本实验的总体目标是展示我们的灌注固定技术，该技术强调使用生理压力来适当地保存大鼠脑组织，以用于免疫组织化学实验。首先，演示灌注装置的使用与安装。然后，准备进行灌注手术和脑组织取出所需的工具，并将深度麻醉的动物置于盛有碎冰的浅盘中。
在肋骨下方的体表和腹壁上做一个5至6厘米长的侧向切口。暴露心脏并对动物进行灌注。最后一步是取出脑组织，并将其放入装有固定液的小瓶中，固定液体积至少为脑组织本身体积的10倍。
本实验的总体目标是展示我们的灌注固定技术，该技术强调使用生理压力来适当地保存大鼠脑组织，以用于免疫组织化学分析。我们将首先准备灌注装置，此过程大约需要10分钟。使用50毫升注射器，反复用缓冲液冲洗并清除固定液管路，直至所有气泡完全排出。
灌流成功的关键在于确保所有管路中均无气泡。为此，需将出口阀放入盛有缓冲液的烧杯中。然后关闭出口阀。
然后在挤压管子的同时将其从注射器上取下，使一滴缓冲液悬挂在管端。将装有液体的管子及固定剂入口放入一个瓶子中，每只动物使用200毫升的戊二醛固定液，并注意避免引入任何气泡。
拧紧瓶盖，确保密封圈正确就位。如果密封圈未正确就位，封闭系统内的压力将无法保持。将瓶子放入灌流装置中。
通过关闭出口端口并将缓冲液阀门调节至与固定剂阀门相同的位置，仅从缓冲液管路设置流速。打开出口端口，并像之前对固定剂管路操作那样清洗缓冲液管路。管路清洗完毕后，将管子放入缓冲液瓶中。
接下来，测试系统保持压力的能力。通过按压橡胶压力计球囊，会感受到阻力。作为最后的准备工作。
用缓冲液填充灌注针，以防止引入空气。系统现在已准备好进行灌注。通过脚趾夹捏法确认已给予未加检查的氯胺酮-赛拉嗪混合物以达到手术麻醉平面后，将完全麻醉的大鼠置于盛有碎冰的浅盘中。
除非动物已完全麻醉，否则不得继续操作。在肋骨下方的体表和腹壁处做一个5至6厘米的侧向切口，开始手术。小心地将肝脏与膈膜分离。
使用弯头钝头剪刀在膈肌上做一个小切口。手指的位置和施加的压力有助于切割膈肌。沿肋骨全长继续切开膈肌，以暴露胸膜腔。
沿肋骨一侧放置弯头钝头剪刀，小心推开肺组织，剪开肋骨至锁骨。随后在对侧进行类似的切口。抬起胸骨，小心修剪连接心脏的任何组织。
用止血钳夹住胸骨尖端，并将止血钳置于头部上方。此时胸腔应向上抬起，从而清晰暴露主要血管。使用虹膜剪，在左心室后端做一小切口。
将一支15号钝头或橄榄头灌注针穿过切开的心室插入升主动脉。针尖应透过主动脉壁可见，但不应到达锁骨下动脉和颈动脉分叉的主动脉弓部位。为固定针头并防止泄漏，应用止血钳夹住心脏。
最后，使用虹膜剪在右心房剪出一个较大的出口。注意不要损伤降主动脉。此时，动物已准备好进行灌流。
将灌注针插入右心房并连接至流出端口，避免引入任何气泡，并打开流出端口。随后迅速而均匀地挤压压力计球囊，使压力升至80毫米汞柱。在整个缓冲液灌注期间保持该压力不变。
现在启动计时器。调整针头角度至流速最强的位置，当缓冲液即将用完时，切换缓冲液阀门。当肝脏灌注完成时，流出的液体将开始变得澄清。
这是灌注良好的一个迹象，应迅速记录肝脏清除的时间。此后，将观察到固定性震颤。将此标记为真正固定的时刻。为保持稳定的流速，压力可逐渐增加至最大130毫米汞柱。
当固定液即将流尽时，关闭出口阀并记录时间。此时大鼠应已变得僵硬。现在可以采集大鼠的器官。为取出脑组织，使用断头器切下大鼠头部，开始对已固定的动物进行解剖。
接着，沿从颈部到鼻部的中线切开皮肤，并用剪刀暴露颅骨。剪除残留的颈部肌肉，使颅骨基部完全暴露。将一把虹膜剪的尖端从一侧的枕骨大孔插入，小心地沿颅骨内表面滑动剪刀。
接下来，做一个切口延伸至颅骨后表面的远端边缘。在对侧做相同的切口。然后使用镊子清除小脑周围的颅骨。
从颅骨背侧远端后角开始，沿颅骨内表面小心地将剪刀尖滑向远端额骨边缘。操作时避免抬起刀尖，以防损伤脑组织。在此过程中，需在对侧重复上述剪切操作。
然后使用镊子，将颅骨背侧从脑组织上剥离。同时用镊子修剪掉颅骨两侧部分。现在使用解剖铲，在脑腹侧切断嗅球及相关的神经连接，并轻轻将脑组织从头部分离。
使用虹膜剪剪断连接脑组织与颅骨的任何硬脑膜。脑组织取出后，将其放入一个装有固定液的小瓶中，固定液体积至少为脑组织体积的10倍。将小瓶置于4摄氏度环境中保存24小时。
24小时后，用PBS轻轻振荡洗涤脑组织3次。随后可将脑组织保存在PBS或亨克氏液中。加入叠氮化钠后，在4摄氏度条件下，脑组织可保存长达三个月。
未切片。掌握该技术后，整个灌注过程可在5到8分钟内完成。