentire l'introduzione di una mano. Afferra la coda, la collottola o il corpo dell'animale anestetizzato e rimuovilo delicatamente dal barattolo della campana.
Vaporizzatori di precisione
I vaporizzatori di precisione possono essere utilizzati con una camera a induzione o una maschera facciale. La macchina anestetica deve essere ispezionata prima di ogni procedura. L'anestetico corretto dovrebbe essere aggiunto se i livelli sono bassi. Il sistema di scavenging dovrebbe essere controllato per garantire che i gas di scarico siano completamente rimossi. Per i sistemi passivi di anestesia con gas di scarico, il contenitore di scavenging deve essere pesato per determinare se è ancora efficace. Generalmente, un aumento di peso di 50 grammi sopra il peso iniziale è il punto in cui viene speso il contenitore.
1. Attrezzatura
  1. Una camera di induzione, un vaporizzatore di precisione, un'unità di spurgo dei gas di scarico (passiva o attiva) e un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano, come determinato dal tipo di vaporizzatore in uso).
2. Preparazione
  1. Assemblare la camera di induzione in modo tale che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e l'uscita sia dal sistema di scarico dei gas di scarico.
3. Induzione
  1. Posizionare l'animale nella camera di induzione. Alcune camere hanno un coperchio scorrevole e altre hanno un coperchio incernierato che si blocca.
  2. Una volta che l'animale è nella camera, il flusso di ossigeno viene avviato e il vaporizzatore di precisione viene acceso a un livello di induzione di 3-4 per l'isoflurano. Livelli di consegna anestetici più bassi si tradurranno in un tempo di induzione più lungo.
  3. L'animale è esposto all'anestetico, per effetto.
  4. Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, lavare la camera con ossigeno prima di rimuovere l'animale per prevenire l'esposizione del personale ai gas anestetici. Se la camera di induzione è collocata in una cappa aspirante, non è necessario il lavaggio con ossigeno per eliminare l'anestetico dalla camera prima dell'apertura.
  5. Afferrare la coda, la collottola o il corpo dell'animale anestetizzato e rimuoverlo delicatamente dalla camera.
Maschera per il viso
1. L'attrezzatura comprende un cono o una maschera per il naso del roditore, un vaporizzatore di precisione, un'unità di scavenging dei gas di scarico (passiva o attiva) e un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano, come determinato dal tipo di vaporizzatore in uso).
2. Preparazione
  1. Assemblare il cono nasale o la maschera in modo tale che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e l'uscita sia dal sistema di spurgo dei gas di scarico.
  2. Le macchine per anestesia dei roditori hanno spesso un interruttore per commutare l'erogazione del vapore anestetico dalla camera di induzione al cono o alla maschera del naso del roditore. Assicurarsi che questo sia impostato correttamente per la consegna anestetica del cono del naso.
3. Induzione
  1. Poiché i gas anestetici hanno un odore sgradevole, molti animali si opporranno all'essere mascherati per induzione. Il metodo preferito è quello di utilizzare la scatola di induzione seguita dalla manutenzione con il cono del naso. Una volta che il naso o il viso dell'animale è saldamente nella maschera, il flusso di ossigeno viene avviato e il vaporizzatore di precisione viene acceso a un livello di induzione di 5 per l'isoflurano. Livelli di consegna anestetici più bassi si tradurranno in un tempo di induzione più lungo e un aumento della lotta da parte dell'animale.
  2. È imperativo che l'animale sia monitorato per la respirazione, poiché una presa troppo ferma durante l'induzione può causare asfissia.
  3. Non appena l'animale inizia a rilassarsi, il naso o il viso possono essere regolati nel cono del naso o nella maschera e la consegna dell'anestetico viene ridotta a un livello di mantenimento di 1,5-0,5 per l'isoflurano una volta raggiunto il completo rilassamento.

2. Induzione dell'anestesia con anestetici iniettabili

Gli anestetici iniettabili sono principalmente una miscela di ketamina e sedativi o rilassanti muscolari.

Le combinazioni comuni sono: 1) Rodent Cocktail, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml), acepromazina (10 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl); 2) ketamina / xilazina 2: 1, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl); e 3) ketamina / xilazina Mouse Mix, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl). Quando si utilizza la combinazione di ketamina / xilazina, il potenziamento deve essere fatto solo con ketamina, non con xilazina, a causa dell'emivita di questi farmaci.

