Overview
출처: 마이클 S. 리1 과 토냐 J. 웹1
1 미생물학 및 면역학학과, 메릴랜드 의과 대학 및 말린과 스튜어트 그린바움 종합 암 센터, 볼티모어, 메릴랜드 21201
면역히스토화학(IHC) 및 면역세포화학(ICC)은 항체를 이용한 특정 항원들의 발현 및 국소화를 시각화하는 데 사용되는 기술이다. IHC의 첫번째 간행된 사용은 알버트 쿤스가 Pneumococcus에 감염된 마우스에서 조직 단면도에 있는 폐렴구균 항원의 존재를 구상하기 위하여 기술을 이용한 1941년에 이었습니다 (1). 이름, 면역 조직 화학, IHC에 사용되는 조직 섹션을 참조하여 항체 및 "히스토-"를 참조하여 뿌리 "면역-"에서 유래된다. 면역 세포화학의 뿌리 "사이토-"는 ICC와 IHC 의 주요 차이점을 강조합니다. IHC는 전체 조직의 섹션을 사용하는 반면, ICC는 조직에서 분리되거나 배양에서 자란 세포를 사용합니다. 사용된 샘플의 차이는 샘플 준비가 기술적으로 IHC와 ICC 간에 다르다는 것을 의미하지만, 그렇지 않으면 ICC와 IHC의 프로토콜은 동일하며 용어가 자주 상호 교환적으로 사용되는 것을 발견할 것입니다.
IHC와 ICC 모두에서, 각각 과산화제 또는 로다민과 같은 화학적 또는 형광 태그를 가진 항체는, 항원에 태그된 항체의 특정 결합을 통해 관심있는 어떤 항원든물의 분포를 시각화하기 위하여 이용된다. IHC의 경우, 조직의 얇은 조각은 염색되기 전에 조직의 구조를 유지하기 위해 슬라이드에 고정되어 전체 조직의 맥락에서 항원의 시각화를 허용한다(도 1). ICC의 경우, 세포는 염색되기 전에 슬라이드에 고르게 분포되어 개별 세포 내에서 항원 분포의 시각화를 허용하지만 특정 조직의 구조 내에는 허용되지 않습니다. 두 프로토콜 간의 유사성으로 인해 이 프로토콜은 IHC에 중점을 두어 IHC와 관련된 샘플 준비의 추가 복잡성을 해결합니다.
그림 1: IHC 프로토콜의 개요입니다. 마우스에서 해부된 파라핀 임베디드 조직을 위한 IHC 프로토콜의 시각적 윤곽선입니다. 이 프로토콜은 생체 분해된 이차 항체 및 스트레파비딘-HRP를 사용하여 항체 결합의 위치를 시각화합니다. 형광 태그 항체와 같은 다른 옵션도 가능합니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
IHC를 수행할 때 첫 번째 주요 결정은 염색 과정 전반에 걸쳐 조직의 구조를 유지하기 위해 조직 섹션을 준비하는 방법입니다. 두 가지 주요 선택은 파라핀 임베디드 조직의 포르말린 고정 섹션 또는 냉동 조직의 신선한 부분입니다. 어떤 다운스트림 분석이 수행될지에 따라 사용할 방법에 대한 간단한 대답은 없습니다. 파라핀 임베디드 조직의 포르말린 고정은 일반적으로 IHC 외부의 후속 분석약에 대한 단백질 기능을 보존할 수 있는 신선한 조직을 동결하는 동안 최적의 이미징을 위한 조직 형태를 더 잘 보존하는 것으로 생각됩니다. 또한, 신선한 냉동 조직 섹션은 유전자 발현 분석(2)에 더 적합한 것으로 나타났다. 세 번째 고려 사항은 관심있는 항원용 항체가 고정 또는 냉동 조직 섹션에 적합한지 여부이며, 일부 항체는 특정 유형의 단면에만 최적화되어 있고 다른 사람을 위해 작동하지 않을 수 있기 때문에. 마지막으로, 신선한 냉동 샘플을 -80°C로 유지해야 하고 고정 된 섹션이 실온에서 훨씬 더 오래 보관 할 수 있지만 1 년 이상 지속되지 않을 수 있기 때문에 조직 섹션을 저장하는 데 얼마나 걸리는지 결정해야합니다. 이들은 파라핀 임베디드 조직의 포르말린 고정 섹션 또는 냉동 조직의 신선한 부분을 사용할지 여부를 결정하기위한 주요 고려 사항 중 일부입니다. 궁극적으로, 하나는 충분 한 조직이 있는 경우, 그것은 단지 둘 다의 일부를 가지고 하는 것이 가장 좋을 수 있습니다.