La combinazione di ketamina con sedativi e/o miorilassanti deve essere preparata come soluzione stock da cui possono essere prelevate dosi individuali. Gli agenti devono essere misurati con precisione e diluiti con soluzione salina sterile per garantire che agli animali vengano somministrate dosi adeguate. Poiché la ketamina è una sostanza controllata, la quantità utilizzata dalle bottiglie deve essere annotata su un "Registro dei farmaci controllati" e le miscele devono avere singoli "Registri delle sostanze controllate". Quando si preparano le miscele, aggiungere lentamente la ketamina alla bottiglia, poiché tende a schiumare se iniettata con forza. Per la miscela viene utilizzato un flacone sterile da 20 ml con tappo. Le bottiglie devono essere adeguatamente etichettate con il nome dei composti, la data miscelata, la data di scadenza, il numero di lotto di ketamina (in quanto si tratta di una sostanza controllata) e il dosaggio suggerito. La data di scadenza può essere determinata dalla data di scadenza dell'ingrediente (dipende dalle regole / linee guida della struttura / stato). Per una registrazione accurata della ketamina, sia la bottiglia vuota che la bottiglia piena devono essere pesate. Quindi, i pesi devono essere registrati sull'etichetta della miscela e sul singolo foglio di registro della sostanza controllata che viene preparato per ogni bottiglia. Conservare le miscele di ketamina in un'area buia e a temperatura controllata per mantenere la potenza.

Preparazione del cocktail di roditori
1. L'attrezzatura per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, una siringa da 12 cc, aghi da 22 g x 1", 1,8 cc di ketamina iniettabile 100 mg/ml, 1,8 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, 0,6 cc di acepromazina iniettabile 10 mg/ml, 15,8 cc di soluzione salina sterile per iniezione e un'etichetta anestetica.
2. Prelevare 15,8 cc di soluzione salina sterile e iniettarla nel flacone. Utilizzare la siringa da 12 cc e una siringa da 3 cc ed eliminare le bolle d'aria per misurazioni accurate.
3. Aggiungere la ketamina, la xilazina e l'acepromazina alla bottiglia.
Induzione del cocktail di roditori
1. In generale, Rodent Cocktail viene utilizzato per l'anestesia del topo. A causa della variazione in risposta al cocktail di roditori nei ratti adulti, è meglio usato nei ratti sotto le 5 settimane di età. Rodent Cocktail può essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione, specialmente nei ratti.
2. Il cocktail di roditori viene generalmente somministrato ai topi in base al peso, utilizzando il seguente calcolo: (BW x 10) - 50 = microlitri Cocktail di roditori da pazienti da pazienti. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.
3. Questa soluzione viene somministrata solo per via intraperitoneale. Se iniettato per via intramuscolare, ci può essere una grave reazione nel tessuto.
Preparazione di ketamina/xilazina 2:1
1. L'attrezzatura per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, aghi da 22 g x 1", 10 cc di ketamina iniettabile 100 mg/ml, 5 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, un flacone sterile da 20 ml con tappo e un'etichetta anestetica.
2. Aggiungere la ketamina e la xilazina alla bottiglia.
Induzione
1. Ketamina / xilazina 2: 1 è usato per l'anestesia per i ratti e può essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione.
2. Ketamina/xilazina 2:1 viene generalmente somministrata a partire da una dose di 0,3 cc e aumentata di 0,02 cc con successivi eventi anestetici. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.
3. Ketamina/xilazina 2:1 viene somministrata solo per via intramuscolare.
Preparazione di ketamina / xilazina Mouse Mix
1. L'attrezzatura Ketamine/xylazine Mouse Mix necessaria per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, aghi da 22 g x 1", 3,6 cc di ketamina iniettabile da 100 mg/ml, 0,4 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, soluzione salina sterile da 16 cc (0,9% NaCl), un flacone sterile da 20 ml con tappo e un'etichetta anestetica.
2. Aggiungere la ketamina e la xilazina al flacone, facendo una soluzione 9:1 di ketamina a xilazina.
3. Aggiungere la soluzione salina al flacone, ottenendo una miscela 1:4 di ketamina / xilazina 9: 1 a soluzione salina.
Induzione di ketamina/ xilazina Mouse Mix
1. Ketamina / xilazina Mouse Mix può anche essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione.
2. Ketamina/xilazina Mouse Mix viene generalmente somministrato ai topi in base al peso, utilizzando il seguente calcolo: (BW x 10) - 50 = microlitri ketamina/xilazina Mouse Mix da venire somministrato. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.
3. Ketamina/ xilazina Mouse Mix può essere somministrato per via intraperitoneale.

3. Valutazione dell'anestesia

La profondità anestetica può essere valutata testando la risposta a vari stimoli. Il movimento volontario deriverà da stimoli fisici del corpo. Vedere la Tabella 1 per un elenco dei metodi fisici utilizzati per la valutazione della profondità anestetica.

Metodo	Procedimento	Risposta
Pizzicamento della dita dei dita dei	Estendere la gamba e isolare la cinghia tra le dita dei piedi. Quest'area viene saldamente pizzicata usando le unghie o la pinza atraumatica.	Un riflesso positivo è indicato dalla retrazione della gamba o dal ritiro del piede. L'animale non è su un piano chirurgico di anestesia se c'è movimento della gamba o del corpo, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni.
Pizzico di coda	La punta della coda viene pizzicata usando le dita o la pinna atraumatica.	Una reazione positiva è indicata da contrazioni o movimenti della coda. L'animale non è su un piano chirurgico di anestesia se c'è movimento della coda, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni.
Pizzico all'orecchio	Usando le dita o la pinna atraumatica, pizzicare la punta della pinna.	Una reazione positiva è scuotere la testa o il movimento dei baffi in avanti. Se c'è movimento della testa, baffi, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non è su un piano chirurgico di anestesia.
Riflesso palpebrale	Usando la punta delle dita, toccare il canthus mediale (angolo interno) dell'occhio.	Un riflesso positivo è indicato da un battito di ciglia in risposta al tocco delle palpebre. Se c'è movimento delle palpebre, baffi o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non è su un piano chirurgico di anestesia.
Riflesso corneale	Utilizzando un applicatore con punta di cotone, toccare delicatamente la cornea (bulbo oculare).	Una risposta positiva è indicata da un battito di ciglia. Se c'è movimento delle palpebre, baffi o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non si trova su un piano sufficientemente profondo di anestesia chirurgica.

Tabella 1. Metodi di stimoli fisici per la valutazione della profondità anestetica. ²

Dovrebbero essere utilizzati anche indicatori fisiologici come frequenza cardiaca, frequenza respiratoria, pressione sanguigna, colore delle mucose e tempo di ricarica capillare. Mentre le osservazioni generali possono essere utili per rilevare i cambiamenti nella frequenza respiratoria degli animali, per utilizzare la frequenza cardiaca o la pressione sanguigna per la valutazione della profondità, sono necessarie attrezzature specializzate. Se è disponibile un elettrocardiografo, è possibile misurare la velocità e la forza dei battiti cardiaci. Per misurare la pressione sanguigna, ci sono una varietà di dispositivi che sono montati sopra la coda o anche su tutto il corpo. Gli stimoli fisici descritti nella Tabella 1 causeranno un aumento di tutti e tre questi parametri.

Il colore delle mucose, degli occhi, delle orecchie, della bocca, del naso, dell'ano e, in misura minore, delle zampe e della coda sono osservati per i cambiamenti. Le aree dovrebbero essere rosa, indicando un'adeguata respirazione e funzione cardiaca. Quando l'animale passa all'anestesia allo stadio IV, le respirazioni cessano, con conseguente cianosi - indicata da un colore blu o grigio - alle mucose e alla pelle circostante.

Il tempo di ricarica capillare è definito come la quantità di tempo impiegata affinché il colore ritorni a un letto capillare esterno dopo che è stato sbollentato dall'applicazione di pressione sull'area. Un bastoncino applicatore o un dito viene premuto sulle gengive, sulla pinna o sui letti ungueale degli animali anestetizzati. Il numero di secondi necessari affinché l'area sbollentata ritorni a un colore rosa non deve essere superiore a 1-2 secondi. Un tempo di ricarica prolungato suggerisce una riduzione della frequenza cardiaca o della forza delle contrazioni cardiache, indicando che l'animale potrebbe essere troppo profondamente anestetizzato e vicino alla morte.

È importante utilizzare diversi parametri per valutare la profondità anestetica. L'uso dello stesso dito o orecchio per pizzichi ripetuti desensibilizzerà l'area e la risposta sarà repressa e non fornirà una valutazione accurata della profondità dell'anestetico. Utilizzare siti alternativi per le valutazioni del pizzico delle dita dei dita e dell'orecchio. La profondità dell'anestetico deve essere rivalutata ogni 10-30 minuti durante l'intervento chirurgico. ²

Gli studi hanno dimostrato che ci sono cambiamenti cardiorespiratori in un animale anestetizzato. Mentre anestetizzati con farmaci iniettabili, gli animali sperimentano una frequenza respiratoria stabile; tuttavia, dimostrano variabilità nella gittata cardiaca. La risposta agli anestetici iniettabili è stata segnalata per variare notevolmente tra i diversi ceppi, quindi è difficile standardizzare il dosaggio. ⁷ Gli agenti inalanti tendono a diminuire la frequenza respiratoria ma hanno un impatto minore sul sistema cardiovascolare. Poiché il dosaggio dell'anestesia inalante è facilmente regolabile per tutta la durata della procedura, è spesso il metodo preferito.

L'induzione e il mantenimento dell'anestesia costituiscono una componente integrante della cura veterinaria degli animali da laboratorio sottoposti a qualsiasi forma di procedura chirurgica. L'obiettivo dell'anestesia è quello di immobilizzare adeguatamente l'animale e alleviare tutte le sensazioni di dolore. Oltre all'induzione, è necessario un monitoraggio preciso e costante per mantenere in sicurezza la corretta profondità anestetica durante tutta la procedura.