본 실험에서, 우리는 림프종 발달의 자발적인 마우스 모델에서 확대된 비장에서 사이클린 D1 발현이 증가했는지 여부를 결정하기 위해 착수했다. 비장 조직 샘플은 림프종을 가지고 있지 않은 야생 형 마우스, 트랜스 제닉 마우스 또는 자발적으로 림프종을 개발한 형질 전환 마우스로부터 먼저 분리되었습니다. 비장 조직 샘플은 파라포름알데히드에 고정되었고, 파라핀에 내장되어, 절제되고, 마우스 항시클린 D1 1차 항체를 이용하여 염색하고, 말 항마우스 이차 항체를 거쳐 3,3-디아미노벤지딘(DAB)을 사용하여 개발하였다. 그 후 해리스 헤마톡슬린 솔루션에 섹션이 반소된 다음 섹션은 20배 배율로 이미지화되었습니다.
시약
파라핀 임베디드 섹션
- 4% 파라포름알데히드 (PFA)
- 에탄올 (무수성 변성, 조직학 등급 100%, 95%, 80%, 75%, 50%). 이중 증류수(ddH2O)를 사용하여 100% 스톡에서 희석할 수 있습니다.
- 자일렌 (동음이의)
- IHC 호환 유리 슬라이드는 조직 섹션이 전체 절차에 걸쳐 부착 된 상태로 유지되도록합니다. IHC 호환 유리 슬라이드는 특수 코팅을 가지고 있으며 여러 소매 업체에서 쉽게 사용할 수 있습니다. ICC를 수행하는 경우 챔버 슬라이드를 사용합니다. 챔버 슬라이드는 세포가 슬라이드에 부착하고 적절한 합류에 도달 할 때까지 챔버에서 세포를 시드하고 인큐베이터에 배치 할 수 있도록, 챔버를 제거하고 염색은 IHC와 같은 방식으로 진행 할 수 있습니다.
- 파라핀
- 과산화수소 0.3% (H 2 O2)/메탄올:준비하려면 1mL 30% H2O2 ~ 99mL 메탄올을 추가합니다. -20°C에 보관
- 항원 검색 버퍼: IHC 구연산 버퍼 pH 6.0
신선한 냉동 섹션
- 최적의 절삭 온도(10월) 포함 화합물
- 최적의 고정: -20°C로 냉각된 PFA 또는 아세톤 4%
얼룩
- 버퍼 차단: 사용자가 결정해야 합니다. 한 가지 예는 1X PBS로 희석된 말 혈청입니다.
- 희석 된 1 차 항체 : 제조 업체 사양 참조
- 희석 된 바이오티니드 이차 항체 : 제조업체 사양 참조
- 희석 된 아비딘 - 고추냉이 Peroxidase (HRP): 과산화제 시각화에 대해서만. 제조업체 사양을 참조하십시오.
- DAB 또는 다른 호환 기판
- 카운터스테인(선택 사항)
- 에탄올 (무수성 변성, 조직학 등급 100% 및 95%)
- 자일렌 (동음이의)
- 오가노/리모네 산
Procedure
1. 면역 세포 화학을위한 세포의 준비
- 24웰 배양판의 우물에 세포 현탁액의 0.5mL을 추가하여 챔버 슬라이드 또는 챔버 커버립에 관심의 종자 세포.
참고: 일부 세포는 폴리 리신으로 처리된 커버립과 같은 처리된 커버립에 성장을 요구할 수 있습니다. 최적의 치료 조건은 사용되는 세포 유형에 따라 사용자가 결정해야합니다. - 플레이트를 가습 된 CO2 인큐베이터에 넣고 세포가 50-70 % 컨할 때까지 37 ° C에서 성장할 수 있도록합니다.
- 세포가 최적의 합류성에 도달하면 각 우물에서 배양 매체를 제거하고 4 % PFA (1X PBS에서 희석)의 0.5 mL로 배양하여 세포를 수정하고 실온에서 20 분 동안 배양하십시오.