In questo video, discuteremo prima brevemente i livelli di anestesia dei roditori e quale fase si dovrebbe mirare a raggiungere. Successivamente, esamineremo i diversi metodi di induzione e manutenzione, vari modi per garantire che l'animale sia sempre nella fase anestetica desiderata e, infine, alcuni esperimenti del mondo reale che comportano l'uso di diversi anestetici per vari scopi.

Iniziamo discutendo i livelli. Ci sono quattro fasi di anestesia e quattro piani all'interno dello stadio tre o della fase chirurgica.

Durante la prima fase, l'animale diventa disorientato. La seconda fase è caratterizzata da una frequenza respiratoria irregolare e dalla perdita del riflesso di raddrizzamento. Nel piano uno della terza fase, i riflessi palpebrali e di deglutizione sono assenti. Durante il piano due, i riflessi laringei e corneali vengono persi. Fino a questo punto, l'anestetico non ha indotto amnesia o analgesia.

È nel piano tre che l'amnesia e l'analgesia progrediscono da parziale a completa e l'animale viene completamente anestetizzato per una procedura chirurgica. Il piano tre è anche indicato dalla paralisi dei muscoli intercostali, che si traduce in respirazione diaframmatica che è una respirazione superficiale. Nel piano quattro, l'animale è stato sovradosato e può procedere rapidamente nella fase quattro, dove c'è una paralisi completa sia dei muscoli intercostali che del diaframma, che può causare l'arresto respiratorio e, infine, portare alla morte.

Gli anestetici sono disponibili come inalante o iniettabili e un veterinario deve decidere cosa utilizzare per la procedura da eseguire. Questa scelta si basa su numerosi aspetti tra cui: l'estensione e la durata della procedura, la specie e il ceppo, l'età e lo stato fisiologico dell'animale.

La classe di anestetici inalanti comunemente usati comprende composti come isoflurano, sevoflurano e desflurano. Questi composti consentono un facile controllo della profondità dell'anestesia. Ci sono alcune opzioni nelle attrezzature che si possono scegliere tra cui somministrare anestetici inalanti.

Una delle scelte è un barattolo a campana, che dovrebbe essere usato sotto il cofano - e non sul banco - per evitare l'esposizione del personale ai gas anestetici. Assemblare il barattolo con una piattaforma perforata in ceramica o plastica creando uno spazio tra il fondo del barattolo e la piattaforma. Successivamente, mentre indossi guanti impermeabili, saturare un batuffolo di cotone con anestetico e posizionarlo sotto la piattaforma in modo che riposi sul fondo del barattolo. Quindi fissare immediatamente il coperchio per evitare la fuoriuscita del vapore anestetico. Per posizionare l'animale, far scorrere il coperchio da un lato, introdurre l'animale e fissarlo immediatamente. Successivamente, osservare l'attività e le respirazioni per determinare la profondità dell'anestesia ed esporre l'animale all'inalante per effetto. Si noti che la piattaforma funge da barriera e impedisce all'animale di entrare in contatto diretto con l'anestetico liquido.

Un'alternativa al barattolo a campana è una camera a induzione utilizzata in combinazione con una macchina vaporizzatore di precisione collegata a un serbatoio di ossigeno. Il primo passo è assicurarsi che il vaporizzatore sia riempito con una quantità appropriata di anestetico liquido. Quindi, controllare il sistema di spazzino dei gas di scarico. Se è il sistema passivo comunemente usato, pesare il contenitore per determinare se è ancora efficace. Generalmente un aumento di cinquanta grammi sopra il peso iniziale è il punto in cui viene speso il contenitore. Il prossimo passo è assemblare la camera di induzione. Assicurarsi che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e che l'uscita sia dal sistema di scarico dei gas di scarico.

Per iniziare, posizionare l'animale nella camera di induzione e fissare il coperchio. Una volta che l'animale è nella camera, avviare prima il flusso di ossigeno alla velocità di 1 litro al minuto, quindi regolare l'impostazione del vaporizzatore di precisione su un livello di induzione del 3-4 % per l'isoflurano. Come un barattolo a campana, esporre l'animale all'anestetico per effetto. Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, lavare la camera con l'ossigeno spegnendo l'isoflurano prima di rimuovere delicatamente l'animale. Questo per prevenire l'esposizione del personale ai gas anestetici.

Un altro metodo per l'induzione dell'anestesia è tramite cono naso o maschera facciale collegata anche al vaporizzatore di precisione. Tuttavia, poiché i gas anestetici hanno un odore sgradevole, gli animali possono obiettare di essere mascherati per l'induzione. Inoltre, c'è anche il rischio di causare asfissia a causa della presa troppo salda. Pertanto, il metodo preferito è quello di utilizzare la scatola di induzione o il barattolo a campana per indurre l'anestesia seguita dalla manutenzione con il cono del naso. Il più delle volte, l'assemblaggio è tale che il cono e la camera di induzione sono entrambi collegati allo stesso vaporizzatore con un interruttore intermedio per commutare l'erogazione del vapore anestetico dalla camera di induzione al cono del naso e viceversa. Dopo aver anestetizzato l'animale nella camera, fissare la sua faccia nel cono e commutare l'interruttore sul tubo per reindirizzare il flusso di gas al cono del naso. Monitorare la respirazione e dopo aver confermato che l'animale è rilassato, ridurre l'anestetico a un livello di mantenimento dello 0,5 - 1,5%. Inoltre, applicare un unguento oftalmico agli occhi per prevenire l'essiccazione corneale.

Per anestetici iniettabili, una miscela di ketamina e altri sedativi o rilassanti muscolari tra cui xilazina e/o acepromazina. Diverse combinazioni possono essere preparate utilizzando questi composti. Vedere il testo di seguito per i rapporti comunemente usati. Si noti che la ketamina è una sostanza controllata e pertanto la quantità utilizzata deve essere annotata sul registro dei farmaci controllati e le miscele devono avere i loro singoli registri delle sostanze controllate. A seconda della specie, dell'età e dello stato di salute dell'animale, vengono selezionate la miscela e la dose dell'anestetico e la soluzione può essere iniettata per via intraperitoneale o intramuscolare. Di solito, gli anestetici per iniezione e inalazione vengono utilizzati in combinazione per ottenere l'anestesia chirurgica.

Ora che sai come indurre l'anestesia, impariamo a conoscere la valutazione della profondità anestetica, che è importante monitorare ogni 10-30 minuti per garantire che l'animale non venga danneggiato durante la procedura. Esistono diversi metodi per farlo nei roditori.

Un metodo comunemente usato è il pizzico della dita. Estendi la gamba dell'animale e isola la cinghia tra le dita dei piedi. Quindi pizzicare saldamente l'area usando le unghie o la pinza atraumatica. Un riflesso positivo è indicato dalla retrazione della gamba o dal ritiro del piede. Un altro metodo è il pizzico della coda eseguito sulla punta della coda. Una reazione positiva è dimostrata da contrazioni o movimenti della coda. Puoi anche pizzicare la punta della pinna, e se c'è uno scuotimento della testa o il movimento dei baffi in avanti, allora l'animale non è nel piano chirurgico dell'anestesia.

Per controllare la profondità dell'anestesia, si può anche toccare il canthus mediale o l'angolo interno dell'occhio per suscitare il riflesso palpebrale - indicato da un battito di ciglia in risposta al tocco delle palpebre. Anche se c'è movimento delle palpebre, baffi o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non è nel piano chirurgico dell'anestesia.

Infine, si può controllare il riflesso corneale toccando la cornea con un dito guantato o un applicatore con punta di cotone. Una risposta positiva è indicata da un battito di ciglia.

È importante alternare tra i siti per valutare la profondità dell'anestetico. L'uso dello stesso dito o orecchio per pizzichi ripetuti desensibilizzerà l'area e la risposta sarà repressa e non fornirà una valutazione accurata della profondità dell'anestetico.

Oltre a questi metodi di valutazione degli stimoli fisici, si dovrebbero anche monitorare gli indicatori fisiologici tra cui la frequenza cardiaca, la frequenza respiratoria, la pressione sanguigna, il colore delle mucose e il tempo di ricarica capillare. Mentre le osservazioni generali possono essere utili per rilevare i cambiamenti nella frequenza respiratoria, per utilizzare la frequenza cardiaca per la valutazione della profondità, possono essere utilizzate apparecchiature specializzate come l'elettrocardiografo. Per misurare la pressione sanguigna, ci sono una varietà di dispositivi che possono essere montati sopra la coda o anche su tutto il corpo. Il colore delle mucose, degli occhi, delle orecchie, della bocca, del naso, dell'ano, delle zampe e della coda può anche indicare la profondità dell'anestetico. Queste aree dovrebbero essere rosa, suggerendo un'adeguata respirazione e frequenza cardiaca.

Per controllare il tempo di ricarica capillare, premere sulla pinna degli animali anestetizzati e contare il numero di secondi necessari affinché l'area sbollentata ritorni a un colore rosa. Questo non dovrebbe essere più di 1 o 2 secondi. Un tempo di ricarica prolungato suggerisce una riduzione della frequenza cardiaca o della forza della contrazione cardiaca, indicando che l'animale potrebbe essere troppo profondamente anestetizzato e vicino alla morte. Dopo aver rimosso l'animale dall'anestesia, non devono essere restituiti alla struttura abitativa fino al recupero dall'anestesia, a meno che non siano continuamente monitorati nell'area di stabulazione.

Ora che abbiamo imparato i principi e le procedure di induzione e manutenzione dell'anestesia dei roditori, diamo un'occhiata ad alcune delle frequenti applicazioni degli anestetici nella ricerca biomedica di oggi.