- 1x PBS 1mL로 고정을 제거하고 우물을 세 번 씻으시면 됩니다.
- 다음으로, 각각 의 0.5mL의 0.1% 트리톤-X-100을 각각 웰에 첨가하여 세포를 충마화하고 실온에서 15분 동안 배양한다.
- 투과화 버퍼를 흡습하고 1X PBS의 1mL로 세 번 우물을 씻으세요.
- 커버립의 세포가 이제 고정되고 투과됩니다. 다음 면역조직화학 예에 대해 입증된 염색 절차로 진행- 조직 섹션 슬라이드에 직접 보다는 오히려 24 웰 플레이트의 우물 내에서 배큐어가 수행되어야 한다는 것을 제외하고는.
2. 스테인닝을 위한 포르말린 고정 파라핀 임베디드 섹션 준비
- 준비된 포르말린 고정, 파라핀 내장 조직 섹션을 가져옵니다.
분리
- 슬라이드를 100% 자일렌에 2회 2회 담가 5분 동안 담가 두십시오.
리하이드레이션
- 슬라이드를 100% 에탄올2번으로 2회 담가 3분 씩 담가.
- 슬라이드를 95% 에탄올로 3분 동안 담가 두십시오.
- 슬라이드를 70% 에탄올로 3분 동안 담가 두십시오.
- 슬라이드를 50% 에탄올에 3분 동안 담가 두십시오.
내인성 페록시다제 활동 차단
- 100mL에서 0.3% H2 O2의 슬라이드를 실온에서 30분 동안 배양합니다.
- 슬라이드를 1X PBS로 2회 2회 5분 동안 세척합니다.
항원 회수
- IHC 구연산 버퍼(pH 6)에 슬라이드를 담그고 20분 동안 끓입니다.
- 티슈 슬라이드는 이제 염색할 준비가 되었습니다.
3. 염색을 위한 신선 냉동, OTC 임베디드 섹션 준비
- 5mm의 신선한 절연 조직을 금형에 넣고 섹션이 완전히 덮일 때까지 OCT를 추가하십시오.
- 완전히 얼어 붙을 때까지 조직 블록을 액체 질소에 천천히 담급합니다. 이제 샘플은 최대 1년 동안 -80°C에 저장할 수 있습니다.
- 일단 단면에 대 한 준비, 냉동 된 조직 블록을 극저온으로 전송 하 고 전체 설정 -20°C에 올 수 있도록.
- 저온을 사용하여 5-10 μm 두께의 조직 섹션을 자르고 브러시를 사용하여 IHC 호환 유리 슬라이드에 직접 섹션을 배치합니다.
- 실온에서 밤새 건조 슬라이드를 허용합니다. 슬라이드는 -80°C에 저장할 수도 있습니다.
- 슬라이드를 4% PFA의 250mL로 실온에서 15분 동안 담그고 염색하기 전에 슬라이드를 수정합니다. 최적의 고정 방법은 사용자가 결정해야 합니다.
- 슬라이드를 1X PBS 250mL로 2회 2회 5분 동안 담급다.
- 내인성 과산화제 활성을 차단하기 위해 실온에서 30분 동안 0.3% H2O2의 250mL로 슬라이드를 침수합니다.
- 슬라이드를 1X PBS 250mL로 2회 2회 5분 동안 담급다.
- 이제 슬라이드가 염색할 준비가 되었습니다.
4화 염색
- 장벽 펜을 사용하여 소수성 장벽으로 조직을 동그라미.
블로킹
- 파이펫을 사용하여 100 μL의 블로킹 버퍼(1X PBS로 희석된 말 혈청)를 실온에서 1시간 동안 섹션 위에 놓습니다.
- 파이펫을 사용하여 차단 버퍼를 제거합니다.
1차 항체 배양
- 100 μL 희석 1 차 항체 용액 (마우스 항인간 사이클린 D1 희석 1:100 차단 버퍼)로 둘러싸인 조직을 실온에서 30 분 동안 배양합니다.
- 각 슬라이드에서 1 차 항체를 배출하고 슬라이드를 각각 5 분 동안 1X PBS2 번 세척하십시오.
이차 항체 배양
- 실온에서 30분 동안 희석된 바이오티니컬이차항체(생체개질형 말 항마우스 IgG 희석 1:200)의 100μL로 샘플을 배양한다.
- 단면을 배출하여 이차 항체를 제거하고 각각 5분 동안 1X PBS2번으로 세척합니다.
색상 개발
- HRP를 이용한 시각화: 아비딘-비오틴 복합체(ABC) 시약100μL을 추가하고 실온에서 30분 동안 어둠 속에서 섹션을 배양합니다.
참고: 형광 태그 항체는 또한 적당한 현미경을 사용하여 이용되고 시각화될 수 있습니다. - 슬라이드를 1X PBS로 2회 2회 5분 동안 세척합니다.
- 최대 5분 동안 DAB의 100 μL에서 섹션을 배양하여 슬라이드를 개발합니다.
- 실온에서 5분 동안 증류수(dH2O)를 추가하여 개발을 중단하십시오.
카운터스테인닝(원하는 경우)
- 해리스 헤마톡슬린 솔루션(또는 0.1M 아세테이트(pH 4.2)의 0.5% 메틸 그린에서 10분 간 슬라이드를 잠깐 담가주세요.
- dH2O로 슬라이드를 각각 5분 동안 두 번 세척하여 카운터스테인을 헹구십시오.
탈수
- 슬라이드를 95% 에탄올2번으로 2회 5분 씩 담가두십시오.
- 슬라이드를 100% 에탄올2번으로 2회 담가 5분 동안 담가 두십시오.
- 슬라이드를 100% 자일렌에 2회 2회 담가 5분 동안 담가 두십시오.
- 종이 타월로 슬라이드를 블롯합니다.
마운팅 및 커버슬립 애플리케이션
- 슬라이드에 오가노 리모네 산과 같은 마운팅 미디어를 한 방울 더 하고 섹션 위에 커버슬립을 놓습니다.
현미경 분석
- 분석을 위해 적절한 현미경으로 얼룩진 부분을 관찰하십시오. 여기서 표준 광 현미경은 관찰을 위해 사용되었고, 장착된 디지털 카메라가 이미징에 사용되었다.
면역 세포 화학 및 면역 조직 화학은 배양 세포와 조직에 대한 관심있는 단백질을 각각 염색하는 방법입니다. 두 관련 기술의 기본 원리는 단백질을 식별하고 시각화하고 세포 및 조직 내의 위치뿐만 아니라 상대적 수준을 결정하기 위해 검출 시스템과 태그된 특정 항체를 사용하는 것입니다. 두 실험의 프로세스는 샘플 준비로 시작됩니다.
세포에서 단백질 또는 항원 위치를 구체적으로 시각화하는 면역 세포 화학의 경우, 이것은 세 가지 단계를 포함한다. 첫 번째 단계는 배양 판의 우물에서 일반적으로 커버 슬립 또는 슬라이드에 성장 매체에서 세포를 배양하는 것을 수반하는 도금입니다. 이것은 단백질의 구조적 무결성을 보존하고 효소 활동이 분해되는 것을 방지하기 위해 파라포름알데히드와 같은 침전 또는 교차 연결 제가 세포에 첨가되는 고정에 선행됩니다. 마지막 단계는 세포막을 염색에 대한 투과성하게 만들기 위하여 세제를 추가하는 관련시키는 투과성입니다.
대조 방법에서, 면역 조직 화학, 단백질 또는 항원은 조직에서 시각화되고 샘플 준비는 5 단계가 있다. 첫째, 전체 조직은 일반적으로 파라포름알데히드와 고정을 받습니다. 이것은 파라핀 의 블록에 조직의 포함에 선행되고, 그 다음 슬라이드에 배치 될 수있는 얇은 조각으로 조직을 잘라 마이크로 토메라는 기계를 사용하여이 블록의 단면. 다음으로, 슬라이드는 조직 슬라이스 주위에서 파라핀을 제거하거나, 탈파화 또는 제거를 받게 된다. 이어서, 선택적 항원 회수 단계를 수행할 수 있다. 이것은 항체 결합을 위해 그(것)들을 가능하게 하는 고정 도중 교차 연결된 에피토프를 풀어 열 또는 효소를 사용하여 행해질 수 있습니다. 적절한 시료 준비 후, 표적 특이적 일차 항체가 세포 또는 조직 샘플에 첨가된다. 이 1 차적인 항체는 관심있는 단백질에 결합해야 합니다. 다음으로, 1차 항체를 검출하고 결합하는 이차 항체가 추가됩니다. 이 이차 항체는 HRP에게 불린 효소에, 또는 결합할 수 있습니다. 특정 기판인 DAB가 추가되면 HRP는 이를 불용성 갈색 침전으로 변환합니다. 이 갈색 얼룩은 표적 단백질의 위치를 표시합니다. 슬라이드는 또한 헤마톡슬린으로 염색되어 핵을 파란색으로 표시하고 세포 외 국소화를 결정하기위한 공간 기준점을 제공합니다. 그 후, 마운팅 용지가 슬라이드에 추가되고, 스테인드 샘플을 밀봉하고 보존하기 위해 커버 슬립이 추가됩니다. 마지막으로 슬라이드는 가벼운 현미경으로 이미지화 될 수 있습니다.