Probabilmente l'uso più comune per l'anestesia dei roditori è prima e durante l'intervento chirurgico. Ad esempio, qui i ricercatori volevano sviluppare un modello di ictus causato dalla formazione di coaguli nel cervello. Per raggiungere questo obiettivo, hanno indotto l'anestesia nei topi e poi hanno perforato il cranio per creare una finestra sottile. E mentre l'animale era ancora sedato, questi scienziati hanno iniettato un colorante fotosensibile nella circolazione. Successivamente, hanno indotto la fotoattivazione con l'aiuto di un laser attraverso il cranio perforato per causare la formazione di un coagulo nella vascolarizzazione cranica.

Un altro caso in cui è richiesta l'anestesia dei roditori è per l'esecuzione di analisi fisiologiche. Ad esempio, gli scienziati usano spesso elettrodi ECG su animali anestetizzati per monitorare l'attività cardiaca. Oppure usano sonde ad ultrasuoni per determinare la velocità di movimento del diaframma per quantificare con maggiore precisione la frequenza respiratoria.

Infine, l'uso dell'anestesia è obbligatorio quando si preforma la sopravvivenza in esperimenti in utero. Ad esempio, l'elettroporazione in utero - un metodo in cui una femmina incinta viene anestetizzata, viene praticata un'incisione per esporre gli embrioni in via di sviluppo e vengono utilizzati elettrodi per indurre l'assorbimento cellulare embrionale del materiale genetico iniettato.

Hai appena visto il video di JoVE sull'amministrazione e la manutenzione dell'anestesia. Poiché l'anestesia dei roditori facilita l'esecuzione di una gamma così ampia di esperimenti biologici, è imperativo che ogni scienziato possieda l'abilità di indurre e mantenere la corretta profondità anestetica durante un esperimento. Come sempre, grazie per aver guardato!

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Applications and Summary

L'uso corretto degli anestetici per la chirurgia, o altre procedure potenzialmente dolorose, è fondamentale non solo per il benessere dell'animale, ma anche per l'integrità dei dati scientifici raccolti durante la procedura. Ci sono molte variabili che influiscono sulla scelta del reggimento anestetico appropriato. La profondità dell'anestesia deve essere attentamente monitorata, poiché ogni singolo animale può rispondere in modo diverso al farmaco. Con l'uso dell'anestetico adeguato e un attento monitoraggio, è possibile eseguire procedure dolorose senza dolore e cambiamenti fisiologici minimi nell'animale.

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References

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Szczepan B et al. Intraoperative Physiological Monitoring in Rodent Surgical Research. Retrievd from https://www.alnmag.com/article/2012/10/intraoperative-physiological-monitoring-rodent-surgical-research (accessed 10/15/15)
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Smith, W. 1993. Responses of laboratory animals to some injectable anaethetics. Laboratory Animals. 27. 30-39.

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L'induzione e il mantenimento dell'anestesia costituiscono una componente integrante della cura veterinaria degli animali da laboratorio sottoposti a qualsiasi forma di procedura chirurgica. L'obiettivo dell'anestesia è quello di immobilizzare adeguatamente l'animale e alleviare tutte le sensazioni di dolore. Oltre all'induzione, è necessario un monitoraggio preciso e costante per mantenere in sicurezza la corretta profondità anestetica durante tutta la procedura.

In questo video, discuteremo prima brevemente i livelli di anestesia dei roditori e quale fase si dovrebbe mirare a raggiungere. Successivamente, esamineremo i diversi metodi di induzione e manutenzione, vari modi per garantire che l'animale sia sempre nella fase anestetica desiderata e, infine, alcuni esperimenti del mondo reale che comportano l'uso di diversi anestetici per vari scopi.

Iniziamo discutendo i livelli. Ci sono quattro fasi di anestesia e quattro piani all'interno dello stadio tre o della fase chirurgica.

Durante la prima fase, l'animale diventa disorientato. La seconda fase è caratterizzata da una frequenza respiratoria irregolare e dalla perdita del riflesso di raddrizzamento. Nel piano uno della terza fase, i riflessi palpebrali e di deglutizione sono assenti. Durante il piano due, i riflessi laringei e corneali vengono persi. Fino a questo punto, l'anestetico non ha indotto amnesia o analgesia.

È nel piano tre che l'amnesia e l'analgesia progrediscono da parziale a completa e l'animale viene completamente anestetizzato per una procedura chirurgica. Il piano tre è anche indicato dalla paralisi dei muscoli intercostali, che si traduce in respirazione diaframmatica che è una respirazione superficiale. Nel piano quattro, l'animale è stato sovradosato e può procedere rapidamente nella fase quattro, dove c'è una paralisi completa sia dei muscoli intercostali che del diaframma, che può causare l'arresto respiratorio e, infine, portare alla morte.

Gli anestetici sono disponibili come inalante o iniettabili e un veterinario deve decidere cosa utilizzare per la procedura da eseguire. Questa scelta si basa su numerosi aspetti tra cui: l'estensione e la durata della procedura, la specie e il ceppo, l'età e lo stato fisiologico dell'animale.