이 비디오에서는 도금 된 세포 및 조직 섹션에 대한 샘플 준비 기술을 관찰한 다음 조직 섹션의 면역 염색을 수행합니다.
첫째, 관심있는 세포는 커버립에 앉을 필요가 있습니다. 이렇게하려면 조직 배양 후드에서 일하면서 개별 커버립을 24 웰 플레이트의 우물에 놓습니다. 그런 다음 새시를 닫고 UV 광을 켜서 커버립을 15 분 이상 살균하십시오. 다음으로 UV 라이트를 끕니다. 수렴 된 10 센티미터 접시에서 관심있는 세포를 들어 올리고, 미디어를 흡인하고, PBS로 짧게 씻고, 2 분 동안 세포에 트립신을 추가하십시오. 그런 다음 플레이트의 측면을 탭하여 세포가 분리되어 미디어로 트립신을 중화시도록 합니다. 다음으로 0을 추가합니다. 각 우물에 셀 서스펜션의 5 mL, 커버립을 커버해야합니다. 접시를 가습된 CO2 인큐베이터에 넣고 50-70% 컨서우처가 될 때까지 세포가 섭씨 37도에서 자랄 수 있도록 합니다.
세포가 최적의 연결성에 도달하면 각 우물에서 배양 배지를 흡인한 다음 세포를 인큐베이팅하여 세포를 고정합니다. 실온에서 20분 동안 1X PBS로 희석된 4% 파라포름알데히드의 5mL. 고정을 제거 한 후, 세포를 헹구면 각 커버 슬립에 1 x PBS의 1 mL을 추가합니다. 즉시 PBS를 흡인한 다음 총 3 개의 세치에 대해 헹구기 2 회 더 반복합니다.
지금, 각각의 우물에 1X PBS에 0.1% 트리톤 X-100의 0.5 mL를 추가하여 세포를 permeablize. 접시를 실온에서 15분 동안 그대로 둡니다. 투과화 버퍼를 흡습한 다음 각 우물에 1X PBS의 1mL을 추가하여 세포를 헹구는 다. 즉시 PBS를 흡입하고 총 3 개의 세치에 대해 헹구기 2 회 더 반복합니다. 이제 커버의 세포가 고정되고 투과화되었으므로, 조직 단면 슬라이드에서 직접보다는 24웰 플레이트의 우물 내에서 배큐어를 수행해야 한다는 점을 제외하고 다음 면역조직화학 예에 대해 입증된 염색 절차를 진행한다.
시작하려면 준비된 포르말린 고정 된 파라핀 임베디드 조직 섹션을 가져옵니다. 슬라이드 랙에 배치한 다음 100% 자일렌의 250mL에 완전히 몰입하여 슬라이드를 분리합니다. 슬라이드가 자일렌에서 5분 동안 배양하도록 허용합니다. 그런 다음 컨테이너에서 슬라이드를 제거하고 종이 타월로 닦아 신선한 용기에 새 자일렌 욕조에 넣고 5 분 동안 새 용기에 넣습니다.
다음으로, 100% 에탄올로 시작하여 3분 동안 100% 에탄올로 시작하는 일련의 등급에 있는 에탄올 솔루션의 섹션을 재수화합니다. 슬라이드 랙을 종이 타월로 닦고 슬라이드를 100% 에탄올의 새 용기로 3분 간 전달합니다. 종이 타월로 세척, 건조, 지정된 시간 동안 에탄올의 표시된 농도에 따라 새로운 목욕으로 슬라이드를 전송하는이 주기를 계속합니다. 최종 에탄올 세척 후, 종이 타월로 랙을 닦고 내인성 과산화효소 활성을 차단하기 위해 실온에서 30 분 동안 과산화수소 .3 %의 100 mL로 슬라이드를 배양합니다. 슬라이드를 1X PBS 250mL로 5분간 세척합니다. 신선한 1X PBS 의 용기에 5 분 간 이 세척을 반복하십시오.
다음으로, pH 6.0에서 IHC 구연산 버퍼의 250mL에 슬라이드를 침지하고 20분 동안 끓여서 항원 회수를 수행한다. 그런 다음 염색 프로토콜로 진행합니다.
IHC에 대한 염색 프로세스를 시작하려면 소수성 펜으로 섹션을 동그라미하여 버퍼가 커버해야 하는 최소 영역을 식별합니다. 그런 다음 파이펫을 사용하여 100 마이크로리터의 블로킹 버퍼를 배치하며, 이 실험에서는 1X PBS에서 희석된 말 혈청이 섹션 위에 있습니다. 실온에서 1 시간 동안 슬라이드를 배양하십시오. 이에 따라 파이펫을 사용하여 차단 버퍼를 제거합니다.
다음으로, 1X PBS에서 희석된 말 혈청의 990 마이크로리터를 1로 첨가하여 1:100 희석시 1차 항체 및 블로킹 버퍼를 희석시 희석한다. 5 mL Eppendorf 튜브, 1 차 적인 항체의 10 마이크로 리터 다음. 각 섹션에 희석 된 1 차 항체의 100 마이크로 리터를 추가하고 실온에서 30 분 동안 슬라이드를 배양합니다. 타이머가 울리면 기본 항체를 각 슬라이드에서 배출한 다음 5 분 동안 1X PBS의 250 mL로 세척하십시오. 신선한 1X PBS를 사용하여 이 워시를 한 번 더 반복하십시오.
슬라이드는 1X PBS에서 세척하는 동안, 1.5 mL 튜브에 995 마이크로리터의 블로킹 버퍼를 추가하여 이차 항체를 1:200 희석으로 희석하고, 이 경우 바이오티니드 말 항마우스 IGG이다. 각 섹션에 희석된 이차 항체의 100마이크로리터를 추가한 다음 실온에서 30분 동안 슬라이드를 배양합니다. 30 분 후, 단면을 배출하여 이차 항체를 제거한 다음 슬라이드를 1X PBS의 250mL에서 5 분 동안 세척하십시오. 신선한 1X PBS를 사용하여 이 워시를 반복하십시오.
이제 아비딘-비오틴 복합 시약 100마이크로리터를 추가하고 실온에서 30분 동안 어둠 속에서 섹션을 배양합니다. 다음으로 1X PBS 250mL에 5분간 침지하여 슬라이드를 세척합니다. 이전 세척 단계와 마찬가지로 신선한 1X PBS를 사용하여 이 세척을 한 번 더 반복하십시오. 다음으로, 최대 5분 동안 DAB의 100마이크로리터에 섹션을 배양하여 슬라이드를 개발한다. 증류수 250mL에 5분간 단면을 침지하여 개발을 중단하십시오.
이제 슬라이드를 원하는 경우 카운터스테인화할 수 있습니다. 이렇게하려면 해리스 헤마톡클린 솔루션의 250mL에 슬라이드를 잠깐 찍어 보세요. 5 분 동안 증류수 250mL의 슬라이드를 세척하여 카운터 스테인을 씻어 씻어 내십시오. 신선한 증류수를 사용하여 이 세척을 1시간 더 반복합니다. 다음으로 섹션을 탈수합니다. 이렇게 하려면 먼저 슬라이드를 95% 에탄올로 5분간 배양합니다. 종이 타월에 슬라이드를 블롯하고 신선한 95 %의 에탄올의 새로운 용기로 5 분 간 옮기십시오. 각 5 분 동안 표시된 솔루션에 따라 세척, 종이 타월로 얼룩지고 슬라이드를 새로운 욕조로 옮기는 주기를 계속하십시오.