La classe di anestetici inalanti comunemente usati comprende composti come isoflurano, sevoflurano e desflurano. Questi composti consentono un facile controllo della profondità dell'anestesia. Ci sono alcune opzioni nelle attrezzature che si possono scegliere tra cui somministrare anestetici inalanti.

Una delle scelte è un barattolo a campana, che dovrebbe essere usato sotto il cofano - e non sul banco - per evitare l'esposizione del personale ai gas anestetici. Assemblare il barattolo con una piattaforma perforata in ceramica o plastica creando uno spazio tra il fondo del barattolo e la piattaforma. Successivamente, mentre indossi guanti impermeabili, saturare un batuffolo di cotone con anestetico e posizionarlo sotto la piattaforma in modo che riposi sul fondo del barattolo. Quindi fissare immediatamente il coperchio per evitare la fuoriuscita del vapore anestetico. Per posizionare l'animale, far scorrere il coperchio da un lato, introdurre l'animale e fissarlo immediatamente. Successivamente, osservare l'attività e le respirazioni per determinare la profondità dell'anestesia ed esporre l'animale all'inalante per effetto. Si noti che la piattaforma funge da barriera e impedisce all'animale di entrare in contatto diretto con l'anestetico liquido.

Un'alternativa al barattolo a campana è una camera a induzione utilizzata in combinazione con una macchina vaporizzatore di precisione collegata a un serbatoio di ossigeno. Il primo passo è assicurarsi che il vaporizzatore sia riempito con una quantità appropriata di anestetico liquido. Quindi, controllare il sistema di spazzino dei gas di scarico. Se è il sistema passivo comunemente usato, pesare il contenitore per determinare se è ancora efficace. Generalmente un aumento di cinquanta grammi sopra il peso iniziale è il punto in cui viene speso il contenitore. Il prossimo passo è assemblare la camera di induzione. Assicurarsi che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e che l'uscita sia dal sistema di scarico dei gas di scarico.

Per iniziare, posizionare l'animale nella camera di induzione e fissare il coperchio. Una volta che l'animale è nella camera, avviare prima il flusso di ossigeno alla velocità di 1 litro al minuto, quindi regolare l'impostazione del vaporizzatore di precisione su un livello di induzione del 3-4 % per l'isoflurano. Come un barattolo a campana, esporre l'animale all'anestetico per effetto. Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, lavare la camera con l'ossigeno spegnendo l'isoflurano prima di rimuovere delicatamente l'animale. Questo per prevenire l'esposizione del personale ai gas anestetici.

Un altro metodo per l'induzione dell'anestesia è tramite cono naso o maschera facciale collegata anche al vaporizzatore di precisione. Tuttavia, poiché i gas anestetici hanno un odore sgradevole, gli animali possono obiettare di essere mascherati per l'induzione. Inoltre, c'è anche il rischio di causare asfissia a causa della presa troppo salda. Pertanto, il metodo preferito è quello di utilizzare la scatola di induzione o il barattolo a campana per indurre l'anestesia seguita dalla manutenzione con il cono del naso. Il più delle volte, l'assemblaggio è tale che il cono e la camera di induzione sono entrambi collegati allo stesso vaporizzatore con un interruttore intermedio per commutare l'erogazione del vapore anestetico dalla camera di induzione al cono del naso e viceversa. Dopo aver anestetizzato l'animale nella camera, fissare la sua faccia nel cono e commutare l'interruttore sul tubo per reindirizzare il flusso di gas al cono del naso. Monitorare la respirazione e dopo aver confermato che l'animale è rilassato, ridurre l'anestetico a un livello di mantenimento dello 0,5 - 1,5%. Inoltre, applicare un unguento oftalmico agli occhi per prevenire l'essiccazione corneale.

Per anestetici iniettabili, una miscela di ketamina e altri sedativi o rilassanti muscolari tra cui xilazina e/o acepromazina. Diverse combinazioni possono essere preparate utilizzando questi composti. Vedere il testo di seguito per i rapporti comunemente usati. Si noti che la ketamina è una sostanza controllata e pertanto la quantità utilizzata deve essere annotata sul registro dei farmaci controllati e le miscele devono avere i loro singoli registri delle sostanze controllate. A seconda della specie, dell'età e dello stato di salute dell'animale, vengono selezionate la miscela e la dose dell'anestetico e la soluzione può essere iniettata per via intraperitoneale o intramuscolare. Di solito, gli anestetici per iniezione e inalazione vengono utilizzati in combinazione per ottenere l'anestesia chirurgica.

Ora che sai come indurre l'anestesia, impariamo a conoscere la valutazione della profondità anestetica, che è importante monitorare ogni 10-30 minuti per garantire che l'animale non venga danneggiato durante la procedura. Esistono diversi metodi per farlo nei roditori.