최종 인큐베이션 후, 슬라이드를 종이 타월로 블롯한 다음 오르가노 리모네 산과 같은 마운팅 미디어를 슬라이드에 추가합니다. 이제, 기포를 트랩하지 않도록주의, 섹션 에 커버 슬립을 배치합니다. 슬라이드는 이제 분석을 위한 현미경의 밑에 관찰될 준비가 되었습니다.
스테인드 섹션을 관찰하려면 표준 광 현미경을 사용하여 얼룩을 시각화하고 디지털 카메라를 사용하여 이미지를 캡처합니다. IHC의 이 특정 예에서, 야생 유형 및 자발적인, 이중 형질전환 또는 DTG 마우스에서 비장 조직은 림프종에서 Dyclin D1 발현을 연구하기 위해 비교된다. 조직은 파라핀 임베디드, 단면, 항시클린 D1 항체로 염색되고, 20X 배율로 심화되었다. 세포 D1 발현 세포는 청색 조직 배경에 대하여 적갈색 색으로 표시됩니다. 다양한 마우스의 이미지 중 염색 강도를 비교하면, 비확대 비확대 비장고는 마우스 유전자형에 관계없이 상대적으로 적은 양의 Cyclin D1 발현을 가지고 있다. 대조적으로, DTG 마우스에서 확대된 비장, 이 마우스 모델에서 암 발달과 사이클린 D1 발현 사이의 상관관계를 나타내는 증가된 적갈색 얼룩을 나타낸다.
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Results
IHC와 ICC는 광범위한 응용 프로그램을 가지고 있습니다. 예를 들어, IHC의 한 가지 사용은 종양 발달의 자발적인 마우스 모델에서 종양 발생의 발현을 검사하는 것입니다. 도 2에서,우리는 림프종 발달의 자발적인 마우스 모델에서 확대된 비장에서 사이클린 D1 발현이 증가했는지 여부를 결정하기 위해 착수했다. 비장 조직 샘플은 파라포름알데히드에 고정되었고, 파라핀에 내장되어, 단면화되고, 항시클린 D1 항체(차단 완충제에서 1:200 희석)를 사용하여 염색한 다음, 단면도를 20X 배율로 배양하였다. 세포 D1 발현 세포는 청색 조직 배경에 대하여 적갈색 색으로 표시됩니다. 이러한 결과는 사이클린 D1 발현이 확대된 비장에서 증가하여 이 모델에서 암 발달과 사이클린 D1 발현 사이의 상관관계를 나타내는 것으로 내다볼 수 있다.
그림 2: 림프종의 자발적이중 트랜스제닉(DTG) 마우스 모델에서 비장 시클린 D1 발현. 메틸 그린으로 반신반소 D1 1차 항체로 염색된 비장 조직의 이미지는 DAB 기판으로 활성화된 생체개화 이차 항체 및 ABC 시약을 사용하여 시각화되었다. 적갈색은 항체가 파란색으로 반골 조직의 구조 내에서 종양 세포를 발현하는 Cyclin D1의 존재를 나타내는 바운드위치를 나타낸다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
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Applications and Summary
면역히스토화학(IHC) 및 면역세포화학(ICC)은 항체를 이용한 특정 항원들의 발현 및 국소화를 시각화하는 데 사용되는 기술이다. 조직은 조직 형태를 유지하고 슬라이드에 배치 얇은 섹션으로 먼저 잘라. 항체는 그 때 추가되고 관심있는 항원을 묶고 현미경의 밑에 그(것)들을 시각화할 수 있는 특정 꼬리표를 갖춰줍니다. 따라서, 이러한 기본 개념을 통해 조직 구조의 맥락에서 항원 분포를 시각화하고 연구할 수 있다. 그러나 가장 중요한 개념은 기본이지만 이러한 기술의 복잡성과 유용성을 모두 증가시키는 여러 가지 접근 방식과 변형이 개발되었습니다. 이 논문은 IHC와 ICC의 기본 개념, 이러한 기술을 사용할 때 고려해야 할 주요 결정, 그리고 상세한 단계별 프로토콜을 다루었습니다. IHC와 ICC에 의해 생성 된 이미지는 일반적으로 최종 제품이며, 다른 조건 사이의 얼룩의 양이나 분포의 명백한 차이를 강조하는 것으로 게시 할 수 있습니다.
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References
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