Un metodo comunemente usato è il pizzico della dita. Estendi la gamba dell'animale e isola la cinghia tra le dita dei piedi. Quindi pizzicare saldamente l'area usando le unghie o la pinza atraumatica. Un riflesso positivo è indicato dalla retrazione della gamba o dal ritiro del piede. Un altro metodo è il pizzico della coda eseguito sulla punta della coda. Una reazione positiva è dimostrata da contrazioni o movimenti della coda. Puoi anche pizzicare la punta della pinna, e se c'è uno scuotimento della testa o il movimento dei baffi in avanti, allora l'animale non è nel piano chirurgico dell'anestesia.

Per controllare la profondità dell'anestesia, si può anche toccare il canthus mediale o l'angolo interno dell'occhio per suscitare il riflesso palpebrale - indicato da un battito di ciglia in risposta al tocco delle palpebre. Anche se c'è movimento delle palpebre, baffi o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non è nel piano chirurgico dell'anestesia.

Infine, si può controllare il riflesso corneale toccando la cornea con un dito guantato o un applicatore con punta di cotone. Una risposta positiva è indicata da un battito di ciglia.

È importante alternare tra i siti per valutare la profondità dell'anestetico. L'uso dello stesso dito o orecchio per pizzichi ripetuti desensibilizzerà l'area e la risposta sarà repressa e non fornirà una valutazione accurata della profondità dell'anestetico.

Oltre a questi metodi di valutazione degli stimoli fisici, si dovrebbero anche monitorare gli indicatori fisiologici tra cui la frequenza cardiaca, la frequenza respiratoria, la pressione sanguigna, il colore delle mucose e il tempo di ricarica capillare. Mentre le osservazioni generali possono essere utili per rilevare i cambiamenti nella frequenza respiratoria, per utilizzare la frequenza cardiaca per la valutazione della profondità, possono essere utilizzate apparecchiature specializzate come l'elettrocardiografo. Per misurare la pressione sanguigna, ci sono una varietà di dispositivi che possono essere montati sopra la coda o anche su tutto il corpo. Il colore delle mucose, degli occhi, delle orecchie, della bocca, del naso, dell'ano, delle zampe e della coda può anche indicare la profondità dell'anestetico. Queste aree dovrebbero essere rosa, suggerendo un'adeguata respirazione e frequenza cardiaca.

Per controllare il tempo di ricarica capillare, premere sulla pinna degli animali anestetizzati e contare il numero di secondi necessari affinché l'area sbollentata ritorni a un colore rosa. Questo non dovrebbe essere più di 1 o 2 secondi. Un tempo di ricarica prolungato suggerisce una riduzione della frequenza cardiaca o della forza della contrazione cardiaca, indicando che l'animale potrebbe essere troppo profondamente anestetizzato e vicino alla morte. Dopo aver rimosso l'animale dall'anestesia, non devono essere restituiti alla struttura abitativa fino al recupero dall'anestesia, a meno che non siano continuamente monitorati nell'area di stabulazione.

Ora che abbiamo imparato i principi e le procedure di induzione e manutenzione dell'anestesia dei roditori, diamo un'occhiata ad alcune delle frequenti applicazioni degli anestetici nella ricerca biomedica di oggi.

Probabilmente l'uso più comune per l'anestesia dei roditori è prima e durante l'intervento chirurgico. Ad esempio, qui i ricercatori volevano sviluppare un modello di ictus causato dalla formazione di coaguli nel cervello. Per raggiungere questo obiettivo, hanno indotto l'anestesia nei topi e poi hanno perforato il cranio per creare una finestra sottile. E mentre l'animale era ancora sedato, questi scienziati hanno iniettato un colorante fotosensibile nella circolazione. Successivamente, hanno indotto la fotoattivazione con l'aiuto di un laser attraverso il cranio perforato per causare la formazione di un coagulo nella vascolarizzazione cranica.

Un altro caso in cui è richiesta l'anestesia dei roditori è per l'esecuzione di analisi fisiologiche. Ad esempio, gli scienziati usano spesso elettrodi ECG su animali anestetizzati per monitorare l'attività cardiaca. Oppure usano sonde ad ultrasuoni per determinare la velocità di movimento del diaframma per quantificare con maggiore precisione la frequenza respiratoria.

Infine, l'uso dell'anestesia è obbligatorio quando si preforma la sopravvivenza in esperimenti in utero. Ad esempio, l'elettroporazione in utero - un metodo in cui una femmina incinta viene anestetizzata, viene praticata un'incisione per esporre gli embrioni in via di sviluppo e vengono utilizzati elettrodi per indurre l'assorbimento cellulare embrionale del materiale genetico iniettato.

Hai appena visto il video di JoVE sull'amministrazione e la manutenzione dell'anestesia. Poiché l'anestesia dei roditori facilita l'esecuzione di una gamma così ampia di esperimenti biologici, è imperativo che ogni scienziato possieda l'abilità di indurre e mantenere la corretta profondità anestetica durante un esperimento. Come sempre, grazie per aver guardato!

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